Summary
Denne protokollen beskriver en reproduserbar tilnærming til ansiktsnervekirurgi i rottemodellen, inkludert beskrivelser av ulike udukbare skademønstre.
Abstract
Denne protokollen beskriver konsekvente og reproduserbare metoder for å studere aksonal regenerering og hemming i en rotte ansiktsnerveskademodell. Ansiktsnerven kan manipuleres langs hele lengden, fra det intrakranielle segmentet til sitt ekstratemporale kurs. Det finnes tre primære typer nerveskade som brukes til eksperimentell studie av regenerative egenskaper: nerveforelskelse, transseksjon og nervegap. Utvalget av mulige intervensjoner er stort, inkludert kirurgisk manipulering av nerven, levering av nevroaktive reagenser eller celler, og enten sentrale eller end-organmanipulasjoner. Fordelene med denne modellen for å studere nerveregenerering inkluderer enkelhet, reproduserbarhet, interspecies konsistens, pålitelig overlevelse av rotten, og økt anatomisk størrelse i forhold til murine modeller. Dens begrensninger innebærer en mer begrenset genetisk manipulasjon versus musemodellen og den superlative regenerative evnen til rotten, slik at ansiktsnerveforskeren må nøye vurdere tidspunkter for utvinning og om å oversette resultater til høyere dyr og menneskelige studier. Rottemodellen for ansiktsnerveskade gir mulighet for funksjonelle, elektrofysiologiske og histomorfometriske parametere for tolkning og sammenligning av nerveregenerering. Det har dermed enormt potensial mot å fremme forståelse og behandling av de ødeleggende konsekvensene av ansiktsnerveskade hos menneskelige pasienter.
Introduction
Kranial nerveskade i hode- og nakkeområdet kan være sekundært til medfødte, smittsomme, idiopatiske, iatrogene, traumatiske, nevrologiske, onkologiske eller systemiske etiologier1. Kranial nerve VII, eller ansiktsnerven, påvirkes ofte. Forekomsten av ansikts nerve dysfunksjon kan være betydelig, da det påvirker 20 til 30 per 100.000 mennesker hvert år2. De viktigste motorgrenene av ansiktsnerven er de temporale, zygomatiske, buccal, marginale mandibulære og cervical grener; avhengig av grenen involvert, kan konsekvensene omfatte oral inkompetanse eller siklende, hornhinnetørrhet, visuell feltobstruksjon sekundært til ptose, dysartri eller ansiktsasymmetri2,3. Langsiktig sykelighet inkluderer fenomenet synkinesis, eller ufrivillig bevegelse av en ansikts muskelgruppe, med forsøk på frivillig sammentrekning av en distinkt ansiktsmuskelgruppe. Okulær-oral synkinesis er den vanligste av avvikende regenerering som en oppfølger av ansikts nerveskade og forårsaker funksjonell svekkelse, forlegenhet, redusert selvtillit og dårlig livskvalitet3. Skade på individuelle grener dikterer funksjonene som er selektivt kompromittert.
Den kliniske behandlingen av ansiktsnerveskade er ikke godt standardisert og har behov for videre forskning for å forbedre resultatene. Steroider kan lindre akutt ansikts nerve hevelse, mens Botox er nyttig for å temporizing synkinetiske bevegelser; men de primære rekonstruktive alternativene i utøverens armamentarium involverer kirurgisk inngrep gjennom nervereparasjon, substitusjon, eller reanimation3,4,5,6. Avhengig av hvilken type ansiktsnerveskade som er påført, kan ansiktsnervekirurgen bruke en rekke alternativer. For enkel transseksjon er nervereanastomose nyttig, mens kabel-graft reparasjon er bedre egnet for en nervedefekt; for en restaurering av funksjonen, kirurgen kan velge enten statisk eller dynamisk ansikts reanimation prosedyrer. I mange tilfeller av ansikts nerveskade og påfølgende reparasjon, selv i hendene på erfarne ansiktsnervekirurger, resulterer det beste resultatet fortsatt i vedvarende ansiktsasymmetri og funksjonskompromiss7.
Disse suboptimale resultatene har ansporet omfattende forskning på ansikts nerve regenerering. Brede emner av interesse inkluderer perfeksjonering og innovasjon nerve reparasjon teknikker, bestemme effekten av ulike nerve regenerering faktorer, og vurdere potensialet i spesifikke nevrale hemmere for å bekjempe det langsiktige utfallet av synkinesis8,9,10,11. Mens in vitro modeller kan brukes til å vurdere noen egenskaper av pro-vekst eller hemmende faktorer, sann translasjonell forskning på dette emnet er best oppnådd via oversettelige dyremodeller.
Beslutningen om hvilken dyremodell som skal brukes kan være utfordrende, da forskere har benyttet både store dyr, som sauer og små dyremodeller, som mus12,13. Mens store dyremodeller tilbyr ideell anatomisk visualisering, krever deres bruk spesialisert utstyr og personell som ikke er lett tilgjengelig eller lett tilgjengelig. Videre kan det å drive en studie for å demonstrere effekt være svært kostnadseffektiv og potensielt ikke innenfor det mulige omfanget av mange vitenskapelige sentre. Dermed er den lille dyremodellen oftest utnyttet. Musemodellen kan brukes til å vurdere en rekke utfall knyttet til ansiktsnervekirurgi; Imidlertid kan den begrensede lengden på nerven begrense forskerens evne til å modellere visse mønstre, for eksempel storgapskade14.
Dermed har rottemurine prototypen dukket opp som arbeidshest modellen der forskeren kan utføre innovative kirurgiske prosedyrer eller utnytte hemmende eller pro-vekst faktorer og vurdere effekt på tvers av et bredt spekter av utfallparametere. Rotte ansikts nerve anatomi er forutsigbart og lett nærmet på en reproduserbar måte. Dens større skala, i forhold til musemodellen, gjør det mulig å modellere et bredt spekter av kirurgiske defekter, alt fra enkle transseksjon til 5 mm hull15,16. Dette gir videre mulighet for bruk av komplekse intervensjoner på defektstedet, inkludert aktuell plassering av faktor, intraneurale injeksjoner av faktor, og plassering av isografts eller broer17,18,19,20,21,22,23.
Den føyelige naturen til rotten, dens pålitelige anatomi, og dens tilbøyelighet til effektiv nerveregenerering gir mulighet for innsamling av mange utfallstiltak som svar på de nevnte kirurgiske mønstrene for skade24. Via rottemodellen er ansiktsnerveforskeren i stand til å vurdere elektrofysiologiske reaksjoner på skade, nerve- og muskelhistologiske utfall via immunohistokjemi, funksjonelle resultater via sporingsbevegelse av vibrissalputen og vurdering av øyelukking, og mikro- og makroskopi skeninger via fluorescerende eller konfokal mikroskopi, blant annet11,22, 23,,25,26,,27,2828,29. Dermed vil følgende protokoll skissere en kirurgisk tilnærming til rotte ansiktsnerven og skademønstrene som kan induseres.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle tiltak ble utført i henhold til Nasjonale institutter for helse (NIH) retningslinjer. Den eksperimentelle protokollen ble godkjent av University of Michigan's Institutional Animal Care & Use Committee (IACUC) før implementering. Ti uker gamle voksne kvinnelige Sprague-Dawley rotter ble brukt.
1. Før den operative dagen
- Sikre et passende lager av steriliserte kirurgiske instrumenter, smertestillende medisiner, bedøvelsemedisiner og oksygen før virkedagen. Se Materialtabellen for en fullstendig liste.
2. Preoperativt oppsett
- Sikre en tilstrekkelig arbeidsplass, inkludert plass til minst to personer (kirurgen og en assistent).
MERK: Det er behov for et eget operasjonsbord, plass til anestesimaskinoppsettet og tilstrekkelig lagringsplass for steriliserte og reserverekvisita. - Kalibrer et driftsmikroskop for bruk under prosedyrene. Kontroller at kirurgen har muligheten til å justere håndtakene på mikroskopet og zoom-/fokusknappene ved å plassere et sterilisert deksel over håndtakene/knappene
MERK: Vi brukte sterilisert aluminiumsfolie over håndtakene/knappene.
3. Anestesi og forberedelse
- Plasser dyret i anestesikammeret og indusere generell anestesi via 1,8% isofluran og 0,9 L / min oksygen.
- Bekreft et tilstrekkelig plan for anestesi via en vurdering av spontan pusting og en evaluering av bevisstheten ved å vurdere dyrets grimaserespons på en tåklemme.
- Påfør øyesmøremiddel bilateralt for å beskytte mot hornhinneirritasjon eller tørrhet.
- Barber på det operative nettstedet(e) med en barberhøvel eller automatisk klipper.
- Opprett en metode for rotteidentifikasjon på dette tidspunktet, enten via en ørelapp eller haleetikett/merking.
- Administrer en subkutan injeksjon på 0,05 mg/kg buprenorfin langs dyrets rygg for profylakse mot postoperativ smerte.
4. Kirurgisk tilnærming og skademønstre
- Overfør dyret til operasjonsbordet og fortsett gassstrømmen via en nosecone. Sørg for at en varmepute er plassert under dyret og det sterile feltet for å opprettholde kroppstemperaturen.
- Plasser sterilisert gasbind (rullet opp og festet med tape) for å bruke som en nakkerull for rotten; Dette vil gi en forbedret eksponering av det kirurgiske feltet. Merk at riktig plassering av dyret er avgjørende for effektiv nerveidentifisering og disseksjon.
- Forbered dyrets ansiktshud for prosedyren. Bruk klorhexidin eller en jodbasert løsning for å skrubbe det kirurgiske stedet 3x, vekslende med 70% etanol, for å sikre desinfeksjon.
- Planlegg og merk det kirurgiske snittet hvis ønskelig. Manipulere det ipsilaterale øret i en anterior-bakre retning for å bestemme den naturlige foldingen av postauricular huden.
- Mote en 4-5 mm snitt i postauricular pressen ved hjelp av skarp iris saks eller et nummer 15 blad. Dette kan utvides senere i prosedyren etter behov.
- Disseker gjennom den umiddelbare subkutane fasciaen og plasser en mikro-Weitlaner-retraktor for å øke eksponeringen. Merk at det kan være små kaliber blodkar i dette området; disse unngås best ved å trekke tilbake overlegent eller dårligere via Weitlaner retractor.
- Identifiser den anterior digast muskel som den reiser i en dårligere-til-overlegen retning mot innsetting langs skallen base.
- Spreforsiktig gjennom muskelmagen langs innsettingspunktet for å avsløre senen i den fremre digastriske magen. Legg merke til at senen vises som en filmy hvit prosess som kommer fra muskelen med en solid innsetting på skallen base.
- Etter identifisering av fremre digastrisk muskel og sene, justere Weitlaner retractor å ytterligere trekke tilbake muskelmagen. Legg merke til at den senere eksponerte regionen er det tredimensjonale rommet der hovedstammen i ansiktsnerven ligger.
MERK: Denne regionen er avgrenset overlegent og medialt av skallen base, lateralt av den anterior digast muskel, posteromedially av øregangen, og dårligere av strukturer i nakken, inkludert overfladisk temporal arterie. - Etter tilstrekkelig eksponering, identifiser hovedstammen av ansiktsnerven som den reiser dårligere fra under senen av digastmuskelen, hvor den går ut av stylomastoid foramen fra skallen basen. Legg merke til at nerven fremstår som en perlehvit ledning, innkapslet i dyrets parotid-masseteriske fascia. Øv forsiktighet når du videre eksponerer nerven, av følgende grunner.
- Unngå aggressiv disseksjon, eller vinkelrett pålegg, for å beskytte mot strekkmediert nevropraksiskade.
- Unngå aggressiv posteriorly og medially rettet disseksjon for å beskytte mot brudd på det tynne vevet som ligger over øregangen, da dette kan introdusere mellomøreflora en operasjonsfelt.
- Unngå å skade den overfladiske temporalarterien gjennom bred medialt og dårligere rettet disseksjon. Merk at en skade vil bli identifisert ved rask, pulsatil blødning.
- Hvis arterien er skadet, bruk raskt trykk med en bomullstippet applikator eller steril gasbind via tang. Hemostatiske midler eller flytende fibrin tetningsmasse kan plasseres i nærheten. Husk at dyret kan kreve en subkutan injeksjon på 0,9% steril saltvann for væskestabilisering.
- Spor hovedstammen distally ved å dissekere langs nerven i en dårligere retning, distally fra utgangen av stylomastoid foramen.
- Utvid det opprinnelige snittet for å tillate full eksponering av nerven og dens grener. Pass på å unngå en forstyrrelse av parotidkjertelen, da dette kan resultere i postoperativ sialocele.
- Indukter ønskede skademønstre som følger.
- For en knuseskade, bruk glattoverflateede gullsmedtang for å gripe nerven og komprimere den9. Påfør konstant og reproduserbart trykk på nerven i en periode på 30 s for å sikre en passende knuseskade.
- For en enkel tverrsnitt, ta tak i fascia overliggende nerven, eller umiddelbar epineurium, med fintannede tang, og bruk skarpe mikrosaks for å rense nerven på ønsket punkt med et enkelt kutt. Pass på å unngå overflødig trekkraft på nerven med pinsettene.
- For en nervegapmodell, lag ønsket nervegap ved hjelp av en lignende metode som den enkle transseksjonsskaden. Bruk den steriliserte akselen til en bomullsspiss applikator-kuttet til ønsket nervegap lengde-intraoperativt for å sikre likheten av skademønster mellom dyr.
5. Sårlukking
- Skyll såret med steril saltvann og tørk det med steril gasbind.
- Tilnærme hudkantene på en enkel, subkulære måte med absorberbare suturer, eller bruk hudlim eller sårklemmer, som også er akseptable for sårlukking. Plasser en begravet søm ved å ta en dyp til overfladisk bit av en hudkant og deretter en påfølgende overfladisk til dyp bit av motsatt hudkant.
6. Postoperativ gjenoppretting
- Administrer en subkutan injeksjon av ikke-steroide antiinflammatoriske smertestillende midler (som 0,05 mg/kg buprenorfin og 0,5 mg /kg Carprofen) for postoperativ smertekontroll. Plasser injeksjonen langs dyrets rygg.
- Opphøre administrasjonen av bedøvelsesmiddelet og la dyret inhalere oksygen i ytterligere 1 min.
- Plasser dyret i en oppvarmet (via en varmelampe), aseptisk bur blottet for sengetøy materiale for å unngå utilsiktet inntak. Merk at dyret vanligvis vil demonstrere tegn på utvinning innen 1-2 min og kan virke desorientert, med en forsinket gjenoppretting av bakbenet funksjon.
- Returner dyrene til burene i riktig boligenhet og administrer postoperative analgetika på postoperativ dag #1 for å sikre fortsatt profylakse mot smerte.
- Overvåk dyrene 2x per dag for å evaluere for tegn på underernæring, hornhinneirritasjon eller kirurgisk områdeinfeksjon, og opprettholde passende kirurgiske logger.
- Administrer 0,9% steril saltvann i en subkutan måte hvis det er betydelig vekttap.
- Påfør smøre øye salve daglig til dyrets blinkrefleks er re-etablert.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Etter den første kirurgiske prosedyren er det to hovedtyper av utfallstiltak: seriemålinger i det levende dyret og målinger som krever å ofre dyret. Eksempler på seriemålinger inkluderer elektrofysiologiske analyser, for eksempel en sammensatt muskelvirkningspotensialmåling30, vurderinger av ansiktsmuskelbevegelse via laserassistert eller videgrafi betyr9, eller til og med repeterende levende avbildning av gjenvekst av ansiktsnerven i fluorescerende transgene dyr31,32. Figur 1 illustrerer levende avbildning av hovedstammen i ansiktsnerven hos en voksen transgen Thy1-GFP-rotte. En knuseskade er utført på den marginale mandibulære grenen, ca. 2-3 mm distale til grenspunktet til den første pesen. Ved hjelp av MetaMorph bildeprogramvare, var vi i stand til å kvantifisere fluorescerende intensitet når som helst langs løpet av ansiktsnerven. Spesielt er det mulig å kvantifisere fluorescens proksimal og distale til et skadested, og dermed seriemessig vurdere for retur av fluorescens som en markør for nerveregenerering. Figur 2 illustrerer gradvis retur av fluorescens (målt som et forhold mellom distal fluorescens til proksimal fluorescens over et enkelt tverrsnittssted) på 1, 2, 3 og 4 ukers tidspunkter i Thy1-GFP-rotten.
Histomorfometrisk analyse av nerve riktig eller muskel krever å ofre dyret etter en forhåndsbestemt tidsperiode for å demonstrere ønsket effekt på tvers av grupper. Figur 3 viser tverrsnittsbilder av den marginale mandibulære divisjonen. Denne teknikken krever forsiktig vevshåndtering, lagring, forberedelse, snitting og farging for å tillate en histomorfoometrisk analyse på tvers av ulike grupper. Hvis det utføres riktig, tillater denne teknikken kvantifisering av aksonal diameter, mengde rusk, nervefiber, prosentandel av nerve og tetthetsmålinger.
Figur 1: Ansiktsnerveanatomi en uke etter en knuseskade ved den marginale mandibulær nerven. Stedet for knuseskaden er demonstrert av den hvite pilen. Deler av nerven er merket som MT (hovedstamme), B (buccal) og MM (marginalmandibular) grener. Skalalinjen representerer 1,5 mm. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Kvantifisering av retur av fluorescens som et forhold mellom fluorescerende intensitet på stedet umiddelbart distale til transseksjonsskaden over intensiteten av stedet proksimal til transseksjonsskaden. Fire dyr ble studert, og en knuseskade ble modellert. Grafen er plottet som gjennomsnittlig andel ± standard feil av gjennomsnittet. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Aksialtverrsnitt av den marginale mandibulære grenen av rotteansiktsnerven etter farging med toluidinblå. Skalalinjen representerer 100 μm. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Rotte ansikts nerve skade modellen har dukket opp som den mest allsidige system for evaluering av nevrotrofiske faktorer på grunn av sin kirurgisktilgjengelighet, forgrening mønster, og fysiologisk betydning27,29,33,34,35,36. Kombinasjonen av videodemonstrasjon og anvendelse av transgene dyredata åpner nye muligheter for den vitenskapelige studien av nerveregenerative fenomener. Denne modellen tillater systematisk og detaljert karakterisering av nevralrespons på traumer, nevrotrofiske påvirkninger, immunmodulerende påvirkninger og andre aspekter av mikromiljøet. Selv om det primære målet med klinisk ansiktsnervestudie er knyttet til utvinning av motoneuronfunksjon, kan modellen også brukes til å bedre forstå hendelser ved det nevromuskulære krysset, nyanser av aksonal transport, og samspillet mellom aksonal-glial påvirkninger27,36,37,38,39,40,41,42,43,44. Mekanistisk studie ved hjelp av ansiktsnerve har paradoksalt nok ført til viktig innsikt knyttet til sentral betennelse og nevrodegenerative sykdommer, som Alzheimers sykdom og Parkinsons sykdom45,46,47. Der har de medisinske implikasjonene av arbeid utført i denne modellen bemerkelsesverdige implikasjoner for bedre forståelse og til slutt forbedre klinisk omsorg for pasienter som er rammet av både perifere og sentralnervesystemet lidelser som påvirker både støtteceller og nevronale vev.
Det er en innledende læringskurve med å utføre ansiktsnervekirurgi i rottemodellen. Selv om det ikke er nødvendig for forskeren å bli kirurgisk trent, bør de være komfortable med å jobbe under et driftsmikroskop og utnytte kikkertsyn. Forskeren bør videre være komfortabel med å jobbe med sin ikke-dominerende hånd, da justering av tilbaketrekkingen med Weitlaner-retraktoren i den kontralaterale hånden kan forbedre visualiseringen betydelig. Dette gjelder spesielt for å identifisere hovedstammen av ansiktsnerven, da det er mulig for nybegynnerkirurgen å miste landemerker og bli desorientert i det tredimensjonale rommet hvor nerven går ut av skallen base. Men når erfaring er oppnådd og kirurgen er konsekvent i stand til å identifisere senen av digast muskelen, så prosedyrene er ganske rett frem. Der prosedyren-en enkel transseksjon av nerve-kunne ta så lenge som 30 min når forskeren først lærer, i hendene på en erfaren kirurg, kan det være så hensiktsmessig som 5 min fra snitt til sårlukking. Med en erfaren assistent som forvalter preparatet og anestesien til dyrene- samt etterfyllingsforsyninger etter behov- er det mulig å operere på flere dyr i en enkelt sittende. Hvis komplekse intraoperative manøvrer utføres, for eksempel en stereotaksisk intraneural injeksjon, vil tiden som kreves øke.
Denne gruppen har erfaring med å jobbe med den voksne Lewis og Sprague-Dawley rotter og den voksne Thy1-GFP rotte. Disse modellene har vist imponerende motstandskraft, både intraoperativt og postoperativt. Det ville være forsvarlig å gi tid til akklimatisering av dyret (vanligvis 1 uke) hvis bestilt fra et eget anlegg som mandat av NIH Guide for omsorg og bruk av laboratoriedyr, som opererer for tidlig etter en overføring kan resultere i overdreven stress og dårlig postoperativ helse. Med ensidig ansiktsnerveskade viser rotten ikke uønskede tegn på underernæring eller hornhinneirritasjon postoperativt. Videre tolererer de repeterende perioder med anestesi ganske bra48, da tidligere protokoller har krevd seriell elektrofysiologiske analyser av retur av whisker-funksjonen til eventuell offer. Selv om operatørene bør forsøke å opprettholde intraoperativ sterilitet etter beste evne, har vi ikke notert postoperative infeksjoner med noen av de opererte dyrene. Noen ganger vil dyret forsøke å skrape på deres snittsted; Det går imidlertid vanligvis tilbake til baseline status med gjenvekst av hår innen 1-2 uker postoperativt. Hvis parotidkjertelen er skadet eller utilsiktet fjernet, vil sialocele resultere, noe som kan nødvendiggjøre gjenta anestesi for drenering.
Modifikasjoner kan gjøres til skadested, type skade eller intervensjon utført. Skade kan induseres når som helst i løpet av ansiktsnerven, fra intrakraniell ansiktsnervetransseksjon til skade på hovedstammen eller noen av dens perifere grener49. De brede mønstrene for skade inkluderer knuseskade, enkel transseksjon med eller uten reparasjon, og gap-defekt med eller uten reparasjon eller bro11. Utvalget av mulige intervensjoner er uttømmende. Kort, intervensjon kan gjennomføres på nivået av nerve riktig17, på stedet av skaden23, eller på muskel end-organ50. Listen over mulige utfallsparametere er like lang. Arbeidshest histomorfometriske parametere inkluderer aksial-basert kvantifisering av nervetall, nervetetthet og prosentandel av nerve, blant andre. Ytterligere tiltak inkluderer histologiske analyser av langsgående seksjoner for å illustrere omfanget av regenerering og nevromuskulær krysskvantifisering for å demonstrere reinnervation av mål ansikts muskulatur51. Nye metoder for å vurdere resultater fortsetter å bli utviklet22. For eksempel har Hadlock et al. vist en kompleks metode for å vurdere kontrakturav uavhengige ansiktssoner via duft- eller puff-induserte reaksjoner; dette har potensial for vurdering og eventuell behandling av plagsom synkinetisk regenerering11.
Som med enhver dyremodell, er det begrensninger i å oversette resultatene til menneskelige pasienter. Mus- og rottemodellene viser begge det overlegne regenerative potensialet som ligger i gnagernervesystemet; denne egenskapen gjør det mulig for gnageren å demonstrere regenerative resultater som ikke kunne oppnås hos mennesker og høyere dyr24. Derfor må ansiktsnerveforskeren nøye velge passende tidspunkter for evaluering av nerveregenerering og gjenoppretting; Hvis et langvarig tidspunkt er valgt, kan det smale mulighetsvinduet der eksperimentelle grupper pålitelig demonstrere effekten av deres unike intervensjon kan gå glipp av24.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
S.A.A. er finansiert av American Academy of Facial Plastic and Reconstructive Surgery Leslie Bernstein Grants Program.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.8% isoflurane | VetOne | 13985-030-40 | |
| 11-0 nylon microsutures | AROSuture | TK-117038 | |
| 4-0 monocryl suture | VWR | 75982-084 | |
| Buprenorphine SR | ZooPharm | MIF 900-006 | |
| Carprofen | Sigma-Aldrich | MFCD00079028 | |
| Chlorhexidine | VWR | IC19135805 | |
| Jeweler forceps | VWR | 21909-458 | |
| Micro Weitlaner retractor | VWR | 82030-146 | |
| Micro-scissors | VWR | 100492-348 | |
| Mini tenotomy scissors | VWR | 89023-522 | |
| Number 15 scalpel blade | VWR | 102097-834 | |
| Operating microscope | Leica | ||
| Petrolatum eye gel | Pharmaderm | B002LUWBEK | |
| Sterile water | VWR | 89125-834 | |
| Tissue adhesive | Vetbond, 3M | NC9259532 | |
| Water conductor pad | Aqua Relief System | ARS2000B | |
| Bupivacaine | Use as a local analgesic |
References
- Chan, J. Y. K., Byrne, P. J. Management of facial paralysis in the 21st century. Facial Plastic Surgery. 27 (4), 346-357 (2011).
- Razfar, A., Lee, M. K., Massry, G. G., Azizzadeh, B. Facial Paralysis Reconstruction. Otolaryngologic Clinics of North America. 49 (2), 459-473 (2016).
- Couch, S. M., Chundury, R. V., Holds, J. B. Subjective and objective outcome measures in the treatment of facial nerve synkinesis with onabotulinumtoxinA (Botox). Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 30 (3), 246-250 (2014).
- Wei, L. A., Diels, J., Lucarelli, M. J. Treating buccinator with botulinum toxin in patients with facial synkinesis: A previously overlooked target. Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 32 (2), 138-141 (2016).
- Cooper, L., Lui, M., Nduka, C. Botulinum toxin treatment for facial palsy: A review. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 70 (6), 833-841 (2017).
- Choi, K. H., et al. Botulinum toxin injection of both sides of the face to treat post-paralytic facial synkinesis. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 66 (8), 1058-1063 (2013).
- Yang, X. N., et al. Peripheral nerve repair with epimysium conduit. Biomaterials. 34 (22), 5606-5616 (2013).
- Banks, C. A., et al. Long-term functional recovery after facial nerve transection and repair in the rat. Journal of Reconstructive Microsurgery. 31 (3), 210-216 (2015).
- Hadlock, T. A., Kowaleski, J., Lo, D., MacKinnon, S. E., Heaton, J. T. Rodent facial nerve recovery after selected lesions and repair techniques. Plastic and Reconstructive Surgery. 125 (1), 99-109 (2010).
- Hadlock, T., et al. The effect of electrical and mechanical stimulation on the regenerating rodent facial nerve. Laryngoscope. 120 (6), 1094-1102 (2009).
- Hadlock, T., et al. Functional assessments of the rodent facial nerve: A synkinesis model. Laryngoscope. 118 (10), 1744-1749 (2008).
- Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Neurological Research. 39 (10), 926-939 (2017).
- Wanner, R., et al. Functional and Molecular Characterization of a Novel Traumatic Peripheral Nerve–Muscle Injury Model. NeuroMolecular Medicine. 19 (2-3), 357-374 (2017).
- Olmstead, D. N., et al. Facial nerve axotomy in mice: A model to study motoneuron response to injury. Journal of Visualized Experiments. (96), e52382 (2015).
- Maeda, T., Hori, S., Sasaki, S., Maruo, S. Effects of tension at the site of coaptation on recovery of sciatic nerve function after neurorrhaphy: Evaluation by walking-track measurement, electrophysiology, histomorphometry, and electron probe X-ray microanalysis. Microsurgery. 19 (4), 200-207 (1999).
- Zhang, F., Inserra, M., Richards, L., Terris, D. J., Lineaweaver, W. C. Quantification of nerve tension after nerve repair: Correlations with nerve defects and nerve regeneration. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (6), 445-451 (2001).
- Macfarlane, B. V., Wright, A., Benson, H. A. E. Reversible blockade of retrograde axonal transport in the rat sciatic nerve by vincristine. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 49 (1), 97-101 (1997).
- Stromberg, B. V., Vlastou, C., Earle, A. S. Effect of nerve graft polarity on nerve regeneration and function. Journal of Hand Surgery. 4 (5), 444-445 (1979).
- Sotereanos, D. G., et al. Reversing nerve-graft polarity in a rat model: The effect on function. Journal of Reconstructive Microsurgery. 8 (4), 303-307 (1992).
- Whitlock, E. L., et al. Ropivacaine-induced peripheral nerve injection injury in the rodent model. Anesthesia and Analgesia. 111 (1), 214-220 (2010).
- Lloyd, B. M., et al. Use of motor nerve material in peripheral nerve repair with conduits. Microsurgery. 27 (2), 138-145 (2007).
- Kawamura, D. H., et al. Regeneration through nerve isografts is independent of nerve geometry. Journal of Reconstructive Microsurgery. 21 (4), 243-249 (2005).
- Brenner, M. J., et al. Repair of motor nerve gaps with sensory nerve inhibits regeneration in rats. Laryngoscope. 116 (9), 1685-1692 (2006).
- Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
- Heaton, J. T., et al. A system for studying facial nerve function in rats through simultaneous bilateral monitoring of eyelid and whisker movements. Journal of Neuroscience Methods. 171 (2), 197-206 (2008).
- Magill, C. K., Moore, A. M., Borschel, G. H., Mackinnon, S. E. A new model for facial nerve research: The novel transgenic Thy1-GFP rat. Archives of Facial Plastic Surgery. 12 (5), 315-320 (2010).
- Guntinas-Lichius, O., et al. Factors limiting motor recovery after facial nerve transection in the rat: Combined structural and functional analyses. European Journal of Neuroscience. 21 (2), 391-402 (2005).
- Skouras, E., et al. Manual stimulation, but not acute electrical stimulation prior to reconstructive surgery, improves functional recovery after facial nerve injury in rats. Restorative Neurology and Neuroscience. 27 (3), 237-251 (2009).
- Bischoff, A., et al. Manual stimulation of the orbicularis oculi muscle improves eyelid closure after facial nerve injury in adult rats. Muscle and Nerve. 39 (2), 197-205 (2009).
- Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves. Journal of Visualized Experiments. (86), e51181 (2014).
- Placheta, E., et al. Macroscopic in vivo imaging of facial nerve regeneration in Thy1-GFP rats. JAMA Facial Plastic Surgery. 17 (1), 8-15 (2015).
- Moore, A. M., et al. A transgenic rat expressing green fluorescent protein (GFP) in peripheral nerves provides a new hindlimb model for the study of nerve injury and regeneration. Journal of Neuroscience Methods. 204 (1), 19-27 (2012).
- Grosheva, M., et al. Early and continued manual stimulation is required for long-term recovery after facial nerve injury. Muscle and Nerve. 57 (1), 100-106 (2018).
- Grosheva, M., et al. Comparison of trophic factors' expression between paralyzed and recovering muscles after facial nerve injury. A quantitative analysis in time course. Experimental Neurology. 279, 137-148 (2016).
- Grosheva, M., et al. Local stabilization of microtubule assembly improves recovery of facial nerve function after repair. Experimental Neurology. 209 (1), 131-144 (2008).
- Angelov, D. N., et al. Mechanical stimulation of paralyzed vibrissal muscles following facial nerve injury in adult rat promotes full recovery of whisking. Neurobiology of Disease. 26 (1), 229-242 (2007).
- Tomov, T. L., et al. An example of neural plasticity evoked by putative behavioral demand and early use of vibrissal hairs after facial nerve transection. Experimental Neurology. 178 (2), 207-218 (2002).
- Streppel, M., et al. Focal application of neutralizing antibodies to soluble neurotrophic factors reduces collateral axonal branching after peripheral nerve lesion. European Journal of Neuroscience. 15 (8), 1327-1342 (2002).
- Peeva, G. P., et al. Improved outcome of facial nerve repair in rats is associated with enhanced regenerative response of motoneurons and augmented neocortical plasticity. European Journal of Neuroscience. 24 (8), 2152-2162 (2006).
- Pavlov, S. P., et al. Manually-stimulated recovery of motor function after facial nerve injury requires intact sensory input. Experimental Neurology. 211 (1), 292-300 (2008).
- Guntinas-Lichius, O., et al. Transplantation of olfactory ensheathing cells stimulates the collateral sprouting from axotomized adult rat facial motoneurons. Experimental Neurology. 172 (1), 70-80 (2001).
- Guntinas-Lichius, O., Angelov, D. N., Stennert, E., Neiss, W. F. Delayed hypoglossal-facial nerve suture after predegeneration of the peripheral facial nerve stump improves the innervation of mimetic musculature by hypoglossal motoneurons. Journal of Comparative Neurology. 387 (2), 234-242 (1997).
- Sinis, N., et al. Electrical stimulation of paralyzed vibrissal muscles reduces endplate reinnervation and does not promote motor recovery after facial nerve repair in rats. Annals of Anatomy. 191 (4), 356-370 (2009).
- Kiryakova, S., et al. Recovery of whisking function promoted by manual stimulation of the vibrissal muscles after facial nerve injury requires insulin-like growth factor 1 (IGF-1). Experimental Neurology. 222 (2), 226-234 (2010).
- Banati, R. B., et al. Early and rapid de novo synthesis of Alzheimer βA4-Amyloid precursor protein (APP) in activated microglia. Glia. 9 (3), 199-210 (1993).
- Blinzinger, K., Kreutzberg, G. Displacement of synaptic terminals from regenerating motoneurons by microglial cells. Zeitschrift für Zellforschung und Mikroskopische Anatomie. 85 (2), 145-157 (1968).
- Rieske, E., et al. Microglia and microglia-derived brain macrophages in culture: generation from axotomized rat facial nuclei, identification and characterization in vitro. Brain Research. 492 (1-2), 1-14 (1989).
- Matsumoto, K., et al. Peripheral nerve regeneration across an 80-mm gap bridged by a polyglycolic acid (PGA)-collagen tube filled with laminin-coated collagen fibers: A histological and electrophysiological evaluation of regenerated nerves. Brain Research. 868 (2), 315-328 (2000).
- Mattsson, P., Janson, A. M., Aldskogius, H., Svensson, M. Nimodipine promotes regeneration and functional recovery after intracranial facial nerve crush. Journal of Comparative Neurology. 437 (1), 106-117 (2001).
- Yian, C. H., Paniello, R. C., Gershon Spector, J. Inhibition of motor nerve regeneration in a rabbit facial nerve model. Laryngoscope. 111 (5), 786-791 (2001).
- Angelov, D. N., et al. Nimodipine accelerates axonal sprouting after surgical repair of rat facial nerve. Journal of Neuroscience. 16 (3), 1041-1048 (1996).
