Summary
Denne protokollen presenterer Hvordan leve bilde og analysere skyte apikal meristems fra forskjellige plantearter bruker laserskanning AC confocal mikroskopi.
Abstract
Den skyte apikal meristem (SAM) fungerer som et bevart stamcelleforskningen reservoar og det genererer nesten alle aboveground vev under postembryonic utviklingen. Aktivitet og morfologi av SAMs bestemmer viktig Agronomisk trekk, som skyter arkitektur, størrelse og reproduktive organer, og viktigst, korn avkastning. Her gir vi en detaljert protokoll for å analysere både overflaten morfologi og den interne cellestruktur levende SAMs fra ulike arter gjennom laserskanning AC confocal mikroskop. Hele prosedyren fra prøven forberedelse til anskaffelsen av høy oppløsning tredimensjonalt (3D) bilder kan gjøres innen idet kort idet 20 minutter. Vi viser at denne protokollen er svært effektiv for å studere ikke bare sitter SAMs modell arter, men også de vegetative meristems fra ulike avlinger, gir en enkel, men kraftig verktøy for å studere organisasjon og utvikling av meristems over forskjellige plantearter.
Introduction
Anlegget meristem inneholder en pool av udifferensierte stamceller og kontinuerlig opprettholder anlegget orgel vekst og utvikling1. Under postembryonic utvikling stammer nesten alle aboveground vev av en plante fra skyte apikal meristem (SAM). I avlinger er aktivitet og størrelsen på SAM og dens avledede floral meristems tett forbundet med mange Agronomisk trekk som skyte arkitektur, frukt produksjonen og frø avkastning. For eksempel i tomat forårsaker et forstørret SAM en økning i skyte- og sitter ved, og dermed resulterer i generere ekstra blomst og frukt organer2. I mais fører en økning i SAM størrelse til et høyere frø og totale avkastning3,4. I soyabønner, meristem indeterminacy er også nært forbundet med skyte arkitektur og gi5.
Morfologi og anatomi av SAMs kan være preget av flere forskjellige metoder, inkludert histologiske skjæring/flekker og skanning elektronmikroskop (SEM)6, begge har stor avansert meristem forskning gjennom å gi enten inndelingsvisning eller tredimensjonale (3D) overflate utsikt over SAMs. Men begge metodene er tidkrevende, som involverer flere eksperimentelle skritt fra eksempler forberedelse til datainnsamling, og disse metodene avhenger hovedsakelig fast prøver. Nylige fremskritt innen laserskanning AC confocal mikroskopi teknikken har overvinne disse begrensningene og gi oss et kraftig verktøy for å undersøke mobilnettet strukturen og utviklingsprosess anlegget vev og organer7,8. Gjennom optiske enn fysisk vev snitt, AC confocal mikroskopi kan en rekke z-stakk bilder og påfølgende 3D rekonstruksjon av utvalget gjennom analyseprogramvare.
Her beskriver vi en effektiv fremgangsmåte for å undersøke både i og overflate strukturer levende SAMs fra forskjellige plantearter bruker laserskanning AC confocal mikroskopi, som potensielt gir forskere å utføre alle den eksperimentelle behandle innenfor så kort som 20 minutter. Forskjellig fra andre publiserte metoder for live AC confocal bildebehandling av Arabidopsis sitter SAMs9,10,11,12,13,14, 15 og Arabidopsis blomster12,13, her viser vi at denne protokollen er svært effektiv for å studere ikke bare de sitter meristems modell arter, men også vegetative skyte apikal meristems fra ulike avlinger, som tomat og soyabønner. Denne metoden er avhengig ikke av transgene fluorescerende markører, og potensielt kan brukes for å studere skyte meristems fra mange ulike arter og kultivarer. Dessuten, introdusere vi også den enkel bildebehandlingen trinnene for å vise og analysere ulike SAMs i en 3D-visning. Samlet vil denne enkle metoden lette forskere bedre forstå både i struktur og utviklingsprosessen av meristems fra både modell organismer og avlinger.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Media og bildebehandling retter forberedelse
- MS plater: legge til 0.5 x Murashige & Skoog MS middels, 1% agar i deionisert vann og deretter justere pH til 5,8 bruker kaliumhydroksid løsning (valgfritt: legge til 1% sukrose for den langsiktige plante vokser). Autoclave og hell plater.
- Imaging retter: fylle plast Petri retter (6 cm bred, 1,5 cm dybde) til 0,5 0,8 cm med 1,5% smeltet agarose.
2. plantevekst
-
Arabidopsis vekst
- Så sterilisert frø på MS plater og plassere plater under 4 ° C i to dager. Deretter flytter MS plater på en kort dag (8 timer lys / 16 h mørke), på 22 ° C i to uker.
- Transplant planter jord og dyrke dem i en kort dag (8 timer lys / 16 h mørke) på 22 ° C i fire uker.
- Overføre planter til kontinuerlig lys, på 22 ° C å indusere overgangen fra den vegetative reproduktive scenen og imaging sitter SAMs.
- Tomat og soyabønner vekst
- Inkuber frøene dekket med våt filter papir under 28 ° C før de spire.
- Transplant planter jord og dyrke dem i en lang dag (16 h lys / mørke 8t) ved 25 ° C i en uke eller lenger for imaging de vegetative SAMs.
3. Disseksjon av skyte apex
- Disseksjon av sitter skyte apex
- Kuttet sitter skyte toppen sammen med 1-2 cm viktigste stammer fra boltet Arabidopsis planter med et barberblad. Hold den basale delen av de største stevner og fjern så mange eldre blomst organer som mulig fra de største stammen av dissecting ut peduncles med smykker tang.
FORSIKTIG: Ikke kutte fingrene når du bruker et barberblad. Kast brukte barberblad til en riktig ' beholder. - Hold tilknyttet stengelen av skyte apex med smykker tang eller fingrene innen stereomicroscope, fortsette å fjerne resten av blomster til nesten hele SAM kan sees fra okularene. Fjern peduncles klart i krysset av de største stammen.
- Kuttet sitter skyte toppen sammen med 1-2 cm viktigste stammer fra boltet Arabidopsis planter med et barberblad. Hold den basale delen av de største stevner og fjern så mange eldre blomst organer som mulig fra de største stammen av dissecting ut peduncles med smykker tang.
- Disseksjon av vegetative skyte apex
- Du kan vise de vegetative SAMs tomat eller soyabønner, dissekere ut cotyledons, blader og røtter fra planter.
- Hold hypocotyls av planter under stereomicroscope og videre dissekere ut blad primordia dekker de vegetative SAMs bruke smykker tang.
4. farging
- For å direkte visualisere celler i SAMs, bruk ferskt tilberedte propidium iodide (PI) løsningen stain cellevegger. Oppløse PI pulver i sterilt, deionisert vann, gjør 1mL PI flekker løsning på konsentrasjonen av 1 mg/mL og lagre PI løsningen i microcentrifuge tube dekket med aluminiumsfolie.
- Pipetter 50 µL PI løsning i et rent og tomt Petriskål og dukkert hele dissekert skyte apex til farge for 2 min. skyll farget skyte apex to ganger i sterilt, deionisert vann. Lev det hele sitter SAM eller vegetative SAM i PI løsningen å oppnå den uniform flekker under farging prosessen.
5. bilde samlingen
Merk: For denne metoden, alle SAMs er avbildet med en oppreist AC confocal mikroskop og med en 20 x vann-dipping linsen. Som beskrevet i andre protokoller9,12,13,15, er det også mulig å bilde SAMs bruker en invertert mikroskop. I tillegg kan til live bildebehandling oppnås med forskjellige merker av AC confocal mikroskoper, med samme eksempel forberedelsene. I denne studien er tenkelig trinnene beskrevet i detalj som et eksempel.
- Pierce hull i midten av en tenkelig rett ved hjelp av pinsett og stikke farget skyte apex oppreist i mediet.
- Fyll tenkelig parabolen med steril, deionisert vann å helt fordype prøven. Viser fra stereo mikroskopet, pipette opp og ned for å fjerne luftbobler fanget rundt på meristem. Deretter justere vinkelen på stammen i agar sørge for at SAM er fullt synlig fra rett ovenfor.
- Plass tenkelig rett på utvalg scenen av AC confocal mikroskop. Redusere vann-dipping linsen og heve mikroskop utvalg scenen for å la spissen av linsen dukkert i vannet.
- Åpne AC confocal mikroskop programvare og finner SAM i brightfield i okularene. Flytt SAM eksempel rett under linsen gjennom justere XY kontrolleren, og fokusere på SAM fra okularene gjennom forsiktig justere Z kontrolleren.
- Bruke funksjonen oppkjøpet i AC confocal mikroskop programvaren (se Tabell for materiale), start i Live modus vise utvalget fra skjermen og alle parametere for laserskanning eksperiment.
- Når du justerer parameterne, bruk Området indikator -funksjonen til å definere om signalet er mettet eller ikke.
- Du kan eventuelt bruke funksjonen gjenbruk å laste alle parameterinnstillingene fra den valgte AC confocal filen.
Merk: Foreslo imaging parametere: Laser linje (eksitasjon): 515 nm eller 561 nm; Utslipp 570-650 nm; pinhole: 1 luftige enhet (AU); Gevinst: 600-750, skannemodus: ramme; Ramme størrelse: 512 X 512 eller 1024 X 1024; skannehastighet: 7 Max; Skanning retning: toveis; Snitt tall: 2-4; Gjennomsnitt metoden: mener; Bitdybde: 16 Bit; Skanning intervall: 0,5-1 µM. Videre optimere alle disse parametrene basert på annen plante prøver og tenkelig behovene.
6. bildebehandling
- For å visualisere optisk ortogonale og tverrstilt delen visninger, kan du bruke samme kommersielle programvare for bildebehandling oppkjøpet. Åpne filen AC confocal, Orto-menyen, Velg Orto. Deretter velger du enten x plassering, y posisjon z plasseringen til bildet og lagre dem som tiff-filer.
- Velge 3D avstand -funksjonen til å definere fysiske avstanden mellom to punkter som er valgt fra stakken AC confocal bilder.
- Alternativt bruke Fiji/bilde J, åpne ressursutvalget bilde prosessering pakken å visualisere visningene ortogonale og tverrgående.
- Åpne filen AC confocal med Fiji, bilde-menyen, velg stabler og velg ortogonale visninger.
- Velg XY, YZog XZ fly i midtposisjon og lagre som bilder i Tiff-format.
- Visualisere en 3D gjennomsiktig projeksjon, bruke samme programvare.
- Åpne filen AC confocal, 3D-menyen og velg gjennomsiktig generere utsikt 3D projeksjon.
- Klikk eventuelt 3D-menyen, velg utseende, og velg deretter åpenhet å justere tre parametere i projeksjon inkludert terskel, rampen og maksimum for gjennomsiktigheten for 3D bilde.
- Klikk 3D-menyen, velg utseende, og velg lys for å justere lysstyrken på det 3D image.
- Eksporter de projiserte bildene og lagre dem som Tiff-filer.
- Visualisere en 3D maksimale intensitet projeksjon, starte AC confocal filer med samme programvare og klikk 3D-menyen.
- Velg 3D-menyen og velg maksimal.
- Alternativt bruke Fiji/bilde J for å visualisere en 3D maksimale intensitet projeksjon.
- Åpne filen AC confocal med Fiji, Image -menyen og velg stakker.
- Velg 3D prosjekt og lagre som bilder i Tiff-format.
- Visualisere dybden koding visning av 3D-bilder, bruke samme programvare.
- Klikk 3D-menyen og velg utseendet.
- Velg spesielle og velg Dybden koding.
- Alternativt bruke Fiji/bilde J for å visualisere dybden koding visning.
- Åpne AC confocal, bilde-menyen, velg Hyperstack.
- Velg Temporal farger og lagre som bilder i Tiff-format.
Merk: Dybden koding z-stakken også kan oppnås gjennom plugin Z koden stabel for Fiji.
- For å visualisere 3D rotasjon visningen som vises (film 1 og Movie 2), bruke samme programvare (se Tabell for materiale).
- Åpne AC confocal 3D-menyen og velger serien.
- Velg gjengi serie, og velg ett av fire alternativer inkludert snu x, snu y, Start og sluttog Plassering-listen.
- Lagre render serien som AVI-filer.
- Alternativt bruke Fiji/bilde J for å visualisere visningen 3D-rotasjon.
- Åpne filen AC confocal med Fiji, Image-menyen, og velg stakker.
- Velg 3D prosjekt og lagre som AVI-format videoer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Evaluere effektiviteten av våre protokollen og utforske morfologi av meristems fra ulike arter, har vi utført AC confocal live bildebehandling eksperimenter på den sitter meristem fra Arabidopsis og de vegetative meristems fra både tomat og soyabønner. I denne studien, Arabidopsis ecotype Landsberg erecta, tomat plante Micro-Tom og soyabønner sorten har Williams 82 blitt brukt som eksempler.
Sett fra ortogonale delen gjennom midten av Arabidopsis SAM, er det klart at PI kunne flekken vannrett veggene fra nesten alle cellene på flere celle lag (figur 1A). Vist fra en tverrstilt delen gjennom corpus sitter SAM, cellene fra XY flyet er også tydelig avbildet (figur 1B). I visningen 3D projeksjon sitter meristem danner en kuppel som struktur og er omgitt av de utvikle blomst primordia, hvor cellene er også farget og fotografert (Figur 1 C D) (film 1).
Sett fra ortogonale delen gjennom midten av tomat SAM, er det klart at PI kunne flekken vannrett veggene fra celler i flere celle lag, selv om PI signal fra regionen dypt interiør er litt lavere. Cellene fra XY flyene er også tydelig avbildet en tverrstilt delen gjennom de dype lag av vegetative SAM, og grensen dannet mellom vegetative meristem og blad primordia er også bildebasert (figur 2B). 3D prosjektvisningen kan videre gir en omfattende oversikt over figuren og organisering av den vegetative meristem fra tomat (Figur 2 C-D) (Movie 2).
I visningen ortogonale gjennom midten av soyabønner SAM kan vi se den kuppelformede vegetative meristem og dens avledede nye blad primordia (figur 3A). I visningen 3D projeksjon både soyabønner vegetative meristem og tomat vegetative meristem form kuppelen som struktur, men formen på soyabønner vegetative meristem er forskjellig fra tomat-meristem og organisasjon og bruksmønstre leaf primordia rundt disse to SAMs er forskjellige (Figur 3B-C).
Figur 1: Live bildebehandling og analysere sitter SAM av Arabidopsis. A og B. optisk ortogonale (Orth) og tverrgående (Trans) delen utsikt over midten fly av samme SAM, PI (propidium iodide) flekker (lilla). C. en 3D projeksjon av samme SAM, PI flekker (grå). D. dybde fargekoding av 3D projeksjon, med blå angir øverste overflate laget og rød representerer det dypeste laget. Cellen vegger var farget med PI. Skalere barer: 20 µm (A, B); 50 µm (C, D). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2: Live bildebehandling og analysere vegetative SAM av tomat. A og B. optisk ortogonale (Orth) og transverse (Trans) delen utsikt over midten fly av samme SAM. C. en 3D projeksjon av samme SAM. D. dybde fargekoding av 3D projeksjon, med blå angir øverste overflate laget og rød representerer det dypeste laget. Cellen vegger var farget med PI. Skalere barer: 20 µm (A, B); 50 µm (C, D). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3: Live bildebehandling og analysere vegetative SAM av soyabønner. A. en optisk ortogonale (Orth) inndelingsvisning midten flyet av vegetative SAM. B. en 3D projeksjon av samme SAM. C. dybde fargekoding av 3D projeksjon, med blå angir øverste overflate laget og rød representerer det dypeste laget. Cellen vegger var farget med PI. Skalere barer: 20 µm (A); 50 µm (B, C). Pilen: blad primordium. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Video 1: 3D-rotasjon av Arabidopsis sitter meristem i figur 1. Vennligst klikk her å se denne videoen. (Høyreklikk for å laste ned.)
Video 2: 3D-rotasjon av tomat vegetative meristem i figur 2. Vennligst klikk her å se denne videoen. (Høyreklikk for å laste ned.)
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Her beskriver vi en enkel bildebehandling metode som kan brukes til studiet av skyte apikal meristems fra ulike anlegg med mindre endring, åpne en ny vei å studere meristem regulering på både vegetative og reproduktive stadier i modellen planter og avlinger. I motsetning til SEM og histologiske flekker metoder, kan denne protokollen bidra til å avsløre både overflaten visning og interne cellulære strukturer i SAMs, uten behov for arbeidskrevende eksempel fiksering og/eller vev snitting trinnene. Denne protokollen er også kompatibel med etablerte tenkelig metoden for fluorescens basert journalistene i SAMs, å gi en god mobil løsning som tillater oss å få en 3D-visning av uttrykk mønstre av viktige gener og proteiner i SAM16 ,17,18,19. I tillegg vil tilhørende bildebehandlingen fremgangsmåten her kunne hjelpe forskere analysere og sammenligne SAMs fra ulike arter i 3D, fremme både evolusjonær utviklingsbiologi studier og landbruket forskning.
Det er noen viktige skritt i denne enkle protokollen. Først prøve forberedelse og disseksjon. En plante SAM er vanligvis skjult ved å utvikle primordia og unge organer skyte på tuppen, og det kan ikke bli direkte skrevet under AC confocal mikroskop. For å bilde vegetative SAM, er det nødvendig å fjerne alle bladene og eldre blad primordia som dekker over SAM bruker fine smykker tang. For å bilde sitter SAM, er det nødvendig å nøye fjerne alle unge blomstene for å avsløre SAM, også bruker fine smykker tang.
Andre, den levende celle flekker med PI løsningen. I denne protokollen bruker vi nylagde PI løsning (1 mg/mL) stain cellen vegger for å visualisere direkte live SAMs, som er rask, effektiv og lett å utføre. Selv om PI løsningen kan lagres på 4 ° C i flere uker, gir en nylaget løsning vanligvis best flekker resultatet for skyte apikal meristems. Selv om PI hovedsakelig ikke krysse membranen av levende celler og det flekker intakt celler med klart mobilnettet disposisjonen, kan trenge lett skadet/døde celler og sterkt flekken kjerner og andre interne membran systemer i de skadde områdene potensielt påvirke kvaliteten på AC confocal bilder. Dermed vil det være viktig å unngå fysiske skader mens forbereder SAM prøver den flekker og live bildebehandling. På den annen side, PI på høy konsentrasjon viser en toksisk effekt til anlegget celler, og dermed FM4-64 kan brukes som en erstatning for PI stain levende SAM celler9. Men etiketter FM4-64 plasma membran, som kan potensielt bli tatt i cellen interiør gjennom endocytose, gjør det utfordrende for å flekken prøver med cellular høyoppløselig.
Tredje imaging oppkjøpet. 1). høy numeriske blenderåpninger (NA), vann-dipping linsen er avgjørende for live avbilding av SAMs. Vann har en høyere indeks av refraction enn luft og høy NA av målet linsen hjelper samle signal fotoner spredt gjennom dype celle lag av SAMs. 2). innstillingene for laser makt (watt eller watt per overflaten) kan være svært variabel mellom forskjellige AC confocal mikroskop. Høyere laser makt kan bedre signal samlingen men fører til mer photodamage / photobleaching på prøvene. Det er balansen mellom oppløsning, bleking og tenkelig tid. Generelt, velge en større rammestørrelse fører til bedre XY oppløsning men mer imaging tid og velge et mindre skanning intervall fører til en bedre Z-oppløsning, men også mer tenkelig tid. Lenger tenkelig tid potensielt forårsaker mer photodamage / photobleaching
Med denne metoden, kan noen ganger det ikke være lett å observere mobilnettet detaljer i dypere vev lag, sannsynligvis på grunn av begrensning av AC confocal gjenkjenning og den ineffektive PI flekker i interne vev. Basert på våre erfaringer, å øker konsentrasjonen av PI løsning og/eller flekker tid bli en bedre flekk. Også kan endringene i flekker prosedyren gjøres. For eksempel fungerer endret pseudo-Schiff propidium iodide (mPS-PI) metoden bra for de faste vev20. Og det er fortsatt nødvendig å finne alternative fargestoffer med bedre flekker for levende vev i fremtiden. I tillegg er det også interessant å teste om metoden beskrevet her kan brukes vanligvis til studiet av SAMs fra alle andre blomstrende planter, vurderer det faktum at noen plantearter har spesielle mobilnettet innholdet eller annen cellevegg komposisjoner.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne ikke avsløre.
Acknowledgments
Forfatterne anerkjenner Purdue Bindley Bioscience Center Imaging anlegg for tilgang til laserskanning AC confocal mikroskop og teknisk støtte, og forfatterne takker hjelp fra Andy Schaber i Purdue Bindley Imaging anlegget. Denne aktiviteten ble finansiert av Purdue University som en del av AgSEED Crossroads finansiering for å støtte Indianas jordbruk og jordbruksutvikling.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Agar Phyto | Dot Scientific Inc. | DSA20300-1000 | |
| Agarose | Dot Scientific Inc. | AGLE-500 | |
| Forceps | ROBOZ | RS-4955 | Dumont #5SF Super Fine Forceps Inox Tip Size .025 X .005mm, for dissecting shoot apices. |
| LSM 880 Upright Confocal Microscope | Zeiss | ||
| Murashige & Skoog MS medium | Dot Scientific Inc. | DSM10200-50 | |
| Plan APO 20x/1.1 water dipping lens | Zeiss | ||
| Plastic petri dishes 100 mm X 15 mm | CELLTREAT Scientific Products | 229694 | Use as making MS plates |
| Plastic petri dishes60 mm X 15 | CELLTREAT Scientific Products | 229665 | Use as imaging dishes |
| Propagation Mix | Sungro Horticulture | ||
| Propidium iodide | Acros Organics | 440300250 | 1 mg/mL solution in water, to stain the cell walls |
| Razor blade | PERSONNA | 62-0179 | For cutting shoot apex from plants |
| Stereomicroscope | Nikon | SMZ1000 | |
| Tissue | VWR | 82003-820 | |
| Zen black | Zeiss | Image acquisition software |
References
- Meyerowitz, E. M. Genetic control of cell division patterns in developing plants. Cell. 88 (3), 299-308 (1997).
- Xu, C., et al. A cascade of arabinosyltransferases controls shoot meristem size in tomato. Nature Genetics. 47 (7), 784-792 (2015).
- Bommert, P., Nagasawa, N. S., Jackson, D. Quantitative variation in maize kernel row number is controlled by the FASCIATED EAR2 locus. Nature Genetics. 45 (3), 334-337 (2013).
- Je, B. I., et al. Signaling from maize organ primordia via FASCIATED EAR3 regulates stem cell proliferation and yield traits. Nature Genetics. 48 (7), 785-791 (2016).
- Ping, J., et al. Dt2 is a gain-of-function MADS-domain factor gene that specifies semideterminacy in soybean. Plant Cell. 26 (7), 2831-2842 (2014).
- Vaughan, J. G., Jones, F. R. Structure of the angiosperm inflorescence apex. Nature. 171, 751 (1953).
- Sijacic, P., Liu, Z. Novel insights from live-imaging in shoot meristem development. Journal of Integrative Plant Biology. 52 (4), 393-399 (2010).
- Tax, F. E., Durbak, A. Meristems in the movies: live imaging as a tool for decoding intercellular signaling in shoot apical meristems. Plant Cell. 18 (6), 1331 (2006).
- Grandjean, O., et al. In vivo analysis of cell division, cell growth, and differentiation at the shoot apical meristem in Arabidopsis. Plant Cell. 16 (1), 74-87 (2004).
- Heisler, M. G., Ohno, C. Live-imaging of the Arabidopsis inflorescence meristem. Methods in Molecular Biology. 1110, 431-440 (2014).
- Tobin, C. J., Meyerowitz, E. M. Real-time lineage analysis to study cell division orientation in the Arabidopsis shoot meristem. Methods in Molecular Biology. 1370, 147-167 (2016).
- Prunet, N. Live confocal Imaging of developing Arabidopsis flowers. Journal of Visualized Experiments. (122), e55156 (2017).
- Prunet, N., et al. Live confocal imaging of Arabidopsis flower buds. Developmental Biology. 419, 114-120 (2016).
- Reddy, G. V., Heisler, M. G., Ehrhardt, D. W., Meyerowitz, E. M. Real-time lineage analysis reveals oriented cell divisions associated with morphogenesis at the shoot apex of Arabidopsis thaliana. Development. 131, 4225-4237 (2004).
- Nimchuk, Z. L., Perdue, T. D. Live Imaging of Shoot Meristems on an Inverted Confocal Microscope Using an Objective Lens Inverter Attachment. Frontiers in Plant Science. 8, 773 (2017).
- Zhou, Y., et al. HAIRY MERISTEM with WUSCHEL confines CLAVATA3 expression to the outer apical meristem layers. Science. 361 (6401), 502-506 (2018).
- Zhou, Y., et al. Control of plant stem cell function by conserved interacting transcriptional regulators. Nature. 517 (7534), 377-380 (2015).
- Nimchuk, Z. L., Zhou, Y., Tarr, P. T., Peterson, B. A., Meyerowitz, E. M. Plant stem cell maintenance by transcriptional cross-regulation of related receptor kinases. Development. 142 (6), 1043 (2015).
- Li, W., et al. LEAFY Controls Auxin Response Pathways in Floral Primordium Formation. Science Signaling. 6 (270), ra23 (2013).
- Truernit, E., et al. High-resolution whole-mount imaging of three-dimensional tissue organization and gene expression enables the study of phloem development and structure in Arabidopsis. Plant Cell. 20 (6), 1494-1503 (2008).
