Summary
Formålet med dette manuskriptet og protokollen er å forklare og demonstrere i detalj den kirurgiske prosedyren for orthotopic nyre transplantasjon hos rotter. Denne metoden er forenklet for å oppnå riktig mengde donor nyre og forkorte reperfusion tid ved hjelp av venøs og urinleder cuff anastomose teknikk.
Abstract
Nyre transplantasjon gir økt overlevelse og bedre livskvalitet for pasienter med end-stadium nyresykdom, sammenlignet med alle typer nyre erstatning terapi. I løpet av de siste ti årene har rotte nyre transplantasjon modellen blitt brukt til å studere immunologiske fenomener av avvisning og toleranse. Denne modellen har blitt et uunnværlig verktøy for å teste nye immunmodulerende legemidler og regimer før du fortsetter med dyre prekliniske store dyrestudier.
Denne protokollen gir en detaljert oversikt over hvordan du pålitelig utføre orthotopic nyre transplantasjon hos rotter. Denne protokollen inneholder tre karakteristiske skritt som øker sannsynligheten for å lykkes: å gjennomføre donor nyre ved å skylle gjennom portalen vene og bruk av et mansjett-system for å anastomose nyre årer og urinlederne, og dermed redusere kulde og varme iskemi ganger. Ved hjelp av denne teknikken, har vi oppnådd overlevelse utover 6 måneder med normal serum kreatinin i dyr med syngeneic eller tolerant nyre transplantasjon. Avhengig av formålet med studien, kan denne modellen endres ved pre-eller posttransplant behandlinger for å studere akutte, kroniske, cellulære eller antistoff-mediert avvisning. Det er en reproduserbar, pålitelig og kostnadseffektiv dyremodell for å studere ulike aspekter ved nyre transplantasjon.
Introduction
Historisk ble den første transplantasjon avvisning studier utført av brent og Medawar bruker hud transplantasjon i gnagere1. Det ble snart klart at huden har distinkte immunologiske funksjoner, noe som gjør det til et svært immunogenic organ som er forskjellig i avvisning fra andre vascularized solide organer2. Rat studier av solid organ transplantasjon avvisning er fast begrenset til hjerte, lever og nyre transplantasjon. Selv om hver av disse organene er egnet til å studere avvisning, det er fordeler og ulemper til hver av dem. Hjertet transplantasjon er ofte transplantert inn i magen og endetarms til aorta og vena cava, med mottakerens eget hjerte på plass3. Dette betyr ikke gjenskape menneskelige kliniske, anatomiske og fysiologiske forhold. I tillegg hjerter er svært følsomme for kaldt iskemi og må reperfused fortrinnsvis innen 1 time for å kunne gjenopprette sin funksjon4. Leveren transplantasjon er generelt ansett for å være kirurgisk mer utfordrende og tid-følsom å utføre. Etter å ha fjernet den innfødte leveren, donor leveren må implantert og reperfused innen 30 min som mottakerne ikke kan vare lenger uten en fungerende lever5. Hepatic arterien, Portal vene, og spesielt galle duct gjenoppbygging krever raffinert kirurgiske ferdigheter. I tillegg til kirurgiske utfordringer, leveren er kjent for å ha tolerogenic egenskaper og gnagere og mennesker kan bli operativt tolerant6,7,8. Nyrene, i motsetning til de nevnte organene, kan være transplantert i en orthotopic mote, er kjent for å være en immunogenic organ med konsistent, reproduserbar avvisning episoder (hvis ikke aper), og gir mulighet for langvarig kalde iskemi tider av flere Timer. Dette gjør rotte nyrene transplantasjon en ideell modell for å studere allograft avvisning og toleranse.
Nyre transplantasjon (KT) er det foretrukne valget av behandling for pasienter med end-Stage nyresykdom. I løpet av de siste ti årene, kortsiktige overlevelse utfall etter KT har bedret seg dramatisk, men langsiktige overlevelse utfall er stillestående9. Konvensjonelle immunsuppressiv regimer forblir standard anti-avvisning terapi. Men kronisk bruk av immunsuppressiv terapier forårsaker betydelig sykelighet og dødelighet, slik som nefrotoksisitet, diabetes, og sekundær ondartet10,11,12. På lang sikt, kronisk antistoff-og cellulær-mediert avvisning truer pode overlevelse, med begrensede terapeutiske alternativer tilgjengelig.
Et viktig mål i transplantasjon er induksjon av transplantasjon toleranse for å obviate behovet for kroniske immunsuppresjon. The Rat KT-modellen er et robust verktøy for å undersøke immunologiske avvisning prosessen og for å evaluere nye tilnærminger til immunomodulation og transplantasjon toleranse. Rotta fungerer også som en passende modell for å studere akutt og kronisk celle-og antistoff-mediert avvisning13, 14,15,16,17. Denne kirurgiske modellen har vist seg å være en pålitelig, reproduserbar og kostnadseffektiv verktøy for å studere ulike aspekter ved allograft avvisning og toleranse. Det er ofte brukt til å teste romanen toleranse-inducing protokoller før foretaket dyre og tungvint store dyr studier. Utføre KT i rotter krever omfattende kirurgisk trening og ekspertise for å nå overlevelse på > 90%. I dette manuskriptet og i den med følgende instruksjonsvideoen, gir vi en trinnvis oversikt for orthotopic KT i rotte, som vellykket utført i mange år på vår institusjon.
Før du starter en prosedyre, er donor-og mottaker valg kritisk og avhenger av typen eksperiment. Ideelt sett bør donorer og mottakere veie mellom 220 – 260 g og være mellom 8 – 12 ukers alder. Dyr under 220 g har liten diameter arterier, årer, og urinlederne, noe som gjør anastomose i mottakeren spesielt utfordrende. Mindre blodtap kan forårsake hypovolemi og føre til død i mindre dyr. Dyr tyngre enn 260 g vise mer fett rundt sine fartøy, og fartøyet isolasjon vil kreve mer operative tid og øke kulden iskemi tid.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Lewis (RT11) og Dark AGOUTI (da) (RT1Aa) rotter ble kjøpt fra kommersielle leverandører (se tabellen over materialer). Disse fullt MHC-feilaktige stammer blir ofte brukt til å studere akutt renal allograft avvisning. Alle dyrene ble plassert og vedlikeholdt i henhold til National Institutes of Health ' s (NIH) retningslinjer i en bestemt patogen-fritt anlegg ved Johns Hopkins University. Alle prosedyrer ble godkjent av den institusjonelle dyr omsorg og bruk komiteen.
1. giver prosedyre
- Forbered og autoklav alle kirurgiske instrumenter som skal brukes i denne prosedyren som et middel for sterilisering og bruk en gangs sterile hansker for å forebygge smittsomme komplikasjoner.
- Bedøve donor rotte ved isoflurane inhalasjon (induksjon ved 3% – 4% og vedlikehold på 1% – 2%) for resten av prosedyren. Gi alle donor-og mottaker dyr forebyggende buprenorfin subkutant ved 0,1 mg/kg kroppsvekt for analgesi.
- Nå, sted rotta inne en liggende holdning og nakkens det lemmer med steril maske tape.
- Bruk en mekanisk klipper for å fjerne hår fra mageområdet.
- Påfør et øye smøremiddel og bruk sterilt gasbind dynket i povidon-jod, etterfulgt av gasbind dynket i isopropylalkohol alkohol, å sterilisere operasjonsfeltet.
- Før det første snittet, sørg for at rotta er tilstrekkelig anesthetized ved å sjekke fraværet av tå klype tilbaketrekking refleks.
- Ved hjelp av saks, starter ved å lage en stor langsgående midtlinjen hud og muskel snitt fra symphesis pubis til xiphoid, og skriv inn bukhulen.
- Sett inn to sårhaker på hver side av bukveggen for å avdekke den intra-bukhulen.
- Dekk tarmen med en fuktig steril gasbind og Skift den til høyre side av magen, utsette aorta, vena cava, og venstre nyre. Påfør 1 mL forvarmet saltvann med en 1 cc sprøyte for å holde tarmen og abdominal organer fuktig og ved normal temperatur.
- Påfør et annet fuktig gasbind for å dekke og mobilisere mage og milt skallen til nyrene og en liten fuktig gasbind for å dekke den eksponerte nyre (figur 1a).
- Bruk mikrokirurgisk dissekere tang for å isolere og mobilisere venstre nyre arterie og vene fra bindevevet og hverandre. Isoler venstre nyre vene ved å cauterizing venstre gonadal vene og Isoler venstre nyre arterie ved å cauterizing binyrene. Etter det, mobilisere aorta og vena cava overlegen og dårligere enn venstre renal pedicle ved å dissekere bindevevet med dissekere tang (figur 1B).
- Splitt og mobilisere ureter fra bindevev ved hjelp av dissekere tang, og lage en diagonal snitt i en lengde på 2 cm målt fra nyre bekkenet, ved hjelp av microscissors. Sett inn en polyamid mansjett (se tabell over materialer) halvveis inn i ureter og fest mansjetten ved å plassere en knute med 8-0 silke Sutur (figur 1C).
Merk: det er viktig å ikke fjerne alt fett og bindevev fra ureter, da de gir beskyttelse mot obstruksjon forårsaket av adhesjon, og deres fjerning kan føre til urinleder nekrose. Vær ekstra oppmerksom på å bevare fartøyet som leverer oksygen til ureter. - Mobilisere venstre nyre ved å skille den fra perinephric fett ved hjelp av dissekere tang eller microscissors. La fett kapselen av nyrene vedlagt og bruke dette området for håndtering av nyrene.
- Utsett den underlegne vena cava.
- Administrer 200 enheter av heparin ved hjelp av en sprøyte med en 27 G nål gjennom penile vene. Pressure injeksjonsstedet med en bomullsdott i minst 1 min for å hindre blødning.
- Identifiser Portal venen (PV) og dårligere vena cava (IVC) (figur 1D). Skyll nyrene ved å injisere 50 mL kaldt saltvann blandet med 500 enheter av heparin i portalen vene ved hjelp av en 16 G nål (figur 1E). Før rødme, kutt dårligere vena cava på infrahepatic nivå og portalen vene caudal på nålen innsetting stedet for å tillate blodet å gå ut av sirkulasjonen. Start rødme nyrene ved å gradvis infusjonen saltvann oppløsning. Observer en endring av fargen på nyrene fra mørk rød til en ensartet grå og blek farge (figur 1F).
- Etter spyling, ombinde nyre arterien og vene proksimale til aorta og vena cava og plassere spyles nyre i en Petri parabolen i kaldt saltvann på isen. Figur 2 A representerer en skjematisk oversikt over donor prosedyren.
- Når nyrene er i kaldt saltvann, fikse og nakkens håndtaket på venen cuff (se tabell over materialer) og forsiktig trekke renal vene gjennom mansjetten. Deretter fikse nyre vene over mansjetten ved å plassere tre knop ved hjelp av åtte-null silke Sutur (figur 2b).
Merk: Vær spesielt oppmerksom på retningen på venen mens du fester den på plass. Roterte årer forårsake en hindring av blodstrømmen og føre til trombose.
2. prosedyre for mottaker
- Gjenta trinn 1.1 – 1.11 fra giver prosedyren.
- Plasser to atraumatiske klemmer på venstre nyre arterie og vene proksimale til aorta og vena cava (Figur 3A).
- Ombinde mottakeren nyre vene proksimale til innløpet til nyrene. Skyll renal vene med heparinisert saltvann for å fjerne alt gjenværende blod fra fartøyet.
- Skyv ligaturer nyre vene over håndjern nyre vene som tidligere er plassert i giver nyrene og sikre den med en 8-0 silke Sutur (fig. 3B). Oppretthold samme posisjons orientering når du fester nyre venen over mansjetten.
- Ombinde ureter på nivået av den nedre pol av venstre nyre. Mobilisere nyrene fra perinephric fett.
- Ombinde nyre arterien proksimale til innløpet til mottakeren nyre. Skyll den med heparinisert saltvann for å fjerne overflødig blod i fartøyet. Utfør en ende-til-ende-anastomose av nyre arterien med 8 til 10 avbrutte sting ved hjelp av en 10-0 nylon Sutur (Figur 3C). Manøvrere arterien ved hjelp av adventitial laget.
- Fjern fartøyet klemmer å alletjenestegrener reperfusion av nyrene. Start med å fjerne klemmen på venen etterfulgt av klemmen på arterien (Figur 3D). Bruk en steril bomullsdott til lett trykk eventuelle oser områder rundt anastomose regionen. Et par minutter bør være tilstrekkelig til å oppnå en patent anastomose.
- Observer kort nyrene for å vurdere for tilstrekkelig mengde. Umiddelbart etter reperfusion, bør nyrene endre farge og gradvis gjenvinne sin naturlige mørk rød farge etter noen minutter (Figur 3E). Synlige peristaltikk av ureter og urin produksjon på stedet er noen ganger observert.
- Avslutt med å sette inn den eksponerte tuppen av urinleder mansjetten i mottaker ureter og sikre mottakeren ureter med en 8-0 silke Sutur (figur 2C og Figur 3F).
- For å holde donor og mottaker urinlederne i posisjon, tie av endene av hver ureter side til hverandre.
- Alternativt kan høyre nyre bli nephrectomized ved å knytte av høyre nyre arterien og vene med en 4-0 silke Sutur og fjerne nyrene.
- Fjern alle gauzes fra bukhulen, returnere alle organene til deres naturlige posisjon, sprute 1 mL saltvann over tarmen til å holde dem fuktig, og lukke magen ved hjelp av en 4-0 absorberbare Sutur på Rectus muskelen og en 4-0 silke Sutur å lukke huden lå er på en avbrutt måte.
3. postoperativ behandling
- Plasser dyret i et rent bur med tilgang til annonsen lib vann og mat og la for utvinning på en 37 ° c oppvarming pad.
- Injiser 0,1 mg/kg buprenorfin subkutant for analgesi og Overvåk dyret for gjenvinning. Ytterligere smertestillende administrasjon kan være nødvendig i de neste dagene, avhengig av tegn på ubehag eller smerte. Antibiotika er ikke rutinemessig administreres, som smittsomme komplikasjoner er sjeldne.
- Observer utvinningen for 1 – 2 timer før du returnerer dyret tilbake til dyret anlegget. Inspiser dyret 2x-3x en dag for første 24 h, etterfulgt av en daglig inspeksjon. Vær oppmerksom på tegn på smerte og nød, Oral inntak, og urin produksjon.
- Fjern maskene 7 – 10 dager etter operasjonen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Vi utførte syngeneic (n = 5) og allogene nyre transplantasjon (n = 5). Dyr med en syngeneic transplantasjon oppnådde lang tids overlevelse uten noen immunsuppressiv behandling. Dyr som fikk en allogene transplantasjon uten immunsuppresjon avviste sin pode og bukket under for nyresvikt med en median overlevelse på 8 dager (Figur 4a). Gjennomsnittlig serum kreatinin økt beskjedent i syngeneic gruppen mens den økte med 14-fold i allogene gruppen (0,5 mg/dL versus 7,0 mg/dL, p < 0.01) (Figur 4B). Ved eksplantasjon, den makroskopisk syn på syngeneic nyre allograft ikke viser noen unormalt. Nyre farge og interne strukturer forble intakt. I kontrast, nyre allograft av avviste dyr presenterte røde hemoragisk patcher med ødeleggelsen av den interne strukturer (Figur 4C). Hematoksylin og eosin flekker av syngeneic, viste tynne glomerulær kapillær løkker med normale antall endothelial og Mesangial celler. Avviste allograft som vises ødela glomerulær strukturer med tegn på betennelse og tubulitis (Figur 4D). For å bekrefte T-Cell-mediert avvisning, utførte vi CD8 + farging. Mens syngeneic allograft viste svært få positive CD8 + T-celler, den avviste allograft viste et betydelig høyere antall CD8 + celler i og rundt glomeruli og tubuli (Figur 4E), bekrefter T-Cell-mediert avvisning.
Figur 1 : Donor nephrectomy. (A) ved åpning av magen, venstre nyre er isolert med fuktig gauzes. (B) venstre nyre arterien og vene er isolert og mobilisert fra det omkringliggende fettet. (C) ureter er ligaturer, håndjern, og sikret med en enkelt silke Sutur. (D) portalen vene (PV) og dårligere vena cava (IVC) identifiseres og nyrene er perfusert gjennom portalen vene. (E) å være vellykket utført som høyre nyre og lever blir blek ved å skylle dyrets Portal vene. (F) vellykket blod fra en blek nyre og fartøy klar for transplantasjon. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2 : Skjematisk oversikt over prosedyren for nyre transplantasjon. (A) skjematisk oversikt over donor prosedyren. (B) skjematisk oversikt over en håndjern donor blodåre. (C) skjematisk oversikt over anastomose av mottakeren og håndjern giver vene og anastomose av urinlederne. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3 : Nyre transplantasjon i mottakeren. (A) mottakerens arterie og vene er mobilisert fra det omkringliggende fettet og klemt etter separasjon. (B) donor nyre er innført, og venene er koblet via mansjetten teknikken og sikret med en 8-0 Sutur. (C) arteriene er sutured i en ende-til-ende-mote. (D) klemmene er fjernet. (E) nyrene er reperfused og gjenoppretter sin naturlige farge uten blødning. (F) endelig er urinlederne endetarms ved å bruke den tidligere plasserte mansjetten og festes med en 8-0 Sutur. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 4 : Nyre transplantasjon overlevelse. (A) Kaplan-Meyer figuren demonstrerer overlevelse av rotter med syngeneic eller allogene nyre transplantasjon over tid. (B) måling og sammenligning av serum kreatinin hos rotter med syngeneic eller allogene nyre transplantasjon sammenlignet med nontransplanted dyr. (C) makroskopisk oversikt over eksplanterte nyrer av syngeneic (topp) og allogene (bunn) nyre transplantasjon på dag 8. Dyr ble perfusert med saltvann før explanting. De to siste panelene viser en mikroskopisk oversikt over (D) hematoksylin og eosin farging og (E) CD8 + av syngeneic (øverst) og allogene (nederst) nyre explants. Bildene er tatt under 200x forstørrelse. * Resultatene ble vurdert statistisk signifikant hvis p < 0,05. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 5 : Påkrevde Kirurgiske instrumenter . (1) rett saks. (2) fin saks. (3) mikro-våren saks 1 (ureter ligation). (4) mikro-våren saks 2. (5) mikro-våren saks 3. (6) liten-dyr kirurgisk sårhaker. (7) tang. (8) Microforceps, rett, glatt. (9) dissekere tang, buet. (10) mikro-nål holderen. (11) nål holder. (12) 8-0 flettet silke Sutur uten nål. (13) 4-0 Silk Sutur. (14) mikro-fartøy klemmer (ett par). (15) mikro-fartøy klemme applier. (16) fin klemme. (17) heparin. (18) fartøyets klemme (middels størrelse). (19) fartøyets klemme (stor). (20) sterile bomullspinner. (21) 10-0 mikro-Sutur med nål. (22) sterilt gasbind. (23) heparinisert saltvann skylle sprøyte. (24) 60 CC sprøyte med nål. (25) 10 CC sprøyte. (26) 1 cc sprøyte. (27) 25 G 5/8 tomme nåler. (28) 19 G nåler. (29) trimmer. (30) bipolar cauterization system. (31) tape. (32) Petri parabolen med 0,9% normal saltvann. (33) 60 CC sprøyte med 50 cc heparinisert saltvann for (34) 10 CC sprøyte med 5 CC heparinisert saltvann flush. (35) ureter mansjett. (36) vene mansjett. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
I dette manuskriptet beskriver vi den kirurgiske metoden for orthotopic KT i rotter i detalj, inkludert alt nødvendig utstyr som trengs for å utføre denne prosedyren (figur 5). I 1965 publiserte Fisher og Lee den første rapporten om KT-rotter, som ble starten på et spennende undersøkende felt18. Siden da har det blitt innført mange endringer for å forbedre reproduserbarheten til denne modellen. Det har fungert som en effektiv dyremodell for å studere iskemi-reperfusion skade og nyre transplantasjon avvisning og toleranse, takket være tilgjengeligheten av flere innavlet og outbred stammer med delvis og full MHC konflikt kombinasjoner19. Rotte KT modellen kan tjene som et verktøy for å teste hypoteser før utvide undersøkelser til svin og nonhuman primater modeller av KT. alternativer for å studere nyre transplantasjon avvisning eller toleranse i gnagere er begrenset. Nyre transplantasjon modellen i mus er teknisk svært utfordrende og krever en lang trening periode for å oppnå overlevelse på > 80%20. En annen begrensning av muse modellen er spontan renal allograft aksept uten behov for immunsuppresjon i ca 30% av mottakerne. Men andre organ transplantasjon i mus, som hud og hjerte, blir avvist innen 10 dager, noe som tyder på at avvisning av nyre allograft i fullt MHC-feilaktige mus er svak og ikke representative for den kliniske situasjonen21. Imidlertid, hvis det teknisk angripe kan seire over, mus modeller er foretrakk for mekanikk studier av allograft avslag med hensyn til anvendeligheten av genetisk modifisert banke-inne eller banke-ut mus.
KT i rotter kan utføres på en rekke måter. Vi vil diskutere noen fordeler og ulemper ved disse ulike metoder. Uavhengig av foretrukket teknikk, er det alltid viktig å redusere varme iskemi tid og for å unngå irreversible skader på pode og mottaker.
Høyre versus venstre nyre
Den abdominal anatomi av rotter er svært lik som mennesker. Venstre nyre er plassert overlegen i forhold til høyre nyre på grunn av den anatomiske posisjonen til leveren. En av fordelene med å bruke venstre nyre er lengden på fartøyene. Vanligvis er venstre nyre arterie og vene to ganger lengden på høyre nyre fartøy. Dette er spesielt nyttig når du utfører anastomose der lengden på fartøyene er ikke en begrensende faktor. Det finnes imidlertid rapporter om høyre-sidig donor nyre gjenfinning og transplantasjon22,23. Tilnærminger som bruker både nyrer for transplantasjon har også blitt beskrevet24.
Flushing donor nyre via portalen vene
En av de viktigste trinnene i denne prosedyren er donor nyre. Det er nødvendig å fjerne alle donorblod fra fartøyene og nyrene, og for å avkjøle orgelet ned til langsom biologisk forverring. Det finnes ulike metoder beskrevet for perfusing nyrene. Vi har eksperimentert med spyling av nyrene på forskjellige måter, og konkluderte med at spyling av nyrene gjennom portalen venen tilbyr fordeler og konsekvent fører til fullstendig blod av nyrene og fartøyene. De konvensjonelle tilnærmingsmåtene beskrevet i litteraturen medfører skylling av giver nyrene etter ligating av nyre arterien og vene eller retrograd gjennom kranieankrene aorta24,25,26,27 , 28. disse tilnærmingsmåtene kan føre til endothelial Kader og nyres vasokonstriksjon på grunn av økt lokalt trykk eller ufullstendig
Ved Flushing nyrene gjennom portalen vene, er trykket forvaltes av hjertet. I løpet av blodsirkulasjonen er hjertet fortsatt aktivt og pumper blodomløpet på vanlig måte til aorta og nyrene med pulsatile strømning, og forhindrer skade på blodkar og glomeruli på grunn av skjær trykk strømning. Når transplantere nyrer en blokk eller bruke riktig nyre for transplantasjon, er denne metoden egnet for å oppnå ensartet og å høste begge nyrene samtidig.
Arteriell og venøs anastomose
En av de mest kritiske trinnene i rotte KT modellen utfører en pålitelig mikrovaskulær anastomose i en tid-effektiv måte. Donor nyre arterien kan endetarms til mottakerens nyre arterie eller aorta. Anastomosering donor fartøyene til aorta og dårligere vena cava forårsaker iskemiske skader på mottakerens organer. I denne protokollen, viser vi ende-til-ende-anastomose av nyre arteriene, da det unngår iskemiske skader på andre organer. Under arteriell anastomose er det viktig å ikke skade endothelial overflate ved håndtering av fartøyet. For venen anastomose, bruker vi en mansjett teknikk for å redusere den varme iskemi tid og forkorte operative prosedyren. Dette har vist seg å være en svært pålitelig og holdbar metode for å sikre tilstrekkelig venøs Flow. For å sikre tilstrekkelig venøs Flow, er det viktig for venene ikke å bli kinked eller vridd når disse er sikret sammen. Alternativt, en ende-til-ende eller en ende-til-side vene anastomose er mulig, avhengig av kirurgen ' s preferanse. Ideelt sett bør arteriell og venøs fartøy anastomose ta mellom 20-30 min.
Pahlavan et al. oppsummert komplikasjoner av hver type teknikk basert på en litteratur screening31. En av de viktigste komplikasjoner som kan oppstå etter noen mikrokirurgisk fartøy anastomose er trombose. Ligation og tilstrekkelig Flushing av mottakeren fartøy betydelig redusere trombose formasjon, og det er absolutt ikke en komplikasjon ofte observert. Andre komplikasjoner er lekkasje eller brudd på anastomose etter reperfusion. Dette er relatert til utilstrekkelig mikrokirurgisk teknikk eller utilstrekkelig håndtering av fartøyene.
Urinleder anastomose
Ureter må håndteres med ytterste forsiktighet, spesielt under isolering av ureter i giveren. Skade på periureteric strukturer kan forårsake urinleder iskemi fører til strictures og obstruksjon, og i verste fall, urinleder nekrose. Litteraturen rapporterer ulike metoder for urinleder anastomose. Ende-til-ende, mansjett-assistert ende-til-ende, blære patch, og blære innsetting er de mest brukte19,32,33. I tidligere studier, har vi brukt en mansjett med skrå kanter på begge ender for å lette inntreden i ureter i begge ender. Vi observerte ingen urinlekkasje eller blodpropp formasjoner. Men langsiktige komplikasjoner (> 30 dager) av denne teknikken inkluderer hydronephrosis og tidvis nephrolithiasis, som kan forklares ved striktur formasjon, forvridning, eller obstruksjon av mansjetten på grunn av urinleder steiner. Dette funnet er forenlig med andre rapporter og våre egne funn av å utføre urinleder anastomose med en mansjett. Urinleder komplikasjoner er ofte lagt merke til postoperativt etter betydelig skade på nyrene, er unsalvageable, og krever at dyret skal euthanized.
Postoperativ omsorg og overlevelse
Den postoperative omsorgen for transplanterte dyr krever tilstrekkelig smertebehandling og detaljerte observasjoner av dyrenes samlede aktivitet, vekt observasjoner og urin produksjon. Vanlige tidlige postoperative komplikasjoner inkluderer blødning fra arteriell eller venøs anastomose, urinlekkasje, urinleder obstruksjon, eller forsinket pode funksjon på grunn av forlenget iskemi tid. Dyr med disse komplikasjoner viser beskjeden aktivitet og vanligvis forblir i en bøyd-back posisjon uten urin produksjon og næringsinntak. Vanligvis er det gunstig å administrere opp til 1-5 mL saltvann til dyrene postoperativt å fremskynde deres utvinning og hindre dehydrering. Dyr som ikke får noen immunsuppresjon kan overleve mellom 7 til 10 dager, noe som gir en tilstrekkelig terapeutisk vindu for å teste romanen narkotika eller andre metoder. Hvis dyr er tilstrekkelig aper (1,0 mg/kg/dag FK506 subkutant) eller tolerant, kan de overvåkes langsiktige siste 6 måneder som tidligere rapportert13. Rotte nyre transplantasjon modellen tillot definisjonen av mekanismene for toleranse indusert ved hjelp av en unik tilnærming til stilk cellen mobilisering før bekrefter dette fenomenet i store dyr34. Rat KT har gitt viktig informasjon til etterforskere i flere ti år, og det vil fortsette å gjøre det i fremtiden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble finansiert av en generøs gave fra Bombeck Family Estate.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Buprenorphine HCL | Reckitt Benckiser Healthcare UK | NDC12496-0757-5 | |
| Dissecting forceps, curved | Zhenbang, China | 11cm Flat handle | |
| Heparin sodium injection USP | Sagent Pharmaceuticals | NDC25021-400-10 | |
| Micro-forceps, straight, smooth | Jingzhong, China | WA3010 | |
| Micro needle holder | Jingzhong, China | WA2010 | |
| Micro vessel clamps | Jingzhong, China | WA40120 | |
| Micro spring sciccor 1 | ROBOZ | RS-5620 | |
| Micro spring sciccor 2 | F.S.T. | 91501-09 | |
| Micro spring sciccor 3 | Zhenbang, China | 8.5cm Vannas,curved | |
| Prograf (Tacrolimus/FK506) | Astellas | ||
| Rats | Charles River & Taconic Biosciences | LEW/Crl & DA-M | |
| Shaver | Wahl | 79600-2101 | |
| Suture 4-0 | Ethicon | J304H | |
| Suture, 4-0 | Ethicon | 683G | |
| Suture, 10-0 | Ethicon | 2820G | |
| Syringes & Needles | BD | ||
| Thread, 8-0 | Ashaway | 75290 | |
| Ureteral cuff | Microlumen | 160-1 | Polymide Tubing, Diameter 0.41 mm |
| Venous cuff | Intramedic BD | 7441 | PE-200 Non-radiopaque polyethylene tubing ID: 1.4 mm, OD: 1.9 mm |
References
- Billingham, R. E., Brent, L., Medawar, P. B. Actively acquired tolerance of foreign cells. Nature. 172 (4379), 603-606 (1953).
- Murray, J. E. Organ transplantation (skin, kidney, heart) and the plastic surgeon. Plastic and Reconstructive Surgery. 47 (5), 425-431 (1971).
- Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (6), e238 (2007).
- Ruzza, A., et al. Heterotopic heart transplantation in rats: improved anesthetic and surgical technique. Transplant Proceedings. 42 (9), 3828-3832 (2010).
- Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (65), e4143 (2012).
- Lang, K. S., et al. Immunoprivileged status of the liver is controlled by Toll-like receptor 3 signaling. Journal of Clinical Investigation. 116 (9), 2456-2463 (2006).
- Sun, Z., et al. Recruitment of host progenitor cells in rat liver transplants. Hepatology. 49 (2), 587-597 (2009).
- Orlando, G., Soker, S., Wood, K. Operational tolerance after liver transplantation. Journal of Hepatolgy. 50 (6), 1247-1257 (2009).
- Lodhi, S. A., Lamb, K. E., Meier-Kriesche, H. U. Solid organ allograft survival improvement in the United States: the long-term does not mirror the dramatic short-term success. American Journal of Transplantation. 11 (6), 1226-1235 (2011).
- Engels, E. A., et al. Spectrum of cancer risk among US solid organ transplant recipients. Journal of the American Medical Association. 306 (17), 1891-1901 (2011).
- Kasiske, B. L., Snyder, J. J., Gilbertson, D., Matas, A. J. Diabetes mellitus after kidney transplantation in the United States. American Journal of Transplantation. 3 (2), 178-185 (2003).
- de Mattos, A. M., Olyaei, A. J., Bennett, W. M. Nephrotoxicity of immunosuppressive drugs: long-term consequences and challenges for the future. American Journal of Kidney Diseases. 35 (2), 333-346 (2000).
- Hu, X., et al. Chimeric Allografts Induced by Short-Term Treatment With Stem Cell-Mobilizing Agents Result in Long-Term Kidney Transplant Survival Without Immunosuppression: A Study in Rats. American Journal of Transplantation. 16 (7), 2055-2065 (2016).
- Shrestha, B., Haylor, J. Experimental rat models of chronic allograft nephropathy: a review. International Journal of Nephrology and Renovascular Disease. 7, 315-322 (2014).
- Fu, Y., et al. Successful transplantation of kidney allografts in sensitized rats after syngeneic hematopoietic stem cell transplantation and fludarabine. American Journal of Transplantation. 14 (10), 2375-2383 (2014).
- Grau, V., et al. Immune Complex-Type Deposits in the Fischer-344 to Lewis Rat Model of Renal Transplantation and a Subset of Human Transplant Glomerulopathy. Transplantation. 100 (5), 1004-1014 (2016).
- Vogelbacher, R., et al. Bortezomib and sirolimus inhibit the chronic active antibody-mediated rejection in experimental renal transplantation in the rat. Nephrology Dialysis Transplantation. 25 (11), 3764-3773 (2010).
- Fisher, B., Lee, S. Microvascular surgical techniques in research, with special reference to renal transplantation in the rat. Surgery. 58 (5), 904-914 (1965).
- Mahabir, R. N., Guttmann, R. D., Lindquist, R. R. Renal transplantation in the inbred rat. X. A model of "weak histoincompatibility" by major locus matching. Transplantation. 8 (4), 369-378 (1969).
- Wang, J. J., Hockenheimer, S., Bickerstaff, A. A., Hadley, G. A. Murine renal transplantation procedure. Journal of Visualized Experiments. (29), e1150 (2009).
- Bickerstaff, A. A., Wang, J. J., Pelletier, R. P., Orosz, C. G. Murine renal allografts: spontaneous acceptance is associated with regulated T cell-mediated immunity. Journal of Immunology. 167 (9), 4821-4827 (2001).
- Silber, S. J., Crudop, J. Kidney transplantation in inbred rats. American Journal of Surgery. 125 (5), 551-553 (1973).
- D'Silva, M., et al. Rat kidney transplantation update with special reference to vesical calculi. Microsurgery. 11 (2), 169-176 (1990).
- Yin, M., Booster, M. H., Bogaard, A. E. J. M., Kootstra, G. A simple technique to harvest two kidneys from one donor rat for transplantation. Lab Animal. 28 (4), 387-390 (1994).
- Lopez-Neblina, F., Toledo-Pereyra, L. H., Suzuki, S. Ultrarapid orthotopic technique for renal transplantation in the rat. Microsurgery. 15 (4), 274-278 (1994).
- Blom, D., Orloff, M. S. A more versatile and reliable method for renal transplantation in the rat. Microsurgery. 18 (4), 267-269 (1998).
- Engelbrecht, G., Kahn, D., Duminy, F., Hickman, R. New rapid technique for renal transplantation in the rat. Microsurgery. 13 (6), 340-344 (1992).
- Kline, R., Churchill, M., Churchill, P., Bidani, A., Schwartz, M. High osmolality-low pH flush solutions improve renal transplant function in rats. Urology Research. 19 (2), 81-86 (1991).
- Fray, J. C. Mechanism by which renin secretion from perfused rat kidneys is stimulated by isoprenaline and inhibited by high perfusion pressure. The Journal of Physiology. 308, 1-13 (1980).
- Fry, D. L. Acute vascular endothelial changes associated with increased blood velocity gradients. Circulation Research. 22 (2), 165-197 (1968).
- Pahlavan, P. S., Smallegange, C., Adams, M. A., Schumacher, M. Kidney transplantation procedures in rats: assessments, complications, and management. Microsurgery. 26 (5), 404-411 (2006).
- Savas, C. P., et al. Renal transplantation in the rat--a new simple, non-suture technique. Urology Research. 13 (2), 91-93 (1985).
- Fabre, J., Lim, S. H., Morris, P. J. Renal transplantation in the rat: details of a technique. The Austalian and New Zealand Journal of Surgery. 41 (1), 69-75 (1971).
- Cameron, A. M., et al. Chimeric Allografts Induced by Short-Term Treatment With Stem Cell Mobilizing Agents Result in Long-Term Kidney Transplant Survival Without Immunosuppression: II, Study in Miniature Swine. American Journal of Transplantation. 16 (7), 2066-2076 (2016).
