Summary

Идентификация и вскрытие различных мышь жировые склады

Published: July 11, 2019
doi:

Summary

Адипоциты существуют в дискретных складах и играют различные роли в своей уникальной микросреде. По мере выявления региональных различий в характере и функциях адипоцитов стандартизированная идентификация и изоляция складов имеет решающее значение для развития этой области. В этом виде мы представляем подробный протокол для иссечения различных складов мыши.

Abstract

Адипозные ткани являются сложными органами с широким спектром функций, включая хранение и мобилизацию энергии в ответ на местные и глобальные потребности, разъединение метаболизма для генерации тепла, и секреция адипокин для регулирования гомеостаза всего тела и иммунных реакций. Новые исследования выявляют важные региональные различия в развитии, молекулярном и функциональном профилях адипоцитов, расположенных в дискретных складах по всему телу. Различные свойства складов имеют отношение к медицине, так как метаболические заболевания часто демонстрируют депо-специфические эффекты. Этот протокол предоставит следователям подробный анатомический атлас и руководство по вскрытию для воспроизводимой и точной идентификации и иссечения различных тканей ужировающих мышей. Стандартизированное вскрытие дискретных жировые отложенные склады позволит детально составить сравнение их молекулярных и метаболических характеристик и вклада в местные и системные патологические состояния при различных питательных и экологических условиях.

Introduction

Адипологические ткани играют важную роль в гомеостазе всего тела, включая хранение и высвобождение энергии в ответ на местные и глобальные потребности, терморегуляцию и секрецию адипокин для регулирования энергетического баланса, метаболизма и иммунных реакций1 , 2. Адипоциты распространяются по всему телу в дискретных депо, ав некоторых случаях служат специализированные роли в их микросреде 3,4,5. Исторически, изучение жировой ткани была сосредоточена на белой жировой ткани (WAT), и его роль в поддержании энергии гомеостаза. Большинство адипоцитов распространяются по всему телу в подкожных и висцеральных складах WAT. Характеристики этих складов важны для дифференциальной восприимчивости к метаболическим заболеваниям. Подкожные адипоциты, расположенные под кожей, были связаны с защитными метаболическими эффектами5. Висцеральные адипоциты, которые окружают жизненно важные органы и содержатся в гонаде, перирубальной, ретроперитонеальной, оментальной и перикардной депо, обычно связаны с нарушениями обмена веществ, включая диабет 2 типа и сердечно-сосудистые заболевания2 . Коричневые жировые ткани (БАТ) также были изучены широко. Коричневые и коричневые адипоциты выражают разъединение белка 1 (UCP1) и играют важную роль в адаптивном термогенезе и гомеостазе глюкозы6,7. Классические коричневые адипоциты содержатся в межпромбазе BAT8. Кластеры коричневых адипоцитов также встречаются в других местах, в том числе супраклавикулярных, инфра/подскапкулярных, шейных, парапозвоночных и периаортных складов8,9.

В дополнение к их расположению в крупных штатах WAT и BAT, адипоциты существуют в дискретных нишах по всему телу4,где они могут выполнять специализированные функции в пределах их соответствующих микросред. Например, жировая ткань костного мозга (BMAT) служит липидным резервуаром, является основным источником циркулирующего адипонектина и тесно взаимодействует с остеобластами, остеокластастами и гематопоитическими клетками10,11. Дермальные адипоциты способствуют широко распространенным процессам, включая заживление ран, иммунный ответ, терморегуляцию и рост волосяного фолликула12,13. Кроме того, эпикардиальные адипоциты могут производить несколько адипокин и хемокины, которые оказывают местное и системное воздействие на развитие и прогрессирование ишемической болезни сердца14. Расширение меж/внутримышечного ВАТ положительно коррелирует с повышенной ожирению, системной резистентностью к инсулину и снижением мышечной силы и подвижности15. Кроме того, поплитые адипоциты служат липидным резервуаром для лимфатического расширения во время инфекции16. Хотя конкретные роли различных суставных депо, как правило, неизвестны, Хоффа депо (инфрапателлар) в колене в настоящее время считается способствовать патологии, в том числе передние боли в колене и остеоартрит17.

В то время как региональные различия в характере и функции адипоцитов находятся в интенсивном изучении, в настоящее время эта область ограничена отсутствием стандартизированного протокола для идентификации и вскрытия различных складов мышей. Ранее опубликованные методы, как правило, описаны изоляции одного или двух конкретных складов и отсутствие уровня детализации, необходимого для равномерного иссечения18,19. Протокол, описанный в данной рукописи, содержит всеобъемлющее руководство по конкретным анатомическим местам и шагам изоляции различных складов мыши. Хотя склады WAT являются основным направлением этой рукописи, иссечение интерлопатулярного BAT также подробно описано. Адипогенные ткани, вырезанные с помощью этого протокола, могут быть использованы для широкого спектра экспериментальных конечных точек, включая экстраплантные исследования, гистологию и анализ экспрессии генов.

Цель этой рукописи заключается в предоставлении следователям подробный протокол, чтобы четко и точно определить и изолировать как видные и менее изучены мыши жировой складов (Рисунок 1). Этот ресурс будет способствовать более полному исследованию развития, молекулярных и функциональных характеристик адипоцитов в различных нишах.

Figure 1
Рисунок 1: Схематическое изображение складов мыши, расчлененных в этом протоколе. Этот образ был адаптирован из Bagchi и др., 20184. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Protocol

Все процедуры для животных выполняются с одобрения Институционального комитета по уходу и использованию животных (IACUC) Мичиганского университета. 1. Эвтанизация ПРИМЕЧАНИЕ: Для целей этого видеопротокола используются мыши от 4 до 6 месяцев. П…

Representative Results

Успешная идентификация и изоляция различных складов мыши может быть достигнута с помощью протокола, описанного выше. Грубые анатомические расположения подкожных (A, E-F), коричневых (B), висцеральных (C, D, G-J) и поплитальных (K) складов показаны на рисунке 2.</p…

Discussion

Поскольку все шире признается важность разнообразных молекулярных и функциональных характеристик дискретных адипоцитных кластеров, крайне важно, чтобы исследователи в поле единообразно выявляли и высечивали склады жиров для дальнейшего анализа. На сегодняшний день существует неск?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

O.A.M. поддерживается грантами NIH DK062876 и DK092759; D.P.B. поддерживается Университетом Мичигана Медицинская программа подготовки ученых (T32GM0007863), Мичиганский университет Учебная программа в органогенезе (T32HD0007605), Мичиганский университет Rackham заслуги стипендий, и Tylenol будущего ухода стипендий.

Materials

10% neutral buffered formalin Fisher Scientific 22-110-869
24-well plates, untreated Sigma-Aldrich CLS3738
70% ethanol (dilute from 95%) Fisher Scientific 04-355-226
Dissecting forceps with curved tips VWR 89259-946
Dissecting pan Carolina Biological Supply Company 629004
Dissecting scissors (sharp/blunt tip) VWR 82027-588
Gauze sponges Vitality Medical 2634 Curity 4 x 4 inch gauze sponge, 12 ply
Handi-Pins for dissection Carolina Biological Supply Company 629132
Iris scissors (straight) VWR 470018-890
Isoflurane VetOne 501017
Scalpel VWR 100499-578 Feather scalpel handle with blade, disposable

References

  1. Cinti, S. The adipose organ at a glance. Disease Models & Mechanisms. 5 (5), 588-594 (2012).
  2. Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. What we talk about when we talk about fat. Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).
  3. Sanchez-Gurmaches, J., Guertin, D. A. Adipocyte lineages: tracing back the origins of fat. Biochimica et Biophysica Acta. 1842 (3), 340-351 (2014).
  4. Bagchi, D. P., Forss, I., Mandrup, S., MacDougald, O. A. SnapShot: Niche Determines Adipocyte Character I. Cell Metabolism. 27 (1), 264-264 (2018).
  5. Tchkonia, T., et al. Mechanisms and metabolic implications of regional differences among fat depots. Cell Metabolism. 17 (5), 644-656 (2013).
  6. Kajimura, S., Spiegelman, B. M., Seale, P. Brown and Beige Fat: Physiological Roles beyond Heat Generation. Cell Metabolism. 22 (4), 546-559 (2015).
  7. Frontini, A., Cinti, S. Distribution and development of brown adipocytes in the murine and human adipose organ. Cell Metabolism. 11 (4), 253-256 (2010).
  8. Zhang, F., et al. An Adipose Tissue Atlas: An Image-Guided Identification of Human-like BAT and Beige Depots in Rodents. Cell Metabolism. 27, 252-262 (2018).
  9. Sanchez-Gurmaches, J., Guertin, D. A. Adipocytes arise from multiple lineages that are heterogeneously and dynamically distributed. Nature Communications. 5, 4099 (2014).
  10. Li, Z., Hardij, J., Bagchi, D. P., Scheller, E. L., MacDougald, O. A. Development, regulation, metabolism and function of bone marrow adipose tissues. Bone. 110, 134-140 (2018).
  11. Scheller, E. L., Cawthorn, W. P., Burr, A. A., Horowitz, M. C., MacDougald, O. A. Marrow Adipose Tissue: Trimming the Fat. Trends in Endocrinology & Metabolism. 27 (6), 392-403 (2016).
  12. Alexander, C. M., et al. Dermal white adipose tissue: a new component of the thermogenic response. The Journal of Lipid Research. 56 (11), 2061-2069 (2015).
  13. Kruglikov, I. L., Scherer, P. E. Dermal Adipocytes: From Irrelevance to Metabolic Targets?. Trends in Endocrinology & Metabolism. 27 (1), 1-10 (2016).
  14. Iacobellis, G. Local and systemic effects of the multifaceted epicardial adipose tissue depot. Nature Reviews Endocrinology. 11 (6), 363-371 (2015).
  15. Addison, O., Marcus, R. L., LaStayo, P. C., Ryan, A. S. Intermuscular Fat: A Review of the Consequences and Causes. International Journal of Endocrinology. 2014, 1-11 (2014).
  16. Pond, C. M. Adipose tissue and the immune system. Prostaglandins, Leukotrienes, and Essential Fatty Acids. 73 (1), 17-30 (2005).
  17. Kloppenburg, A. I. -. F. M. An emerging player in knee osteoarthritis: the infrapatellar fat pad. Arthritis Research & Therapy. 15 (225), 1-9 (2013).
  18. Mann, A., Thompson, A., Robbins, N., Blomkalns, A. L. Localization, Identification, and Excision of Murine Adipose Depots. Journal of Visualized Experiments. (94), e52174 (2014).
  19. Casteilla, L., Cousin, B., Calise, D. Choosing an adipose tissue depot for sampling: factors in selection and depot specificity. Methods in Molecular Biology. 155, 1-22 (2008).
  20. de Jong, J. M., Larsson, O., Cannon, B., Nedergaard, J. A stringent validation of mouse adipose tissue identity markers. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 308 (12), E1085-E1105 (2015).
  21. Cinti, S. The adipose organ. Prostaglandins, Leukotrienes, and Essential Fatty Acids. 73 (1), 9-15 (2005).
  22. Parlee, S. D., Lentz, S. I., Mori, H., MacDougald, O. A. Quantifying size and number of adipocytes in adipose tissue. Methods in Enzymology. 537, 93-122 (2014).
  23. Scheller, E. L., et al. Region-specific variation in the properties of skeletal adipocytes reveals regulated and constitutive marrow adipose tissues. Nature Communications. 6, 7808 (2015).
  24. Scheller, E. L., et al. Use of osmium tetroxide staining with microcomputerized tomography to visualize and quantify bone marrow adipose tissue in vivo. Methods in Enzymology. 537, 123-139 (2014).
  25. Lukjanenko, L., Brachat, S., Pierrel, E., Lach-Trifilieff, E., Feige, J. N. Genomic profiling reveals that transient adipogenic activation is a hallmark of mouse models of skeletal muscle regeneration. PLoS One. 8 (8), e71084 (2013).
  26. Pagano, A. F., et al. Muscle Regeneration with Intermuscular Adipose Tissue (IMAT) Accumulation Is Modulated by Mechanical Constraints. PLoS One. 10 (12), e0144230 (2015).
  27. Khan, I. M., et al. Intermuscular and perimuscular fat expansion in obesity correlates with skeletal muscle T cell and macrophage infiltration and insulin resistance. International Journal of Obesity. 39 (11), 1607-1618 (2015).
  28. Sulston, R. J., et al. Increased Circulating Adiponectin in Response to Thiazolidinediones: Investigating the Role of Bone Marrow Adipose Tissue. Frontiers in Endocrinology. 7, 128 (2016).

Play Video

Cite This Article
Bagchi, D. P., MacDougald, O. A. Identification and Dissection of Diverse Mouse Adipose Depots. J. Vis. Exp. (149), e59499, doi:10.3791/59499 (2019).

View Video