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Cancer Research

Modelo murino de tumores hepáticos metastásicos en el escenario de la lesión por reperfusión de isquemia

Published: August 30, 2019 doi: 10.3791/59748

Summary

Describimos en detalle un modelo de tumor de metástasis hepáticas de cáncer colorrectal clínicamente relevante (CRLM) y la influencia de la reperfusión de isquemia hepática (I/R) en el crecimiento tumoral y la metástasis. Este modelo puede ayudar a entender mejor los mecanismos subyacentes promoción inducida por cirugía del crecimiento metastásico hepático.

Abstract

La isquemia hepática y la lesión por reperfusión (I/R), un desafío clínico común, sigue siendo un proceso fisiopatológico inevitable que se ha demostrado que induce múltiples daños en los tejidos y órganos. A pesar de los recientes avances y enfoques terapéuticos, la morbilidad general ha permanecido insatisfactoria, especialmente en pacientes con anomalías parénquimas subyacentes. En el contexto del crecimiento agresivo del cáncer y la metástasis, se sospecha que la I/R quirúrgica es el promotor que regula la recurrencia tumoral. Este artículo tiene como objetivo describir un modelo murino clínicamente relevante de I/R hepática y metástasis hepática colorrectal. Al hacerlo, nuestro objetivo es ayudar a otros investigadores a establecer y perfeccionar este modelo para su práctica de investigación rutinaria para entender mejor los efectos de la I/R hepática en la promoción de metástasis hepáticas.

Introduction

El hígado es uno de los sitios más comunes para el desarrollo de la enfermedad metastásica1. La mortalidad es casi invariablemente atribuible a complicaciones asociadas con el crecimiento tumoral en el hígado. En pacientes con tumores sólidos metastásicos en el hígado, la cirugía sigue siendo una intervención crucial para el control de la enfermedad y un posible enfoque curativo. Sin embargo, la gran mayoría de los pacientes en última instancia presentan con enfermedad recurrente, predominantemente en el hígado2,3. Durante la cirugía hepática, el sangrado intraoperatorio es común, a menudo requiere transfusión de sangre y diferentes enfoques técnicos para el control del sangrado, incluidos los métodos de sujeción vascular. Sin embargo, tales medidas causan isquemia hepática/reperfusión (I/R) al tejido hepático. Los efectos adversos de I/R sobre la función hepatocelular han sido bien documentados. El insulto de I/R del hígado enciende cascadas inflamatorias durante la restauración del flujo sanguíneo a través de vías inflamatorias4. La lesión de I/R hepática no sólo contribuye a la insuficiencia hepática, sino que la evidencia actual también muestra que la lesión por I/R estimula la adhesión de las células tumorales, y promueve la incidencia de la formación de metástasis y el crecimiento de la enfermedad micrometastásica existente5. Hemos informado previamente que el estrés quirúrgico induce la activación de las células inmunitarias que no sólo ayuda en el crecimiento del tumor primario, sino que también facilita las metástasis mediante la captura de células cancerosas dentro de la circulación6.

Aquí describimos en detalle una técnica para establecer un modelo de tumor de ratón de metástasis hepática. En este modelo, también presentamos un método para inducir una lesión por reperfusión de isquemia hepática que actúa como sustituto del estrés quirúrgico presente clínicamente durante las hepatectomías. Los métodos combinados de inyección de cáncer e I/R hepática pueden interpretar con éxito el desarrollo de CRLM en pacientes que se han sometido a una resección tumoral primaria.

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Protocol

Todos los protocolos de los animales son aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales y se adhieren a las Directrices de los Institutos Nacionales de Salud (NIH). Los instrumentos utilizados para cualquier procedimiento quirúrgico fueron completamente esterilizados.

1. Preparación inicial

  1. Antes de inyectar células cancerosas en el bazo del ratón, autoclave y esterilizar todos los instrumentos que se utilizarán durante el procedimiento.
  2. Esterilice y/o autoclave una almohadilla de calentamiento, guantes quirúrgicos, gasa, pares de tijeras, abrazaderas pequeñas, dilatador de recipientes, fórceps quirúrgicos y un porta agujas.
  3. Preparar analgésicos postoperatorios (0,1 mg/kg de buprenorfina) para administrarse después de la esplenectomía y cada 12 h durante 2 días.

2. Cultivo celular

  1. Asegúrese de que las células cancerosas estén libres de contaminación por micoplasma mediante el uso de un kit ELISA de micoplasma.
  2. Preparar una solución de 500 ml del medio de cultivo del águila modificada (DMEM) de Dulbecco a 4 oC para el cultivo de células cancerosas colorrectales murinas (MC38). Los medios de cultivo deben complementarse con un 10% de suero bovino fetal inactivado por calor (FBS), 100 U/ml de penicilina, 100 g/ml de estreptomicina, 15 mM de HEPES y 200 mM de L-glutamina.
  3. Cultivar células cancerosas en un matraz libre de ANA y ARNsa (75 cm2). Incubar el cultivo celular en una incubadora humidificada celular/tejido que contenga 5% CO2. Mantener la temperatura a 37oC.
  4. Una vez que las células que proliferan alcanzan 90-100% de confluencia, aspiran a los medios antiguos, lavan las células con 1 solución salina tamponada de fosfato (PBS) y luego las tratan con 1x trippsina (0,25%) para separar las células del matraz.
  5. Recoger las células en un tubo cónico de 15 ml y centrífuga durante 5 min a 700 x g.
  6. Aspirar el medio y lavar con 1pbS dos veces por centrifugación repetida.
  7. Proceda a confirmar la viabilidad celular mediante la tinción de células con mancha azul tripa (0,4%).
  8. Resuspender las células a una concentración de 1 x 106 células/ 100 l en 1x PBS. Células de pipeteo a fondo para evitar grumos. Mantenga las células cancerosas en hielo antes de la inyección.

3. Inyección de células tumorales

  1. Anestetizar ratones macho de 8 a 12 semanas (C57BL6) mediante la administración de ketamina (150 mg/kg) y xilazina (12 mg/kg) utilizando una aguja de 1 ml de 25 G (0,5 mm x 16 mm).
  2. Afeitar la piel abdominal de los ratones usando cortadoras para evitar cualquier infección postoperatoria.
  3. Coloque ratones en el sistema de retracción del fijador magnético. Confirme que los ratones están completamente bajo el efecto de la anestesia pellizcando un dedo del dedo del dedo o la cola.
  4. Agregue gotas salinas en los ojos para evitar la sequedad durante el procedimiento.
  5. Solución de povidona-yodo (7,5%) a la pared abdominal asecada para desinfectar la piel antes de hacer una incisión quirúrgica.
  6. Inicialmente levante la piel con los fórceps dentados y haga una incisión de línea media con la ayuda de tijeras quirúrgicas. Luego, levante el músculo abdominal y el peritoneo para crear una incisión de línea media de aproximadamente 3 cm de longitud (proceso de medio abdomen a xifoide para exponer el contenido abdominal. Tenga cuidado de no extender la incisión más allá del proceso de xifoide para evitar sangrado extenso.
  7. Coloque el hemostat a ambos lados de la incisión y debajo del proceso de xifoide. Extienda el abdomen tirando de la cola hacia abajo y pegándola. Utilice el aplicador de punta de algodón estéril de 6 pulgadas para separar y exponer el bazo del tejido graso pancreático.
  8. Antes de la inyección en el bazo, vórtice las células cancerosas para evitar cualquier grumos celulares.
  9. Utilice una jeringa de insulina de 0,5 ml 28 G (0,36 mm x 13 mm) para inyección. Evite las burbujas de aire.
  10. Inyecte lentamente y cuidadosamente 100 s de células en la punta del bazo. Coloque una punta de algodón y agregue una presión suave para evitar el flujo de espalda en la región abdominal. Se puede observar una inyección exitosa identificando el cambio en el color del hígado durante la inyección.
  11. Humedezca una gasa estéril con 1pbS y colóquela sobre el área diseccionada.
  12. Transfiera los ratones a una almohadilla de calentamiento durante 15 minutos para permitir que las células cancerosas circulen dentro del sistema.
  13. Para proceder con la isquemia quirúrgica y la lesión por reperfusión, siga los pasos 5.3-5.10.
    NOTA: Este procedimiento consiste en estudiar el efecto del establecimiento inducido por I/R de focos metastásicos.

4. Esplenectomía

  1. Para realizar una esplenectomía, usa un dispositivo de cauterización portátil. Levante cuidadosamente el bazo con fórceps lisos y cauterice los vasos sanguíneos esplénicos para evitar el sangrado excesivo. Retire el bazo transectando los vasos en la sección cauterizada.
  2. Inmediatamente después del procedimiento, cierre la incisión en un patrón de doble capa suturando primero la capa muscular y luego la piel. Utilice suturas de polipropileno 4-0 tanto para la pared abdominal como para la piel.
  3. Antes de repetir el procedimiento sobre otro animal, desinfecte todos los instrumentos rociándolos con un 70% de isopropanol o insertándolos en un baño de cuentas.
  4. Coloque los ratones de nuevo en jaulas originales y busque signos de angustia y dolor postquirúrgico.
  5. Inyectar analgésico postoperatorio (Buprenorfina 0,1 mg/kg) cada 12 h durante 2 días para evitar el dolor postquirúrgico.

5. Lesión por reperfusión de isquemia

  1. A los 5 días de la primera laparotomía, los ratones anestesian mediante la administración de ketamina (150 mg/kg) y xilazina (12 mg/kg) utilizando una aguja de 1 ml de 25 G (0,5 mm x 16 mm). Siga los pasos 3.3–3.4.
  2. Solución de povidona-yodo (7,5%) en el abdomen afeitado del ratón para desinfectar la piel y realizar una laparotomía de línea media como se describe anteriormente en el paso 3.6.
  3. Usando dos puntas de algodón humedecidas, mueva suavemente el intestino de la cavidad para exponer las estructuras asociadas, incluyendo la vena porta. Diseccionar el hilum hepático libre del tejido circundante.
  4. Levante la mediana y los lóbulos laterales izquierdos contra el diafragma. Separe el lóbulo del cuadrante del lóbulo lateral izquierdo disección el hilum hepático con las tijeras de resorte utilizando un microscopio operativo para permitir una visibilidad clara hacia la estructura de la tríada del portal.
  5. Coloque un pequeño hisopo de algodón húmedo entre el lóbulo mediano y el lóbulo lateral derecho para crear suficiente espacio para la sujeción. Usando el fórceps dilatador del recipiente, pase cuidadosamente el hilo de 10 cm (sutura de polipropileno 4.0) para levantar la tríada del portal. Ocluir todas las estructuras de la tríada portal (arteria hepática, vena porta y conducto biliar) a la izquierda y media de los lóbulos hepáticos mediante la colocación de una abrazadera microvascular utilizando un aplicador de abrazadera microserrefine con bloqueo.
  6. Si los lóbulos no muestran un blanqueamiento significativo, reajuste la abrazadera quitando y volviendo a aplicar.
    NOTA: Si el blanqueamiento inmediato del hígado no se produce incluso después de reajustar la abrazadera, considere cuidadosamente si procede o no con la I/R.
  7. Retire el pequeño hisopo de algodón colocado entre los lóbulos laterales medianos y rectos. Reemplace suavemente el intestino en la cavidad abdominal. Cubra la pared abdominal con una gasa húmeda (remojada con 1x PBS) y cubra con una envoltura de plástico para minimizar la pérdida evaporativa.
  8. Coloque el ratón sobre la almohadilla de calentamiento y aplique la abrazadera durante un período de 60 minutos.
  9. A lo largo del intervalo isquémico, busque evidencia de lesión por isquemia visualizando el blanqueamiento pálido de los lóbulos medios y laterales izquierdos.
  10. Inicie la reperfusión quitando las abrazaderas después del período de 60 minutos.
    NOTA: La evidencia de reperfusión se puede observar mediante un cambio de color inmediato de la mediana y los lóbulos laterales izquierdos.
  11. Inmediatamente después de la reperfusión, cierre la incisión con un patrón de sutura de doble capa suturando primero la capa muscular y luego la piel. Utilice la sutura de polipropileno 4-0 con la ayuda de un soporte de aguja para cerrar la pared abdominal y la piel.
  12. Antes de repetir el procedimiento sobre otro animal, desinfecte todos los instrumentos rociándolos con un 70% de isopropanol o insertándolos en un baño de cuentas calentado.
  13. Coloque los ratones de nuevo en jaulas originales y busque signos de angustia y dolor postquirúrgico.
  14. Inyectar analgésico postoperatorio (0,1 mg/kg de buprenorfina) cada 12 h durante 2 días para evitar el dolor postquirúrgico.
  15. Para ratones falsos de I/R del hígado, realice laparotomía, disección de hilum y suturas abdominales.
    NOTA: El papel del estrés quirúrgico que influye en el establecimiento de metástasis hepáticas se puede investigar a través de dos diseños experimentales diferentes. El protocolo anterior (Modelo-1) se utiliza para establecer la enfermedad hepática micrometastásica y estudiar el efecto de la I/R hepática en su crecimiento (Figura 1A). Alternativamente, la I/R hepática y la inyección tumoral se pueden realizar simultáneamente(Modelo-2) para estudiar el efecto de la lesión de I/R en el establecimiento de nuevos focos metastásicos (Figura1B). Para ello, inyectar células cancerosas en el bazo como se describió anteriormente y permitir que circulen durante 15 minutos. Realizar I/R hepática o cirugía falsa después del período circulante durante 60 min. Realizar esplenectomía lateral 60 min más tarde, y luego cerrar la incisión de laparotomía.

6. Evaluación de ratones operados

  1. Durante el procedimiento quirúrgico asegúrese de que los ratones están bajo la influencia de la anestesia en estadio III mediante la realización de pruebas de reflejo palpebraal y corneal. Se debe administrar dosis anestésica adicionales sobre los signos de los reflejos.
  2. Proporcionar analgésico postoperatorio (Buprenorfina 0,1mg/kg) justo después de la cirugía y cada 12h durante 2 días para evitar el dolor post quirúrgico.
  3. Permita a los ratones de 30 a 60 minutos de tiempo de recuperación de la anestesia. Monitoree constantemente a los ratones y no los deje desatendidos hasta la recuperación completa.
  4. Busque signos de angustia como espalda encorvada, ojos cerrados, movimiento lento y falta de cuidado. Tratar en consecuencia hasta que los ratones vuelvan a su actividad normal.
  5. Cuidado suplicante incluyendo líquidos, calor, Agente de inversión de yohimbina para la xilazina, ropa de cama de papel suave (para evitar la aspiración) debe proporcionarse después de la cirugía para mejorar el período de recuperación.

7. Evaluación de la lesión por reperfusión de isquemia hepática

  1. Inmediatamente después de aplicar la abrazadera, asegúrese de que el blanqueamiento pálido de la mediana y los lóbulos laterales izquierdos se produce en comparación con los lóbulos caudado saqueo y cuadrático.
  2. Evaluar la lesión por isquemia hepática midiendo los niveles de alanina transaminasa sérica (sALT), transaminasa de aspartato sérico (sAST) y lactato deshidrogenasa sérica (sLDH). La sangre se puede extraer de la vena facial para extraer suero 3-6 h después del inicio de la reperfusión. Realizar histología hepática para analizar el porcentaje de área tumoral dentro del lóbulo isquémico.

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Representative Results

Todos los ratones de tipo salvaje (C57BL6) (n x 20) fueron sometidos al modelo de metástasis hepáticas utilizando el protocolo descrito anteriormente. Todos los ratones inyectados con o sin lesión por reperfusión de isquemia sobrevivieron hasta la fecha del sacrificio. El diagrama esquemático Figura 1A de un hígado inyectado por cáncer ilustra la sujeción de la tríada del portal (arteria hepática, vena porta y conducto biliar) que induce una isquémica hepática parcial (70%) insulto hacia la mediana y los lóbulos laterales izquierdos. Un aumento en el número de metástasis hepáticas se puede observar dentro de 2-3 semanas después de la lesión de reperfusión de isquemia. Los ratones inyectados con células cancerosas MC38 se dividieron aleatoriamente en grupos de farsa e I/R. Como se muestra en la Figura 1B,el primer grupo de ratones se sometió a una esplenectomía de 15 minutos después de la inyección de cáncer. La cirugía de reperfusión de isquemia hepática se realizó 5 días después de la inyección. Este modelo permite que las células cancerosas circulantes (CC) se establezcan dentro de los órganos. La Figura 2A muestra que el estrés quirúrgico aumentó significativamente la cantidad de micrometástasis preestablecidas dentro del hígado. El segundo grupo (Figura1C)se sometió a I/R 15 min quirúrgico después de la inyección de cáncer. La reperfusión se indujo mediante la eliminación de la abrazadera microvascular 60 min después de la aplicación. La influencia simultánea del estrés quirúrgico conduce (Figura2B)a la captura de células cancerosas inyectadas recientemente dentro del hígado estableciendo una foci micrometastásica. Esto aumentó significativamente el número de nódulos metastásicos en el hígado.

Figure 1
Figura 1: Una representación esquemática del diseño experimental. (A) El diagrama esquemático de un hígado inyectado por cáncer ilustra la sujeción de la tríada porta (arteria hepática, vena porta y conducto biliar) que induce un parcial (70%) insulto isquémico hepático hacia la mediana y los lóbulos laterales izquierdos. Se puede observar un aumento en el número de metástasis hepáticas en los lóbulos isquémicos dentro de 2-3 semanas después de la reperfusión. Inicialmente, los ratones fueron sometidos a una inyección intraesplénica de cáncer colorrectal MC38 tanto en la captura tumoral (B) como en el modelo de crecimiento tumoral (C). Los ratones Sham también fueron sometidos a laparotomía sin la aplicación de abrazaderas microvasculares. Dos o tres semanas después de la I/R, los ratones fueron sacrificados, y se extrae tejido hepático. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Imágenes representativas de ratones inyectados con cáncer murino. (A) Imagen representativa de la metástasis hepática de un modelo de crecimiento tumoral (Modelo-1) que muestra un aumento significativo en los nódulos tumorales brutos en la superficie del hígado después de inducir I/R hepática en comparación con el grupo no I/R. (B) Del mismo modo, en el entorno del modelo de captura de tumores (Modelo-2), la I/R hepática mostró un aumento significativo de los nódulos tumorales 2 semanas después de la I/R en comparación con el grupo no I/R. *, P < 0.05. Los resultados se expresan como la media de la desviación estándar. Las comparaciones de grupo se realizaron utilizando la prueba t del estudiante (n a 5/grupo). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

El modelo animal descrito en este manuscrito se basa en dos enfoques principales. La primera es reconocer la capacidad de las células cancerosas para localizar y proliferar en los lóbulos hepáticos. El segundo es estudiar el efecto de la lesión por reperfusión de isquemia hepática que influye en el crecimiento tumoral y las metástasis. Este modelo permite el estudio relevante de metástasis hepáticas en ausencia de metástasis secundarias en un ratón inmunocompetente. El modelo es útil para abordar las cuestiones de la eficiencia metastásica, como las extravasaciones de supervivencia celular y la proliferación.

En el primer modelo, las células cancerosas se inyectan primero y se permite la formación de la enfermedad micrometastásica. Posteriormente, la I/R hepática se realiza 5 días después. Este modelo es importante cuando se estudia el efecto de la cirugía en la enfermedad micrometastásica ya establecida. Aunque las imágenes han mejorado significativamente en la última década, todavía existe la posibilidad de la presencia de enfermedad micrometastásica que puede no ser detectada por imágenes y se deja atrás después de una resección hepática planificada con la intención de curar. Esta enfermedad microscópica residual se ve afectada por los cambios inflamatorios que acompañan a la cirugía, específicamente I/R hepática, y el crecimiento se incrementa exponencialmente. Por otro lado, en el segundo modelo de I/R hepática y la inyección de tumor se realizan al mismo tiempo. Este modelo se centra en los efectos de la I/R hepática en las células cancerosas circulantes y el establecimiento de nuevos focos metastásicos. Durante la cirugía hepática, la manipulación del tumor libera las células tumorales en circulación. Aunque la mayoría de las células circulantes son atendidas por la vigilancia inmune del huésped, un número de células puede establecer focos metastásicos. Este segundo modelo está diseñado para estudiar este fenómeno.

Los modelos animales, como la inyección de hígado ortotópico7 y la inyección de vena de cola8, pueden no ser anatómicamente factibles para tales estudios. Se ha demostrado que la inyección de la vena de la cola generalmente resulta en un aumento de la metástasis del pulmón en comparación con el hígado. El modelo de cáncer inyectado ortopédicamente tiene un mayor riesgo de lesión hepática que influye en el microambiente para que el tumor crezca. Como alternativa a la inyección esplénica de tumores, también se puede utilizar la vena porta. La inyección de venas porta ha sido un modelo metastásico bien establecido en el estudio de metástasis hepáticas9,10,11. La inyección de células cancerosas a través de la vena porta no compromete la eliminación del bazo en comparación con el modelo descrito anteriormente. Esto de hecho evitará las consecuencias inmunitarias. Sin embargo, la inyección de venas porta tiene un mayor riesgo de sangrado excesivo debido al desgarro venoso (en el lugar de la inyección) y trombosis durante o después de la aplicación de la abrazadera microvascular en la tríada del portal. Estos riesgos aumentan exponencialmente cuando tanto la inyección de tumores como la sujeción se realizan el mismo día. Nuestro grupo ha realizado ambos métodosy hemos obtenido resultados similares 9,12. Reconocemos que la inyección de vena del portal exige mayores habilidades técnicas cuando se hace al mismo tiempo que la sujeción y se asocia con complicaciones más altas. Ambos métodos son válidos para estudiar metástasis hepáticas.

Hay numerosos aspectos importantes que deben ser considerados antes y durante todo el procedimiento. El uso de células cancerosas específicamente con el mismo fondo de especie se reanuda antes de la inyección. El número de célula también es importante tener en cuenta en este estudio, ya que un pequeño número de células puede no ser suficiente para completar el estudio en un corto período de tiempo (3 semanas). Se debe evitar aumentar el número de células cancerosas, ya que puede causar un efecto de embolia que conduce a la trombosis y la muerte del roedor. El modelo descrito en este manuscrito con concentración celular de 1 x 106 es específico de la línea celular MC38 y nos ha permitido observar una diferencia significativa en el crecimiento tumoral estimulada por el efecto de la lesión quirúrgica de reperfusión de isquemia. Recomendamos probar diferentes concentraciones de células cancerosas dependiendo del experimento específico con la línea de interés de la célula cancerosa deseada. Del mismo modo, el etiquetado de las células cancerosas podría ser muy útil en muchos estudios de metástasis. Esto proporcionaría una idea con respecto al porcentaje de células que son capaces de sembrar y proliferar. Además, la correcta aplicación de la abrazadera del portal para inducir una lesión por isquemia hepática es muy importante en este modelo. La incapacidad para bloquear completamente el flujo sanguíneo puede conducir a menos o ningún impacto en las células cancerosas. Como se describe en los métodos, es importante asegurarse de que el blanqueamiento de los lóbulos hepáticos se produce después de aplicar las abrazaderas microvasculares. Por último, coagular los vasos correctamente a través de la cauterio es crucial para evitar el sangrado interno. En nuestra experiencia, especialmente con el uso de electrocauterización, el sangrado del lecho esplénico es extremadamente poco frecuente y como realizamos una laparotomía repetida sólo 5 días después de la primera operación, la cantidad de adherencias es mínima. Sin embargo, si se encuentra sangrado, esto puede suponer una segunda operación más difícil. Si el sangrado ocurre después de la esplenectomía, esto puede indicar que las células cancerosas circulantes también pueden haberse implantado en la cavidad peritoneal y, por lo tanto, pueden afectar los resultados de los experimentos. Se recomienda tener cuidado al manejar este problema, ya que puede afectar a los experimentos y resultados. Se debe pensar cuidadosamente para determinar si se debe proceder o no con I/R en estos ratones.

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Disclosures

Los autores no revelan conflictos de intereses relacionados con esta obra.

Acknowledgments

Los autores agradecen a Sara Minemyer y Alexander Comerci por la revisión linguística.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Dulbecco's Modified Eagle Medium Lonza 12-614F
Fetal Bovine Serum Lonza 900-108
L-Glutamin Gibco 25030-081
Penicilin Fisher scientific 15-140-122
Stretomysin Fisher scientific 15-140-122
HEPES Fisher Scientific SH3023701
Trypsin Hyclone sh30042.02
Cell culture Flask 75cm 5 Cells Star 658170
15ml PP Conical Tubes BioExcell 41021037
Trypan Blue Stain Giibco 15250-061
Gauze Fisherbrand 1376152
Cautry Bovie AA01
Microvascular clamp Finescience tools 18055-03
Micro-Serrefine clamp applicator with lock Fine science toosl FST-18056-14
Spring scissor Fine science toosl FST-15021-15
Vessel Dilator Fine science toosl FST-00276-13
Magnetic fixator Retraction system Fine science toosl FST-18200020
Micro-Adson Forceps Fine science toosl FST-11019-12
Micro-Adson Forceps Fine science toosl FST-11018-12
4-0 polypropylene suture Ethicon K881H
Needle holder Harvard Apparatus 72-8826
Heating Pad Fisher scientific 1443915
Clipper Oster 559A
Povidone-Iodine solution Medline MDS093945
Syringe 1ml 25G BD safety Glide 305903
Insulin syringe 0.5 ml BD insulin Syringes 32946
Cotton -Tipped Applicator Fisher Scientific 23-400-101
Surgical Microscope Leica LR92240
Mycoplasma Elisa Kit Roche 11663925910
Ketamine Putney #056344
Xylazine NADA #139-236
ALT strip Heska 15809554
AST strip Heska 15809542
LDH strip Heska 15809607

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Cancer Research Número 150 metástasis hepáticas isquemia-reperfusión hepática laparotomía esplenectomía cáncer colorrectal murino lesión hepática modelo de ratón
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Yazdani, H. O., Tohme, S. MurineMore

Yazdani, H. O., Tohme, S. Murine Model of Metastatic Liver Tumors in the Setting of Ischemia Reperfusion Injury. J. Vis. Exp. (150), e59748, doi:10.3791/59748 (2019).

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