Summary
Nous décrivons l'utilisation de l'ultrason à haute fréquence avec la formation image de contraste comme méthode pour mesurer le volume de réservoir souple, l'épaisseur de mur de réservoir souple, la vitesse d'urine, le volume vide, la durée de vide, et le diamètre urétral. Cette stratégie peut être employée pour évaluer le dysfonctionnement d'annulation et l'efficacité de traitement dans divers modèles de souris du dysfonctionnement inférieur d'appareil urinaire (LUTD).
Abstract
L'incidence de l'hyperplasie prostatique bénigne clinique (HBP) et des symptômes inférieurs d'appareil urinaire (LUTS) augmente en raison de la population vieillissante, ayant pour résultat un fardeau économique et de qualité de vie significatif. Des modèles transgéniques et d'autres modèles de souris ont été développés pour recréer divers aspects de cette maladie multifactorielle ; cependant, les méthodes pour quantifier avec précision le dysfonctionnement urinaire et l'efficacité de nouvelles options thérapeutiques font défaut. Ici, nous décrivons une méthode qui peut être employée pour mesurer le volume de réservoir souple et l'épaisseur de mur de detrusor, la vitesse urinaire, le volume et la durée de vide de vide, et le diamètre urétral. Cela permettrait d'évaluer la progression de la maladie et l'efficacité du traitement au fil du temps. Des souris ont été anesthésiées avec l'isoflurane, et la vessie a été visualisée par ultrason. Pour l'imagerie non-contraste, une image 3D a été prise de la vessie pour calculer le volume et évaluer la forme ; l'épaisseur de la paroi de la vessie a été mesurée à partir de cette image. Pour l'imagerie contrastée, un cathéter a été placé à travers le dôme de la vessie à l'aide d'une aiguille de calibre 27 reliée à une seringue par des tubes PE50. Un bolus de 0.5 ml de contraste a été infusé dans la vessie jusqu'à ce qu'un événement de miction se produise. Le diamètre urétral a été déterminé à la pointe de la fenêtre d'échantillon de vitesse de Doppler pendant le premier événement de vidage. La vitesse a été mesurée pour chaque événement ultérieur donnant un débit. En conclusion, l'ultrason à haute fréquence s'est avéré être une méthode efficace pour évaluer les mesures de la vessie et de l'urétral pendant la fonction urinaire chez la souris. Cette technique peut être utile dans l'évaluation de nouvelles thérapies pour BPH/LUTS dans un cadre expérimental.
Introduction
L'hyperplasie prostatique bénigne (HBP) est une maladie qui se développe chez les hommes à mesure qu'ils vieillissent et touche près de 90 % des hommes de plus de 80 ans1,2. Bien que le développement de l'HBP soit généralement associé au vieillissement, d'autres facteurs, y compris l'obésité et le syndrome métabolique, peuvent mener à l'HBP chez les hommes relativement plus jeunes3,4. Beaucoup d'hommes avec BPH développent des symptômes inférieurs d'appareil urinaire (LUTS) qui diminuent de manière significative leur qualité de vie, et quelques complications d'expérience qui peuvent inclure le saignement, l'infection, l'obstruction de sortie de réservoir souple (BOO), les pierres de réservoir souple, et l'échec rénal. Le coût du traitement de l'HBP dépasse 4 milliards de dollars par an5,6,7. Le diagnostic de LUTS provoqué par BPH repose généralement sur l'utilisation de l'indice de symptôme d'AUA (AUASI) score, uroflowmetry, et évaluation de la taille de prostate8. L'étiologie de BPH/LUTS est complexe et multifactorielle, et le développement et la progression de la maladie ont été associés à l'hyperplasie prostatique (prolifération de prostate), à la contractilité lisse de muscle, et à la fibrose. Les traitements actuels comprennent l'utilisation de bloqueurs adrénergiques pour réguler le tonus musculaire lisse dans la vessie et la prostate afin d'alléger les inhibiteurs du LUTS et/ou de la réductase de 5 ans pour diminuer le métabolisme des androgènes et la taille de la prostate. De meilleurs modèles de maladie, murine et autres, pour permettre l'étude précise des effetsdes facteurs causatifs et thérapeutiques variés dans ce processus de maladie au fil du temps est fortement souhaitable 9.
Les modèles de rongeurs ont été largement utilisés pour étudier l'urodynamique; cependant, la plupart des études sont axées sur la micturition féminine et la maladie10. Afin d'examiner pleinement tous les aspects de LUTS mâle, des modèles de rongeurs ont été développés et utilisés pour étudier différents aspects de l'HBP, y compris les changements dans la prolifération cellulaire, la fonction musculaire lisse, dépôt de collagène, et l'inflammation11, 12 Ans, états-unis , 13 (en) , 14. Cependant, l'anatomie de prostate de rongeur et humaine diffèrent. Tandis que la prostate humaine est compacte et enfermée par une couche fibromusculaire condensée, la prostate de rongeur est lobulaire ; et ces différences compliquent les comparaisons directes de la progression de la maladie et de l'efficacité du traitement. En outre, les LUTS sont difficiles à évaluer chez la souris, car il n'est pas possible de mesurer directement la tracasme. Au lieu de cela, les méthodes actuelles pour étudier la maladie corrèlent les caractéristiques histologiques avec des dispositifs physiologiques (c.-à-d., volume de réservoir souple et épaisseur de mur avec uroflowmetry, essais de tache vide, et données de point de terminaison de cystométrie) qui comparent le niveau des données urinaires dysfonctionnement entre le modèle BPH et les animaux témoins12,15,16,17,18. Les caractéristiques physiologiques sont fréquemment évaluées comme des critères d'autopsie post-mortem, et il y a une incapacité au sein d'un même animal d'observer BOO à travers le temps. Récemment, nous avons identifié une subdivision de l'urètre pelvien (l'urètre prostatique) où les implants exogènes d'hormone causent un rétrécissement basé sur des évaluations post mortem d'autopsie12. Les méthodes actuelles ne permettent pas l'évaluation directe et in vivo du rétrécissement urétral pendant l'annulation.
L'échographie est une technique de diagnostic et d'évaluation non invasive qui a été utilisée avec succès dans d'autres modèles de maladies. Il est utilisé pour quantifier le volume des organes et évaluer le flux vasculaire19,20,21. L'échographie est également utilisée pour visualiser et guider les microinjections, permettant des injections ciblées de cellules souches ou d'autres médicaments, et pour évaluer la fonction cardiaque systolique et diastolique.
Ce protocole décrit l'utilisation de l'ultrason à haute fréquence pour évaluer l'anatomie inférieure des voies urinaires et évaluer la physiologie urinaire chez les souris anesthésiés. Nous décrivons l'utilisation de l'ultrason pour mesurer le volume de la vessie et l'épaisseur de la paroi. Nous décrivons également l'utilisation de l'ultrason contrast-amélioré pour mesurer la vitesse d'urine, le volume d'urine, la durée de vide, et le diamètre d'urètre. L'utilisation de l'échographie fournit une compréhension plus complète des voies urinaires inférieures in vivo, détermine comment la maladie modifie la fonction normale d'annulation, et nous donne les outils pour mieux évaluer l'efficacité de nouvelles options thérapeutiques. À l'heure actuelle, le protocole d'imagerie sans contraste n'est pas terminal, tandis que le protocole d'imagerie actuel amélioré par contraste est une procédure terminale.
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Protocol
Les procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux (IACUC) de l'Université du Wisconsin à Madison.
1. Préparation animale
- Placez une souris mâle C57Bl6/J de 24 mois dans une chambre préchargée avec 3-5% d'isoflurane jusqu'à ce que le réflexe de redressement soit perdu et que le taux de respiration ralentisse.
- Si nécessaire, utilisez des tondeuses pour raser les poils abdominaux de l'animal pour la chirurgie et / ou l'imagerie. Retirer tous les cheveux restants à l'aide d'une crème dépilatoire.
- Placez la souris en position de supine dans un cône de nez avec 2% d'isoflurane sur une plate-forme chauffée pour maintenir l'anesthésie. Confirmer la profondeur de l'anesthésie par la perte de mouvement de l'animal en réponse à un réflexe de pédalage-retrait (Figure 1B).
2. Mise en place d'ultrasons
- Connectez une sonde MV707 avec une fréquence centrale de 30 MHz au port actif, avec l'application préréglé pour « imagerie abdominale » (Figure 1A).
- Placez la sonde à ultrasons parallèle à l'axe long de la vessie (Figure 1C).
- Les images longues et courtes de la vessie, de la prostate et de l'urètre sont réalisées en mode B (figure1D).
- Utilisez les micro-manipulateurs "xy" pour déplacer la souris.
3. Protocole d'imagerie sans contraste
- Mesurez l'épaisseur de la paroi de la vessie à l'aide de l'outil de mesure de la distance linéaire et tracez le bord extérieur jusqu'au bord intérieur de la paroi de la vessie après l'acquisition du mode B.
- Mesurez le volume 3D de la vessie avec l'outil volumétrique sur l'acquisition du mode 3D en traçant l'intérieur des parois de la vessie pour créer un contour. Plusieurs contours sont ensuite générés par l'épaisseur de la vessie pour calculer le volume.
4. Resuspension/activation de contraste de microbulle
- Activer l'agent de contraste (par exemple, DEFINITY) en secouant dans le mélangeur vortex pour 45 s pour encapsuler les microbulles en solution. Cette étape est essentielle pour améliorer le contraste optimal.
5. Insertion de cathéter
- Avec la souris anesthésié et scotché à la plate-forme chauffée, exposer la vessie avec une incision de la ligne médiane à l'aide de ciseaux droits pointus / émoussés à travers la peau et la paroi abdominale.
- Insérer une aiguille de calibre 27 reliée à une seringue par un tube flexible en polyéthylène (PE 50) dans la vessie. Préremplir le tube avec de la saline pour s'assurer qu'aucune bulle d'air n'est injectée dans la vessie.
6. Protocole d'imagerie amélioré par contraste
- Pour confirmer le placement de l'aiguille, inculquez 10 ll de salin dans la vessie tout en étant observé par ultrasons.
- Remplacez la seringue saline par une seringue contenant du contraste pour améliorer la visualisation des parois urétrales et des événements d'annulation, parce que l'urètre est normalement effondré. Une fois qu'une vue complète de l'axe long de l'urètre est obtenue et qu'une image est sauvegardée, faites pivoter la sonde à 90 degrés pour obtenir une vue d'axe courte et une image M-Mode.
- Instiller un bolus de microbulles à 0,5 ml par 3 s dans la vessie jusqu'à ce qu'un événement de miction se produise.
- Au cours du premier événement de vidage, mesurez le diamètre urétral à la pointe de la fenêtre de l'échantillon de vitesse Doppler à l'aide de l'outil de distance linéaire et du bord de mesure sur le bord.
- Avec l'urètre correctement localisé, angle de la sonde par rapport à l'urètre pour devenir plus parallèle à l'écoulement urinaire.
- Instiller un deuxième bolus de microbulles dans la vessie, et mesurer la vitesse de l'événement à l'aide de l'outil intégral de temps de vitesse (VTI).
- Après la collecte de données, euthanasiez la souris avec la dislocation cervicale.
7. Calcul et analyse des données
- Sélectionnez l'outil VTI pour mesurer la vitesse en traçant les images enregistrées.
- Mesurez le diamètre de l'urètre à partir de l'image en mode B ou en mode M à l'aide du bord d'avant à la convention de bord d'avant.
- Calculer la zone transversale (CSA) à l'aide de la formule suivante (CSA) à l'aide des mesures d'image obtenues ci-dessus.
- Calculer le volume vide à l'aide de l'ASC de l'urètre et en multipliant celui par la zone sous la trace Doppler (temps de vitesse intégral)(CSA x VTI - volume).
- Calculez le volume réel d'urine annulée en supposant une densité d'un gramme par centimètre cube.
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Representative Results
L'échographie peut être utilisée avec ou sans amélioration de contraste en fonction de la conception expérimentale et de la mesure du point de terminaison. Les souris sont anesthésiés avec de l'isoflurane et rasées et toutes les traces de cheveux enlevés avec une crème dépilatoire. Les animaux anesthésiés sont placés sur une plate-forme chauffée avec la sonde à ultrasons positionnée le long axe de la vessie (Figure 1).
La figure 2 montre des images à ultrasons représentatives d'une vessie de souris acquise sans agent de contraste. La paroi de la vessie est hyperéchoïque (blanche), et l'épaisseur de la paroi de la vessie est mesurée à l'aide d'un logiciel de mesure. Une projection de la surface de la vessie peut être rendue pour déterminer le volume de la vessie, l'épaisseur de la paroi et le volume de la paroi (tableau 1).
Pour le contraste amélioré de la vessie et de l'imagerie des voies urinaires inférieures, un cathéter doit être inséré dans la vessie et des microbulles injectées. Il est important d'activer les microbulles par protocole du fabricant pour une imagerie optimale. La figure 3 montre une image représentative d'une vessie remplie de microbulles. La vessie est hyperéchoïque (apparaît blanche dans l'image). Une rafale ultrasonique à basse fréquence détruit les bulles et la vessie devient transitoirement hypoechoic (semble noir), avant la réforme des bulles, confirmant cette structure comme la vessie. Pendant l'impulsion de destruction, la puissance de transmission passe à 100% et la fréquence de transmission tombe à 10 MHz. Un bolus de microbulles (0,5 ml par 3 s) déclenche un événement de vidage et permet de visualiser l'urètre. L'urètre est confirmé par l'application d'une rafale ultrasonique à basse fréquence pendant l'événement de miction et en observant la destruction et la reformation des microbulles. Plusieurs mesures peuvent être effectuées pendant l'événement de miction. Le diamètre du lumen urétral peut être acquis avant et après la miction ainsi que la vitesse d'écoulement de l'urine traversant cette région de l'urètre et l'écoulement total (figure 4). À l'aide de l'imagerie de contraste, des mesures ont été effectuées sur toute la longueur de l'urètre (tableau2). À partir de ces mesures, d'autres calculs sont effectués pour examiner l'écoulement urinaire et la conformité de la vessie (tableau 3).
Figure 1 . Configuration de l'échographie. (A) Configuration globale de l'imagerie. (B) Positionnement de la souris sur la plate-forme. (C) La vessie est exposée et cathéterisée avec la sonde à ultrasons alignée pour l'imagerie de la vessie à long axe. (D) Gel à ultrasons et sonde placées sur la vessie exposée et cathétérée pour l'axe long et court pour l'imagerie. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 . Imagerie non contrastée de la vessie de souris. (A) Image de la vessie de souris sans microbulles. (B) Mesures de l'épaisseur de la paroi vésicale à partir de l'image de la vessie en mode b. (C) reconstruction 3D de la vessie de souris. (D) Surface et forme extrapolées à partir de l'image 3D pour une analyse plus approfondie. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 . Imagerie contrastée de la vessie de souris et de l'urètre. (A) Vessie pleine avec microbulles. (B) Vessie pleine avec microbulles après événement de destruction. (C) Urètre de souris avec microbulles. (D) Urètre de souris avec microbulles après événement de destruction. Urètre décrit en rouge. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 4 . Mesures prises à partir de l'urètre de souris. (A) Diamètres de lumen urétral mesurés lors d'un événement urinaire. (B) Vitesse urinaire de flux à travers l'urètre du pénis pendant l'annulation. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
| procès | Volume de la vessie (mm3) | Épaisseur de la paroi de la vessie (mm) | Volume de la paroi de la vessie (mm3) |
| 164 | 47.44 | 0.82 | 12.14 |
| 166 | 87.54 | 0.83 | 29.84 |
| 167 | 100.94 | 0.58 | 51.53 |
| 163 | 152.12 | 0.7 | 74.61 |
| 165 | 116.39 | 0.61 | 59.28 |
Tableau 1. Mesures non invasives d'ultrason de la vessie. Volume de la vessie et épaisseur de la paroi de la vessie mesurée par ultrasons.
| Type de mesure | Image requise | position | tour |
| Volume de la vessie (mm3) | Mode 3D de la vessie | vessie | 335 |
| Épaisseur de la paroi de la vessie (mm) | Réservoir souple B-Mode | Distal au cou de réservoir souple Proximal au cou de réservoir souple |
0.25 0.23 |
| Diamètre d'urètre (mm) | Urethra B-Mode | Cou vésicaire Urethra prostatique Urètre membranaire Urètre de Penile |
0.83 0.33 0.5 0.25 |
| Temps d'événement urinaire (ms) | Mode Urethra PW | Cou vésicaire Urethra prostatique Urètre membranaire Urètre de Penile |
3960 3740 3530 4490 |
| Temps d'accélération (ms) | Mode Urethra PW | Cou vésicaire Urethra prostatique Urètre membranaire Urètre de Penile |
580 440 240 180 |
| Accélération (mm/s2) | Mode Urethra PW | Cou vésicaire Urethra prostatique Urètre membranaire Urètre de Penile |
1218.08 3685.76 3054.79 11031.4 |
| Temps de vitesse intégral (cm) | Mode Urethra PW | Cou vésicaire Urethra prostatique Urètre membranaire Urètre de Penile |
184.2 490.48 157.55 676.93 |
| Vitesse moyenne (mm/s) | Mode Urethra PW | Cou vésicaire Urethra prostatique Urètre membranaire Urètre de Penile |
494.09 1256.82 467.04 1565 |
| Vitesse de pointe (mm/s) | Mode Urethra PW | Cou vésicaire Urethra prostatique Urètre membranaire Urètre de Penile |
780.74 1655.85 820.97 2190.94 |
| Gradient moyen (mmHg) | Mode Urethra PW | Cou vésicaire Urethra prostatique Urètre membranaire Urètre de Penile |
0.98 6.32 0.87 9.8 |
| Gradient de crête (mmHg) | Mode Urethra PW | Cou vésicaire Urethra prostatique Urètre membranaire Urètre de Penile |
2.44 10.97 2.7 19.2 |
| - Mesures capturées lors d'un événement urinaire |
Tableau 2. Mesures par ultrasons de la vessie et de l'urètre. Mesures de la vessie et de l'urètre effectuées par échographie pendant les vides urinaires.
| Type de calcul | formule |
| Zone transversale (mm2) | CSA 2 |
| Fréquence dedébit (mm 3/s) | Taux de débit ' CSA x Moyenne Vitesse |
| Volume vide estimé (mL) | V (Flow Rate/1000) x (Temps d'événement en secondes) |
| Étirement volumeriel | Étirement (Vaprès-Vavant)/Vavant |
Tableau 3. Calculs à l'aide de mesures par ultrasons. Calculs et formules applicables aux mesures par ultrasons pour évaluer la fonction vésicale et le débit urinaire.
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Discussion
Les techniques actuelles d'évaluation des voies urinaires inférieures des rongeurs sont limitées par leur capacité à corréler directement les changements dans la physiologie de l'annulation avec les changements dans l'histologie prostatique qui résulte de la progression de la maladie. Les essais de tache de vide et l'uroflowmetry peuvent être employés pour évaluer des événements spontanés de miction chez les rongeurs, et ces techniques peuvent être employées pour évaluer des changements sur une période de temps15,16,17. Cependant, pour les deux techniques, la plénitude de la vessie ne peut pas être évaluée avant le début de l'essai. En outre, des changements dans la miction peuvent se produire en raison du comportement plutôt que d'un résultat direct de la progression de la maladie, ce qui rend difficile de déterminer l'impact de la maladie sur la miction. La cystométrie, une autre technique d'évaluation du dysfonctionnement de la vessie chez les rongeurs, peut fournir une évaluation in vivo de la fonction vésicale16. Cependant, l'effet dynamique de la prostate de rongeur sur la fonction d'annulation n'est pas clair. Des études antérieures ont documenté les changements histologiques urétralde de souris chez les souris associés à la fonction de vidange modifiée12. Cependant, ces études ne peuvent examiner qu'un seul point temporel discret, et l'anatomie de la vessie, de la prostate et de l'urètre n'est pas évaluée en même temps que les tests fonctionnels. D'autres méthodes d'évaluation des changements dans la vessie (c.-à-d., masse, volume) se produisent au moment de l'euthanasie11,12, rendant impossible d'observer l'évolution d'un processus de la maladie au fil du temps. Parce qu'il y a un risque d'uriner au moment du sacrifice ainsi que l'incapacité de réguler la consommation d'eau avant le sacrifice, la variabilité du volume de la vessie mesurée augmente même au sein des groupes de traitement. Cet article décrit l'utilisation de l'ultrason pour imager l'appareil urinaire inférieur des souris avec ou sans un agent de contraste. Cette technologie permet de visualiser les changements dans la taille de la vessie chez un animal intact, ainsi que l'évaluation des changements fonctionnels du volume de la vessie, l'épaisseur de la paroi de la vessie, le diamètre du lumen urétral, et la vitesse de contraste passant par l'urètre. Plus précisément, l'ultrason contrasté permet la visualisation du lumen urétral, spécifiquement dans la région prostatique, pendant l'annulation d'une manière qui identifie une région de dysfonctionnement potentiel.
Pour assurer la collecte de données échographiques cohérentes et précises, il est essentiel qu'un seul échographe qualifié recueille et lit des échographies tout au long de l'étude. Pour l'imagerie améliorée de contraste, il est important d'activer les microbulles commerciales selon le protocole du fabricant. Les microbulles activées doivent être diluées avec une solution saline de 0,9 %. Les microbulles non diluées sont tellement concentrées qu'elles empêchent la pénétration des ondes ultrasons et ombront des structures situées en dessous d'elles. La dilution des microbulles réduit également les coûts expérimentaux. Les dilutions de microbulles peuvent être variées sans effets expérimentaux négatifs au besoin par l'utilisateur.
L'évaluation du volume de la vessie et de l'épaisseur de la paroi de la vessie chez un animal intact permet d'examiner la progression de la maladie et d'évaluer l'efficacité du traitement au fil du temps. Actuellement, les traitements pour l'HBP sont administrés dans des modèles de rongeurs soit que la maladie est induite ou à un moment précédemment déterminé pour entraîner une progression significative de la maladie11,22,23. L'efficacité du traitement est généralement déterminée après une seule période de temps discrète, malgré le fait que la variabilité biologique peut affecter le temps nécessaire pour répondre au traitement. En utilisant cette nouvelle technique, un modèle de rongeur pour BPH peut être évalué à partir de l'induction du phénotype de la maladie par le protocole entier de traitement.
Un agent de contraste permet aux voies urinaires inférieures d'être visualisées avant, pendant et après un événement de miction. Nous avons précédemment examiné l'histologie urétrale dans un modèle de souris de BPH. Nous avons localisé l'urètre prostatique comme région putative donnant lieu au dysfonctionnement urinaire. Cette région contient plus de canaux prostatiques, de collagène plus dense, et un plus petit lumen que chez les souris témoins12. En outre, les souris BPH-sensibles démontrent le dysfonctionnement de vidage tel que mesuré par uroflowmetry et essais de tache vide. À l'aide d'ultrasons à microbulles, nous pouvons évaluer directement la région de l'urètre prostatique pour mesurer la vitesse d'écoulement, la durée et le diamètre luminal (figure3 et 4). En identifiant la région où le flux est entravé à l'aide de l'échographie, cette région spécifique peut ensuite être évaluée histologiquement pour déterminer la principale composante du dysfonctionnement.
Cette technique est reproductible à travers les souches de souris et à travers une gamme d'âges de souris et les conditions de traitement. En plus des souris mâles âgées, cette technique peut être employée pour évaluer de plus jeunes souris avec des anomalies métaboliques qui pourraient mener à BPH/LUTD. La technique peut également être utilisée pour évaluer la diminution de la nage de la souris femelle et la fonction des voies urinaires inférieures. Bien que le protocole d'ultrason avec le contraste décrit ici soit une procédure terminale, nous pouvons exécuter une cystostomie suprapubique, créant le potentiel pour l'imagerie de contraste non terminale de l'appareil urinaire inférieur24. De futures expériences optimiseront la visualisation des fonctions des voies urinaires pour permettre des mesures répétées. Selon les questions expérimentales, les techniques décrites ici peuvent être combinées avec d'autres techniques fonctionnelles d'essai urinaire pour obtenir plus de perspicacité dans la progression de la maladie et l'efficacité du traitement.
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Disclosures
Les auteurs n'ont rien à révéler
Acknowledgments
Nous tenons à remercier Emily Ricke, Kristen Uchtmann et le laboratoire Ricke pour leur aide dans l'élevage et leurs commentaires sur ce manuscrit. Nous tenons à remercier le NIDDK et le NIEHS pour leur soutien financier à ces études : U54 DK104310 (WAR, JAM, PCM, CMV, DEB), R01 ES001332 (WAR, CMV), K12 DK100022 (TTL, AR-A, DH). Le contenu est la seule responsabilité des auteurs et ne représente pas les vues officielles des NIH.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 21mm Clear Tubing | Supera Anesthesia Innov | 301-150 | |
| 27 gauge needle | BD | Z192376 | |
| 4 port Manifold | Supera Anesthesia Innov | RES536 | |
| DEFINITY | Lantheus Medical Imaging | DE4 | |
| F/AIR Canister | Supera Anesthesia Innov | 80120 | |
| Graefe forceps (Serrated, Straight) | F.S.T. | 11050-10 | |
| Inlet/Outlet Fittings | Supera Anesthesia Innov | VAP203/4 | |
| Isoflurane | Midwest Vet Supply | 193.33161.3 | |
| Isoflurane Vaporizer | Supera Anesthesia Innov | VAP3000 | |
| MV707 probe | Fujifilm VisualSonics Inc | ||
| Oxygen Flowmeter | Supera Anesthesia Innov | OXY660 | |
| Polyethylene 50 tubing | BD | 427516 | |
| Pressure Reg/Gauge | Supera Anesthesia Innov | OXY508 | |
| Rebreathing Circuits | Supera Anesthesia Innov | CIR529 | |
| Small Mice Nose Cone | Supera Anesthesia Inov | ACC526 | |
| Sterile saline | Midwest Vet Supply | 193.74504.3 | NaCl 0.9%, Injectable |
| Straight Sharp/Blunt Scissors | Fine Scientific Tools (F.S.T) | 14054-13 | |
| Syringe | BD | 309646 | 5mL |
| Vevo 770 | Fujifilm VisualSonics Inc | ||
| VIALMIX | Lantheus Medical Imaging | VMIX |
References
- Kirby, R. S. The natural history of benign prostatic hyperplasia: what have we learned in the last decade. Urology. 5, Suppl 1 3-6 (2000).
- Berry, S. J., Coffey, D. S., Walsh, P. C., Ewing, L. L. The development of human benign prostatic hyperplasia with age. Journal of Urology. 132 (3), 474-479 (1984).
- Lotti, F., et al. Elevated body mass index correlates with higher seminal plasma interleukin 8 levels and ultrasonographic abnormalities of the prostate in men attending an andrology clinic for infertility. Journal of Endocrinological Investigation. 34 (10), 336-342 (2011).
- Lotti, F., et al. Metabolic syndrome and prostate abnormalities in male subjects of infertile couples. Asian Journal of Andrology. 16 (2), 295-304 (2014).
- Chute, C. G., et al. The prevalence of prostatism: a population-based survey of urinary symptoms. Journal of Urology. 150 (1), 85-89 (1993).
- Isaacs, J. T., Coffey, D. S. Etiology and disease process of benign prostatic hyperplasia. Prostate Supplemental. 2, 33-50 (1989).
- Kortt, M. A., Bootman, J. L. The economics of benign prostatic hyperplasia treatment: a literature review. Clinical Therapeutics. 18 (6), 1227-1241 (1996).
- Abrams, P., et al. Evaluation and treatment of lower urinary tract symptoms in older men. Journal of Urology. 181 (4), 1779-1787 (2009).
- Roehrborn, C. G. Benign prostatic hyperplasia: an overview. Reviews Urology. 7, Suppl 9 3-14 (2005).
- Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. Rodent models for urodynamic investigation. Neurourology and Urodynamics. 30 (5), 636-646 (2011).
- Nicholson, T. M., et al. Estrogen receptor-alpha is a key mediator and therapeutic target for bladder complications of benign prostatic hyperplasia. Journal of Urology. 193 (2), 722-729 (2015).
- Nicholson, T. M., et al. Testosterone and 17beta-estradiol induce glandular prostatic growth, bladder outlet obstruction, and voiding dysfunction in male mice. Endocrinology. 153 (11), 5556-5565 (2012).
- Ricke, W. A., et al. In Utero and Lactational TCDD Exposure Increases Susceptibility to Lower Urinary Tract Dysfunction in Adulthood. Toxicological Sciences. 150 (2), 429-440 (2016).
- Bell-Cohn, A., Mazur, D. J., Hall, C. C., Schaeffer, A. J., Thumbikat, P. Uropathogenic Escherichia coli-Induced Fibrosis, leading to Lower Urinary Tract Symptoms, is associated with Type-2 cytokine signaling. American Journal of Physiology Renal Physiology. , (2019).
- Wegner, K. A., et al. Void spot assay procedural optimization and software for rapid and objective quantification of rodent voiding function, including overlapping urine spots. American Journal of Physiology Renal Physiology. , (2018).
- Bjorling, D. E., et al. Evaluation of voiding assays in mice: impact of genetic strains and sex. American Journal of Physiology Renal Physiology. 308 (12), 1369-1378 (2015).
- Leung, Y. Y., Schwarz, E. M., Silvers, C. R., Messing, E. M., Wood, R. W. Uroflow in murine urethritis. Urology. 64 (2), 378-382 (2004).
- Fry, C. H., et al. Animal models and their use in understanding lower urinary tract dysfunction. Neurourology and Urodynamics. 29 (4), 603-608 (2010).
- Khoo, S. W., Han, D. C. The use of ultrasound in vascular procedures. Surgical Clinics of North America. 91 (1), 173-184 (2011).
- Hunter, L. E., Simpson, J. M. Prenatal screening for structural congenital heart disease. Nature Reviews Cardiology. 11 (6), 323-334 (2014).
- Hammoud, G. M., Ibdah, J. A. Utility of endoscopic ultrasound in patients with portal hypertension. World Journal of Gastroenterology. 20 (39), 14230-14236 (2014).
- Sikes, R. A., Thomsen, S., Petrow, V., Neubauer, B. L., Chung, L. W. Inhibition of experimentally induced mouse prostatic hyperplasia by castration or steroid antagonist administration. Biology of Reproduction. 43 (2), 353-362 (1990).
- Mizoguchi, S., et al. Effects of Estrogen Receptor beta Stimulation in a Rat Model of Non-Bacterial Prostatic Inflammation. Prostate. 77 (7), 803-811 (2017).
- Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction. Journal of Urology. 164 (4), 1385-1389 (2000).
