ERRATUM NOTICE
Important: There has been an erratum issued for this article. Read more …
Summary
Det presenterte diagnostiske FL-DNA-settet er en tidsbesparende og brukervennlig metode for å fastslå den pålitelige sannsynligheten for tilstedeværelse av kolorektal kreftlesjoner.
Abstract
I dag kan avføring DNA isoleres og analyseres ved hjelp av flere metoder. De lange fragmentene av DNA i avføring kan oppdages av en qPCR-analyse, noe som gir en pålitelig sannsynlighet for tilstedeværelsen av pre-neoplastiske eller neoplastiske kolorektale lesjoner. Denne metoden, kalt fluorescens lang DNA (FL-DNA), er en rask, ikke-invasiv prosedyre som er en forbedring på det primære forebyggende systemet. Denne metoden er basert på evaluering av fekal DNA-integritet ved kvantitativ forsterkning av spesifikke mål for genomisk DNA. Spesielt gjør evalueringen av DNA-fragmenter lenger enn 200 bp det mulig å påvise pasienter med kolorektal lesjoner med svært høy spesifisitet. Imidlertid presenterer dette systemet og alle tilgjengelige avføring DNA-tester noen generelle problemer som må løses (f.eks. hvor ofte tester skal utføres og optimalt antall avføringsprøver samlet inn på hvert tidspunkt for hver enkelt). Den største fordelen med FL-DNA er imidlertid muligheten til å bruke den i forbindelse med en test som for tiden brukes i CRC-screeningprogrammet, kjent som immunkjemisk basert fekal okkult blodprøve (iFOBT). Faktisk kan begge testene utføres på samme prøve, redusere kostnader og oppnå en bedre prediksjon av den endelige tilstedeværelsen av kolorektal lesjoner.
Introduction
Kolorektal kreft (CRC) stammer fra en flertrinnsprosess der sunt epitel sakte utvikler seg til adenomer eller polypper, som utvikler seg til ondartede karsinomer over tid1,,2. Til tross for CRCs høye forekomstrate, har en nedadgående trend i andelen dødsfall blitt observert i løpet av det siste tiåret3. Faktisk har tidlige diagnostiske verktøy vedtatt i screeningprogrammer ført til tidlig deteksjon og fjerning av pre-neoplastiske adenomer eller polypper4. Men på grunn av de forskjellige tekniske grensene, er ingen av disse metodene optimale. Faktisk, for å forbedre følsomhet og spesifisitet, mange avføring DNA-tester har blitt foreslått alene eller i kombinasjon med dagens rutinemessige diagnostiske tester5,6.
Vanligvis strømmer sunne slimhinner inn i fekal strøm apoptotiske kolonicytter, mens syke slimhinner eksfolierer ikke-apoptotiske kolonicytter. Fragmenter av 200 bp eller mer i lengde karakteriserer ikke-apoptotisk DNA. Dette DNA kalles lang DNA (L-DNA) og har blitt en brukbar biomarkør for CRC tidlig diagnose. L-DNA kan isoleres fra avføringsprøve og kvantifiseres av qPCR ved hjelp av et in vitro diagnostisk FL-DNA-sett7,,8,,9,,10,,11,,12.
Testen består av to analyser for påvisning av FL-DNA fragmenter fra 138 bp til 339 bp. Hver analyse tillater forsterkning av FL-DNA (FAM) samt spike-in DNA (HEX). For å sikre optimal forsterkning av alle fragmenter, har testen blitt delt inn i to analyser (kalt "A" og "B"). A-analysen oppdager to regioner av exon 14 av APC genet (NM_001127511) og et fragment av exon 7 av TP53 genet (NM_001276760). B-analysen oppdager et fragment av exon 14 av APC-genet (NM_001127511) og to regioner av exons 5 og 8 av TP53 genet (NM_001276760). Analysene skiller ikke mellom områdene som oppdages. Det spike-in DNA tilsvarer Oncorhynchus keta laks DNA og muliggjør verifisering av at prosedyren er gjort riktig og kontrollerer for mulig tilstedeværelse av inhibitorer, noe som kan gi falske negative resultater. FL-DNA-konsentrasjonen evalueres ved absolutt kvantifisering ved hjelp av standard kurvemetode og uttrykkes som ng/reaksjon.
FL-DNA-metoden er en ikke-invasiv og billig avføring DNA-test som, kombinert med immunkjemisk-basert fekal okkult blodprøve (iFOBT), brukes for tiden i CRC screening programmer og gir bedre spådommer om CRC og / eller høy risiko adenom lesjoner12.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Pasientene ble rekruttert ved Istituto Scientifico Romagnolo per lo Studio e la Cura dei Tumori (IRST) i Meldola (FC, Italia) mellom 2013 og 2015. Innmeldte pasienter var i protokoll IRSTB002, godkjent av Etikkkomiteen i IRST - IRCCS AVR (25/10/2012, ver. 1). Alle metoder ble utført i samsvar med relevante retningslinjer og forskrifter. Skriftlig informert samtykke ble innhentet fra alle pasienter.
1. DNA-ekstraksjon fra avføring
- Bruk et sett til å klargjøre avføringsprøver (se Tabell over materialer). Velg og behandle fekal materiale ved å utføre ekstraksjonen i henhold til produsentens instruksjoner. Forsterk det rensede DNA-et direkte eller lagre ved -20 °C ved senere analyse.
2. Utarbeidelse av positiv kontroll, standarder, innspissende DNA og kliniske prøver
- Utarbeidelse av standarder og prøver
- For å forberede den positive kontrollen, standarder, spike-in DNA, og alle kliniske prøver, sentrifugere en aliquot av positiv kontroll, standarder, og spike-in DNA, deretter resuspend hver reagens ved å legge til riktig mengde gitt vann (se nedenfor). Deretter, forsiktig virvle den positive kontrollen, standard, og spike-in DNA, deretter sentrifuge for 10 s. For å oppnå en fullstendig resussion av de tørre reagensene, oppbevar væskereagensene ved romtemperatur (RT) i 30 minutter før bruk.
- Den positive kontrollen er menneskelig DNA i et tørt format. Resuspend hver aliquot med 750 μL vann.
- Spike-in DNA er laks (Oncorhynchus keta) DNA, som brukes som en eksogen intern kontroll for å verifisere mulig tilstedeværelse av inhibitorer i DNA-prøver ekstrahert fra avføring. Resuspend hver aliquot med 100 μL vann.
- For å forberede standardkurven, produser fire 1:5 fortynninger fra lagerløsningen. Standardpunktene må være 10 ng/reaksjon, 2 ng/reaksjon, 0,4 ng/reaksjon og 0,08 ng/reaksjon.
- For å forberede den positive kontrollen, standarder, spike-in DNA, og alle kliniske prøver, sentrifugere en aliquot av positiv kontroll, standarder, og spike-in DNA, deretter resuspend hver reagens ved å legge til riktig mengde gitt vann (se nedenfor). Deretter, forsiktig virvle den positive kontrollen, standard, og spike-in DNA, deretter sentrifuge for 10 s. For å oppnå en fullstendig resussion av de tørre reagensene, oppbevar væskereagensene ved romtemperatur (RT) i 30 minutter før bruk.
- Utarbeidelse av 1x spike-in DNA
- Forbered den spike-in DNA-kontrollen direkte før bruk.
- Forbered 1x spike-in DNA-kontrollen ved å blande 5 μL FL-DNa-pigg med 20 μL sterilt vann. Antallet 1x spike-in DNA-kontrollprøver vil bli utarbeidet i henhold til antall prøver som skal analyseres, pluss den positive kontrollen.
- Utarbeidelse av prøver
- Bland 75 μL av prøvene (kliniske prøver eller positiv kontroll) med 25 μL 1x spike-in DNA, noe som gir et totalt volum på 100 μL.
3. Forsterkning og bestemmelse av FL-DNA-verdien ved hjelp av qPCR Easy PGX
MERK: Komplette forsterkningsblandinger som inneholder spesifikke primere og sonder rettet mot det menneskelige DNA, og den interne kontrollen leveres i et lyofilisert format i 8 brønnstrimler for FL-DNA Mix A og FL-DNA Mix B. Standarder, positive og negative kontroller, og prøver må forsterkes med begge lyofiliserte blandinger. Kliniske prøver må kun forsterkes i duplikat med begge lyofiliserte blandinger.
- Se materialtabellen for qPCR-instrument og driftsprogramvare.
- Åpne driftsprogramvaren og sett opp platen og termisk profil:
- Sett opp platen som vist i tabell 1.
- Angi brønntypen for alle åtte posisjonene i kolonne 1 som Standard.
- Angi brønntypen for brønnene A2 og B2 som NTC.
- Angi brønntypen for C2 og D2 (de positive kontrollene) som Ukjent.
- Angi brønntypen for alle andre stillinger som Ukjent.
- Velg alle 96 stillinger, og legg til fargestoffene FAM og HEX. Klikk Synkroniser plate.
- Angi termisk profil i henhold til tabell 2.
- Sett opp platen som vist i tabell 1.
- Sentrifuger det nødvendige antall strimler i 10 s for å bringe innholdet til bunnen av røret.
- Fjern forsiktig tetningene fra stripene, mens du er oppmerksom på å beholde innholdet, og legg til de respektive stripene: negativ kontroll: 20 μL vann; prøve: 20 μL DNA; standardkurve: 20 μL standard 1, 2, 3 eller 4; positiv kontroll: 20 μL positiv kontroll.
- Lukk forsiktig alle stripene ved hjelp av 8-stripen flate optiske caps og vortex i noen sekunder.
- Sentrifuger stripene i 10 s og legg dem inn i instrumentet. Deretter starter du løpet.
- Åpne driftsprogramvaren og sett opp platen og termisk profil:
4. Dataanalyse
MERK: Dataanalyse kan utføres automatisk eller manuelt avhengig av programvaren (se Tabell over materialer).
- På slutten av kjøringen velger du kolonne A, C, E, G for "FAM: FL-DNA-A" og "HEX: IC"og kolonner B, D, F, H for "FAM: FL-DNA-B" og "HEX: IC".
- Angi følgende for startbeløpet standard for mengder:10 ng/reaksjon for A1- og B1-brønner, 2 ng/reaksjon for C1 og D1, 0,4 ng/reaksjon for E1 og F1, og 0,08 ng/reaksjon for G1 og H1.
- Sett terskelfluorescensverdier til 150 for både FAM-kanaler (FL-DNA A og FL-DNA B) og HEX (IC).
- Klikk Kolonnealternativer i boksen Resultattabell| Velg alle | Ok for å oppnå resultatene i begge kanalene med sine respektive Cq (R) og R siste verdier.
MERK: Disse verdiene leveres av Real Time PCR-instrumentprogramvaren. ΔR tilsvarer sist fluorescensverdien som normaliseres til den siste forsterkningssyklusen. - Høyreklikk tabellen i boksen Resultattabell for å åpne hurtigmenyen og klikk Send til Excel for å eksportere rådataene.
- Kontroller verdiene i standardene for å verifisere egnetheten til standardkurven.
- For hver FL-DNA-blanding kontrollerer du R2 ["R² (R)"-kolonnen] og effektiviteten ["Effektivitet (%)" kolonne]-verdier. Hvis de er i et akseptabelt område, er det mulig å fortsette med analyse i henhold til produsentens instruksjoner (Tabell 3).
- Hvis resultatene av FAM-kanalen ikke er i forventet område, utelate ett punkt i standardkurven og reanalysere løpet.
- Bestem verdiene for de negative og positive kontrollene med følgende formel, med tanke på verdiene "Ingen Cq" som null:
- Sammenlign de oppnådde verdiene med de som er rapportert i tabell 4.
- Hvis reaksjonskontrollene er innenfor området for forventede verdier, fortsett med analyse av prøvene.
MERK: Kontroller at de oppnådde Cq-verdiene genereres fra en reell forsterkningsreaksjon (sigmoidal fluorescenskurve) og ikke fra en artefakt (lineær fluorescenskurve). - For å analysere egnetheten til prøven for hver FL-DNA-blanding, sammenlign Cq-verdiene til HEX-kanalen. Hvis verdien er ≥16, fortsett med analyse av prøvene. Hvis verdien er <16 eller det ikke er noen Cq, skyldes det sannsynligvis en utleveringsfeil for FL-DNA-spissen. Derfor er det ikke mulig å analysere prøvene.
- Beregn gjennomsnittet av Cq-verdiene i "HEX"-kanalen for den positive kontrollen ved hjelp av følgende formel:
- Beregn gjennomsnittet av Cq-verdiene i "HEX"-kanalen for eksemplet replikerer ved hjelp av følgende formel:
- Beregn verdiene CqHEX i henhold til følgende formel:
- Sammenlign verdiene for CqHEX for prøvene med de som er rapportert i tabell 5.
- For hver blanding (Mix A og Mix B) sammenligner du Cq-verdiene for FAM-kanalen med de som er rapportert i tabell 6.
- Hvis du vil fastslå FL-DNA-verdien for hver passende prøve, bruker du følgende formel, med tanke på verdiene "Ingen Cq" som null:
MERK: Kolorektal kreftrisiko og prevalens er en funksjon av iFOBT- og FL-DNA-evalueringer i henhold til Fagan-nomogramresultatene oppnådd av Rengucci et al.12 (Tabell 7).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Arbeidsflyten for denne protokollen vises i figur 1. Arbeidsflyten inneholder to kontrolltrinn og forskjellige handlinger i henhold til disse trinnresultatene. For det første, hvis en prøve presenterer uegnede kontroller, må forsterkningen gjentas. For det andre, hvis forsterkningen er hemmet, må prøven reprosesseres fra begynnelsen eller klassifisert som ikke verdifull.
Figur 2 viser fluorescenskurvene som produseres av positive og negative prøver. (A) Vist er et eksempel på en passende positiv prøve. Prøvesignalet på HEX-kanalen er innenfor det akseptable området. Det positive signalet er over terskelen på FAM-kanalen. (B) Vist er et eksempel på en passende negativ / ikke positiv prøve. Prøvesignalet er innenfor det akseptable området på HEX-kanalen. Det negative kontrollsignalet er under terskelen på FAM-kanalen. (C) Vist er et eksempel på en ikke-egnet prøve. Prøvesignalet er ikke innenfor det akseptable området på HEX-kanalen; dermed kan en potensiell hemming antas. Denne prøven må gjentas, fra ekstraksjonen.
Figur 1: Arbeidsflyt for FL-DNA-kvantifisering. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2: Fluorescenskurver som viser forsterkningen av målgener for mix A (eller mix B) (kanal FAM) og intern kontroll (kanal HEX). (A) FL-DNA positiv prøve. (B) FL-DNA negativ prøve. (C) Hemming av prøveforsterkning. Rød kurve: positiv kontroll; grønn kurve: negativ kontroll; svart kurve: klinisk prøve. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
| 1 | 2 | 3 | 4 | 5 | 6 | 7 | 8 | 9 | 10 | 11 | 12 | X | |||
| A | Standard 1 (Standard 1) | Vann | DNA2 (andre) | DNA4 (andre) | DNA6 (andre) | DNA8 (andre) | DNA10 (andre) | DNA12 (andre) | DNA14 (andre) | DNA16 (andre) | DNA18 (andre) | DNA20 (andre) | 1 | FL-DNA-blanding A | |
| B | Standard 1 (Standard 1) | Vann | DNA2 (andre) | DNA4 (andre) | DNA6 (andre) | DNA8 (andre) | DNA10 (andre) | DNA12 (andre) | DNA14 (andre) | DNA16 (andre) | DNA18 (andre) | DNA20 (andre) | 2 | FL-DNA-blanding B | |
| C | Standard 2 (Standard 2) | Pos | DNA2 (andre) | DNA4 (andre) | DNA6 (andre) | DNA8 (andre) | DNA10 (andre) | DNA12 (andre) | DNA14 (andre) | DNA16 (andre) | DNA18 (andre) | DNA20 (andre) | 3 | FL-DNA-blanding A | |
| D | Standard 2 (Standard 2) | Pos | DNA2 (andre) | DNA4 (andre) | DNA6 (andre) | DNA8 (andre) | DNA10 (andre) | DNA12 (andre) | DNA14 (andre) | DNA16 (andre) | DNA18 (andre) | DNA20 (andre) | 4 | FL-DNA-blanding B | |
| E | Standard 3 (Standard 3) | DNA1 (andre) | DNA3 (andre) | DNA5 (andre) | DNA7 (andre) | DNA9 (andre) | DNA11 (andre) | DNA13 (andre) | DNA15 (andre) | DNA17 (andre) | DNA19 (andre) | DNA21 (andre) | 5 | FL-DNA-blanding A | |
| F | Standard 3 (Standard 3) | DNA1 (andre) | DNA3 (andre) | DNA5 (andre) | DNA7 (andre) | DNA9 (andre) | DNA11 (andre) | DNA13 (andre) | DNA15 (andre) | DNA17 (andre) | DNA19 (andre) | DNA21 (andre) | 6 | FL-DNA-blanding B | |
| G | Standard 4 (Standard 4) | DNA1 (andre) | DNA3 (andre) | DNA5 (andre) | DNA7 (andre) | DNA9 (andre) | DNA11 (andre) | DNA13 (andre) | DNA15 (andre) | DNA17 (andre) | DNA19 (andre) | DNA21 (andre) | 7 | FL-DNA-blanding A | |
| H | Standard 4 (Standard 4) | DNA1 (andre) | DNA3 (andre) | DNA5 (andre) | DNA7 (andre) | DNA9 (andre) | DNA11 (andre) | DNA13 (andre) | DNA15 (andre) | DNA17 (andre) | DNA19 (andre) | DNA21 (andre) | 8 | FL-DNA-blanding B |
Tabell 1: Oppsettsplate med fordeling av kontroll, kurve og prøver. Kolonne X angir tallet som er trykt på toppen av stripen.
| Trinn | Temperatur og tid |
| Varm start (1 syklus) | 95 °C i 5 min |
| Forsterkning (40 sykluser) | 95 °C i 15 s 54 °C i 15 s 60 °C for 45 s (Datainnsamling) |
Tabell 2: Termisk profil for DNA-forsterkning.
Tabell 3: Rekkevidden av HEX- og FAM-kanalverdier for standardene for å verifisere egnetheten til standardkurven.
Tabell 4: Rekkevidden av HEX- og FAM-kanalverdier for negative og positive kontroller for å verifisere egnetheten til kjøringen.
Tabell 5: Rekkevidde for HEX- og FAM-kanalverdier for prøver for å verifisere egnetheten til prøveanalysen.
Tabell 6: Bland A- og Mix B Cq-verdiene i FAM-kanalen for å verifisere egnetheten av FL-DNA-analyse.
Tabell 7: Evaluering av kreftrisiko som funksjon av iFOBT- og FL-DNA-verdier. I henhold til forholdet mellom iFOBT- og FL-DNA-verdier estimerer tabellen sannsynligheten for kolorektal neoplastiske lesjoner.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Tidligere studier har vist at DNA integritet analyse av avføring ekstrahert av manuelle og halvautomatiske tilnærminger kan representere et alternativt verktøy for tidlig påvisning av kolorektal lesjoner7,8,9,10,11,12. Molekylære, ikke-invasive screeningtester har blitt utviklet gjennom årene for påvisning av kolorektal kreft, men den utbredte spredningen av disse metodene er begrenset på grunn av tidkrevende tilnærminger og dårlig kostnadseffektivitet sammenlignet med andre screeningtester.
Denne tilnærmingen er relativt billig og ikke for tidkrevende. Det har også økt nøyaktighet i å oppdage kolorektal lesjoner på grunn av en ny prosedyre som krever få manuelle trinn. Tilnærmingen som er beskrevet her, er rask med færre manuelle trinn, og den kan enkelt utføres på mange prøver per uke. DNA-ekstraksjonen presenterer ikke spesielle problemer og kan utføres gjennom enkle manuelle trinn eller bruk av et automatisk instrument. I sistnevnte tilfelle er det nødvendig å bestemme det automatiske DNA-ekstraksjonsinstrumentet, noe som gir de mest reproduserbare resultatene. Det mest kritiske trinnet for DNA-ekstraksjon er innsamling av avføring og metode for lagring før DNA-ekstraksjon. Det anbefales å holde avføringen frosset og fortsette med ekstraksjon så snart som mulig.
Et annet kritisk problem er representert av mulige hemmere av forsterkningsreaksjonene. Fekal ekstraksjon er ikke i stand til å rense genomisk DNA, da urenheter kompromitterer den riktige forsterkningsreaksjonen. I denne forbindelse krever protokollen bruk av spike-in DNA for å verifisere tilstedeværelse / fravær av reaksjonshemmere.
Inntil nylig er fekal okkult blodprøve den viktigste tilnærmingen som brukes til å oppdage kolorektal lesjoner i screeningprogrammer; selv om det presenterer noen grenser når det gjelder nøyaktighet. En alternativ strategi for diagnostisering av kolorektal kreft er basert på analyse av DNA fra eksfolierte celler utskilles i avføring. Flere tilnærminger har blitt evaluert det siste året, men ingen er tilgjengelige for bruk i screeningprogrammer.
FL-DNA integritetsverdien kan være et nyttig alternativ, som i kombinasjon med standard screening iFOBT testverdi, kan forutsi tilstedeværelsen av svulster og / eller høyrisiko adenomer11,12 av en Fagan Nomogram tilnærming10 (Tabell 7). Denne tilnærmingen estimerer den kombinerte testsannsynligheten for neoplastisk lesjonstilstedeværelse, noe som forbedrer diagnostisk nøyaktighet sammenlignet med standardtilnærmingen som brukes alene.
Denne informasjonen kan hjelpe klinikere i planleggingen av diagnostiske tester i tillegg til en passende koloskopi og tilpasse overvåkingen. FL-DNA-settet forenkler faktisk de manuelle trinnene og sikrer stabile og konsistente resultater. Noen problemer gjenstår imidlertid å bli avklart for å forbedre diagnostisk nøyaktighet av metoden. For eksempel bør frekvensen som testene skal utføres, og antall avføringsprøver som må analyseres på bestemte tidspunkter for hver enkelt, velges nøye. Gitt at denne testen må utføres samtidig med iFOBT, er en metode som krever innsamling hvert 2.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Maura Menghi er heltidsansatt i Diatech Pharmacogenetics srl.
Acknowledgments
Forfatterne har ingen anerkjennelser.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.5 mL and 2 mL polypropylene twist-lock tubes (DNase-, RNase-, DNA-, PCR inhibitor-free) | Consumables required for DNA extraction and Real Time PCR | ||
| Absolute Ethanol (quality of analytical degree) | Reagent required for DNA extraction | ||
| Benchtop centrifuge | Maximum speed of 20000 x g. Instrument required for DNA extraction | ||
| EasyPGX analysis software version 2.0.0 | Diatech Pharmacogenetics | RT800-SW | Analysis software |
| EasyPGX centrifuge/vortex 8-well strips | Diatech Pharmacogenetics | RT803 | Instrument recommended for the Real Time PCR assay |
| EasyPGX qPCR instrument 96 | Diatech Pharmacogenetics | RT800-96 | Instrument recommended for the Real Time PCR assay |
| EasyPGX ready FL-DNA | Diatech Pharmacogenetics | RT029 | Kit required for the Real Time PCR assay |
| Micropipettes (volumes from 1 to 1.000 µL) | Consumables required for DNA extraction and Real Time PCR | ||
| Powder-free disposable gloves | Consumables required for DNA extraction and Real Time PCR | ||
| QIAamp Fast DNA Stool | Qiagen | 51604 | Kit recommended for the DNA extraction and purification from stool |
| Sterile filter tips DNase-, RNase-free (volumes from 1 to 1.000 µL) | Consumables required for DNA extraction and Real Time PCR | ||
| Thermal block e.g. EasyPGX dry block | Diatech Pharmacogenetics | RT801 | Instrument required for DNA extraction |
| Vortex e.g. EasyPGX centrifuge/vortex 1.5 ml | Diatech Pharmacogenetics | RT802 | Instrument required for DNA extraction |
References
- Fearon, E. R. Molecular Genetics of Colorectal Cancer. Annual Review of Pathology. 6, 479-507 (2011).
- Sears, C. L., Garrett, W. S. Microbes, Microbiota, and Colon Cancer. Cell Host and Microbe. 15, 317-328 (2014).
- SEER Stat Fact Sheets: Colon and Rectum Cancer. National Cancer Institute. , Available from: http://seer.cancer.gov/statfacts/html/colorect.html (2019).
- Levin, B., et al. Screening and Surveillance for the Early Detection of Colorectal Cancer and Adenomatous Polyps, 2008: A Joint Guideline From the American Cancer Society, the US Multi-Society Task Force on Colorectal Cancer, and the American College of Radiology. Gastroenterology. 134, 1570-1595 (2008).
- Bosch, L. J., et al. Molecular tests for colorectal cancer screening. Clinical Colorectal Cancer. 10, 8-23 (2011).
- Ahlquist, D. A. Molecular detection of colorectal neoplasia. Gastroenterology. 138, 2127-2139 (2010).
- Calistri, D., et al. Fecal multiple molecular tests to detect colorectal cancer in stool. Clinical Gastroenterology and Hepatology. 1, 377-383 (2003).
- Calistri, D., et al. Detection of colorectal cancer by a quantitative fluorescence determination of DNA amplification in stool. Neoplasia. 6, 536-540 (2004).
- Calistri, D., et al. Quantitative fluorescence determination of long-fragment DNA in stool as a marker for the early detection of colorectal cancer. Cellular Oncology. 31, 11-17 (2009).
- Calistri, D., et al. Fecal DNA for noninvasive diagnosis of colorectal cancer in immunochemical fecal occult blood test-positive individuals. Cancer Epidemiology Biomarkers and Prevention. 19, 2647-2654 (2010).
- De Maio, G., et al. Circulating and stool nucleic acid analysis for colorectal cancer diagnosis. World Journal of Gastroenterology. 20, 957-967 (2014).
- Rengucci, C., et al. Improved stool DNA integrity method for early colorectal cancer diagnosis. Cancer Epidemiology Biomarkers and Prevention. 23, 2553-2560 (2014).
Tags
Kreftforskning utgave 160 avføring DNA integritet kolorektal kreft lesjoner høy risiko kolorektal adenomer diagnostisk kolorektal kreft metode qPCR FL-DNA iFOBTErratum
Formal Correction: Erratum: Evaluation of Colorectal Cancer Risk and Prevalence by Stool DNA Integrity Detection
Posted by JoVE Editors on 09/28/2020.
Citeable Link.
An erratum was issued for: Evaluation of Colorectal Cancer Risk and Prevalence by Stool DNA Integrity Detection. An affiliation was updated.
The first affiliation was updated from:
Istituto Scientifico Romagnolo per lo Studio e la Cura dei Tumori (IRST)
to:
Istituto Scientifico Romagnolo per lo Studio e la Cura dei Tumori (IRST) IRCCS, Meldola, Italy
