Summary
在这里，我们提出一个协议，旨在使用化学遗传学工具操纵移植到早期产后小鼠皮层的皮质内祖细胞的活动。
Abstract
神经元发育受环境和遗传因素的复杂组合调节。评估每个组分的相对贡献是一项复杂的任务，在β-氨基丁酸（GABA）的内质内神经质（CIs）的发展方面尤其困难。CIs是大脑皮层中的主要抑制神经元，它们通过调节单个金字塔神经元的活动以及神经元集合的振荡行为，在神经元网络中起关键作用。它们产生于瞬态胚胎结构（中生和胆小龙-MGE和CGE），很难在子宫电穿孔方法中有效地瞄准使用。内神经元祖在正常胚胎发育期间迁移长距离，然后集成到皮质回路中。这种分散和集成到一个正在发展的网络的非凡能力可以通过将胚胎内神经元前体移植到产后早期宿主皮质中来劫持。在这里，我们提出了一个协议，允许使用焦点外体电穿孔对胚胎内代孕激素进行基因改造。这些工程的内神经元前体然后移植到产后早期宿主皮质，在那里他们将成熟成容易识别的CIs。该协议允许使用多种基因编码工具，或调节内神经祖细胞中特定基因表达的能力，以便研究遗传或环境变量对成熟和集成了 C。
Introduction
神经元网络的功能依赖于兴奋性投影神经元和抑制性内神经元的平衡补充的存在。虽然皮质内神经元（CIs）只占哺乳动物皮质中所有神经元的20%，但其数量或功能上的缺陷被认为在神经发育障碍1、2的发病机制中起着关键作用。对CI开发的研究具有挑战性，因为CI是在难以获取的瞬态胚胎结构中生成的，它们在到达宫内并发育成熟的解剖学和生理发育之前，会遵循一个漫长的切向迁移属性3。众所周知，基因和环境机制可以调节CI的发展，但事实证明，研究多种因素的相对贡献是很困难的。
在从5、6分离后代后，利用体外培养系统获得了CI开发的许多见解。这些方法的一大优点是有可能标记和基因修改分离的祖细胞，并详细跟踪其分化，以检测细胞自主变化。然而，这些方法无法提供有关发展中内神经元与活动网络之间相互作用的信息。我们已经通过将改性前体移植到产后早期皮层，调整了这些规程。从胚胎神经显质分离的内神经元祖在移植到皮层7、8时能够存活、分散和集成到宿主网络。这种方法已用于降低遗传小鼠模型中癫痫发作的严重程度，并已被提出作为一种可能的新疗法，治疗不同的神经发育障碍9，10。以前的协议描述了在移植11之前用病毒载体转导这些前体的过程。我们在这里描述的协议也允许对内神经元进行基因改造，但不需要创建病毒载体，只需要质粒DNA，这大大提高了它的灵活性。一些研究报告说，在子宫电穿孔中成功地在牛神经质（CGE）12中基因修饰内神经元祖细胞，但这种方法已经证明很难繁殖。
在具有代表性的结果部分，我们说明了这种方法的使用，以表达设计师药物（DREADDs13）在移植的CI中完全激活的设计师受体，我们在最近的出版物14中使用了这种方法。我们表示hM3D（Gq），一种基于人类胆碱能受体CHRM3的工程受体，除非它结合其特定的配体氯扎平-N-氧化物（CNO），否则不会影响神经元功能。CNO 管理选择性地触发 hM3D（Gq） 表达细胞的激活。我们用这种方法表明，细胞自主和瞬态去极化足以防止在发育14过程中CIs凋亡。结合不同的基因编码工具，该协议具有向上或向下调节基因表达的潜力，并在不同内神经元分化阶段可视化或操纵细胞活动。
Protocol
根据《联合王国动物（科学程序）法》（1986年）饲养和安置动物。
注：对于pCAGGs-hM3D（Gq）-IRES-RFP的生成，一个含有hM3D（Gq）序列的SalI-StuI片段从质粒50463（Addgene）中分离出来，并插入到表达载体pCAGGs-RFP（F.Guillemot的礼物）中。XhoI-EcoRV.
1. 小鼠胚胎皮质切片的制备
- 用适当的洗涤剂溶剂和70%乙醇（EtOH）溶液（H2 O）对实验室设备（如立体显微镜）和表面（如台面）进行消毒。
- 使用已高压灭菌的解剖工具，并始终保持在 100% EtOH 中。
- 在 50 mL 管中制备 3 个 20 mL 等分 4% 低凝胶温度甘蔗在 50 mL 管中，并将其保持在 55°C。
- 在妊娠13.5天或14.5天（胚胎日E13.5-E14.5）因宫颈脱位而牺牲怀孕小鼠。
- 用一把解剖剪刀，打开怀孕小鼠的腹部，取出子宫角（用胚胎），并把它们放入冰冷的Krebs溶液（表1），放入90毫米培养皿中。
- 用一对直的学生细钳，打开羊水囊，取出胚胎，并转移到新鲜的冰冷的Krebs溶液，在一个新的90毫米培养皿。从胚胎身体的其余部分分离小鼠胚胎大脑（前脑、中脑、后脑）。
- 从后脑中保存被解剖的大脑，将它们转移到冰冷的Krebs溶液中，放在一个新的90毫米培养皿中，并把它们放在冰上。
- 使用防水笔，在六个 35 mm 培养皿底部的中间表面绘制一条直线。
- 在37°C下放置一个4%的低凝胶甘蔗/PBS 20 mL等分5分钟。之后，在两个35毫米培养皿中立即将差10 mL放入两个35毫米培养皿中，并嵌入解剖的大脑。
注：嗅球应朝下（培养皿底部）。每个培养皿嵌入3-4个大脑，将它们对齐在以前绘制的直线上。在每个大脑之间留出 3⁄5 mm 的空间。 - 重复步骤1.8和1.9，直到所有解剖的大脑都嵌入。
- 将嵌入的大脑置于4°C，以便凝固角力，随后将三个大脑雕刻成一个大小和方向合适的块。
注：在大脑样本的边缘周围留出大约 3 毫米。改变大脑的方向，把嗅球放在顶部。 - 将块粘在微体基体表面，并使用手术刀片切开整个块的底部，在每个两个大脑之间，以创建3个独立的块（每个包含一个大脑的迷你块）。
- 使用振动刀片微孔将块在冰冷的Krebs溶液中切成250μm厚的切片。
- 用弯曲的平端微刮片只收集含有中联或牛角的切片（MGE或CGE;图 1）并单独将它们转移到滤膜上（直径13微米，孔径8.0微米），漂浮在聚苯乙烯中心孔培养皿（60毫米x15毫米）中最小必需介质（MEM，表1）。
- 将盘子置于CO2组织培养培养箱中，在37°C下，1小时，并准备进行聚焦电穿孔。
2. 急性脑切片电穿孔
- 在开始电穿孔程序之前，在 100 mm 培养皿中制备 50 mL 的 1% 甘蔗凝胶。将胶胶留在室温 （RT） 下凝固约 30 分钟。
- 准备微小的角质角柱（1 毫米直径和 10 毫米长度），用玻璃移液器打孔（225 mm 长度;2 mL 容量），并将其转移到冰冷的 Krebs 溶液中。
注：一个适合 2 mL 移液器的橡胶滴管灯泡连接到移液器上，通过按下，可以将柱从玻璃移液器释放到 Krebs 溶液中。 - 用手术刀片，切割两种大小的小甘蔗块：一个适合电极表面的小块（见下文）和一个较大的块，用作执行焦点DNA注射到脑切片的基础。在冰冷的克雷布斯溶液中转移角质草块。
- 准备焦分注射和急性电穿孔的设置（图2）。
注：对于喷射，需要以下设备：1） 明亮的现场解剖立体显微镜，2） 气动皮泵喷油器，3） 微操作器，4） 磁性支架，5） 钢底板。对于急性切片电穿孔，需要以下设备：1） 一方铂 10 mm 培养皿电极，2） 一方铂 10 mm 盖电极，3） 微操作器，4） 电孔。 -
焦点DNA注射
- 制备表达载体的DNA混合物：pCAGG-IRES-GFP（对照载体）+pCAG-hM3D（Gq）-IRES-RFP，每个载体的浓度为1微克/μL，并在1/10稀释中加入快速绿色溶液（库存25mg/mL）。
- 用10μL的DNA混合物填充拉玻璃微液器（0.5毫米内径和1毫米外径），并将少量（在25-50 nL范围内）注入切片的选定区域（MGE/CGE）（图1和图2）。
-
急性电穿孔
注：电穿孔应在焦点DNA注射后立即进行。- 将小甘蔗糖块放在培养皿电极上，借助平端微刮刀将角糖柱连接到移动盖电极。
- 将带有支撑膜的切片转移到胶原体块上，并将带有甘蔗柱的顶部电极放在切片的选定区域 （MGE/CGE） 的顶部。
注：125 V 的充电电压（两个脉冲各 5 ms，间隔 500 ms）将产生成功的电穿孔（图 3）。
- 电穿孔后，将切片及其支撑膜放入培养皿中，并将菜转移到CO2组织培养培养箱中，温度为37°C。
- 1小时后，将MEM培养基交换为适合初级神经元培养的基本介质（神经元基本介质;表 1）并孵育切片过夜，约18-24小时。
3. 细胞移植物的制备
- 检查所有切片的电穿孔效率。仅选择可观察到可接受数量的荧光细胞的切片（图3）。
注：电穿孔约30片/每个实验，以获得适当数量的细胞进行嫁接（见下文）。 - 从每片中分离所选区域（MGE/CGE），在荧光解剖立体显微镜下，将组织切成小块，用冰冷的Krebs溶液。
- 同时，在37°C的水浴中放置一个1.5 mL管，900μL神经元基本介质。
- 将用P1000微管剂的组织片转移到含有500μL/DNase培养基的1.5 mL管中，通过在DMEM/F12介质中加入100μL的1mg/mLDNase原料，将900μL的L15介质中。通过敲击清洗组织片。
- 在 900 μL 神经元基本介质中加入 100 μL 的 DNase（DMEM/F12 介质中的库存 1 mg/mL）。
- 丢弃 L15/DNase 介质，在步骤 3.5 中准备的 200 μL 神经元基本/DNase 培养基中重新悬浮组织片段。
- 将 P200 微管器设置为 180 μL，通过轻轻上下移液，将组织碎片机械分离，20-30 次，直到获得平滑和"奶油"悬浮液。
- 加入200 μL的神经元基础/DNase介质（最终总体积400μL）并重新悬浮。
- 取4μL等分的细胞，适当稀释并安装在血细胞仪上。
- 在明亮的场显微镜下，检查解散的效率并计算细胞数量。
注：如果解散成功，将观察到明亮（活）单个细胞，而不是细胞聚合。 - 在 RT 下，在 1，000 rpm 下，在 1，000 rpm 下，离心细胞悬浮液暂停 5 分钟，然后从管中取出上清液，并加入适当的 L15/DNase 培养基（通常为 5-7 μL），使细胞的最终浓度为 8 x 105-1.2 x 106细胞/μL。
注：在重新悬浮期间，避免气泡非常重要。 - 将细胞等分液放在冰上，并加有额外的L15/DNase培养基用于注射。
4. 颅内注射
注：以下程序在动物之家设施内的手术室进行。由于细胞将直接注射到新生的小狗的大脑，而不会暴露大脑，无菌条件通过消毒70%EtOH溶液和使用灭菌玻璃针的工作空间保持。颅内注射需要以下设备：1） 明亮的现场解剖立体显微镜，2） 微型注射器，3） 用于小鼠回收的加热垫。
- 根据制造商的建议，通过拉针准备玻璃针。本协议使用外径为80μm、内径40μm和30°斜面的玻璃针。
注：如上所述，针头在使用前应高压灭。 - 使用 30 G、2 英寸针头和注射器手动用生物惰性油回填针头。
- 根据制造商的说明将针头组装并插入喷油器单元。
- 确定最大音量（69 nL）和相对慢速（23 nL/s）的喷射设置。
- 清空针头，直到柱塞完全伸出。
-
把针注上。
- 从嫁接胶带上切出一小块，并将其置于明亮的场地解剖立体显微镜下。使用 P10 微移液器，将样品（细胞等分）中的 5 μL 转移到胶带上，从而形成球形滴。
- 将针尖放入样品中并填充针头（柱塞缩回并绘制样品）。
注：由于样品应该相当粘稠，请用小步骤填充针头，以便样品平衡，并且以较慢的速度防止气泡形成。样品在针头内应光滑均匀。如果样品太粘稠，无法填充针头，请加入所需的L15/DNase培养基，以获得正确的粘度。然而，这将改变样品的浓度，理想情况下应避免。
- 在冰上麻醉新生的小狗（产后0-2[P0-P2]）2-5分钟。
注：确保小狗没有移动。 - 将麻醉的小狗放在明亮的场地解剖立体显微镜下。
- 在每个半球进行3-4次注射，每次69 nL。
注：注射部位位于中线横向约1毫米，在1毫米至布雷格马和1毫米玫瑰线到间线之间。针头的尖端应放置在大约 1 mm 深的皮面上。每次注射后，针头留在原位约30s，并在期间内拔出。 - 注射后，立即将小狗放在加热垫上，加热处于最低设置（37 °C）。当小狗恢复后，它和它的母亲一起转移到笼子里。
注：永远不要把妈妈关在笼子里，整个过程（从从它的垃圾群中移走幼崽，直到它被退回）应该持续不到10分钟。
5. 克洛扎平-N氧化注射剂
- 通过在 50 μL 二甲基硫酸盐 （DMSO） 中稀释 1 毫克 CNO，制备 DREADD 配体、CNO 库存溶液，直到溶液半透明。加盐至10 mL，使CNO的最终浓度为0.1毫克/升。
注：DMSO 是有毒的。避免将其浓度超过0.1%。用作控制盐水溶液，其浓度与含有CNO的溶液相同。 - 从产后第14天起，3天（P14-P16），每只小鼠进行两次腹内（I.P.）注射CNO（CNO浓度：1mg/kg）或0.05%的盐水DMSO注射，每天12小时。
- 在最后一天（P17），在30分钟-1小时的时间内，通过宫颈错位进行单次注射和牺牲小鼠。
Representative Results
使用此处介绍的程序，我们测试了皮质内神经在产后早期阶段的生存是否由细胞自主活动调节。我们用pCAGG-IRES-GFP（控制）和pCAGG-hM3D（Gq）-IRES-RFP表达载体，在每个结构的浓度为1μg/μL，进行了3次脑切片电穿孔实验（每个实验1个胚胎[E14.5胚胎]）。在我们的电穿孔实验中，只有一小部分（大约50%;图 3）GFP+神经元共同表达的 hM3D（Gq）（RFP=），因此 GFP=RFP-总体作为 DREADD 配体效应的内部控制。转染皮质胚胎内神经被机械分离，产生的细胞悬浮液（8 x 105细胞/μL）移植在P0-P1野生型小鼠的皮层中。我们每脑注射6次。在每个实验中，至少注射了6个刚出生的小狗。CNO的分管选择性地增加了转染的RFP+细胞的活性，活性依赖蛋白cFos的表达就证明了这一点（图4）。根据所述方案进行CNO处理（每天施用两次P14-P17）导致GFP+RFP+相对于GFP+ RFP-细胞的比例增加，与车辆相比（0.5%以盐水表示DMSO）管理的垃圾伴侣（图5）。
图1：用于急性电穿孔实验的代表性端脑切片。（A-C）在三种截然不同的连续血层下获得的端脑切片，染色4°，6-二酰胺-2-phenyinole（DAPI）。LGE：横向的侧边显性;MGE：中联韧带显性;CGE： 考达尔·列奇利尼显赫.刻度条 = 200 μm。黄色星号表示每个切片中的电穿孔位。白线标记了黑帮显赫的边缘。请点击此处查看此图的较大版本。
图2：实验工作流程的原理图表示。（A） 小鼠脑切片具有适当的结构电化，并且 （B） 在 12 h 修饰的皮质内神经 （CI） 前体被分离和 （C） 移植到新生小鼠小狗的皮室 （P0_P2） 后。为了改变未成熟CIs的活性，接受细胞移植的P14幼崽按照所提出的方案注射了CNO或载体4天。（A'）急性小鼠脑切片电穿孔设置的照片。请点击此处查看此图的较大版本。
图 3：代表性成功的急性切片电穿孔实验。（A） 在 CGE 中转染的 E14.5 胚胎脑的代表性冠状部分，其 pCAGG-IRES-GFP （GFP） 和 pCAGG-hM3D（Gq）-IRES-RFP （RFP） 质粒培养了 12 小时。该部分已针对 GFP（A、B、C）和 RFP（A、B、D）进行免疫染色。面板 A 中的盒装区域被放大，以显示荧光报告器（B）、GFP（C） 和 RFP 的表达 （D ）。白线标记了黑帮显赫的边缘。B-D：同一张照片，不同通道或两个不同通道的组合。刻度条 = 200 μm （A），100 μm （B-D）。这个数字已由Denaxa等人14修改。请点击此处查看此图的较大版本。
图4：CNO管理后M3D（Gq）表达移植CIs活性细胞自主增加。（A-D）P17小鼠在P1移植的冠状细胞的代表性共聚焦图像，用PCAGGs-IRES-GFP（GFP）和pCAGGs-hM3D（Gq）-IRES-RFP（RFP）质粒转染，用CNO处理。该部分已免疫染色GFP （A）， RFP （B） 和 cFos （C）.（D） A、B 和 C 免疫荧光 （组合） 的组合图像。请注意，只有 C 共同表示两个质粒（A-D 中的白色箭头）也是 cFos–与仅表示对照 GFP 质粒的 CI（A-D 中的黄色箭头）相比。（E） 在P17小鼠的皮中发现的cFos+RFP+细胞的定量，这些小鼠在P1（归化为总RFP+总体）中，用车辆或CNO（N = 2）进行治疗。A-D：同一张照片、不同的通道或三个不同通道的组合。比例尺 = 50 μm。请点击此处查看此图的较大版本。
图 5：细胞自主增加的CIs活性提高生存.（A-D）P17小鼠的体感皮层冠状切片的代表性共聚焦图像，在P0-P2移植，用pCAGGs-IRES-GFP（GFP）和pCAGG-hM3D（Gq）-IRES-RFP（RFP）质粒进行转染，并用车辆（A-B）或CNO处理（C-D）（E） 在P0-P2（归化为总GFP+总体）移植的P17小鼠前脑中发现的RFP+细胞的定量。 RFP=（车辆） = 47% = 3%，CNO = 61% = 3%，p = 0.01，学生配对样本 t 测试，n = 3 车辆和 3 个 CNO，每个大脑至少计算 150 个细胞。A 和 B：同一张照片，不同的通道。C 和 D：同一张照片，不同的通道。刻度条 = 50 μm。这个数字已由Denaxa等人14修改。请点击此处查看此图的较大版本。
表 1：有关该协议中使用的介质的其他信息。
Discussion
在这里，我们描述了一种广泛可获取的方法，用于基因修饰 CI 前体的活性，以研究内在活性对 CI 成熟的影响，和/或活动调节 CI 对集成皮质的组装/功能的影响电路。
过去，包括我们的在内的几个实验室在子宫电穿孔实验中进行了基因改造投影神经元6。然而，在子宫电穿孔到包括CI祖子的结旋显性是非常困难的，由于电传导路径问题。为了解决这个问题，少数实验室正在进行超声波引导注射，然后是电穿孔，这是一项要求很高的技术，需要昂贵的设备。该协议为这些方法提供了一种替代方法，大多数科学界都可以采用这些方法。
该协议最具挑战性的方面之一是，当通常执行型板分析时，将宿主皮层中存活的细胞数量最大化到成熟阶段（非常依赖于实验设计，但通常早于 P17）。调查人员应注意三个关键步骤：（1）电穿孔效率。通过确保DNA质粒的纯度，可以最大化这一点。此过程只应使用高质量的 DNA 质粒（A260/A280比率为 1.9-2.0）。我们采用氯化氯化物纯化法获得如此高质量的DNA制剂。另一个关键因素是推动兴趣基因表达的促进因素。研究发现，由鸡b-肌剂促进剂组成的pCAGGs载体功能非常强大，能显著提高电穿孔效率。（2） 起始供体胚胎的数量。务必确保同一阶段的大量（12-16）胚胎被电镀。如果更多的实验者一起进行胚胎解剖和切片，这个数字可以增加，因为必须尽快获得胚胎皮质切片，电镀并转移到培养箱。（3） 必须确保在每个小狗中注入大量的细胞，以确保移植细胞存活到成熟阶段的几率很高。此外，这将大大提高成功移植的可能性，因为低密度细胞制剂将导致细胞与介质的不均匀混合，这将在移植的大脑中产生显著的变异性15.
此处描述的协议是为调查活动在细胞自主方式调节 CI 生存中的作用而定制的。P14-P17执行CNO注射的时间窗口是根据公布的数据特别选择的，这表明移植的CI祖细胞死亡高峰发生在这一时期16。因此，这个时间框架或CNO注射的频率可能不适用于其他细胞类型或大脑区域，研究者应根据特定的实验目的调整这些参数。最后，此处描述的颅内注射CIs的方法仅适用于P0-P5小狗（取决于鼠标线背景）。原则上，任何超过P5的注射都需要变薄或取出头骨15。
该协议的主要优点之一是能够使用新的基因编码工具，在 CI 集成到一个不断发展的网络时，在不同分化阶段可视化或操纵它们的活动。随着新的基因编码电压和钙传感器以及新的化学遗传学和光遗传学工具的发现步伐，该协议允许研究人员在释放到质粒储存库（如Addgene）的几周内使用它们。
Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
这项工作得到了ERC启动赠款（282047）、威康信托调查员奖（095589/Z/11/Z）、FP7 EC DESIRE赠款和为JB颁发的李斯特研究所奖的支持。V.P.实验室的工作得到BBSRC（BB/L022974/1）、英国医学研究委员会（MRC）和弗朗西斯·克里克研究所（接受MRC、英国癌症研究部和韦康信托基金的资助）的支持。作为基金会支持希腊研究倡议的一部分，从斯塔夫罗斯·尼亚科斯基金会向B.S.R.C."亚历山大·弗莱明"提供资助，使M.D.实验室的研究成为可能。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Medium/Supplements | |||
| B-27 | GIBCO (ThermoFisher Scientific) | 175040-044 | |
| DMEM/F12 | GIBCO (ThermoFisher Scientific) | 21331-020 | |
| DNAse | SIGMA | DN15-100MG | |
| FBS | GIBCO (ThermoFisher Scientific) | 10270-098 | |
| 100x Glutamine | GIBCO (ThermoFisher Scientific) | 35050-061 | |
| L15 | GIBCO (ThermoFisher Scientific) | 11415-049 | |
| MEM alpha, GlutaMAX | GIBCO (ThermoFisher Scientific) | 32561-029 | |
| Neurobasal medium | GIBCO (ThermoFisher Scientific) | 21103-049 | Neuron basic medium |
| 100x P/S | GIBCO (ThermoFisher Scientific) | 15140-122 | |
| Equipment | |||
| Electroporator | BTX | ECM 830 generator | |
| Injector for acute slice electroporation | Eppendorf | FemtoJet Microinjector | |
| Injector for cell transplantation (I) | Visual Sonics | Vevo Injector System | |
| Injector for cell transplantation (II) | WPI | NANOLITER2010 | |
| Magnetic Stand | WPI | M10L Magnetic Stand | |
| Kite Manual Micromanipulator | WPI | KITE-M3-R | |
| Platinum Elecrode (I) | Protech International Inc. | CUY-700-1 | |
| Platinum Elecrode (II) | Protech International Inc. | CUY-700-2 | |
| Steel Base Plate | WPI | 5479 | |
| Vibratome | Leica | VT1200S | |
| Other Material | |||
| Glass capillaries for electroporation | VWR | 1B100-4 | |
| Glass capillaries for cell transplantation | Visual Sonics | provided by Visual Sonics | |
| Nuclepore 8 µm whatman membrane | SLS | 110414 | |
| Organ tissue culture dishes | BD Biosciences (Falcon) | 353037 |
References
- Marin, O. Interneuron dysfunction in psychiatric disorders. Nature Review Neuroscience. 13 (2), 107-120 (2012).
- Glausier, J. R., Lewis, D. A. GABA and schizophrenia: Where we stand and where we need to go. Schizophrenia Research. 181, 2-3 (2017).
- Fishell, G., Rudy, B. Mechanisms of inhibition within the telencephalon: "where the wild things are". Annual Review Neuroscience. 34, 535-567 (2011).
- Wamsley, B., Fishell, G. Genetic and activity-dependent mechanisms underlying interneuron diversity. Nature Review Neuroscience. 18 (5), 299-309 (2017).
- Xu, Q., Cobos, I., De La Cruz, E., Rubenstein, J. L., Anderson, S. A. Origins of cortical interneuron subtypes. Journal of Neuroscience. 24 (11), 2612-2622 (2004).
- Denaxa, M., et al. Maturation-promoting activity of SATB1 in MGE-derived cortical interneurons. Cell Reports. 2 (5), 1351-1362 (2012).
- Wichterle, H., Garcia-Verdugo, J. M., Herrera, D. G., Alvarez-Buylla, A. Young neurons from medial ganglionic eminence disperse in adult and embryonic brain. Nature Neuroscience. 2 (5), 461-466 (1999).
- Alvarez-Dolado, M., et al. Cortical inhibition modified by embryonic neural precursors grafted into the postnatal brain. Journal of Neuroscience. 26 (28), 7380-7389 (2006).
- Baraban, S. C., et al. Reduction of seizures by transplantation of cortical GABAergic interneuron precursors into Kv1.1 mutant mice. Proccedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (36), 15472-15477 (2009).
- Southwell, D. G., et al. Interneurons from embryonic development to cell-based therapy. Science. 344 (6180), 1240622 (2014).
- Vogt, D., et al. Viral-mediated Labeling and Transplantation of Medial Ganglionic Eminence (MGE) Cells for In Vivo Studies. Journal of Visualized Experiments. (98), e52740 (2015).
- De Marco Garcia, N. V., Karayannis, T., Fishell, G. Neuronal activity is required for the development of specific cortical interneuron subtypes. Nature. 472 (7343), 351-355 (2011).
- Urban, D. J., Roth, B. L. DREADDs (designer receptors exclusively activated by designer drugs): chemogenetic tools with therapeutic utility. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 55, 399-417 (2015).
- Denaxa, M., et al. Modulation of Apoptosis Controls Inhibitory Interneuron Number in the Cortex. Cell Reports. 22 (7), 1710-1721 (2018).
- Quatrocolo, G., et al. Homochronic Transplatation of Interneuron Precursors into Early Postnatal Mouse Brains. Journal of Visualized Experiments. (136), e57723 (2018).
- Southwell, D. G., et al. Intrinsically determined cell death of developning cortical interneurons. Nature. 491 (7422), 103-113 (2012).
