Summary
Denne protokollen detaljer en prosedyre der menneskelige neuronal kulturer er transduced med lentiviral konstruerer koding for mutant menneskelig tau. Transduced kulturer vise tau aggregater og tilhørende patologi.
Abstract
Avvikende aggregering av protein tau er pathogenically involvert i en rekke nevrodegenerative sykdommer, inkludert Alzheimers sykdom (AD). Selv om musemodeller av tauopathy har gitt en verdifull ressurs for å undersøke nevrotoksiske mekanismer for aggregert tau, blir det stadig tydeligere at, på grunn av interspecies forskjeller i nevrofysiologi, er musen hjernen uegnet for modellering av den menneskelige tilstand. Fremskritt i cellekultur metoder har gjort menneskelige neuronal kulturer tilgjengelig for eksperimentell bruk in vitro og har hjulpet i utviklingen av neurotherapeutics. Men til tross for tilpasning av menneskelig neuronal cellekulturer, in vitro modeller av menneskelig tauopathy er ennå ikke allment tilgjengelig. Denne protokollen beskriver en mobil modell av tau aggregering der menneskelige neurons er transduced med lentiviral-avledet vektorer som koden for pathogenically mutert tau smeltet til et gult fluorescerende protein (YFP) reporter. Transduced kulturer produserer tau aggregater som flekken positivt for thioflavin og vise markører for nevrotoksisitet, slik som redusert axonal lengde og økt lysosomal volum. Denne prosedyren kan være en nyttig og kostnadseffektiv modell for å studere menneskelig tauopathies.
Introduction
Patologisk aggregering av mikrotubulinettverket-assosiert protein tau er et definerende trekk ved mange nevrodegenerative sykdommer, inkludert AD, frontotemporal demens (FTD), pick ' s sykdom, og progressiv supranuclear parese (PSP)1. I en nondiseased tilstand, tau binder seg til og stabiliserer mikrotubulinettverket filamenter i neuronal axons2. Men, sykdom-assosiert hyperphosphorylation av tau fremmer tau aggregering, dissosiasjon fra mikrotubuli, og neuronal toksisitet3. Den toksiske effekter av aggregert tau kan innebære avvikende aktivering av kolinerge4 og glutamatergic reseptorer5 resulterer i feilregulering av intracellulære kalsium og, til slutt, celle død. I dyremodeller, reduksjon av hjernen tau forbedrer patologi i AD mus6 og i musemodeller av repeterende milde traumatisk hjerneskade7.
Montering bevis viser at strukturen og bindende affinitet av mus-avledet tau er forskjellig fra menneske-avledet tau og at musen tau er uegnet for modellering menneskelig tauopathies8. Men menneskelige celle tauopathy modeller er ikke allment kommersielt tilgjengelig. Det overordnede målet med dette arbeidet er å beskrive en in vitro modell av tau aggregering der menneskelige neurons er transduced med lentiviral-avledet vektorer som inneholder mutant menneskelige tau konstruksjoner9. Tau aggregat forårsaker lentiviral konstruerer koder for tau gjenta domenet harboring P301L og V337M mutasjoner smeltet til en YFP reporter (tau-RDLM-YFP) mens kontroll konstruerer kode for Wild-type (WT) tau gjenta domenet smeltet til en YFP reporter (tau-WT-YFP). Neuronal kulturer transduced bruker denne metoden uttrykke omtrent ni ganger mer tau enn nontransduced kulturer. Selv om mengden tau uttrykk overexpressed er omtrent lik mellom tau-RDLM-YFP-og tau-WT-YFP-transduced celler, bare neurons transduced med tau-RDLM-YFP display aggregater. Kulturer transduced med tau-RDLM-YFP flekken positivt for thioflavin og vise reduksjoner i axonal lengde og Synaptic tetthet. Derfor kan denne cellulære modellen være et nyttig verktøy for å studere tau aggregering in vitro.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. utarbeidelse av media og reagenser
- Tine kjelleren membranen matrise belegg for kultur plater ved 4 ° c (ikke la kjelleren membran matrise å varme opp eller det vil stivne). Lag 1 mL alikvoter og oppbevar dem ved-20 ° c eller-70 ° c.
- Rekonstituer grunnleggende Fibroblast vekstfaktor (bFGF) i sterilt fosfat-bufret saltvann (PBS) ved 10 μg/mL og gjør 10 μL alikvoter. Oppbevar dem ved 4 ° c.
- Til en ny, uåpnet, 500 mL flaske DMEM/F12 med glutamin, tilsett B27 (10 mL), N2 (5 mL), og penicillin-Streptomycin (5 mL). Sett 50 mL av NSC-mediene i et konisk rør og tilsett 10 μL av 10 μg/μL (2 μg/mL endelig) bFGF. Oppbevar NSC (+) bFGF-mediet ved 4 ° c.
- For å lage (-) bFGF medier, bruk den samme oppskriften som beskrevet i trinn 1,3, men ikke Legg til bFGF. Dette mediet vil bli brukt til å differensiere NSCs til neurons og for å opprettholde neuronal kulturer etter differensiering.
2. Lentiviral konstruksjoner
Merk: Før du begynner arbeidet med lentiviral konstruksjoner, sikre at laboratoriet er godkjent for bruk biosafety Level-2 (BSL-2) agenter. Videre må BSL-2 kultur hetter, personlig verneutstyr (PPE) og avhendings metoder brukes når du arbeider med lentiviral vektorer.
- Skaff tau konstruksjoner pakket inn i lentivirus fra en foretrukket kilde (se Sanders et al.10 for å konstruere informasjon).
3. dyrking Human neural stamceller
Merk: NSCs er vanligvis seeded på 100000-150000 celler/cm2 og mest kommersielt tilgjengelige NSCs selges som 1 x 106 celler/hetteglass. Denne protokollen har blitt optimalisert for 10 cm cellekultur retter (selv om andre størrelser av retter kan brukes); Derfor, hvis kommersielt tilgjengelige NSCs blir brukt, kan NSCs må utvides ved først å være kultivert i seks-brønn retter for å resultere i nok celler til å frø 10 cm retter. Denne protokollen kan alternativt tilpasses for en rekke cellekultur parabol størrelser (men det inneholder ikke instruksjoner for passaging NSCs som disse protokollene er tilgjengelig andre steder11,12).
-
For utarbeidelse av cellekultur plater, fjerne en alikvot av frossen kjeller membran matrise belegg for cellekultur plater og la den tine ved 4 ° c (alikvoter kan plasseres ved 4 ° c over natten dagen før cellene skal seeded). Tilsett 385 μL av matrise belegg av kjeller membran til 5 mL DMEM/F12 Media + penicillin-Streptomycin.
Merk: 5 ml DMEM/F12 Media + penicillin-Streptomycin er nok til å belegge en enkelt 10 cm parabol (1 ml av denne kjelleren membran matrise belegg løsningen er tilstrekkelig til å belegge en brønn av en seks-brønn parabolen). Alternativt, hvis cellene skal være faste og immunostained, eller beiset for thioflavin, kultur celler på glass coverslips i 24-brønn kultur retter.- Hold Media og matrise belegg kaldt før og mens du legger dem til kultur retter. Tilsett kjeller membranen Matrix belegg til kultur retter og Legg rettene i en inkubator (ved 37 ° c) for 1 t. For optimalt belegg, ikke ruge kjelleren membran matrise for mer enn eller mindre enn 1 t. Etter 1 time, aspirer i kjelleren membranen matrise belegg fra cellen kulturer retter. Sørg for at dette sammenfaller med NSCs være klar til å bli belagt.
Merk: Hvis celler ikke blir tint fra frosne aksjer, hopper du over trinn 3,2 og fortsetter med trinn 3,3.
- Hold Media og matrise belegg kaldt før og mens du legger dem til kultur retter. Tilsett kjeller membranen Matrix belegg til kultur retter og Legg rettene i en inkubator (ved 37 ° c) for 1 t. For optimalt belegg, ikke ruge kjelleren membran matrise for mer enn eller mindre enn 1 t. Etter 1 time, aspirer i kjelleren membranen matrise belegg fra cellen kulturer retter. Sørg for at dette sammenfaller med NSCs være klar til å bli belagt.
- Hvis cellene blir tint fra frosne NSC-aksjer, ta et hetteglass med frosne celler og varm den i et vannbad oppvarmet til 37 ° c ved å flytte hetteglasset frem og tilbake i vannet. Når tint, spray hetteglasset med 70% etanol og plasser den i en cellekultur hette. Overfør cellene til ~ 10 mL DMEM/F12 + penicillin-Streptomycin Media og sentrifuger røret ved romtemperatur ved 1 000 x g i 5 min. aspirer mediet og resuspend CELLENE i NSC-mediene.
- Fortynne cellene i NSC-medier for å oppnå riktig seeding tetthet for cellekultur fartøyet som brukes.
Merk: For eksempel, hvis NSCs blir belagt på en seks-brønn plate-en brønn på en seks-brønn kultur parabolen har en overflateareal på 9 cm2-900 000 til 1 350 000 celler er nødvendig for å frø. Så, ett hetteglass som inneholder 1 000 000 celler kan være resuspendert i 2 mL av media og lagt til en enkelt brønn av en seks-godt parabolen. - Legg nok celler suspendert i NSC Media til frø kjelleren membran matrise-belagt kultur retter (100 000 til celler/cm2) og endre Media annenhver dag (Hvis du bruker en frossen lager, endre Media dagen etter plating og annenhver dag etterpå). Dyrke cellene til de er 75%-80% confluent.
Merk: Cellene vil sannsynligvis nå 75%-80% samløpet kort tid etter plating, men dette kan ta lengre tid hvis frosne aksjer brukes. - Når NSCs er 75%-80% confluent, begynner neuronal differensiering ved å fjerne NSC (+) bFGF Media og erstatte den med NSC (-) bFGF Media. Kultur cellene i dette mediet (erstatte Media annenhver dag) i minst 4 uker.
Merk: Cellene vil fortsette å dele i noen dager etter tilbaketrekking av bFGF; Derfor kan celler nå 90 – 100% samløpet. Etter dyrking i 4 uker, vil cellene ha oppnådd en neuronal skjebne og vil være klar for behandling av lentivirus.
4. Transduction og vedlikehold av neuronal kulturer
- Å overfører neurons med lentivirus, bruk en titer greven av 3,4 x 105 transducible enheter/celle (en 100% confluent 10 cm parabolen vil inneholde ~ 10 000 000 neurons). Fortynne transducible enheter til den nødvendige konsentrasjonen i cellekultur Media og legge dem til cellene (bruk det normale volumet av medier for cellen kultur parabolen). To dager etter at lentivirus er lagt til, vask cellene 1x med friskt (-) bFGF Media (uten lentivirus) og Fortsett dyrking i (-) bFGF Media som vanlig.
- For post-lentiviral behandling, fôrer transduced neurons ved å endre cellen kultur Media ([-] bFGF Media) annenhver dag. Oppretthold cellene for ~ 8 uker etter Transduction. Visualiser cellene under et lett mikroskop for å sikre levedyktighet.
Merk: Sparseness eller dendrittiske brudd er tegn på at cellene ikke lenger er levedyktig.
5. Imaging av celler
-
Live-celle-avbildning
- Etter Transduction (4 dager etter tilsetning av lentivirus), observere YFP signaler under et fluorescerende mikroskop i stand til live-celle Imaging. Ta cellen kulturen retter ut av inkubator og sørge for at kultur brønnene forblir sterile ved å holde lokket på toppen av kulturen retter. Visualiser cellene ved hjelp av et 10x mål med en eksitasjon bølgelengde på ~ 514 NM og et utslipps filter på ~ 527 NM.
Merk: Aggregater er vanligvis synlige i transduced cellekulturer 6 – 8 dager etter påføring av lentivirus.
- Etter Transduction (4 dager etter tilsetning av lentivirus), observere YFP signaler under et fluorescerende mikroskop i stand til live-celle Imaging. Ta cellen kulturen retter ut av inkubator og sørge for at kultur brønnene forblir sterile ved å holde lokket på toppen av kulturen retter. Visualiser cellene ved hjelp av et 10x mål med en eksitasjon bølgelengde på ~ 514 NM og et utslipps filter på ~ 527 NM.
-
Fixed-celle farging (β-tubulin III merking og thioflavin farging)
- For å fikse cellene i paraformaldehyde (PFA), Fjern kultur mediene fra transduced neurons dyrket på glass coverslips. Vask cellene 1x med PBS, Fjern vasken og tilsett 300 – 500 μL (Hvis du bruker 24-brønn plater) på 4% PFA (fortynnet i PBS) til coverslips i 20 min ved romtemperatur. Fjern PFA og vask coverslips 2x med PBS.
- Forbered en blokkering løsning bestående av PBS, 3% storfe serum albumin (BSA), og 0,3% Triton X-100. Tilsett 300 – 500 μL av oppløsningen på brønnene og ruge coverslips i 2 timer ved 4 ° c. Etter 2 h, fortynne primære antistoffer (ved en antistoff konsentrasjon av 1:500) i blokkerende løsning og tilsett 300 – 500 μL av primær antistoff løsning til hver brønn. Plasser platen på en rocking eller roterende plattform (ved lav hastighet) over natten ved 4 ° c.
- Neste dag, fjerne den primære antistoff løsning og vaske coverslips 3x for 5 min hver med PBS. Fortynne sekundære antistoffer i en blokkerings buffer løsning (ved en konsentrasjon på 1:1000) og legge til sekundær antistoff løsning i hver brønn. Velg riktig sekundært antistoff ved hjelp av et fluorescerende merke som ikke overlapper med YFP-signalet (CY-3, for eksempel). Ruge cellene i romtemperatur i 2 timer på en rocking eller roterende plattform. Etter 2 timer, Fjern den sekundære antistoff oppløsningen og vask coverslips 3x i 10 minutter hver med PBS.
- Vask coverslips i dobbelt deionisert vann (DDW) i 10 min. Fjern DDW og tilsett 300 μL/brønn av 0,015% thioflavin-S fortynnet i 50% etanol i 10 min. Fjern thioflavin løsningen og vask coverslips 2x for 4 min hver med 50% etanol, etterfulgt av en 4 min vask med 30% etanol og to vasker for 5 min hver med 30% etanol. Vask coverslips 1x med DDW før montering.
Merk: Thioflavin farging beskrevet i trinn 5.2.4 er valgfri. - Hvis du vil montere coverslips på glass lysbilder, plasserer du en enkelt dråpe monterings medier på "+"-siden av et glass lysbilde. Fjern all væske fra brønnen som inneholder glasset dekkglass og, ved hjelp av fine tang, forsiktig fjerne glasset dekkglass, holde styr på hvilken side har den kultivert celler.
- Trykk forsiktig på kanten av dekkglass mot en Kimwipe for å fjerne overflødig fuktighet. Fortsatt gripende dekkglass med fin tang, berører kanten (med cellen side vendt mot dråpe av montering Media) av dekkglass til montering Media, og deretter forsiktig plassere dekkglass på montering Media (plassere kultivert cellene i montering og sandwiching dem mellom dekkglass og glassdekselet). La monterings mediene herde i 30 minutter før bildebehandling. Lysbildene kan lagres ved-20 ° c for fremtidig bruk.
- Image cellene ved hjelp av et fluorescerende mikroskop og de riktige eksitasjon/utslipp Spectra (YFP = ~ 514/527 NM, CY-3 = ~ 555/568 NM, og thioflavin S = ~ 390/426 NM).
6. valgfrie metoder
- Hver 2 dager, samle betinget Media fra kulturer og lagre det på-20 ° c for fremtidige analyser av tau arter utgitt av kulturer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Tau-RDLM-YFP-transduced neurons ble fluorescensmerkete merket med YFP, og RDLM-transduced kulturer vises aggregater etter Transduction. Disse inkluderinger farget positivt for thioflavin (figur 1). Som figur 1 demonstrerer, denne protokollen produserer neuronal kulturer som viser thioflavin-positive tau aggregater. For innledende eksperimenter, anbefales det at neuronal differensiering er bekreftet av immunolabeling den Nevron-spesifikke markør β-tubulin III i kulturer. Viktigere, fluorescensmerkete Tagged sekundære antistoffer bør ha en eksitasjon/utslipp spektrum som ikke overlapper med at av YPF (Cy3, for eksempel). Selv om gult fluorescerende tau aggregater vil være synlig i fravær av farging, bør thioflavin også brukes for bildebehandling for å bekrefte at fluorescerende signalet er aggregert tau og ikke mobilnettet rusk. I tillegg inkluderer ikke eksemplet i figur 1 DAPI farging for å merke celle kjernene som eksitasjon/utslipp av DAPI overlapper med Thioflavin-S; alternative kjerner flekker bør brukes med thioflavin-S hvis ønskelig.
Figur 1: Thioflavin farging av transduced kulturer. Neurons transduced med tau-RDLM-YFP lentivirus ble fikset og immunolabeled med Nevron-spesifikke markør β-tubulin III (rød). I tillegg, tau aggregater (YFP signal i grønt) ble beiset for thioflavin (blå). Skala bars = 25 μm. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne protokollen beskriver generering av en in vitro modell av menneskelig tauopathy som viser sølv-beis-positive aggregater og thioflavin-positive neurofibrillary floker (NFTs). Videre transduced celler viser tau-indusert patologi som morfologiske defekter, redusert synaptogenesis, og en økt lysosomal volum. Den største fordelen med denne protokollen er at det gir en tilgjengelig og kostnadseffektiv modell av neuronal tauopathy, som kan brukes til narkotika screening studier, samt for analyse av tau toksisitet. Denne modellen fyller et materiale behov i nevrodegenerative forskning som menneskelige tauopathy cellelinjer er ennå ikke allment tilgjengelig og bruk av transgene tau fra mus-avledet neurons krever dyr avl og er begrenset på grunn av forskjeller i neuronal egenskaper mellom arter.
I tillegg til de som er nevnt ovenfor, er det en rekke kritiske trinn for suksessen til denne prosedyren. Først, sørg for at riktig viral titer brukes fordi hvis viral titer er for lav, kulturer vil ikke danne aggregater. For det andre, sørg for at NSC-kulturer er skikkelig vedlikeholdt og ikke overstiger ~ 80% samløpet. Overvekst av NSCs vil forårsake for tidlig differensiering. Sist, vent en full 4 uker for neuronal kulturer å differensiere etter uttak av bFGF Media fra NSCs. Denne varigheten er nødvendig for å sikre modning av neurons.
Selv om prosedyren beskrevet ovenfor er en effektiv metode for å produsere en in vitro tauopathy modell, er det noen begrensninger knyttet til denne protokollen. Først som beskrevet tidligere, denne metoden produserer NFTs i humant indusert pluripotent stilk cellen-avledet neurons men ikke i rotte embryonale (E18)-avledet neurons. Aften etter benytter tre timene flere virus å overfører rotten neurons enn var anvendt for Human neurons, gnager cellen kulturen være igjen negativ for thioflavin flekk, hvilke foreslår det denne metoden kan ikke være omarbeidet for gnager kulturen. Forskjellene mellom transduced muse celler og menneskelige neurons kan skyldes økt tilbøyelighet av menneskelig tau mot aggregering13. Den andre begrensningen av denne prosedyren er at selv om tau aggregater dannes i kulturer, endringer i tau fosforylering mellom tau-RDLM-transduced celler og tau-WT-YFP-transduced kulturer ble undetectable bruke protein PHF-1 (som oppdager tau fosforylert på ser 396/ser 404) og CP13 antistoffer (som oppdager tau fosforylert på ser 202). Disse funnene tyder på at tau aggregering i tau-RDLM-YFP kulturer på grunn av P301L og V337M innebærer en mekanisme som er uavhengig av hyperphosphorylation, eller nivået av endogene tau fosforylering er under synlig nivå ved immunoblot. På grunn av mangelen på forskjeller i PHF-1 og CP13 immunoreactivity mellom tau-RDLM-YFP og tau-WT-YFP kulturer, er det uklart om denne modellen ville være nyttig for studier analysere effekten av tau kinase/fosfatase aktivitet på patologi. Men både PHF-1 og CP13-antistoffer anerkjenner områder utenfor gjentakelses domenet harboring mutasjoner; Derfor, ytterligere antistoffer reist mot ulike tau fosforylering nettsteder kan være nyttig for fremtidige studier.
I tillegg til cellekultur analyser, kan denne modellen være et verdifullt verktøy for studier utover celle kulturen paradigmet. For eksempel, exosomes isolert fra Media av transduced celler inneholder giftige tau arter. Exosomes er små sekretoriske blemmer løslatt fra nesten hver celle type, og Exosomes har vært innblandet i tau forplantning14. Tau-RDLM neuronal exosomes inneholder menneskelige tau som er synlig ved Western Blot9, og disse exosomes er tilstrekkelig til å produsere tau inkluderinger i naiv mus hjernen. Disse inkluderinger er immunoreactive for antistoffer spesifikke for menneskelig tau (K9JA), men det er uklart om det er inkluderinger inkluderer aggregert mus tau. Funnet beskrevet her at prosedyren ikke produserer thioflavin-positive flekker aggregater i gnager neurons tyder på at inkluderinger observert i musen hjernen er sammensatt utelukkende av menneskelig tau, selv om fremtidige studier er nødvendig for å bekrefte sammensetningen av in vivo-innskudd.
Gitt den åpenbare rollen som exosome-avledet tau i tauopathies, modellen beskrevet her kan være en nyttig ressurs for å undersøke rollen til exosome i formidling tau-indusert neurodegeneration. Som konklusjon, denne prosedyren produserer en in vitro modell av menneskelig tauopathy som har betydelige fordeler fremfor transgene mus neuronal systemer og kan benyttes for en rekke prekliniske analyser.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Forfatterne vil gjerne takke Dr. Peter Davies ved Albert Einstein College of Medicine for å forsyne PHF-1 og CP13 antistoffer og Dr. Marc Diamond ved University of Texas, Southwestern, for å gi tau konstruksjoner. Dette arbeidet ble støttet av tilskudd fra Alzheimer ' s Association (NIRG-14-322164) til S.H.Y. og fra California Institute for regenererende Medicine (TB1-01193) til P.R.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10 cm culture dishes | Thermofisher | 12556002 | |
| 15 mL tubes | Biopioneer | CNT-15 | |
| 16% paraformaldehyde | Thermofisher | 50-980-487 | |
| 24 well culture plates | Thermofisher | 930186 | |
| 50 mL tubes | Biopioneer | CNT-50 | |
| 70% ethanol in spray bottle | Various sources | NA | |
| B27 supplement | Thermofisher | 17504044 | |
| Basement membrane matrix (Matrigel) | Corning | 356231 | |
| Basic FGF | Biopioneer | HRP-0011 | |
| Bovine serum albumin | Sigma | A7906 | |
| Cell culture incubator | Various sources | NA | |
| Centrifuge | Various sources | NA | |
| DMEM-F12 culture media with glutamine | Thermofisher | 10565042 | |
| Ethanol (50% concentration or higher) | Various sources | NA | |
| Flourescently labeled secondary antibodies | Various Sources, experiment dependent | NA | |
| Fluorescent microscope | Various sources | NA | |
| Glass coverslips | Thermofisher | 1254581 | |
| Glass slides | Thermofisher | 12-550-15 | |
| Human neural stem cells | Various sources | NA | |
| Lentiviral vectors | Various sources | custom order | |
| Mounting media | Thermofisher | P36934 | |
| N2 supplement | Thermofisher | 17502048 | |
| Penicillin-Streptomycin | Thermofisher | 15140122 | |
| Phosphate buffered saline | Thermofisher | 14190250 | |
| Primary antibodies | Various Sources, experiment dependent | NA | |
| Rocking or rotating platform | Various sources | NA | |
| Sterile cell culture hood | Various sources | NA | |
| Thioflavin S | Sigma | T1892-25G | |
| Triton X-100 | Thermofisher | BP151-100 | |
| Water bath | Various sources | NA |
References
- Rojas, J. C., Boxer, A. L. Neurodegenerative disease in 2015: Targeting tauopathies for therapeutic translation. Nature Reviews Neurology. 12 (2), 74-76 (2016).
- Kadavath, H., et al. Tau stabilizes microtubules by binding at the interface between tubulin heterodimers. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (24), 7501-7506 (2015).
- Wang, Y., Mandelkow, E. Tau in physiology and pathology. Nature Reviews Neurology. 17 (1), 5-21 (2016).
- Gomez-Ramos, A., et al. Characteristics and consequences of muscarinic receptor activation by tau protein. European Neuropsychopharmacology. 19 (10), 708-717 (2009).
- Warmus, B. A., et al. Tau-mediated NMDA receptor impairment underlies dysfunction of a selectively vulnerable network in a mouse model of frontotemporal dementia. Journal of Neuroscience. 34 (49), 16482-16495 (2014).
- DeVos, S. L., et al. Tau reduction in the presence of amyloid-beta prevents tau pathology and neuronal death in vivo. Brain. 141 (7), 2194-2212 (2018).
- Cheng, J. S., et al. Tau reduction diminishes spatial learning and memory deficits after mild repetitive traumatic brain injury in mice. PLOS ONE. 9 (12), e115765 (2014).
- Ando, K., et al. Accelerated human mutant tau aggregation by knocking out murine tau in a transgenic mouse model. The American Journal of Pathology. 178 (2), 803-816 (2011).
- Reilly, P., et al. Novel human neuronal tau model exhibiting neurofibrillary tangles and transcellular propagation. Neurobiology of Disease. 106, 222-234 (2017).
- Kfoury, N., Holmes, B. B., Jiang, H., Holtzman, D. M., Diamond, M. I. Trans-cellular Propagation of Tau Aggregation by Fibrillar Species. The Journal of Biological Chemistry. 287 (23), 19440-19451 (2012).
- Yuan, S. H., et al. Cell-surface marker signatures for the isolation of neural stem cells, glia and neurons derived from human pluripotent stem cells. PLOS ONE. 6 (3), e17540 (2011).
- Marchenko, S., Flanagan, L. Passaging human neural stem cells. Journal of Visualized Experiments. (7), e263 (2007).
- Lathuiliere, A., et al. Motifs in the tau protein that control binding to microtubules and aggregation determine pathological effects. Scientific Reports. 7 (1), 13556 (2017).
- Asai, H., et al. Depletion of microglia and inhibition of exosome synthesis halt tau propagation. Nature Neuroscience. 18 (11), 1584-1593 (2015).
