Summary
여기에서, 우리는 우심실 실패의 기계장치를 공부하기 위한 유용한 접근을 제공합니다. 폐 동맥 수축에 대한 보다 편리하고 효율적인 접근법은 사내에서 만든 수술 기구를 사용하여 확립됩니다. 또한, 심초음파 및 카테터화에 의한 이러한 접근법의 품질을 평가하는 방법이 제공된다.
Abstract
우심실 장애(RVF)의 메커니즘은 RVF의 고유성, 높은 사망률 및 내화성 특성으로 인한 설명이 필요합니다. RVF 진행을 모방하는 이전 래트 모델이 설명되었다. 쥐에 비해, 마우스는 더 접근, 경제적, 그리고 동물 실험에 널리 사용. 우리는 오른쪽 심실 (RV) 비대를 유도하기 위하여 마우스에 있는 폐 트렁크를 밴딩으로 이루어져 있는 폐 동맥 수축 (PAC) 접근을 개발했습니다. 대동맥과 폐 트렁크를 쉽게 분리할 수 있도록 특수 수술용 래치 바늘이 설계되었습니다. 우리의 실험에서, 이 날조된 래치 바늘의 사용은 동맥 경증의 리스크를 감소시키고 90%로 수술 성공률을 향상시켰습니다. 우리는 다른 패딩 바늘 직경을 사용하여 RV 비대의 다른 정도를 유도 할 수있는 양적 수축을 정확하게 생성했습니다. 우리는 비침습적 경피성 심초음파에 의해 측정된 PA의 혈류 속도를 평가하여 수축의 정도를 정량화했습니다. RV 기능은 수술 후 8주에서 오른쪽 심장 카테터로 정밀하게 평가하였다. 사내에서 제작된 수술기구는 마스터하기 쉬운 간단한 공정을 사용하여 일반적인 재료로 구성되었습니다. 따라서 여기에 설명된 PAC 접근 방식은 실험실에서 만든 계측기를 사용하여 모방하기 쉽고 다른 실험실에서 널리 사용할 수 있습니다. 이 연구는 다른 모델보다 더 높은 성공률과 97.8 %의 8 주 수술 후 생존율을 가지고 수정 된 PAC 접근 방식을 제시한다. 이 PAC 접근법은 RVF의 메커니즘을 연구하는 데 유용한 기술을 제공하며 RVF에 대한 이해를 높일 수 있습니다.
Introduction
비정상적인 RV 구조 또는 기능의 증거로 서 여기 정의 된 RV 기능 장애 (RVD) 가난한 임상 결과와 관련 된. RVF는 RV 기능의 최종 단계로, 진보적 인 RVD1에서발생하는 심부전의 징후와 증상을 가진 임상 증후군입니다. 구조와 생리 기능의 차이로 좌심실 (LV) 실패와 RVF는 다른 병리학적 메커니즘을 가지고 있습니다. RVF에 있는 몇몇 독립적인 병리생리학 기계장치는 β2 아드레날린 수용체 신호의 과발현을포함하여 보고되었습니다 2, 염증3,가로 tubule 개조 및 Ca2+ 취급 역기능4 .
RVF는 RV의 부피 또는 압력 과부하로 인해 발생할 수 있습니다. 이전 동물 모델은 SU5416 (혈관 내피 성장 인자 수용체의 강력하고 선택적 억제제)를 저산소증 (SuHx)5,6 또는 모노 크로탈린7과 결합하여 폐 고혈압을 유도했습니다. RVF 는 폐 혈관 질환에 이차2. 이 연구 결과를 수행하는 연구원은 RVF의 병리학적인 진행 대신에 혈관 구조에 집중했습니다. 또한, monocrotaline정확 하 게 심장 질환을 나타낼 수 없는 여분의 심장 효과. 다른 모델은 부피 과부하 및 RVF 8을 유도하기위해 동맥 션트를 사용했습니다. 그러나, 이 수술은 RVF의 생산을 위한 긴 유도 기간을 요구하는 마우스를 위해 능력을 발휘하기 어렵고 부적절합니다.
밴딩 클립을 사용하는 쥐PAC 모델도 9,10이존재합니다. 쥐에 비해, 마우스는 심장 질환의 동물 모델로서 많은 장점을 가지고 있으며, 예를 들어더 쉽게 번식, 더 광범위하게 사용, 비용 절감, 및 유전자 변형에 대한 접근11. 그러나 밴딩 클립의 직경은 일반적으로 0.5 mm에서 1.0 mm범위이며,이는 마우스 9에 대해 너무 큽합니다. 또한 밴딩 클립은 다른 실험실에서 제작, 모방 및 대중화하기가 어렵습니다.
우리는 팔롯과 누난 증후군 또는 다른 폐 동맥 고혈압 질환의 사각을 모방하기 위해 PAC를 사용하는 보고 된 연구에 기초하여 수정 된 생식 RVF 마우스 모델을 개발하는 프로토콜을 제공합니다12,13 ,13, 14,15,16,17,18,19. 이 PAC 접근법은 수축의 정도를 제어하기 위해 사내에서 만든 래치 및 패딩 바늘을 사용하여 마우스의 폐 트렁크를 결찰함으로써 생성됩니다. 래치 바늘은 90° 곡선 주입 주사기로 만들어졌으며, 편조 실크 봉합사가 주사기를 통과합니다. 바늘은 마스터하기 쉬운 공정을 사용하여 일반적인 재료로 만들어집니다. 패딩 바늘은 게이지 바늘에서 120 ° 구부러져 있습니다. 다른 직경 (0.6-0.8 mm)를 가진 패딩 바늘은 마우스의 무게 (20-35 g)에 따라 사용됩니다. 또한 심초음파 와 우측 심장 카테터에 의한 RVF 모델의 안정성과 품질을 결정하기 위한 평가 기준을 설정합니다. 우리는 다른 실험에서 그들의 광범위 한 사용 때문에 모델 동물으로 마우스를 사용. 실험실에서 만든 바늘은 재생하기 쉽고 다른 실험실에서 널리 사용할 수 있습니다. 이 연구는 연구원이 RVF의 메커니즘을 조사하는 좋은 접근 법을 제공합니다.
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Protocol
모든 절차는 미국 국립 보건원(NIH 간행물 85-23호, 1996년 개정)에 의해 간행된 실험실 동물의 관리 및 사용을 위한 가이드를 준수하는 동물 연구를 위한 기관 지침에 따라 수행되었습니다. C57BL/6 수컷 마우스 (8-10 주, 무게 20-25 g) 사우스 의과 대학의 동물 센터에 의해 제공 되었다. 도착 후, 마우스는 충분한 음식과 물과 함께 12/12 h 의 어두운 / 빛 주기 하에 보관되었습니다.
1. 외과 기구의 준비 및 바늘의 제조
- 멸균 수술기구(도1A),결찰을 위한 6-0 편조 실크 봉합사(그림 1B[a])를 준비하고, 절개폐쇄를 위한 5-0 나일론 봉합사를 준비한다(도1B[b]).
- 6-0 편조 실크 봉합사(도 1B[a])를 1 mL 주사기로부터 분해된 25 G 바늘을 통과한다. 그런 다음 지혈구 집게로 바늘을 90°로 구부어 래치 바늘을 만듭니다(도 1C[a]). 패딩 바늘을 만들기 위해 22G 바늘을 120° (도1C (b)))를 구부리십시오.
2. 수술 준비
- 수술 전에 모든 수술 기구를 오토클레이브하십시오. 가열 패드를 37 °C로 조정합니다. 진통 완화를 위해 자일라진 (5 mg/kg)과 케타민 (100 mg /kg)을 혼합하여 복강 내 주사로 마우스를 마취시다. 마약 발병을 기다릴 개별 상자에 마우스를 놓습니다.
참고 : 흡입 마취를 위해 1.5 %의 이소플루란을 사용하는 것이 좋습니다. - 페달 철수 반사의 실종에 의해 마취의 적절성을 모니터링합니다. 봉합사로 앞니를 고정하고 접착 테이프로 다리를 고정하여 가열 패드의 척추 위치에 마우스를 유지합니다. 마취의 깊이를 확인하기 위해 다시 반사를 확인하십시오.
- 목에서 xiphoid 과정에 피부에 제모 페이스트를 적용합니다. 요오드로 부위를 소독한 다음 75 % 알코올을 소독하십시오.
- 내측 성 삽관을 수행합니다.
- 동물 미니벤틸레이터의 (그림1D)매개 변수를 조정하고 호흡 속도를 150 / min로 설정하고 조수 부피를 300 μL로 설정합니다.
- 뾰족한 펜치를 사용하여 혀를 약간 당기고, 실험실에서 만든 주걱 그림 1C[c])로 하악을 높이고, 실험실을 부드럽게 삽입하여 기관캐뉼라(그림 1C[d])를 glottis를 통해 삽입하고, 차가운 광원이 있는 동안 후두에 지시.
- 튜브와 인공호흡기를 연결하여 캐뉼라가 기관에 삽입되었는지 확인합니다. 캐뉼라가 올바르게 삽입된 경우 접착 테이프를 사용하여 기관을 고정합니다.
3. 수술
- 가슴을 엽니다.
- 안과 가위와 함께 두 번째 갈비뼈에 평행하게 피부절개를, 길이 약 10mm. 절개가 흉골 각도에서 시작하여 왼쪽 전방 차축 선에서 끝나는지 확인합니다. 흉골 각도에서 갈비뼈를 계산하여 두 번째 늑간 공간을 식별합니다.
- 분리하고 이 공간을 노출하는 두 번째 늑간 공간 위에 가위와 팔꿈치 핀셋으로 가슴 주요 및 가슴 작은 근육을 잘라.
참고 : 그것은 또한 무딘 분리하는 것이 좋습니다, 동원, 오른쪽과 cranially로 가슴 근육을 이동. - 팔꿈치 핀셋으로 두 번째 늑간 공간을 무뚝뚝하게 관통하고이 공간을 엽니 다. 그런 다음 폐 트렁크가 보일 때까지 자구와 흉선으로 무뚝뚝하게 분리합니다.
- 폐 동맥을 수축시.
- 팔꿈치 핀셋으로 폐 트렁크와 오름차순 대동맥을 무뚝뚝하게 분리합니다. 래치 바늘로 폐 트렁크와 오름차순 대동맥 사이의 결합 조직을 통해 봉합사를 전달합니다.
- 패딩 바늘(1.2단계 참조)을 폐 트렁크에 놓고, 6-0 편조 실크 봉합사를 사용하여 패딩 바늘과 함께 폐 트렁크를 분리합니다. 폐 후유증의 충전이 관찰된 직후 패딩 바늘을 제거하고 봉합사의 끝을 잘라냅니다.
- 수축이 존재하는지 여부를 평가하기 위해 폐 콘의 충진을 관찰하십시오. 결찰의 성공을 보장하기 위해 동물의 반사를 다시 평가하십시오.
참고: 수축을 제외한 위의 모든 단계를 수행하여 가짜 수술을 수행하십시오.
- 5-0 나일론 봉합사로 가슴과 피부를 닫습니다. 75% 알코올로 피부를 다시 소독하십시오.
- 식염수 0.5 mL을 피하 주사하여 수술 중 손실된 액체를 대체합니다. 마우스를 가열 패드와 별도로 케이지에 놓아 복구를 촉진합니다. 의식이 돌아올 때 12/12 시간 빛 / 암흑 주기 방에서 자신의 케이지에 마우스를 반환합니다. 다음 3 일 동안 그들의 식수를 통해 buprenorphine와 쥐를 치료.
- 불충분 한 치유의 흔적을 감지 하기 위해 첫 주 동안 하루에 2 배 쥐를 모니터링 하 여 흉부 상처의 치유에 특별 한 주의, 장애인된 이동성, 또는 체중 감소.
4. 수술 후 RV 기능의 심초음파 평가
참고: 심초음파 변화는 수술 후 3일 후에 감지할 수 있습니다.
- 흡입을 통해 3 % 이소플루란으로 마우스를 마취시키고 1.5 % 이소플루란으로 마취의 깊이를 유지하십시오. 플랫폼에 마우스를 고정하고 발톱을 전극에 테이프로 붙이고 동물을 척추 위치에 유지하십시오. 이소플루란의 농도를 1.5%에서 2.5%로 조정하여 마우스의 심박수를 450-550비트/분 사이로 유지합니다.
- 제모 크림으로 마우스 가슴에 머리카락을 제거하고 가슴의 피부에 초음파 젤을 적용합니다.
- 30MHz 프로브로 폐 트렁크 수축을 평가합니다.
- 좌측 파라스테날 라인을 기준으로 프로브를 시계 반대 방향으로 30° 유지하면서 노치를 코그랄 방향으로 향하게 합니다. 승모판막, 대동맥 및 LV 챔버가 명확하게 표시될 때까지 B 모드 아래의 y축 및 x-축을 조절합니다.
- y축에서 프로브를 30°-40°로 회전시면 가슴쪽으로 회전합니다. 폐 콘이 명확하게 표시 될 때까지 y축 및 x-축을 조절하십시오.
- 피크 유속을 측정하기 위해 폐 밸브 리플렛 끝에 커서를 놓습니다. 색상을 누른 다음 PW를누른 다음 커서를 이동하여 PW 파선선을 혈류 방향과 평행하게 배치하여 색상 도플러 모드를 사용합니다.
- 폐 동맥 피크 속도를 측정합니다. Cine 스토어 및 프레임저장소로 데이터와 이미지를 저장합니다.
- 30MHz 프로브로 RV 파라미터를 평가합니다.
- 패드의 왼쪽을 조정하여 오른쪽보다 낮게 합니다. 프로브의 방향을 30°로 유지하여 오른쪽 전방 겨드랑이 선을 따라 수평선을 따라 노치가 꼬리 방향을 가리키도록 합니다. RV가 명확하게 표시될 때까지 y축 및 x-축을 조절합니다.
- M 모드 2를 눌러 표시선을 표시합니다. RV 챔버 치수, 소수 단축 및 RV 벽 두께를 측정합니다. Cine 스토어 및 프레임저장소로 데이터와 이미지를 저장합니다.
- 마우스가 의식을 회복한 다음 12 시간 빛 / 어두운 사이클 룸에서 동물을 케이지로 되돌릴 수 있도록 이소플루란 흡입을 중지하십시오.
5. RV 기능을 평가하기위한 오른쪽 심장 카테터
참고: 오른쪽 심장 카테터화는 수술 후 8주 후에 RV 기능을 평가하기 위해 1.0 F 카테터와 모니터링 시스템을 사용하여 수행되었습니다.
- 모든 수술 기구를 오토클레이브합니다. 자일라진 (5 mg /kg)과 케타민 (100 mg / kg)의 혼합물로 복강 내 주사를 통해 동물을 마취시.
- 페달 인출 반사가 사라진 후 플랫폼에서 마우스를 고정하고 발톱을 전극에 테이프로 붙이고 마우스를 척추 위치에 유지하십시오. 제모 크림으로 수술 부위의 머리카락을 제거하십시오.
- 75 % 알코올로 수술 부위의 피부를 소독하십시오. 뾰족한 펜치를 사용하여 혀를 살짝 당기고, 글로티스를 노출시키기 위해 사내에서 만든 주걱으로 하악을 높이고, 차가운 광원이 후두를 향하는 동안 글로티스를 통해 사내에서 만든 기관 캐뉼라를 부드럽게 삽입하십시오. 환기장치(그림1E)를사용하여 환기를 돕습니다.
- 안과 가위와 집게로 횡격막을 통해 xiphoid 과정 아래 1.5 cm 양측 절개에 의해 가슴 구멍을 엽니 다. 다이어프램과 갈비뼈를 안과 가위로 잘라 심장을 노출시다. 23G 바늘로 RV 자유 벽에 침투하고 바늘을 제거; 면봉으로 천자 점을 부드럽게 눌러 출혈을 막습니다. 상처를 통해 카테터 팁으로 심실을 뚫습니다.
참고 : 오른쪽 경정맥 6을 통해 오른쪽 심장 카테터를 수행하는 것이 좋습니다. 카테터 팁이 심실에 있으면 모니터에 RV 압력 곡선이 표시됩니다. - 곡선이 안정될 때 RV 수축기 혈압, RV 말단 확장기 압력, RV dP/dt, 마우스의 심박수 및 RV 지수 시간 상수(Tau)를 10분 동안 기록합니다. 소프트웨어를 사용하여 선택을 클릭한 다음 을클릭합니다.
- 카테터의 끝을 RV 유출로 조절합니다. 녹화가 완료된 후 카테터를 당깁니다. 측정이 끝나면 카테터를 식염수에 놓습니다.
- 펜토바르비탈 나트륨 150 mg/kg의 복강 내 주사로 마우스를 안락사시키고 자궁 경부 탈구를 수행합니다. 그런 다음 조직학 및 분자 생물학적 분석을 위해 심장, 폐 및 경골을 수확합니다.
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Representative Results
본 연구에서, 마우스는 PAC 군(n=9) 또는 sham 수술기(n=10)에 무작위로 할당되었다. 심초음파는 수술 후 1, 4 및 8주에서 수행되었습니다. 수술 후 8주 후, 마지막 심초음파 및 카테터화 평가에 따라 마우스는 안락사되었고, 그들의 마음은 형태학적 및 조직학적 평가를 위해 수확되었다.
폐 트렁크 수축은 RV 비대를 일으켰습니다(그림2). 샴군과 비교하여, 피크 속도(도2A, C),더 큰 압력 구배(도2A,D),및 더 큰 RV 벽 두께(그림2B,E)에서 파라스테른 장거리 축 도면에서 PAC 그룹에서 수술 후 8 주에 얻은. 부가적으로, RV(RV 배출 분획 및 RV 분획 단축)의 수축기 기능은 수술 후 8주 후 sham 군과 비교했을 때 PAC 군에서 현저히 감소하였다(도2F,G).
우리는 RV 수축기 및 확장기 기능이 PAC 후 8 주 후에 손상된 것으로 나타났습니다 (그림3A-E). PAC 그룹은 수축기 및 이토르에서 더 높은 RV 압력을 가졌고, 수축성 지수는 SHAM 그룹의 그것에 비해 PAC 그룹에서 감소되었다. RV 타우는 SHAM 그룹보다 PAC 그룹에서 더 컸고 RV dP/dt는 샴 그룹보다 더 컸습니다. 이러한 결과는 RV 기능 장애가 폐 동맥 밴딩의 8주 후에 마우스에서 유도되었다는 것을 보여주었다. RV에서 침습성 혈역학 적 테스트를 수행 했을 때, 생리 적 기록 시스템을 사용하여 결정 된 심박수는 카테터 모니터링 전후에 안정적으로 유지되었습니다 (그림3F).
PAC에 의해 유도된 RV 리모델링은 도4에 도시되어 있다. sham 그룹에 비해, RV 치수는 현저하게 확대되었고, RV 중량은 PAC 군에서 더 높았다. 심장 체중/체중 비율, RV/(좌심실 + 중격) 및 RV/경골 길이와 같은 RV 비대의 정도를 나타내는 요인은 8주 후 PAC가 샴 그룹보다 더 컸습니다. 더욱이, 조직학 검사는 심장 섬유증과 심근세포에 의해 커버되는 지역이 sham 단에서 보다는 PAC 단에서 더 중대했다는 것을 보여주었습니다. 요약하자면, 우리는 생식, 저렴하고 쉬운 RVF 모델을 개발하고 RVF 모델을 성공적으로 평가하기 위해 평가 기준을 수립했습니다.
그림 1 : 수술기구, 사내 제작 도구, PAC 시술에 필요한 재료. (A) PAC 시술에 사용되는 수술 기구. (B)(a)6-0 의료 용 편조 실크 봉합사 및 (b) 5-0 의료 나일론 봉합사. (C) 도구는 사내에서 만든. (a) 래치 바늘. (b) 패딩 바늘. (c) 주걱은 사내에서 만든. (d) 엔도트라힐 삽관. (D). 동물용 미니 인공호흡기. (E) ALC-V8S 인공 호흡기. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2 : 폐트렁크의 초음파 영상촬영 결과와 샴과 PAC 마우스의 RV 기능. (A) 8주 후 마우스의 폐 트렁크의 색 및 펄스파 도플러 이미징. 적색 자국은 프로브를 향한 혈류를 나타냈다. 청색 자국은 프로브의 뒤로 혈류를 나타냈다. (B) 8주 후 가짜 및 PAC 마우스의 RV의 B 모드 및 M 모드 초음파 이미징. (a) 우심실. (b) 좌심실. (C) RV 피크 속도 PLAX (V), (D) 압력 그라데이션 (압력 그라데이션 = 4 x V2), 및 (E) RV 벽 두께는 8 주 후에 크게 증가하였다. (F) RV 짧은 축 단축율(RVFS)은 8주 후에 현저히 감소하였다. (G) RV 배출 분획(RVEF)은 8주 후에 현저하게 감소하였다. 패널 C의 경우 -G,*P < 0.01 대 sham 작업 (PAC 그룹에서n = 9, sham 그룹에서 n = 10). PAC = 폐 동맥 수축. 데이터는 평균 ± SEM으로 표시됩니다.
그림 3 : 수술 후 8주 후, PAC 또는 가짜 수술을 받은 마우스에서 RV 혈역학의 대표적인 결과. (A) RVP 및 RV dP/dt의 대표적인 곡선을 수술 후 8주에 샴 및 PAC 마우스에. (B) 우심실 수축기 혈압 (RVSBP) 및 우심실 말단 확장기 압력 (RVEDP). (C) RV 최대 및 최소 dP/dt. (D) RV 타우. (E) 수축지수. (F) 심박수. RVP = 우심실 압력; RVSBP = 오른쪽 심실 수축기 혈압; RVEDP = 우심실 말단 확장기 압력; 타우 = 휴식의 지수 시간 상수; 최대 및 최소 dp/dt = 우심실 압력의 최대 및 최소 상승 및 감소; PAC = 폐 동맥 수축. 패널의 경우 B-F, n = PAC 그룹에서 9, sham 그룹에서 n = 10입니다. *P < 0.01 대 가짜 작업. 데이터는 평균 ± SEM으로 표시됩니다.
그림 4 : 생쥐의 폐동맥 수축은 8주 후 RV 리모델링으로 이어진다. (A) 심장 전체의 대표적인 이미지 (스케일 바 = 3mm). (a) 오른쪽 심방, 빨간 화살표 : 폐 동맥 트렁크의 결찰. (B) 심장 무게 /체중 비율 (HW / BW). (C) 우심실 질량과 좌심실 질량의 비율과 중격 질량(RV/[LV+S])을 더한 값입니다. (D) 경골 길이 (RV / TL)에 오른쪽 심실 질량의 비율. 패널 B의 경우 -D, n = PAC 그룹에서 9, sham 그룹에서 n = 10. *P < 0.01 대 가짜 작업. (e) 헤마톡시린-에오신으로 염색된 심장 단면의 대표적인 이미지(첫 번째 행: 스케일 바 = 2mm; 두 번째 행: 스케일 바 = 50 μm). (F) 각 그룹에서 심근 섬유증의 대표적인 마슨 스테인드 이미지. 축척 막대 = 100 μm. 패널 E 및 F의 경우 각 그룹에서 n = 4입니다. *P < 0.01 대 가짜 그룹. RV = 우심실; PAC = 폐 동맥 수축. RV/[LV+S] = 우심실 질량과 좌심실 질량의 비율과 중격 질량. 데이터는 평균 ± SEM으로 표시됩니다.
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Discussion
RV 충진 압력의 병리학적 증가는 LV 지오메트리21을변경할 수있는 중격의 좌측 이동을 초래합니다. 이러한 변화는 순환계(22)의 혈역학적 장애를 유발할 수 있는 감소된 심장 출력및 LV 배출 분율(LVEF)에 기여한다. 따라서 RVF의 메커니즘을 연구하기 위한 효율적이고 안정적이며 경제적인 모델이 중요합니다.
우리는 자체 제작 래치와 패딩 바늘을 사용하여 PAC에 대한 보다 효과적이고 재현성이 높은 접근 방식을 개발했습니다. 집에서 만든 래치는 대동맥과 폐 트렁크를 쉽게 분리 할 수 있으므로 동맥 경변증의 위험을 줄이고 수술 성공률을 향상시킵니다. 패딩 바늘의 다른 직경을 선택함으로써, 우리는 RV 비대의 다른 정도를 유도했다.
여기에 설명된 폐 트렁크 밴딩의 일반적인 절차는 이전 보고서4, 9,10,14,15에기재된 것과 같더라도, 우리는 수술 기구. 따라서 수술의 난이도를 줄이고 수술 시간을 단축하며 수술 성공률을 높였습니다. 우리가 사용한 패딩 바늘의 직경은 0.6 mm에서 0.8 mm까지 다양하며 마우스의 무게가 20g에서 35g 사이일 때만 적합했습니다. 쥐에서, 패딩 바늘 (0.6-0.8 mm)의 적용은 급성 RVF 및 죽음으로 이어질 수 있습니다. 또한, 패딩 바늘(0.6-0.8 mm)은 마우스의 무게가 20 g 미만인 경우 RVD로 쉽게 이끌어 낼 수 없다. 따라서, 올바른 패딩 바늘 직경은 동물의 무게에 따라 선택되어야한다.
폐 동맥 고혈압(PAH)은 일반적으로 혈관 내피 성장 인자 수용체 억제제 SU5416의 피하 주사에 의해 유도되고 저산소 환경에서 3주 이상동안 23,24, 25개 , 26세 , 27세 , 28. 이러한 조건은 PAH 및 폐 동맥 섬유증을 유도하는 폐 동맥의 만성 허혈및 저산소증의 병리 생리 적 과정을 모방. 그러나, RV 리모델링, 비대, 또는 RVF는 이 모형에 있는 만성 저산소증에 의하여 유도를 위해 12 주 이상 필요합니다. 추가적으로, SU5416 및 저산소 처리는 그밖 기관에 영향을 미칠 수 있습니다. 또한 저산소 환경을 조성하려면 고가의 기계가 필요합니다. 따라서 RVF의 보다 빠르고 효율적인 모델이 필요합니다. 레디 등은 2개의 전방-가장 많은 폐 판막 전단지(13)를 포획하여RV 리모델링 방법을 보고하였다. 현미경과 고가의 수술용 혈관클립(29)을사용하는 대신, 우리는 래치 바늘과 사내에서 만든 다양한 유형의 패딩 바늘을 사용하여 혈류 속도의 평가와 함께 정량적 수축을 정확하게 생성했습니다. 심초음파.
또한, 사내에서 만들어진 래치 및 패딩 바늘은 또한 마우스에서 횡 대동맥 수축(TAC)을 유도하는데 사용되었다. 집에서 만든 래치는 또한 쥐에 있는 PAC 또는 TAC를 유도하기 위하여 이용될 수 있습니다. 큰 혈관의 전치 동안, LV는 충분한 저항을 발생하지 않으므로 교정 수술30,31에대비하여 폐 동맥 수축을 적용하여 강화해야합니다. 우리가 제공한 PAC 접근은 근본적인 기계장치의 연구 결과를 도울 것입니다 높은 폐 동맥 저항 귀착될 수 있습니다. 심장 이식의 설정에서, 기증자 RV는 수신자에 있는 높은 폐 동맥 저항에 급격하게 드러내고, RV가 실패하는 원인이 될 수 있습니다. 여기에 제시된 PAC 방법은 심장 이식 후 합병증32,33 및 선천성 심장 질환34의메커니즘에 대한 연구를 도울 수 있다.
PAC 접근 방식에는 몇 가지 제한 사항이 있습니다. 먼저, 폐트렁크 주위의 합자에 의해 유도된 RVD는 PAH5,7에서RVD를 모방할 수 없다. 둘째, PAC는 PAH9,19에서폐 혈관 내성의 점진적 증가와 는 다른 RV 애프터부하의 매우 급격한 증가를 야기한다.
여기에 제시 된 결과와 일치, 이전 보고서는 폐 밸브 피크 속도, RV 벽 두께, RV 확장기 내경에서 심초음파 테스트에서 상당한 증가가 성공적인 수축을 보여 보여 주었다 RV13,35의비대. 증가된 RV 압력, RV dP/dt 및 수축성 지수는 RVF의 개발과 RV 함수36의보상 기간을 나타냅니다. 결론적으로, 우리는 저렴하고 편리한 방법으로 RVD를 구축하기 위해 두 개의 새로운 실험실에서 만든 악기의 응용 프로그램을 시연했다. 우리는 RVF 방법의 질을 평가하기 위하여 비침범성 심초음파 기술 및 침략적인 우심 카테터케이터를 이용했습니다.
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Disclosures
저자는 공개 할 것이 없다.
Acknowledgments
이 작품은 중국 국립 자연 과학 재단 (81570464, 81770271; Liao 박사)과 광저우 의 과학 기술 시 계획 프로젝트 (201804020083)의 보조금 (Liao 박사)의 보조금으로 지원되었습니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| ALC-V8S ventilator | SHANGHAI ALCOTT BIOTECH CO | ALC-V8S | Assist ventilation |
| Animal Mini Ventilator | Haverd | Type 845 | Assist ventilation |
| Animal ultrasound system VEVO2100 | Visual Sonic | VEVO2100 | Echocardiography |
| Cold light illuminator | Olympus | ILD-2 | Light |
| Heat pad- thermostatic surgical system (ALC-HTP-S1) | SHANGHAI ALCOTT BIOTECH CO | ALC-HTP-S1 | Heating |
| Isoflurane | RWD life science | R510-22 | Inhalant anaesthesia |
| Matrx VIP 3000 Isofurane Vaporizer | Midmark Corporation | VIP 3000 | Anesthetization |
| Medical braided silk suture (6-0) | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Supplies Co. | 6-0 | Ligation |
| Medical nylon suture (5-0) | Ningbo Medical Needle Co. | 5-0 | Suture |
| Millar Catheter (1.0 F) | AD instruments | 1.0F | For right heart catheterization |
| Pentobarbital sodium salt | Merck | 25MG | Anesthetization |
| PowerLab multi-Directional physiological Recording System | AD instruments | 4/35 | Record the result of right heart catheterization |
| Precision electronic balance | Denver Instrument | TB-114 | Weighing sensor |
| Self-made latch needle | Separate the aorta and pulmonary trunk | ||
| Self-made padding needle | Constriction | ||
| Self-made tracheal intubation | Tracheal intubation | ||
| Small animal microsurgery equipment | Napox | MA-65 | Surgical instruments |
| Transmission Gel | Guang Gong pai | 250ML | Echocardiography |
| Veet hair removal cream | Reckitt Benchiser | RQ/B 33 Type 2 | Remove hair of mice |
| Vertical automatic electrothermal pressure steam sterilizer | Hefei Huatai Medical Equipment Co. | LX-B50L | Auto clean the surgical instruments |
| Vertical small animal surgery microscope | Yihua Optical Instrument | Y-HX-4A | For right heart catheterization |
References
- Mehra, M. R., et al. Right heart failure: toward a common language. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart Transplantation. 33, 123-126 (2014).
- Sun, F., et al. Stagedependent changes of beta2adrenergic receptor signaling in right ventricular remodeling in monocrotalineinduced pulmonary arterial hypertension. International Journal of Molecular Medicine. 41, 2493-2504 (2018).
- Sun, X. Q., Abbate, A., Bogaard, H. J. Role of cardiac inflammation in right ventricular failure. Cardiovascular Research. 113, 1441-1452 (2017).
- Xie, Y. P., et al. Sildenafil prevents and reverses transverse-tubule remodeling and Ca(2+) handling dysfunction in right ventricle failure induced by pulmonary artery hypertension. Hypertension. 59, 355-362 (2012).
- de Raaf, M. A., et al. SuHx rat model: partly reversible pulmonary hypertension and progressive intima obstruction. European Respiratory Journal. 44, 160-168 (2014).
- Abe, K., et al. Haemodynamic unloading reverses occlusive vascular lesions in severe pulmonary hypertension. Cardiovascular Research. 111, 16-25 (2016).
- Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 302, L363-L369 (2012).
- van der Feen, D. E., et al. Shunt Surgery, Right Heart Catheterization, and Vascular Morphometry in a Rat Model for Flow-induced Pulmonary Arterial Hypertension. Journal of Visualized Experiments. (120), e55065 (2017).
- Andersen, S., et al. A Pulmonary Trunk Banding Model of Pressure Overload Induced Right Ventricular Hypertrophy and Failure. Journal of Visualized Experiments. (141), e58050 (2018).
- Hirata, M., et al. Novel Model of Pulmonary Artery Banding Leading to Right Heart Failure in Rats. BioMed Research International. 2015, 753210 (2015).
- Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K., Chow, B. K. Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice. Journal of Visualized Experiments. (121), e55293 (2017).
- Rockman, H. A., et al. Molecular and physiological alterations in murine ventricular dysfunction. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91, 2694-2698 (1994).
- Reddy, S., et al. miR-21 is associated with fibrosis and right ventricular failure. JCI Insight. 2, (2017).
- Kusakari, Y., et al. Impairment of Excitation-Contraction Coupling in Right Ventricular Hypertrophied Muscle with Fibrosis Induced by Pulmonary Artery Banding. PLoS ONE. 12, e0169564 (2017).
- Hu, J., Sharifi-Sanjani, M., Tofovic, S. P. Nitrite Prevents Right Ventricular Failure and Remodeling Induced by Pulmonary Artery Banding. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 69, 93-100 (2017).
- Hemnes, A. R., et al. Testosterone negatively regulates right ventricular load stress responses in mice. Pulmonary Circulation. 2, 352-358 (2012).
- Mendes-Ferreira, P., et al. Distinct right ventricle remodeling in response to pressure overload in the rat. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 311, H85-H95 (2016).
- Razavi, H., et al. Chronic effects of pulmonary artery stenosis on hemodynamic and structural development of the lungs. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 304, L17-L28 (2013).
- Tarnavski, O., et al. Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies. Physiological Genomics. 16, 349-360 (2004).
- Jessen, L., Christensen, S., Bjerrum, O. J. The antinociceptive efficacy of buprenorphine administered through the drinking water of rats. Laboratory Animals. 41, 185-196 (2007).
- Haddad, F., Doyle, R., Murphy, D. J., Hunt, S. A. Right ventricular function in cardiovascular disease, part II: pathophysiology, clinical importance, and management of right ventricular failure. Circulation. 117, 1717-1731 (2008).
- Bosch, L., et al. Right ventricular dysfunction in left-sided heart failure with preserved versus reduced ejection fraction. European Journal of Heart Failure. 19, 1664-1671 (2017).
- Sianos, G., et al. Recanalisation of chronic total coronary occlusions: 2012 consensus document from the EuroCTO club. EuroIntervention: Journal of EuroPCR in Collaboration with the Working Group on Interventional Cardiology of the European Society of Cardiology. 8, 139-145 (2012).
- Bardaji, A., Rodriguez-Lopez, J., Torres-Sanchez, M. Chronic total occlusion: To treat or not to treat. World Journal of Cardiology. 6, 621-629 (2014).
- Choi, J. H., et al. Noninvasive Discrimination of Coronary Chronic Total Occlusion and Subtotal Occlusion by Coronary Computed Tomography Angiography. JACC. Cardiovascular Interventions. 8, 1143-1153 (2015).
- Danek, B. A., et al. Effect of Lesion Age on Outcomes of Chronic Total Occlusion Percutaneous Coronary Intervention: Insights From a Contemporary US Multicenter Registry. The Canadian Journal of Cardiology. 32, 1433-1439 (2016).
- Savai, R., et al. Pro-proliferative and inflammatory signaling converge on FoxO1 transcription factor in pulmonary hypertension. Nature Medicine. 20, 1289-1300 (2014).
- Zhiyu Dai, P., et al. Endothelial and Smooth Muscle Cell Interaction via FoxM1 Signaling Mediates Vascular Remodeling and Pulmonary Hypertension. American Journal of Respiratory and Critical. 198, 788-802 (2018).
- Hill, M. R., et al. Structural and mechanical adaptations of right ventricle free wall myocardium to pressure overload. Annals of Biomedical Engineering. 42, 2451-2465 (2014).
- Poirier, N. C., Mee, R. B. Left ventricular reconditioning and anatomical correction for systemic right ventricular dysfunction. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. Pediatric Cardiac Surgery Annual. 3, 198-215 (2000).
- Wei, X., et al. Myocardial Hypertrophic Preconditioning Attenuates Cardiomyocyte Hypertrophy and Slows Progression to Heart Failure Through Upregulation of S100A8/A9. Circulation. 131, 1506-1517 (2015).
- Zakliczynski, M., et al. Mechanical circulatory support is effective to treat pulmonary hypertension in heart transplant candidates disqualified due to unacceptable pulmonary vascular resistance. Kardiochirurgia i Torakochirurgia Polska (Polish Journal of Cardio-Thoracic Surgery). 15, 23-26 (2018).
- De Santo, L. S., et al. Pulmonary artery hypertension in heart transplant recipients: how much is too much? European Journal of Cardio-Thoracic Surgery: Official Journal of the European Association for Cardio-Thoracic Surgery. 42, 864-870 (2012).
- Cheng, X. L., et al. Prognostic Value of Pulmonary Artery Compliance in Patients with Pulmonary Arterial Hypertension Associated with Adult Congenital Heart Disease. International Heart Journal. 58, 731-738 (2017).
- Egemnazarov, B., et al. Pressure Overload Creates Right Ventricular Diastolic Dysfunction in a Mouse Model: Assessment by Echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 28, 828-843 (2015).
- Jang, S., et al. Biomechanical and Hemodynamic Measures of Right Ventricular Diastolic Function: Translating Tissue Biomechanics to Clinical Relevance. Journal of the American Heart Association. 6 (9), e006084 (2017).
