Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Functionele en fysiologische methoden voor de evaluatie van mediane zenuwregeneratie in de rat

Published: April 18, 2020 doi: 10.3791/59767
Automatic Translation
*1,2, *3, 4,5, 1, 6, 7, 7, 7, 7, 7, 3, 4,5, 1
1Anatomy Department, NOVA Medical School, 2Plastic and Reconstructive Surgery Department and Burn Unit, Centro Hospitalar de Lisboa Central, 3Physics Department, Faculty of Sciences and Technology, LIBPhys, 4Glycoimmunology, CEDOC, NOVA Medical School, 5UCIBIO, Life Sciences Department, Faculty of Sciences and Technology, Universidade NOVA de Lisboa, 6Tissue Repair Unit, CEDOC, NOVA Medical School, 7Pathology Department, Centro Hospitalar de Lisboa Central
* These authors contributed equally

Summary

Gepresenteerd is een protocol om verschillende soorten mediane zenuw (MN) laesies te produceren en reparatie in de rat. Bovendien laat het protocol zien hoe het functionele herstel van de zenuw kan worden geëvalueerd met behulp van verschillende niet-invasieve gedragstests en fysiologische metingen.

Abstract

Het belangrijkste doel van dit onderzoek is om te laten zien hoe verschillende soorten mediane zenuwlaesies (MN) in de rat te creëren en te herstellen. Bovendien worden verschillende methoden gepresenteerd om postoperatieve fysiotherapie te simuleren. Meerdere gestandaardiseerde strategieën worden gebruikt om motorisch en zintuiglijk herstel te beoordelen met behulp van een MN-model van perifere zenuwlaesie en reparatie, waardoor een eenvoudige vergelijking van de resultaten mogelijk is. Verschillende opties zijn opgenomen voor het verstrekken van een postoperatieve fysiotherapie-achtige omgeving aan ratten die hebben ondergaan MN verwondingen. Ten slotte biedt het papier een methode om het herstel van het MN te evalueren met behulp van verschillende niet-invasieve tests (d.w.z. grijptest, pinpriktest, laddersportlooptest, touwklimtest en loopspooranalyse) en fysiologische metingen (infraroodthermografie, electroneuromyografie, flexiesterkte-evaluatie en flexor carpi radialis spiergewichtbepaling). Daarom lijkt dit model bijzonder geschikt om een klinisch scenario te repliceren, waardoor extrapolatie van resultaten aan de menselijke soort wordt vergemakkelijkt.

Hoewel de heupzenuw is de meest bestudeerde zenuw in perifere zenuwonderzoek, analyse van de rat MN presenteert verschillende voordelen. Er is bijvoorbeeld een verminderde incidentie van gezamenlijke contractuuren en automutilatie van de aangetaste ledemaat in MN laesiestudies. Bovendien is het MN niet bedekt door spiermassas, waardoor de dissectie gemakkelijker is dan die van de heupzenuw. Bovendien wordt MN-herstel eerder waargenomen, omdat het MN korter is dan de heupzenuw. Ook heeft de MN een parallel pad naar de ulnar zenuw in de arm. Vandaar, kan de ulnarzenuw gemakkelijk als zenuwtransplantaat voor het herstellen van verwondingen MN worden gebruikt. Ten slotte bevindt het MN zich bij ratten in de voorpoot, verwant aan de menselijke bovenste ledemaat; bij mensen is de bovenste ledemaat de plaats van de meeste perifere zenuwletsels.

Introduction

Perifere zenuwletsels komen regelmatig voor als gevolg van trauma, infectie, vasculitis, auto-immuniteit, maligniteit en/of radiotherapie1,2. Helaas, perifere zenuwreparatie blijft klinisch onvoorspelbaar en vaak teleurstellende resultatenaanwezig 3,4. Men is het er algemeen over eens dat er nog steeds veel fundamenteel en translationeel onderzoek nodig is om het vooruitzicht van de betrokkenen te verbeteren4,5,6,7.

De rat MN vertoont grote gelijkenissen met die van mensen8,9 ( Figuur1). Afkomstig uit de brachial plexus in het okselgebied, daalt deze zenuw af in het mediale aspect van de arm, het bereiken van de elleboog, en vertakking af naar de meerderheid van de spieren in het ventrale compartiment van de onderarm. MN bereikt de hand, waar het de thenarspieren en de eerste twee lumbricalspieren evenals aan een deel van de handhuid 9 van de ratbinnenvates (Figuur 1).

Met behulp van de rat MN, is het mogelijk om voldoende te repliceren perifere zenuwlaesies bij de mens10,11,12. Deze zenuw heeft verschillende potentiële onderzoeksvoordelen ten opzichte van de gewoonlijk gebruikte heupzenuw. Omdat de MN zich in de voorpoot van ratten bevindt (verwant aan de menselijke bovenste ledematen), kan het experimenteel worden beschadigd met een veel kleinere impact op het welzijn van de rat, in vergelijking met de heupzenuw, die een aanzienlijk deel van de bekkenledemaatbinnenbrengt 13. Bovendien komen bij mensen de meeste klinische laesies voor in de bovenste ledemaat, wat overeenkomt met de voorpoot van de rat10,11,12,14,15,16.

Dit document laat zien hoe verschillende soorten MN laesies in de rat te produceren. Bovendien worden verschillende manieren gepresenteerd om postoperatieve fysiotherapie te simuleren. Ten slotte worden tests beschreven om het functionele herstel van het MN te evalueren. Er zijn meerdere gestandaardiseerde strategieën beschikbaar om motorisch en zintuiglijk herstel te beoordelen met behulp van een MN-model van perifere zenuwlaesie en reparatie, waardoor een eenvoudige vergelijking van de resultaten mogelijk is. Het MN-model is bijzonder geschikt om het klinische scenario te repliceren, waardoor extrapolatie van resultaten naar de menselijke soort wordt vergemakkelijkt.

Protocol

Alle procedures met betrekking tot dierdieren werden goedgekeurd door het Institutioneel Comité voor dierverzorging en -gebruik en het Ethisch Comité van de Nova University Medical School, Lissabon, Portugal (08/2012/CEFCM).

1. Mediane zenuwchirurgie

LET OP: Volg de aseptische techniek tijdens de operatie. Gebruik persoonlijke beschermende instrumenten (PPE) en draag een steriele chirurgische jurk17. Autoclave alle vereiste chirurgische instrumenten voorafgaand aan de operatie (zie de Tabel van materialen).

  1. Gebruik 12 weken oude Wistar ratten. Geef ze ad libitum voedsel en water met 12 uur licht-donkere cycli 7 dagen voorafgaand aan de operatie. Voorafgaand aan anesthesie, weeg de rat om de benodigde hoeveelheid verdoving te bepalen.
  2. Verdoof de rat met een intraperitoneale injectie van een mengsel van ketamine (40-80 mg/kg lichaamsgewicht) en xylazine (5-10 mg/kg lichaamsgewicht). Controleer op de diepte van anesthesie door het gebrek aan reactie op een teensnuifje en door het observeren van de ademhaling gedurende de gehele procedure18,19. Zorg voor extra analgesie als een ademhalingsfrequentie van meer dan 110 cycli/min of motorische respons op teenknijpen wordt waargenomen18,20.
  3. Injecteer 1 mg/kg meloxicam onderhuids om preventieve analgesie te bieden20,21.
  4. Om hoornvliesslijtage tijdens de operatie te voorkomen, breng oogheelkundige gel aan op beide ogen.
  5. Gebruik een ontharingscrème om het haar te verwijderen over het mediale aspect aan de rechterkant. Eenmaal gedaan, wassen met warme zoutzout om de crème te verwijderen17.
  6. Leg de rat in supine positie op een verwarmingskussen. Breng een jodium of chlorhexidine-gebaseerde chirurgische scrub over de operatieve site. Laat het voor ten minste 15 s en veeg dan met ethanol. Herhaal de toepassing 3x. Zorg ervoor dat de scrub minstens 2 minuten in contact is met de huid voordat de operatie wordt voortgezet.
    OPMERKING: Neem contact op met de infectie controle autoriteit op uw onderzoekseenheid voor alternatieve protocollen om chirurgische site infectie te voorkomen19.
  7. Drapeer het chirurgische gebied17.
    LET OP: Voer alle procedures uit onder strikte aseptische omstandigheden19.
  8. Incise de huid in de mediale aspect van de rechterarm en borststreek naar de diepe fasciale vlak, met behulp van een nummer 15 scalpel mes. Cauterize zorgvuldig eventuele bloeden de vaten met behulp van een elektrische cautery.
  9. Verdeel de brachiale fascia, die zich presenteert als een witachtige schede die de spieren bedekt, met behulp van een thermocautery of een botte schaar, waarbij u ervoor zorgt dat de vasculaire en zenuwstructuren in het mediale aspect van de arm niet worden beschadigd.
  10. Open een schaar botweg onder de terminale invoeging van de pectoralis grote spier, om deze spier te plagen uit de buurt van de onderliggende axillaire slagader en ader, evenals van de terminale takken van de brachial plexus.
  11. Verdeel het inbrengen van de pectoralis grote spier met een elektrische cautery. Bloot en sectie van de borstrale spier.
  12. Ontleed ontleden de MN van de brachiale vaten en van de ulnar zenuw vanaf de axillaire regio tot aan de elleboog. Hierdoor kunnen de verschillende terminaltakken van de brachialplexus worden blootgesteld, namelijk de mediaan, de ulnar, de radiale, de axillaire en de spierzenuwen (Figuur 2).
  13. Scheid verschillende experimentele groepen zoals hieronder beschreven.
    1. Maak de Sham-groep door alleen het MN te ontleden.
    2. Maak de crush-groep door het MN in het middelste gedeelte van de arm gedurende 15 s te comprimeren met behulp van een nummer 5 microchirurgietangen, of een vergelijkbaar instrument22,23.
    3. Maak de Excision-groep met behulp van een microchirurgieschaar om een 10 mm lang segment uit het centrale deel van de MN in de arm te verwijderen. Ligate de proximale stomp van de zenuw met een 8/0 Nylon hechting om axonale groei te voorkomen.
    4. Maak de Graft-groep met behulp van het 10 mm lange segment van het MN dat in de laatste stap wordt beschreven en draai deze 180°. Hecht de proximale en distale stompen van de doorsneden MN aan de zenuwtransplantatie met behulp van onderbroken 10/0 Nylon steken.
  14. Sluit de huidwond met behulp van onderbroken 5/0 Nylon steken10,24.
  15. Postoperatieve analgesie met 7 mL paracetamol met kersensmaak gemengd met 43 mL kraanwater25 om een concentratie van 4,48 mg/mL in 50 mL plastic waterflessen ter beschikking gesteld aan de ratten ad libitum voor 3 dagen25te verkrijgen.

2. Huisvesting en fysiotherapie

  1. Laat ratten 2-4 weken voor de operatie contact hebben met de fysiotherapieapparatuur, om een gemakkelijkere en snellere aanpassing aan de trainingsinstellingen te garanderen. Voer de oefeningen uit door de onderstaande procedures te volgen.
  2. Eenmaal per dag, plaats elke rat in een individuele fysiotherapie sfeer, en plaats vervolgens de bol in een kamer met enkele obstakels. Laat de rat ambuleren en verken de kamer vrij voor een half uur.
  3. Huis de ratten individueel in eenzame kooien met ingebouwde lopende wielen om hen te helpen oefenen.
  4. Vorm groepen van 4-5 dieren en huisvest deze groepen in gepersonaliseerde kooien. Personaliseer de kooien door ladders, touwen, loopwielen en andere milieuverrijkende elementen op te nemen.
  5. Breng individuele ratten terug naar gepersonaliseerde kooien de dag na de operatie.
  6. Hervat fysiotherapie oefeningen 3 dagen na de operatie.

3. Functionele tests

  1. Een week voor het begin van de functionele tests uit te voeren, vertrouwd maken van de ratten met het voedsel behandelt worden gebruikt als positieve versterking. Zorg voor deze versterking na de succesvolle voltooiing van elke test, voor en na de operatie. Na de initiële trainingsperiode van 3 weken, hervat alle tests 1 week na de operatie.
  2. Voer de tests in de avond, wanneer de ratten van nature actiever zijn. Hervat de tests 1 week na de operatie.
  3. Voer de Grasping Test uit door de rat op een rooster te plaatsen en hem bij zijn staart op te tillen, waardoor hij het rooster met zijn voorpoten11,26kangrijpen. Wijs een "Positieve" score toe als de rat het rooster met beide voorpoten kan grijpen. Wijs een "Negatieve" score toe als de rat het rooster niet kan grijpen met de gewonde poot.
    OPMERKING: Een positieve grijptest geeft aan dat het motoronderdeel van het MN16,27functioneert .
  4. Voer een Pin Prick Test28,29.
    1. Maak een kunststof platform met een vierkant rasterpatroon van 4 mm x 4 mm. Ondersteuning voor dit rooster met een 21 cm lang metalen frame.
    2. Plaats de rat op het platform en bedek het rooster met een 15,5 cm x 15,5 cm x 11 cm transparante plastic doos. Wacht enkele minuten tot de normale activiteiten (bijvoorbeeld verkennende en grote verzorging) verdwijnen.
    3. Start de test wanneer de rat stilstaat en op zijn vier poten staat.
    4. Met behulp van een spiegel, steek een aesthesiometer (bijvoorbeeld nummer 4 Von Frey haar met een buigkracht van 25 g) door het gaas en porren de palmaire aspect van de voorpoot in de huid grondgebied van de MN (Figuur 1). Herhaal de beoordeling 5x op elke voorpoot alternatief, wachten een paar seconden na elke evaluatie.
    5. Controleer op het buigen van de Von Frey filament30 voor de juiste evaluatie. Scoor de terugtrekkingsreacties als volgt: "0" voor geen terugtrekkingsreactie, "1" als de rat de poot langzaam van de gloeidraad verwijdert, "2" als de rat snel op de stimulus reageert en de poot verwijdert of de poot likt.
      OPMERKING: Als ammbulation en bijten van de gloeidraad worden waargenomen herhaal de stimulus, omdat deze worden beschouwd als dubbelzinnige reacties.
  5. Trainingen
    LET OP: Train de ratten dagelijks gedurende 3 weken voordat u de operatie 's avonds uitvoert in een omgeving met weinig licht. De trainingen worden speciaal aanbevolen voor de touwklimmen, ladder sport, en wandelpaden tests. Deze kunnen worden gedaan in de volgorde eerder gepresenteerd, te beginnen met de touw klimmen test, ladder sport, en ten slotte wandelen tracks test. Laat hetzelfde dier een paar minuten rusten voor een nieuwe test.
    1. Plaats de rat tijdens de eerste week op het laatste derde deel van de ladder/touw/gang, dicht bij de ingang van de doos. Bedien het dier om naar de box te bewegen door zachtjes aan te raken en/of aan de punt van zijn staart te trekken. Geef de rat een voedsel te behandelen zodra het in de doos komt, waardoor het enkele seconden rust voordat het herhalen van de test. Herhaal het 5x per dag gedurende 5 dagen.
    2. Leg het dier in de tweede week op het tweede derde deel van de ladder/touw/gang Herhaal de treden in 3.5.1.
    3. Tijdens de derde week, plaats de rat op de bodem van de ladder / touw / gang, aan de andere kant van de ingang van de doos. Herhaal de stappen in 3.5.1, maar beloon het dier alleen wanneer het de test correct voltooit.
  6. Voer de Ladder Rung Test uit.
    OPMERKING: Deze test wordt gebruikt voor het beoordelen van de sterkte van de voorpoot, het stappen, plaatsen en coördinatie31.
    1. Plaats de rat onderaan de ladder (120 cm x 9 cm x 2 cm met 18 treden 1,5 cm dik, verdeeld 4 cm uit elkaar) en raak de staart van de rat zachtjes aan. Zorg ervoor dat de ladder op een helling van 10° is geplaatst en leidt tot een opening van 13,20 cm x 11 cm op een donkere houten doos van 31,5 cm x 35 cm x 35 cm.
    2. Start de timer zodra de rat begint te klimmen de ladder en stop de timer zodra de rat snuit kruist de ingang van de doos.
    3. Noteer de tijd en herhaal de test 3x, elk gescheiden ten minste door een interval van 1 min.
  7. Touwklimmen
    OPMERKING: Deze test wordt gebruikt voor het beoordelen van de grijpsterkte, die afhankelijk is van MN-herstel32.
    1. Leg de rat op de bodem van het touw en overtuig hem om te klimmen door zachtjes zijn staart aan te raken. Start de timer zodra het dier begint te klimmen en stop het op het moment dat de snuit van de ratten de ingang van het platform kruist.
    2. Voor elke test, registreren van de tijd die nodig is om te klimmen naar het platform en het aantal uitglijders van de gewonde poot, terwijl de rat klimt het touw. Beschouw de test als het dier niet aarzelt tijdens de taak of niet stopt met klimmen. Geef de rat een snack na het correct uitvoeren van de taak.
    3. Noteer de tijd en herhaal de test 3x, elk gescheiden ten minste door een interval van 1 minuut.
  8. Wandelsporen
    OPMERKING: Deze test wordt gebruikt voor de evaluatie van het motorherstel van de voorpoot33,34.
    1. Stel een apparaat op bestaande uit een afgesloten loopbrug van 16,5 cm hoog x 8,7 cm breed x 43 cm lang. Zorg ervoor dat dit leidt tot een rechthoekige opening van 8,8 cm x 8,2 cm in een van de wanden van een zwarte houten doos van 23 cm x 36 cm x 28 cm. Voeg een verticale schuifdeur toe om de ingang van de doos snel te sluiten. Voeg een verwijderbare bovenkant toe voor het ophalen van de rat33,34.
    2. Leg een stuk grafiekpapier op de vloer van de gang. Pak de rat bij zijn staart en laat hem een schilderij borstel gedrenkt in methyleenblauw. Plaats de rat bij de ingang van de gang om hem in de doos te laten lopen. Verwijder het grafiekpapier van de vloer van de gang en herhaal de test totdat een goede representatieve indruk van beide voorpoten is verkregen.
    3. Uit de verkregen prints, selecteer een met duidelijke opeenvolgende voorpoot afdrukken, fotograferen ze in een tiff of jpeg-formaat, en meten van de volgende parameters met behulp van de open access software FIJI35.
      OPMERKING: Kalibreer eerst elke afbeelding met de markeringen in het grafiekpapier (Analyseren | Schaal instellen) Ten tweede converteert u elke afbeelding naar een 8-bits indeling(afbeelding | Type | 8-bits). Gebruik vervolgens het gereedschap Rechthoekig selecteren om de pootafdruk te selecteren. Dit gedeelte van de afbeelding bijsnijden (Afbeelding | Bijsnijden). Markeer in elke afbeelding de pootafdrukken en verwijder de achtergrond door de afbeelding te verlagen(afbeelding | Aanpassing | Drempelwaarde).
      1. Meet de houdingsfactor door het gebied van de pootindruk te meten. Gebruik het gereedschap Rechthoekig selecteren om de pootafdruk te selecteren en druk op Control + M.
      2. Meet de afdruklengtefactor door de langste lengte van de pootafdruk te meten (voor stappen 3.8.3.2–3.8.3.6 gebruikt u het gereedschap Straight-Line Selection voor het selecteren van de twee meest afgelegen punten en drukt u op Control + M).
      3. Meet de vingerspreadfactor door de breedste breedte van de pootafdruk te meten.
      4. Meet de tussenliggende vingerspreadfactor door de breedste breedte tussen de tweede en derde vinger te meten.
      5. Meet de paslengte door de afstand tussen homologe punten van opeenvolgende pootafdrukken aan een bepaalde kant te meten.
      6. Meet de basis van de steun door de loodrechte afstand tussen het centrale gedeelte van de pootafdruk en de richting van beweging29,33,36te meten .
        OPMERKING: Voer de laatste twee metingen uit in twee paar representatieve opeenvolgende bilaterale pootafdrukken33.

4. Fysiologische metingen

  1. Infraroodthermografie (IRT)37,38,39.
    1. Zorg ervoor dat de temperatuur van de ruimte waar de metingen zullen worden uitgevoerd tussen 18 °C–25 °C ligt met behulp van een normale digitale hydrothermometer met een thermische resolutie van 0,1 °C. Zorg ervoor dat er geen significante warmtebronnen (bijvoorbeeld computers of koelkasten) aanwezig zijn.
    2. Acclimatiseer de ratten door ze 2 uur voor de evaluatie naar de evaluatieruimte te brengen. Voordat u met het experiment begint, verdooft u de rat zoals hierboven beschreven (stappen 1.3–1.6) of volgens het protocol van de instelling. Controleer op het ontbreken van de reactie op een teen knijpen voordat u begint met het experiment.
    3. Schakel de infrarood thermografische camera 15 minuten voor de overname in en schakel deze niet uit tijdens de evaluaties. Stel de emissiviteitsparameter van de camera in op die van de huid van de rat (ε = 0,98)37,40,41.
    4. Plaats de rat op zijn dorsum op een schoon en stabiel oppervlak met een polyethyleenspons. Zorg ervoor dat er geen reflecterende materialen en andere mogelijke bronnen van artefacten zijn. Bevestig de voorpoten zorgvuldig in supinatie met dubbele gezichtslijmtape. Plaats een digitale thermometer 2 cm in het rectum om de centrale temperatuur van de rat tijdens alle evaluaties te controleren.
    5. Houd de thermografische camera onder een hoek van 90° en 30 cm afstand van de rat. Richt de camera op het lichaam van het hele dier. Verkrijg drie infrarood thermografiebeelden die 30 s uit elkaar liggen.
    6. Breng de verworven thermogrammen naar een computer en analyseer ze met behulp van analysesoftware. Definieer de temperatuur van het plantaire oppervlak van beide voorpoten met behulp van een vast rechthoekig gebied van belang (bijvoorbeeld 9 x 11 pixels) in het plantaire gebied van het MN, bijvoorbeeld in het midden van het eerste middenvoetse voetpad(figuur 1). Met behulp van de gratis FLIR Tools software, selecteert u de thermografie door erop te dubbelklikken. Selecteer op de linker gereedschapsbalk de knop "Add box measurement tool" en teken een rechthoek van 9*11 pixels over het plantaire gebied van beide voorpoten. Tijdens het aanpassen van de rechthoek kan de dimensie in pixels worden bevestigd. Voer het uit op beide voorpoten. Aan de rechterkant van de afbeelding vindt u de maximale, minimale en gemiddelde temperaturen.
    7. Klik met de rechtermuisknop op de eerder getekende ROI en selecteer exporteren. De gemiddelde, maximale en minimale temperaturen en een matrix van temperaturen van de ROI worden vervolgens geëxporteerd naar een CSV-document. Deze gegevens kunnen later worden onderzocht met behulp van data-analyse software.
  2. Electroneuromyografische (ENMG) Evaluatie
    1. Zet een elektrische stimulator op. Tape een paar wegwerpacupunctuurnaalden (0,25 mm x 25 mm) met een verwaarloosbare impedantie [<1 Ω]) en 25 mm ertussen om elektroden te creëren voor stimulatie. Sluit nu de stimulator en de elektrode aan op een data-acquisitie-eenheid om de binnenkomende signalen te verwerken en om te zetten in digitale signalen die met de computersoftware kunnen worden verwerkt.
    2. Voer de evaluaties uit in dezelfde ruimte en altijd onder dezelfde gecontroleerde omgevingsomstandigheden42,43,44. Knijp de voorpoot om ervoor te zorgen dat de ratten zijn diep verdoofd voor het starten van gegevens verwerving.
      OPMERKING: Diepe anesthesie is van het grootste belang om variabiliteit geassocieerd met spontane vrijwillige en/of onwillekeurige bewegingen door de ratten te minimaliseren43.
    3. Stel het MN aan beide zijden bloot onder de chirurgische microscoop zoals beschreven in stappen 1.8–1.13. Gebruik een nummer 15 scalpel mes om de brachial insnijdingen in de onderarmen te verlengen met een ventrale middellijn incisie.
    4. Bloot het oppervlakkige aspect van de flexor digitorum sublimis spieren door botweg scheiden van de bovenliggende antebrachial fascia met behulp van iris schaar. Steek de grondnaald in de quadriceps femorisspier van de linker achterpoot om de signaalgrondplug aan te sluiten.
    5. Begin met de juiste voorpoot en plaats de opname-elektroden in de flexor digitorum sublimis spierbuik van de voorpoot en de stimulatie elektrode proximal naar de laesie site in de MN. Bevochtig deze elektroden met zout.
    6. Zorg ervoor dat de software als volgt is ingesteld: kanaalingangspoort 1 (CH1) – stimulator naar 0-10 V; en kanaalingangspoort 2 (CH2) - EMG tot 30-1.000 Hz. Begin met het kiezen van een stimulatieamplitude van 10 mV en noteer de samengestelde spierwerkingsmogelijkheden CMAP's samplerate van 50 kHz voor een duur van 40.000 ms. Geleidelijk verhogen van de stimulatieamplitude in 10 mV stappen tot het bereiken van 2.000 mV. Herhaal hetzelfde voor de linkspoot42,43,44.
      LET OP: Het signaal wordt versterkt tot 1.000x en gefilterd met behulp van een 30-1.000 Hz-band. De stimulatie-output is ingesteld voor een enkele puls met een duur van 1 ms42,43,44.
    7. Open het opgenomen bestand in de software voor opnameapparatuur.
      OPMERKING: Standaard toont het scherm sleepvensters op de bovenkant in het rood, de stimulatorpulsen en lager in blauw de recorder ENMG's. Als u de horizontale schuifbalk onder de tijdschaal schuift, kan de volledige record worden gevisualerd. De twee belangrijkste gereedschappen, Zoom tool en I-Beam tool,bevinden zich aan de rechterkant van het paneel. Met behulp van de zoomtoolis het mogelijk om de visualisatie van de CMAP's te optimaliseren en de afbeeldingen te verkennen. Om een goede pasvorm op het visualisatiescherm te garanderen, kan het nodig zijn om het scherm aan te passen na het zoomen. Selecteer hiervoor Weergave| Golfformulieren automatisch schalen. De I-beam tool maakt het mogelijk de selectie van specifieke gebieden van de grafieken en de prestaties van de gewenste metingen. Bovenop de grafieken staan drie kleine vensters waar de metingen worden weergegeven. P-P toont de gemiddelde amplitudewaarde van het geselecteerde gebied in volt (zowel in de stimulatorrecord als in ENMg's), terwijl Delta-T het tijdsinterval van die selectie weergeeft.
    8. Meet de parameters van het samengestelde spieractiepotentieel (CMPA's, beschreven in tabel 1)met behulp van de homonieme meetinstrumenten van de softwareplug in "Toolbox voor ongecontroleerde classificatie van MUAP's en actiepotentialen in EMG"45.
    9. Bepaal voor elke rat een minimale waarde van stimulatiespanning waarna de CMAP-amplitude niet verder toeneemt. Start vanaf een 0,05 mV stimulus, en geven opeenvolgende toenemende stimuli in incrementele spanningen van 0,05 mV.
    10. Breng een stimulus 20% boven deze spanning om een supramaximale stimulatie waarde te verkrijgen.
    11. Nadat de laatste waarde is bepaald en de overeenkomstige stimulus is toegepast, registreert u de volgende CMAP's-parameters.
  3. Flexie sterkte evaluatie
    1. Gebruik dezelfde stimulator- en stimulatie-elektroden om het MN elektrisch te stimuleren als in stap 4.2. Stel het invoerkanaal CH1 in als de stimulator (0-10 V) en de uitgangsinstellingen voor stimuliduur van 30 s met pulsen van 1 ms duur en 1 Hz frequentie. Koppel een dynamometer met een resolutie van d = 0,001 N aan een computer.
      OPMERKING: Real-time visualisatie van gegevens kan worden verkregen door het bouwen van een perceel kracht per tijd (N / s) met behulp van de software die eerder geïnstalleerd op de computer en gekoppeld aan een dynamometer46.
    2. Plaats de rat zoals beschreven in stap 4.1.4. Plaats een 5/0 zijde hechtinglus door de tweede interosseeuze ruimte van beide voorpoten. Bevestig de hechtingslus aan de haak van de dynamometer en de voorpoot uitgelijnd met de dynamometer zonder overmatige druk op de hechtingslijn te leggen.
    3. Bevestig de contralaterale poot met tape om valse bewegingsstoringen in de rollenbankwaarden te voorkomen.
    4. Stel de dynamometer in op nul door op de ZERO-knop te klikken.
    5. Pas de stimulator aan op een supramaximale amplitudestimulatie van 1,5 V door de spanningsknoop aan te passen.
    6. Open op de pc de software AFH-01. Open hetseparatorapparaaten selecteer het apparaat FH5. Maak een nieuw bestand ("Measurements1" is de standaard gegeven naam) en wijzig de naam van het bestand.
    7. Plaats de elektrode op het proximale deel van het MN, klik op het spel aan de onderkant van het programma, neem de trekkracht op de dynamometer voor 30 s.
    8. Importeer de verkregen waarden in een data-analysesoftware. Bereken de maximale en gemiddelde krachtwaarden en het gebied onder de curve (AUC) voor de sterkte x tijdgrafiek voor elke evaluatie.
    9. Herhaal dit voor de linker voorpoot.
  4. Spiergewicht
    1. Euthanaseren de ratten onder algemene anesthesie door exsanguinatie47,48.
    2. Oogst de flexor carpi radialis spier van beide onderarmen, ontleden van de spier van zijn oorsprong tot zijn distale pees inbrengen, met behulp van een nummer 15 scalpel mes.
    3. Weeg de spieren met een precisieschaal9,,49.

Representative Results

Een totaal van 34 ratten werden willekeurig verdeeld in de volgende groepen: Sham (n = 17), Excision (n = 17), en Nerve Graft (n = 10) voor de operatie. Alle ratten overleefden de operatie en de postoperatieve periode zonder gebeurtenis. Een week na de operatie en voor de daaropvolgende 100 dagen, alle dieren onderging de functionele tests hierboven beschreven een keer per week. De representatieve resultaten van elk van deze tests worden hieronder beschreven.

Grijptest

Het percentage ratten met een positieve reactie in de Sham grijptest was het hoogst voor de Sham-groep. Deze waarde geleidelijk toegenomen na verloop van tijd bij ratten uit de Crush en Nerve Graft groepen ( Figuur3).

Pin Prik Test

Ratten uit de Sham groep hadden de beste scores in de cumulatieve speldenpriktest ten opzichte van ratten uit de Nerve Graft groep. Beiden hadden betere scores dan de ratten in de Excision groep (Figuur 4).

Ladder Running Test

De ratten snelheid in de ladder lopen test was het hoogst in de Sham groep dan in de ratten voorgelegd aan MN laesie. Onder deze laatste, de tijd om de ladder te lopen de neiging om te dalen in de tijd, parallel MN herstel (Figuur 5).

Touwtest

Net als in de ladder running test, de tijd dat de ratten nam om het touw te beklimmen was korter in de Sham groep in vergelijking met de groepen waarin de MN gewond raakte. De snelheid van de ratten in deze test nam toe toen het MN mocht herstellen (Figuur 6).

Walking Track Analyse

Analyse van wandelpaden had de neiging om veranderingen in de morfologie van pootafdrukken te laten zien (Figuur 7). Deze veranderingen waren vaak meer uitgesproken in verpletterende verwondingen dan in segmentale zenuwletsels50.

Infraroodthermografie

Thermografie was nuttig bij het onderzoeken van temperatuurverschillen tussen de voorpoten in de eerste 30 dagen na de operatie. Temperatuurverschillen waren meer merkbaar bij ratten met een ernstiger gewonde MN, zoals bij die van de Excision-groep (figuur 8 en figuur 9).

Electroneuromie

Tabel 1 vat het biologische belang van de elektroneneuromyografiemetingen samen en geeft representatieve resultaten voor de verschillende experimentele groepen. Verschillende patronen werden waargenomen met electroneuromyografie. Een normale CMAP was typerend voor een rat uit de Sham-groep, terwijl een polyfhasische CMAP werd geassocieerd met een variabele laesiegraad van het MN, zoals in de Crush en in de Nerve Graft-groepen (Figuur 10). Sham In de Excision-groep werden geen CMAP's waargenomen.

Pols Flexie Kracht

Gezien het feit dat polsflexie voornamelijk afhankelijk is van het MN, werd deze test gebruikt om het motorisch herstel in het grondgebied van deze zenuw te evalueren. Pols flexie sterkte was het dichtst bij normaal toen het herstel maximaal was (Figuur 11).

Spiergewicht en morfologie

Het gewicht en de morfologie van de flexor carpis radialis spier waren afhankelijk van MN herstel, omdat deze spier uitsluitend wordt opgenomen door de MN9,10. Zo werden het normale gewicht en Sham de morfologie waargenomen in de Sham-groep. Een verlies van gewicht en spiertrofhisme werd waargenomen in de Crush, Nerve Graft, en Excision groepen (Figuur 12).

Figure 1
Figuur 1: Schematische weergave van de anatomie van de mediane zenuw van de rat.
(1) Oorsprong en beëindiging van de mediane zenuw in de rattenhersenen (groen gebied = primair motorisch gebied; blauw gebied = primair sensorisch gebied). (2) Dwarse sectie van het ruggenmerg op C7-segmentniveau; (3) Axillaire zenuw; (4) Spierzenuw; (5) Radiale zenuw; (6) Mediane zenuw; (7) Ulnar-zenuw; (8) Mediale cutane tak van de arm; (9) Mediale cutane tak van de onderarm; (10) Axillaire slagader; (11) Brachiale slagader; (12) Mediane slagader; (13) Oppervlakkige radiale slagader; (14) Ulnar-slagader; (15) Motortak van de mediane zenuw aan de pronator teres spier; (16) Motortak van de mediane zenuw aan de flexor carpis radialis spier; (17) Motortak van de mediane zenuw aan de flexor digitorum superficialis spier; (18) Motortak van de mediane zenuw aan de flexor digitorum profundus spier; (19) Sensorische tak van de mediane zenuw naar het thenargebied; (20) Gemeenschappelijke palmslagader van de eerste interosseeuze ruimte; (21) Radiale palmaire digitale slagader van het eerste cijfer; (22) Motortak van de mediane zenuw aan de thenarspieren; (23) Palmaire arteriële boog; (24) Radiale palmaire digitale zenuw van het eerste cijfer; (25) Ulnar palmar digitale zenuw van het eerste cijfer; (26) Gemeenschappelijke palmslagader van de derde interosseeuze ruimte; (27) Motortakken van de eindverdelingen van de middenzenuw tot de eerste drie lumbricale spieren; (28) Ulnar palmar digitale zenuwen van de tweede, derde en vierde cijfers; (29) Ulnar palmar digitale slagaders naar de vierde en vijfde cijfers; (30) Radiale palmaire digitale zenuwen van de tweede, derde en vierde cijfers; (31) Radiale palmaire digitale slagader van het vijfde cijfer; (32) Huidgebied van de mediane zenuw in de voorpoot (blauw-gearceerde regio). Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 2
Figuur 2: Foto van de rechter voorpoot van de rat met de chirurgische anatomie van de mediane zenuw in de arm- en okselgebieden.
Cr, schedel; Me, medial Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 3
Figuur 3: Percentage ratten met een positieve grijptest in de verschillende experimentele groep over een periode van 100 dagen na de operatie. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 4
Figuur 4: Nociception evaluatie met behulp van cumulatieve pin prik testresultaten in de geopereerde voorpoot genormaliseerd tot de contralaterale poot in de verschillende experimentele groepen.
Verticale balken vertegenwoordigen 95% betrouwbaarheidsintervallen. Horizontale lijnen in het bovenste deel van het cijfer wijzen op statistisch significante verschillen tussen experimentele groepen, ***p<0.001. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 5
Figuur 5: Gemiddelde snelheid in de ladderlooptest in de verschillende experimentele groepen.
Verticale balken vertegenwoordigen 95% betrouwbaarheidsintervallen. Sterretjes in het bovenste gedeelte van het cijfer wijzen op statistisch significante verschillen tussen groepen, *p<0.001. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 6
Figuur 6: Gemiddelde klimsnelheid in de touwtest in de Sham- en Excision-groepen.
Verticale balken vertegenwoordigen 95% betrouwbaarheidsintervallen. Sterretjes in het bovenste gedeelte van het cijfer tonen statistisch significante verschillen tussen groepen, *p<0,05; **p<0,01. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 7
Figuur 7: Wandelbaanparameters in de verschillende experimentele groepen.
Waarden op de geopereerde ledemaat worden uitgedrukt als percentages van de middelen genormaliseerd tot de contralaterale ledemaat. aA) houdingsfactor; bB) afdruklengte; c) vingerverspreidingsfactor; dD) intermediaire vingerverspreidingsfactor; eE) paslengte; (F) Steunbasis. Verticale balken vertegenwoordigen 95% betrouwbaarheidsintervallen. Horizontale lijnen in het bovenste gedeelte van het cijfer wijzen op statistisch significante verschillen tussen experimentele groepen. D30, D60, D90 = 30, 60 en 90 dagen na de operatie, *p<0,05; **p<0.01; p<0,001. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 8
Figuur 8: Gemiddelde temperatuurverschil geregistreerd door infraroodthermografie.
De boxplots vertegenwoordigen het temperatuurverschil tussen het palmargebied van de mediane zenuw aan de geopereerde kant (rechterkant) en de contralaterale zijde (links) in de Sham (n = 17) en Excision (n = 17) groepen, *p<0.05; **p<0,01. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 9
Figuur 9: Typisch infrarood thermografiepatroon van een dier uit de excisiegroep gedurende de eerste 45 dagen na de operatie. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 10
Figuur 10: Typische patronen van Compound Muscle Action Potentials (CMAp's) van een dier uit de Sham en Nerve Graft groepen 90 dagen na de operatie. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 11
Figuur 11: Evaluatie van de flexiesterkte van de pols op beide voorpoten 90 dagen postoperatief in verschillende experimentele groepen.
Pols flexie sterkte werd beoordeeld met behulp van het gebied onder de curve (AUC) over een periode van 30 s en met behulp van supratetanic stimulatie. Verticale lijnen geven 95% betrouwbaarheidsintervallen aan. Horizontale lijnen in het bovenste gedeelte van de figuur markeren statistisch significante verschillen tussen groepen, **p<0,01. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 12
Figuur 12: Flexor carpi radialis spiergewicht en macroscopische verschijning 100 dagen na de operatie.
(A) Box plots beeltenis van de genormaliseerde flexor carpi radialis spiergewicht in verschillende experimentele groepen, ** p<0.01; p<0,001. (B) Foto's van de spieren aan de rechter- en linkerkant in de Sham en Excision experimentele groepen. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Parameter Parameterbetekenis Sham groep De groep van de excisie NG-groep
Neurologische stimulatiedrempel (%) Evaluatie van zenuwregeneratie, want er is een minimaal aantal zenuwvezels nodig om ofwel een CMAP of een zichtbare spiercontractie te produceren12 281,63 ± 271,65 5359,98 ± 3466,52 2108,12 ± 2115,13
Drempel voor motorstimulatie (%) Evaluatie van zenuwregeneratie, want er is een minimaal aantal zenuwvezels nodig om ofwel een CMAP of een zichtbare spiercontractie te produceren12 462,52 ± 118,91 1694,10 ± 503,24 1249,50 ± 503,24
Latentie (%) Beoordeling van de snelheid van de zenuwgeleiding in de snelste zenuwvezels, dat wil zeggen de grootste gemyelineerde vezels44 113,55 ± 25,04 N/a 132,80 ± 69,95
Neuromusculaire transductiesnelheid (%) Beoordeling van de snelheid van de zenuwgeleiding in de snelste zenuwvezels, dat wil zeggen de grootste gemyelineerde vezels44 92,01 ± 20,88 N/a 91,30 ± 26,51
CMAP's amplitude (%) Evaluatie van het aantal gereinnervated motoreenheden34 110,63 ±45,66 N/a 41,60 ± 24,84
CmAP's duur (%) Beoordeling van synchronie van spierinnervatie, die afhankelijk is van de mate van spierreinnervatie en myelinatie van de innervating motorvezels44,45 101,12 ± 23,92 N/a 151,06 ± 54,52
NG, zenuwtransplantatie
CMAP's,samengestelde spier actie potentieel.
N/A, niet van toepassing
Alle parameters worden uitgedrukt als percentages van de gemiddelde contralaterale waarden.
Numerieke variabelen worden uitgedrukt als gemiddelde ± standaarddeviatie.

Tabel 1: Electroneuromyografische beoordeling aan het einde van het experiment.

Discussion

Dit document presenteert een protocol om verschillende soorten MN laesies te creëren en reparatie in de rat. Bovendien illustreert het hoe het functionele herstel van deze zenuw te evalueren met behulp van verschillende niet-invasieve gedragstests en fysiologische metingen.

Met name zijn een aantal van de functionele tests beschreven in dit document, namelijk de Ladder Running Test en de Rope Test, aanzienlijk afhankelijk van de bereidheid van de rat om de taak uit te voeren met de verwachting van het verkrijgen van de voedselbeloning51,52,53. Er zij op gewezen dat bepaalde rattenstammen beter vatbaar zijn voor opleiding en het uitvoeren van reproduceerbare tests in dit soort tests51,52,53. Bijvoorbeeld, Lewis ratten presteren slecht in deze tests, zowel in de trainingsfase en vervolgens51,52,53.

De huisvesting van ratten zou voldoende vrijheid van verkeer in overeenstemming met hun natuurlijk verkennend gedrag moeten toestaan, naast het toestaan van experimentele dieren om vertrouwd te raken met enkele van de elementen die aanwezig zijn in de functionele tests19. Daarom worden verschillende vormen van huisvesting getoond die een hogere bewegingsvrijheid mogelijk maken. De grote kooien zijn gepersonaliseerd met verrijkingselementen die later in de functionele tests worden gebruikt (bijvoorbeeld touwen en ladders).

Ongetwijfeld bieden deze verrijkende elementen evenals de kooien met ingebouwde loopwielen en de individuele trainingssferen een vorm van postoperatieve fysiotherapie die vergelijkbaar is met die welke wordt aangeboden aan menselijke patiënten die op het perifere zenuwstelsel werkten10.

Aanzienlijk, hoewel sommige auteurs pleiten ontleden van de onderhuidse weefsels en spierfasciae botweg of door schoon snijden met een nummer 15 scalpel, het gebruik van thermocautery bij het ontleden van deze structuren wordt aanbevolen om het risico van postoperatieve hematoom te minimaliseren.

Er zij op gewezen dat er talrijke tests zijn ontwikkeld om verschillende aspecten van perifere zenuwherstel bij de rat te testen, namelijk axonale regeneratie, doelreinnervation en functioneel herstel, waarvan sommige buiten het bereik van deze studie vallen29,54,55,56. Kinematische analyse29,36,55 en histomorfometrische beoordeling29,36,57 worden bijvoorbeeld op grote schaal gebruikt door meerdere auteurs. Daarnaast omvatten verschillende van deze tests variaties om de efficiëntie en/of reproduceerbaarheid te maximaliseren54. Mechanische algisemetrie (d.w.z. evaluatie van reacties op mechanische pijnlijke stimuli) kan bijvoorbeeld kwalitatief worden beoordeeld met behulp van een bepaalde von Frey-gloeidraad, zoals beschreven in het huidige document, of semikwantitatief met behulp van achtereenvolgens sterkere von Frey-filamenten, of zelfs kwantitatief gebruik van elektronische apparaten die toenemende druk uitoefenen totdat een ontwenningsreactie wordt waargenomen30,54.

Evenzo, hoewel verschillende auteurs gebruik maken van walking track analyse om de voorpoot zenuwreparatie te evalueren in de rat, andere auteurs beweren dat enkele MN laesies vaak niet om reproduceerbare veranderingen in pawprints10produceren ,58,59. Bovendien hebben sommigen verklaard dat deze veranderingen niet evenredig kunnen zijn met spierherstel10,60. Met dit in het achterhoofd, hebben sommige onderzoekers gepleit voor het gebruik van walking track analyse in de voorpoot vooral bij de beoordeling van herstel na verpletterende neve laesies in plaats van na segmentale zenuwreconstructie10,50,61.

De Grasping Test wordt veel gebruikt om motorisch herstel van de spieren gecontroleerd door de MN16,27te evalueren. Om de uniformiteit en reproduceerbaarheid van de met deze test verkregen gegevens te waarborgen, wordt aanbevolen de graspingtest toe te passen volgens de beproefde methode die door Bertelli et al.16 wordt voorgesteld. Het huidige protocol verschilt echter in die zin dat het de contralaterale poot niet routinematig immobiliseert om onnodige stress te voorkomen11,27. Ook moet worden opgemerkt dat andere auteurs, na het immobiliseren van de niet-gewonde poot, de Grijptest kwantitatief beoordelen met behulp van een dynamometer of een schaal27,56. Deze kwantitatieve evaluatie kan echter worden beïnvloed door de sterkte die de onderzoeker toepast op de staart van de rat26. Bovendien is het moeilijk om onderscheid te maken tussen de kracht gegenereerd door de digitale flexor spieren (uitsluitend innervated door de MN in de rat en het object van de Grasping Test9) van de kracht geproduceerd door de pols flexoren, waaronder de flexor carpi ulnaris dat zijn innervatie ontvangt van de ulnar zenuw9,10,27. Om te proberen om deze potentiële vooroordelen te omzeilen, dit protocol maakt gebruik van een ordinale schaal vergelijkbaar met de Medical Research Council Schaal vaak gebruikt om spierkracht bij de mensrang 10,11,62. Als alternatief hebben andere auteurs gedetailleerde beoordeling van het grijpen met behulp van video-analyse en een video-gebaseerde score systeem11,63beschreven .

Een potentieel nadeel van het gebruik van de MN in vergelijking met de heupzenuw is dat een grotere hoeveelheid informatie beschikbaar is met betrekking tot de laatste zenuw. Dit kan op zijn beurt de vergelijking van de verkregen gegevens met het MN met die van eerdere experimentele werken moeilijker maken46,48,64. Bovendien maakt de kleinere omvang van het MN in vergelijking met de heupzenuw chirurgische manipulatie uitdagender8,12,27,56,65.

In tegenstelling tot de in dit document beschreven methodologie kan de evaluatie van de elektroneneuromyografie worden uitgevoerd met behulp van transcutane monopolaire elektroden die in de arm en thenargebieden51worden geplaatst. Ondanks het feit dat minder invasief, deze methode draagt het risico van mogelijke verwarring als gevolg van de mogelijkheid van costimulatie van de ulnar zenuw in het arm gebied9,51.

De meeste auteurs het erover eens dat niet alle tests die worden gebruikt in de rat bieden concordante resultaten, als perifere zenuw reparatie is afhankelijk van een complexe reeks van factoren, bestaande uit neuron overleving, axonale verlenging en snoeien, synaptogenese, succesvolle herovering van de gedenervateerde sensorische organen en motoreenheden, en de hersenen plasticiteit7,10,50,66,67.

Ten slotte moet worden opgemerkt dat een belangrijk voorbehoud van knaagdiermodellen is dat perifere zenuwen van ratten veel dichter bij hun eindorganen liggen en veel kleinere dwarsdoorsnedegebieden hebben dan de homologe menselijke structuren. Dit verschil in grootte garandeert echter snellere experimentele gegevens bij knaagdieren en betere algemene resultaten bij ratten in vergelijking met mensen zijn te verwachten68. Verschillende auteurs waarschuwen namelijk dat de zorg moet worden gebruikt wanneer zij proberen experimentele gegevens te extrapoleren die zijn verkregen in perifere zenuwreparatie met behulp van knaagdieren aan de mens7,69. Primatenmodellen worden beschouwd als meer vergelijkbaar70. Niettemin wordt het gebruik ervan geassocieerd met vervelende ethische, logistieke en budgettaire beperkingen71.

Hoewel de heupzenuw is de meest gebruikte zenuw in perifere zenuwonderzoek, de rat MN presenteert meerdere voordelen. MN-laesies worden bijvoorbeeld geassocieerd met een kleinere incidentie van gezamenlijke contractuuren en automutilatie van de aangetaste poot11,12,16,56. Aanzienlijk, autotomie na heupzenuw transsectie treft 11-70% van de ratten. Dit kan huidige evaluaties zoals de sciatische index onmogelijk maken14. Dit maakt op zijn beurt de schatting van het aantal dieren dat nodig is om een bepaald statistisch vermogen te verkrijgen omslachtig15.

Bovendien, aangezien het MN korter is dan de heupzenuw, wordt zenuwherstel eerder waargenomen58,72,73,74,75,76. Bovendien is de MN niet bedekt door spiermassas, waardoor de dissectie technisch gemakkelijker is dan die van de heupzenuw16. Bovendien heeft de MN een parallel pad naar de ulnar zenuw in de arm. Vandaar, kan de ulnarzenuw gemakkelijk als zenuwtransplantaat voor het herstellen van verwondingen MN worden gebruikt. Ten slotte komen bij mensen de meeste perifere zenuwlaesies voor in de bovenste ledemaat, die het gebruik van deze zenuw in de rat77,78verder ondersteunt.

Ongetwijfeld, knaagdieren zijn de proefdieren meest gebruikt in het rijk van perifere zenuw reparatie48,79. Zoals getoond, de rat MN is een handig model van perifere zenuwletsel en reparatie. In feite zijn er meerdere gestandaardiseerde strategieën beschikbaar om motorisch en zintuiglijk herstel te beoordelen, waardoor een gemakkelijkere vergelijking van de resultaten36,46,60,80,81,82. Veel van deze methoden zijn niet-invasief, waardoor dagelijkse beoordeling mogelijk is.

Bovendien maakt fysiotherapie deel uit van de standaard van zorg voor patiënten die herstellen van perifere zenuwletsels. Zoals aangetoond in dit document, zijn er meerdere strategieën om een postoperatieve fysiotherapie-achtige omgeving te bieden aan ratten die aan MN verwondingen4,5. Dit model is dan ook bijzonder geschikt om het klinische scenario te repliceren, waardoor de extrapolatie van de resultaten aan de menselijke soort12,27,48,56,58,83wordt vergemakkelijkt .

Zoals blijkt uit dit document, meerdere gestandaardiseerde strategieën zijn beschikbaar om motorisch en sensorisch herstel te beoordelen in het MN-model van de rat. De meeste daarvan zijn niet-invasieve procedures, waardoor frequente beoordeling mogelijk is. Bovendien, als de meeste perifere zenuwlaesies bij de menselijke soort optreden in de bovenste ledemaat, de genoemde experimentele fysiotherapie instellingen kunnen meer aptly herstel na te bootsen in de klinische context. Ongetwijfeld kan dit extrapolatie van de resultaten aan de menselijke soort vergemakkelijken, waardoor het gebruik van deze zenuw in de rat verder wordt geëerpoliseerd.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

Diogo Casal ontving een subsidie van The Program for Advanced Medical Education, dat wordt gesponsord door Fundação Calouste Gulbenkian, Fundação Champalimaud, Ministério da Saúde e Fundação para a Ciência e Tecnologia, Portugal. De auteurs zijn de heer Filipe Franco zeer dankbaar voor de illustratieve tekening in figuur 1. De auteurs willen de technische hulp van de heer Alberto Severino bedanken bij het filmen en bewerken van de video. Tot slot willen de auteurs mevrouw Sara Marques bedanken voor haar hulp bij alle logistieke aspecten van de aankoop en het onderhoud van dieren.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Acetaminophen Amazon https://www.amazon.com/Childrens-Tylenol-grape-flavor-ages/dp/B0051VVVZG
Acland clamps Fine Science Tools 00398 V http://www.merciansurgical.com/aclandclamps.pdf
Acland Single Clamps B-1V (Pair) Fine Science Tools 396 http://www.merciansurgical.com
Biogel Surgical Gloves Medex Supply 30465 https://www.medexsupply.com
BSL Analysis BIOPAC Systems https://www.biopac.com/
Castroviejo needle holders Fine Science Tools 12565-14 http://s-and-t.ne
Clamp applicator Fine Science Tools CAF-4 http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Constante voltage stimulator BIOPAC Systems STM200 https://www.biopac.com/product/constant-voltage-stimulator-unipolar-pulse/
Cutasept skin disinfectant Bode Chemie http://www.productcatalogue.bode-chemie.com/products/skin/cutasept_f.php
Dafilon 10-0 G1118099 http://www.bbraun.com/cps/rde/xchg/bbraun-com/hs.xsl/products.html?prid=PRID00000816
Derf Needle Holders 12 cm TC Fine Science Tools 703DE12 http://www.merciansurgical.com
Dry heat sterilizer Quirumed 2432 http://www.quirumed.com/pt/material-de-esterilizac-o/esterilizadores
Dynamometer SAUTER FH5 https://www.sauter.eu/shop/en/measuring-instruments/force-measurement/FH-S/
Electroneuromiography setup BIOPAC Systems MP36 https://www.biopac.com/product/biopac-student-lab-basic-systems/
Ethilon 5-0 W1618 http://www.farlamedical.co.uk/
FLIR Software FLIR
Graeffe forceps 0.8 mm tips curved Fine Science Tools 11052-10 http://www.finescience.de
Graph paper Ambar
Heat Lamp HL-1 Harvard Apparatus 727562 https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613
Heparin Sodium Solution (Heparin LEO 10000IU/ml) Universal Drugstore http://www.universaldrugstore.com/medications/Heparin+LEO/10000IU%2Fml
High-Temperature Cautery Fine Science Tools AA03 http://www.boviemedical.com/products_aaroncauteries_high.asp
Homeothermic Blanket System with Flexible Probe Harvard Apparatus 507220F https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku3_10001_11051_39108_-1_HAI_ProductDetail_N_37610_37611_37613
Infrared camera FLIR E6 http://www.flir.eu/instruments/e6-wifi/
Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine) Fine Science Tools 7973 http://www.millermedicalsupplies.com
Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT Fine Science Tools EA7613-11 http://www.merciansurgical.com
Ketamine hydrochloride/xylazine hydrochloride solution Sigma- Aldrich K113 https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/k113?lang=pt&region=PT
Lacri-lube Eye Ointment 5g Express Chemist LAC101F http://www.expresschemist.co.uk/lacri-lube-eye-ointment-5g.html
Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT Fine Science Tools EA7652-14 http://www.merciansurgical.com
Meloxicam Recropharma Mobic https://www.recropharma.com/product-pipeline/meloxicam
Methylene Blue solution Sigma- Aldrich https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product
Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108 Fine Science Tools JF-5 http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109 Fine Science Tools JFA-5b http://www.merciansurgical.com
Micro retractor Fine Science Tools RS-6540 http://www.finescience.de
Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight Fine Science Tools 67 http://www.merciansurgical.com
Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124 Fine Science Tools D-5a.2 http://www.merciansurgical.com
Monosyn 5-0 15423BR http://www.mcfarlanemedical.com.au/15423BR/SUTURE-MONOSYN-5_or_0-16MM-70CM-(C0023423)-BOX_or_36/pd.php
Normal saline for irrigation Hospira, Inc. 0409-6138-22 http://www.hospira.com/en/search?q=sodium+chloride+irrigation%2C+usp&fq=contentType%3AProducts
Operating microscope Leica Surgical Microsystems http://www.leica-microsystems.com/products/surgical-microscopes/
Skin Skribe Surgical Skin Marker Moore Medical 31456 https://www.mooremedical.com/index.cfm?/Skin-Skribe-Surgical-Skin-Marker/&PG=CTL&CS=HOM&FN=ProductDetail&PID=1740&spx=1
Snacks Versele-Laga Complete Crock-Berry http://www.versele-laga.com/en/complete/products/complete-crock-berry
Straight mosquito forcep Fine Science Tools 91308-12 http://www.finescience.de
Surgical drapes Barrier 800430 http://www.molnlycke.com/surgical-drapes/
Veet Sensitive Skin Hair Removal Cream Aloe Vera and Vitamin E 100 ml Veet http://www.veet.co.uk/products/creams/creams/veet-hair-removal-cream-sensitive-skin/

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Lad, S. P., Nathan, J. K., Schubert, R. D., Boakye, M. Trends in median, ulnar, radial, and brachioplexus nerve injuries in the United States. Neurosurgery. 66 (5), 953-960 (2010).
  2. Murovic, J. A. Upper-extremity peripheral nerve injuries: a Louisiana State University Health Sciences Center literature review with comparison of the operative outcomes of 1837 Louisiana State University Health Sciences Center median, radial, and ulnar nerve lesions. Neurosurgery. 65 (4), Suppl 11-17 (2009).
  3. Dy, C. J., Isaacs, J. American Society for Surgery of the Hand surgical anatomy: nerve reconstruction Vol. 1. Dy, C. J., Isaacs, J. , American Society for Surgery of the Hand. (2017).
  4. Trehan, S. K., Model, Z., Lee, S. K. Nerve Repair and Nerve Grafting. Hand Clinics. 32 (2), 119-125 (2016).
  5. Boyd, K. U., Fox, I. K. Nerve surgery Vol. 1. Mackinnon, S. E. , Thieme. Ch. 4 75-100 (2015).
  6. Geuna, S., et al. Update on nerve repair by biological tubulization. Journal of Brachial Plexius Peripheral Nerve Injury. 9 (1), 3 (2014).
  7. Sulaiman, W., Gordon, T. Neurobiology of peripheral nerve injury, regeneration, and functional recovery: from bench top research to bedside application. Ochsner Journal. 13 (1), 100-108 (2013).
  8. Angelica-Almeida, M., et al. Brachial plexus morphology and vascular supply in the wistar rat. Acta Medica Portuguesa. 26 (3), 243-250 (2013).
  9. Bertelli, J. A., Taleb, M., Saadi, A., Mira, J. C., Pecot-Dechavassine, M. The rat brachial plexus and its terminal branches: an experimental model for the study of peripheral nerve regeneration. Microsurgery. 16 (2), 77-85 (1995).
  10. Casal, D., et al. Reconstruction of a 10-mm-long median nerve gap in an ischemic environment using autologous conduits with different patterns of blood supply: A comparative study in the rat. PLoS One. 13 (4), 0195692 (2018).
  11. Stößel, M., Rehra, L., Haastert-Talini, K. Reflex-based grasping, skilled forelimb reaching, and electrodiagnostic evaluation for comprehensive analysis of functional recovery-The 7-mm rat median nerve gap repair model revisited. Brain and Behavior. 7 (10), 00813 (2017).
  12. Manoli, T., et al. Correlation analysis of histomorphometry and motor neurography in the median nerve rat model. Eplasty. 14, 17 (2014).
  13. Ronchi, G., et al. The Median Nerve Injury Model in Pre-clinical Research - A Critical Review on Benefits and Limitations. Frontiers in Cellular Neuroscience. 13, 288 (2019).
  14. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  15. Charan, J., Kantharia, N. D. How to calculate sample size in animal studies. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).
  16. Bertelli, J. A., Mira, J. C. The grasping test: a simple behavioral method for objective quantitative assessment of peripheral nerve regeneration in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 58 (1-2), 151-155 (1995).
  17. Casal, D., et al. A Model of Free Tissue Transfer: The Rat Epigastric Free Flap. Journal of Visualized Experiments. (119), e55281 (2017).
  18. Bertens, A. P. M. G., et al. Anaesthesia, analgesia and euthanasia. Principles of Laboratory Animal Science. Van Zuthphen, L. F., Baumas, V., Beymen, A. C., et al. , Elsevier. 277-311 (2001).
  19. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new surgeon. Journal of Visualized Experiments. (47), e2586 (2011).
  20. Lee-Parritz, D. Analgesia for rodent experimental surgery. Israel Journal of Veterinary Medicine. 62 (3), 74 (2007).
  21. Roughan, J. V., Flecknell, P. A. Evaluation of a short duration behaviour-based post-operative pain scoring system in rats. European Journal of Pain. 7 (5), 397-406 (2003).
  22. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments. (60), e3606 (2012).
  23. Ronchi, G., et al. Functional and morphological assessment of a standardized crush injury of the rat median nerve. Journal of Neuroscience Methods. 179 (1), 51-57 (2009).
  24. Matsumine, H., et al. Vascularized versus nonvascularized island median nerve grafts in the facial nerve regeneration and functional recovery of rats for facial nerve reconstruction study. Journal of Reconstructive Microsurgery. 30 (2), 127-136 (2014).
  25. Mickley, A. G., Hoxha, Z., Biada, J. M., Kenmuir, C. L., Bacik, S. E. Acetaminophen Self-administered in the Drinking Water Increases the Pain Threshold of Rats (Rattus norvegicus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 45 (5), 48-54 (2006).
  26. Mandillo, S., et al. Reliability, robustness, and reproducibility in mouse behavioral phenotyping: a cross-laboratory study. Physiological Genomics. 34 (3), 243-255 (2008).
  27. Papalia, I., Tos, P., Stagno d'Alcontres, F., Battiston, B., Geuna, S. On the use of the grasping test in the rat median nerve model: a re-appraisal of its efficacy for quantitative assessment of motor function recovery. Journal of Neuroscience Methods. 127 (1), 43-47 (2003).
  28. Costa, L. M., Simoes, M. J., Mauricio, A. C., Varejao, A. S. Chapter 7: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part IV-kinematic gait analysis to quantify peripheral nerve regeneration in the rat. International Reviews in Neurobiology. 87, 127-139 (2009).
  29. Geuna, S., Varejao, A. S. Evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration. Journal of Neurosurgery. 109 (2), author reply 362 360-362 (2008).
  30. Howard, R. F., Hatch, D. J., Cole, T. J., Fitzgerald, M. Inflammatory pain and hypersensitivity are selectively reversed by epidural bupivacaine and are developmentally regulated. Anesthesiology. 95 (2), 421-427 (2001).
  31. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  32. Thallmair, M., et al. Neurite growth inhibitors restrict plasticity and functional recovery following corticospinal tract lesions. Nature Neuroscience. 1 (2), 124-131 (1998).
  33. Brown, C. J., et al. Self-evaluation of walking-track measurement using a Sciatic Function Index. Microsurgery. 10 (3), 226-235 (1989).
  34. Hruska, R. E., Kennedy, S., Silbergeld, E. K. Quantitative aspects of normal locomotion in rats. Life Science. 25 (2), 171-179 (1979).
  35. Ferreira, T., Rasband, W. ImageJ user guide. ImageJ/Fiji. 1, 155-161 (2012).
  36. Dijkstra, J. R., Meek, M. F., Robinson, P. H., Gramsbergen, A. Methods to evaluate functional nerve recovery in adult rats: walking track analysis, video analysis and the withdrawal reflex. Journal of Neuroscience Methods. 96 (2), 89-96 (2000).
  37. Ludwig, N., Formenti, D., Gargano, M., Alberti, G. Skin temperature evaluation by infrared thermography: Comparison of image analysis methods. Infrared Physics & Technology. 62, 1-6 (2014).
  38. Bennett, G. J., Ochoa, J. L. Thermographic observations on rats with experimental neuropathic pain. Pain. 45 (1), 61-67 (1991).
  39. Wakisaka, S., Kajander, K. C., Bennett, G. J. Abnormal skin temperature and abnormal sympathetic vasomotor innervation in an experimental painful peripheral neuropathy. Pain. 46 (3), 299-313 (1991).
  40. Muntean, M. V., et al. Using dynamic infrared thermography to optimize color Doppler ultrasound mapping of cutaneous perforators. Medical Ultrasonography. 17 (4), 503-508 (2015).
  41. Shterenshis, M. Challenges to Global Implementation of Infrared Thermography Technology: Current Perspective. Central Asian Journal of Global Health. 6 (1), 289 (2017).
  42. Wilbourn, A. J. Nerve surgery Vol. 1. Mackinnon, S. E. , Thieme. 59-74 (2015).
  43. Wu, Y., Martínez, M. ÁM., Balaguer, P. O. Electrodiagnosis in New Frontiers of Clinical Research. Turker, H. , InTech. Ch. 01 (2013).
  44. Werdin, F., et al. An improved electrophysiological method to study peripheral nerve regeneration in rats. Journal of Neuroscience Methods. 182 (1), 71-77 (2009).
  45. Sedghamiz, H., Santonocito, D. Unsupervised Detection and Classification of Motor Unit Action Potentials in Intramuscular Electromyography Signals. 2015 E-health and Bioengineering Conference IEEE. , 1-6 (2015).
  46. Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
  47. Carstens, E., Moberg, G. P. Recognizing pain and distress in laboratory animals. Ilar Journal. 41 (2), 62-71 (2000).
  48. Tos, P., et al. Chapter 4: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part I-experimental models. International Reviews in Neurobiology. 87, 47-79 (2009).
  49. Galtrey, C. M., Fawcett, J. W. Characterization of tests of functional recovery after median and ulnar nerve injury and repair in the rat forelimb. Journal of the Peripheral Nervous System. 12 (1), 11-27 (2007).
  50. Giusti, G., et al. Return of motor function after segmental nerve loss in a rat model: comparison of autogenous nerve graft, collagen conduit, and processed allograft (AxoGen). Journal of Bone and Joint Surgery American. 94 (5), 410-417 (2012).
  51. Stossel, M., Rehra, L., Haastert-Talini, K. Reflex-based grasping, skilled forelimb reaching, and electrodiagnostic evaluation for comprehensive analysis of functional recovery-The 7-mm rat median nerve gap repair model revisited. Brain and Behavior. 7 (10), 00813 (2017).
  52. Nikkhah, G., Rosenthal, C., Hedrich, H. J., Samii, M. Differences in acquisition and full performance in skilled forelimb use as measured by the 'staircase test' in five rat strains. Behavioral Brain Research. 92 (1), 85-95 (1998).
  53. Whishaw, I. Q., Gorny, B., Foroud, A., Kleim, J. A. Long-Evans and Sprague-Dawley rats have similar skilled reaching success and limb representations in motor cortex but different movements: some cautionary insights into the selection of rat strains for neurobiological motor research. Behavioral Brain Research. 145 (1-2), 221-232 (2003).
  54. Navarro, X. Functional evaluation of peripheral nerve regeneration and target reinnervation in animal models: a critical overview. European Journal of Neuroscience. 43 (3), 271-286 (2016).
  55. Costa, L. M., Simões, M. J., Maurício, A. C., Varejão, A. S. P. International Review of Neurobiology. 87, Academic Press. 127-139 (2009).
  56. Ronchi, G., et al. Functional and morphological assessment of a standardized crush injury of the rat median nerve. Journal of Neuroscience Methods. 179 (1), 51-57 (2009).
  57. Raimondo, S., et al. Chapter 5: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part II-morphological techniques. International Reviews in Neurobiology. 87, 81-103 (2009).
  58. Bontioti, E. K. M., Dahlin, L. B. Regeneration and functional recovery in the upper extermity of rats after various types of nerve injuries. Journal of the Peripheral Nervous System. 8, 159-168 (2003).
  59. Schönfeld, L. M., Dooley, D., Jahanshahi, A., Temel, Y., Hendrix, S. Evaluating rodent motor functions: Which tests to choose. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 83, 298-312 (2017).
  60. Urbancheck, M. S. Rat walking tracks do not reflect maximal muscle force capacity. Journal of Reconstructive Microsurgery. 15 (2), 143-149 (1999).
  61. Cudlip, S. A., Howe, F. A., Griffiths, J. R., Bell, B. A. Magnetic resonance neurography of peripheral nerve following experimental crush injury, and correlation with functional deficit. Journal of Neurosurgery. 96 (4), 755-759 (2002).
  62. Wang, Y., Sunitha, M., Chung, K. C. How to measure outcomes of peripheral nerve surgery. Hand Clinics. 29 (3), 349-361 (2013).
  63. Wang, H., Spinner, R. J., Sorenson, E. J., Windebank, A. J. Measurement of forelimb function by digital video motion analysis in rat nerve transection models. Journal of the Peripheral Nervous System. 13 (1), 92-102 (2008).
  64. Yanase, Y. Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. , Springer-Verlag. Ch. 2 44-51 (2004).
  65. Barton, M. J., et al. Morphological and morphometric analysis of the distal branches of the rat brachial plexus. Italian Journal of Anatomy and Embryology. 121 (3), 240-252 (2016).
  66. Vincent, R. Adult and obstetrical brachial plexus injuries. Peripheral Nerve Surgery: Practical applications in the upper extremity. Slutsky, D. J., Hentz, V. R. , Churchill Livingstone. 299-317 (2006).
  67. Dahlin, L. B. Peripheral Nerve Surgery: Practical Applications in the Upper Extremity. Slutsky, D. J., Hentz, V. R. , Elsevier. Ch. 1 1-22 (2006).
  68. Vargel, I., et al. A comparison of various vascularization-perfusion venous nerve grafts with conventional nerve grafts in rats. Journal of Reconstructive Microsurgery. 25 (7), 425-437 (2009).
  69. Grinsell, D., Keating, C. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256 (2014).
  70. Wang, D., et al. A simple model of radial nerve injury in the rhesus monkey to evaluate peripheral nerve repair. Neural Regeneration Research. 9 (10), 1041-1046 (2014).
  71. Casal, D., et al. Unconventional Perfusion Flaps in the Experimental Setting: A Systematic Review and Meta-Analysis. Plastic Reconstructive Surgery. 143 (5), 1003-1016 (2019).
  72. Bontioti, E. End-to-side nerve repair. A study in the forelimb of the rat. , PhD thesis, Lund (2005).
  73. Bodine-Fowler, S. C., Meyer, R. S., Moskovitz, A., Abrams, R., Botte, M. J. Inaccurate projection of rat soleus motoneurons: a comparison of nerve repair techniques. Muscle Nerve. 20 (1), 29-37 (1997).
  74. Valero-Cabre, A., Navarro, X. H reflex restitution and facilitation after different types of peripheral nerve injury and repair. Brain Research. 919 (2), 302-312 (2001).
  75. Wall, P. D., et al. Autotomy following peripheral nerve lesions: experimental anaesthesia dolorosa. Pain. 7 (2), 103-111 (1979).
  76. Bertelli, J. A., Taleb, M., Saadi, A., Mira, J. C., Pecot-Dechavassine, M. The rat brachial plexus and its terminal branches: an experimental model for the study of peripheral nerve regeneration. Microsurgery. 16, 77-85 (1995).
  77. Wood, M. J., Johnson, P. J., Myckatyn, T. M. Nerve Surgery Vol. 1. Mackinnon, S. E., Yee, A. , Thieme. Ch. 1 1-40 (2015).
  78. Rosberg, H. E. Epidemiology of hand injuries in a middle-sized city in southern Sweden - a retrospective study with an 8-year interval. Scandinavian Journal of Plastic and Reconstructive Surgery and Hand Surgery. 38, 347-355 (2004).
  79. Gordon, T., Borschel, G. H. The use of the rat as a model for studying peripheral nerve regeneration and sprouting after complete and partial nerve injuries. Experimental Neurology. 287, Pt 3 331-347 (2017).
  80. Bertelli, J. A., Ghizoni, M. F. Concepts of nerve regeneration and repair applied to brachial plexus reconstruction. Microsurgery. 26 (4), 230-244 (2006).
  81. Bertelli, J. A., Mira, J. C. Behavioural evaluating methods in the objective clinical assessment of motor function after experimental brachial plexus reconstruction in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 46, 203-208 (1993).
  82. Bertelli, J. A., Mira, J. C. The grasping test: a simple behavioral method for objective quantitative assessment of peripherla nerve regeneration in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 58 (1-2), 151-155 (1995).
  83. Ronchi, G., et al. Standardized crush injury of the mouse median nerve. Journal of Neuroscience Methods. 188 (1), 71-75 (2010).

Tags

Geneeskunde Kwestie 158 mediane zenuw zenuwregeneratie perifeer zenuwstelsel reparatie rat experimenteel model chirurgie functionele tests
Functionele en fysiologische methoden voor de evaluatie van mediane zenuwregeneratie in de rat
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Casal, D., Mota-Silva, E., Iria, I., … More

Casal, D., Mota-Silva, E., Iria, I., Pais, D., Farinho, A., Alves, S., Pen, C., Mascarenhas-Lemos, L., Ferreira-Silva, J., Ferraz-Oliveira, M., Vassilenko, V., Videira, P. A., Goyri-O'Neill, J. Functional and Physiological Methods of Evaluating Median Nerve Regeneration in the Rat. J. Vis. Exp. (158), e59767, doi:10.3791/59767 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter