Summary
Den nuværende protokol beskriver metoder til at etablere patient afledte xenograft (PDX) modeller og primære Cancer cellelinjer fra kirurgiske gastriske kræft prøver. Metoderne giver et nyttigt værktøj til narkotika udvikling og kræft biologi forskning.
Abstract
Brugen af prækliniske modeller til at fremme vores forståelse af tumor biologi og undersøge effektiviteten af terapeutiske agenter er nøglen til kræftforskning. Selv om der er mange etablerede gastrisk Cancer cellelinjer og mange konventionelle transgene musemodeller for præklinisk forskning, ulemperne ved disse in vitro og in vivo modeller begrænse deres applikationer. Fordi egenskaberne ved disse modeller har ændret sig i kulturen, de ikke længere model tumor heterogenitet, og deres reaktioner har ikke været i stand til at forudsige reaktioner hos mennesker. Således, alternative modeller, der bedre repræsenterer tumor heterogenitet er under udvikling. Patient afledte xenograft (PDX) modeller bevarer det histologiske udseende af kræftceller, bevarer intratumoral heterogenitet og bedre afspejler de relevante menneskelige komponenter i tumor mikromiljøet. Men, det tager normalt 4-8 måneder at udvikle en PDX-model, som er længere end den forventede overlevelse af mange gastriske patienter. Af denne grund kan etableringen af primære Cancer cellelinjer være en effektiv supplerende metode til lægemiddel respons undersøgelser. Den nuværende protokol beskriver metoder til at etablere PDX-modeller og primære Cancer cellelinjer fra kirurgiske gastriske kræft prøver. Disse metoder giver et nyttigt redskab til narkotika udvikling og kræft biologi forskning.
Introduction
Gastrisk cancer er den femte mest almindeligt forekommende kræft verden over og den tredje hyppigste årsag til kræftdødsfald. I 2018, over 1.000.000 nye tilfælde af gastrisk Cancer blev diagnosticeret globalt, og en anslået 783.000 mennesker blev dræbt af denne sygdom1. Forekomsten og dødeligheden af gastrisk cancer er fortsat meget høj i de nordøstlige asiatiske lande2,3. Trods betydelige fremskridt inden for kræftbehandling, er prognosen for patienter med fremskreden gastrisk Cancer stadig dårlig, med en femårig overlevelsesrate på ca. 25%4,5,6, 7,. Der er således et presserende behov for udvikling af nye terapeutiske strategier for gastrisk Cancer
Behandling af gastrisk cancer er udfordrende på grund af sin høje heterogenitet8,9. Således er spørgsmålet om, hvordan man løser udfordringerne ved tumor heterogenitet at realisere Precision medicin er centralt for kræftforskning. In vitro og in vivo modeller spiller afgørende roller i belyse de heterogene mekanismer og biologi af gastrisk cancer. Men, selv om der er talrige gastrisk Cancer cellelinjer og mange konventionelle transgene musemodeller for præklinisk forskning, ulemperne ved disse modeller begrænse deres applikationer10. Fordi egenskaberne ved disse modeller har ændret sig i kulturen, de ikke længere model tumor heterogenitet, og deres reaktioner har ikke været i stand til at forudsige svarene i mennesker11. Disse spørgsmål alvorligt begrænse muligheden for at identificere undergrupper af kræftpatienter, der vil reagere på målrettede lægemidler. Den kortsigtede kultur af primære tumorer giver en relativt hurtig og personlig måde at undersøge anticancer farmakologiske egenskaber, som sandsynligvis vil være kendetegnende for personlig kræftbehandling.
Patient afledte xenografter (pdxs) foretrækkes som en alternativ præklinisk model for lægemiddel respons profilering12. Derudover tilbyder PDX-modeller et effektivt værktøj til at studere initiering og progression af kræft13,14. PDX modeller bevarer den histologiske udseende af kræftceller, bevarer intratumoral heterogenitet, og bedre afspejle de relevante menneskelige komponenter i Tumorens mikromiljø15,16. Men begrænsningen af de udbredte PDX modeller er den lave succesrate for etablering og serielt formeringsmateriale menneskelige solide tumorer. I denne undersøgelse beskrives anstændigt vellykkede metoder til oprettelse af PDX-modeller og primære cellelinjer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Denne humane undersøgelse blev godkendt af den institutionelle etik Review Board of Sun Yat-sen University Cancer Center (SYSUCC, Guangzhou, Kina). Dyret undersøgelse blev godkendt af den institutionelle Animal Care og brug Udvalget af Sun Yat-sen University. Bemærk: alle eksperimenter blev udført i overensstemmelse med de relevante love og institutionelle retningslinjer, herunder retningslinjerne for beskyttelse af erhvervsmæssig eksponering mod blodbårne patogener.
1. forberedelse af prøver
- Få gastrisk Cancer væv (p0 = passage 0) direkte fra operationen. Tumor prøven skal være større end 0,5 cm3.
- Forbered 3-4 mL stamopløsning: for eksempel RPMI-1640 medium (1x) suppleret med 10% føtal bovint serum (FBS), 100 U/mL penicillin og 0,1 mg/mL streptomycin.
- Sæt den friske tumorprøve i stamopløsningen ved 4 °C i højst 4 timer.
2. etablering af PDX-modellen (figur 1)
- For at sikre et sterilt kirurgisk område desinficeres alle materialer med ultraviolet lys i mere end 30 minutter før overførsel til dyre laboratoriet.
Bemærk: operationsrummet skal desinficeres med ultraviolet lys i 30 minutter, før vi Rengør skrivebordet med dichlor isocyanurin syre natriumsuppositoria-desinfektionsmiddel. Derefter povidone-jod bruges til at desinficere huden. - Brug pincet og saks, forsigtigt dissekere tumor væv og trim dem i flere små stykker (ca. 1 mm3 terninger) under sterile forhold.
- Anesthetize kvindelige 5-til 7-ugers-gamle NOD-scid-IL2rg (NSG) mus ved udsættelse for 1-1.5% isofluran med en anæstesi maskine.
- Bedøve musen, indtil det stopper kæmper, men bevarer selv vejrtrækning.
Bemærk: 50 mL røret er et simpelt udstyr, der fungerer på samme vis som en anæstesi maskine. Brugen af veterinære øjensalve for at forhindre tørhed er unødvendig på grund af den korte Operations tid.
- Bedøve musen, indtil det stopper kæmper, men bevarer selv vejrtrækning.
- Lav et 1 cm snit på begge dorsale flanker ved hjælp af steril saks, og implantere et tumor stykke i hver flanke af musen.
- For at sikre, at tumorstykket ikke glider ud, skal du bruge sterile pincet til at forstyrre det subkutane væv. Derefter klip et stykke af tumorvævet, og Placer det i det dybe sted.
- Luk implantat området ved subkutan sutur med kirurgiske suturnåle, og Markér muse ørerne med mærkede øremærker
- Sterilisere såret med jod.
- Placer forsigtigt musene i et tomt bur efter operationen, mens du bevarer brystbenet recumbency. Vær meget opmærksom på tilstanden af musene; de vågner op og begynder at gå ca. 3-4 minutter senere. Placer mus, der gennemgik kirurgi i et andet nyt bur adskilt fra dem ikke udsat for kirurgi.
- Vurder tumorstørrelse ved palpering af implantationsstedet. Mål tumorer med en Vernier caliper to gange om ugen.
- Når tumoren når 10 mm i diameter, forværres dyrenes tilstand, eller tumoren ulcererer, aflive musen med en IRB-godkendt metode. Reimplantat høstet friske tumor fragmenter i 2 nye mus til passaging, eller midlertidigt gemme prøverne i PBS på is til isolering af primære cellelinjer.
3. vævs kryopræservering
Bemærk: denne del refererer primært til metoderne til live tissue kit Cryo kit. De vigtigste kits og udstyr er opført i tabellen over materialer.
- Euthanize musene med en IRB-godkendt metode, når tumoren er større end 10 mm i diameter.
- Ved hjælp af sterile pincet og saks, isolerer langsomt tumoren fra musene.
- Vask tumorvæv med DPBS i en 10 cm skål. Dissekere og fjerne nekrotiske områder, fedtvæv, blodpropper og bindevæv med pincet og saks.
- Skær tumorvævet til en maksimal 1 mm tykkelse med en skimmel.
- Vask skiverne med DPBS i en 10 cm skål.
Bemærk: forvitrifikation processen involverer brug af rør mærket v1/v2/v3 i trin 3.6-3.8. De vigtigste ingredienser er DMSO og saccharose. - Udsnittene overføres til tube v1 med tang, og røret inkubates ved 4 °C i 4 min. Rul og vend røret kortvarigt, og Placer det ved 4 °C i yderligere 4 minutter.
- Hæld v1 opløsning og skiver i en 10 cm skål. Oversæt udsnittene til tube v2 med pincet, og inkubatrør v2 ved 4 °C i 4 min. Rul og vend røret kortvarigt, og Placer det ved 4 °C i yderligere 4 minutter.
- Hæld v2 opløsningen og skiver i en 10 cm skål. Overfør udsnittene til tube v3 med pincet, og Inkuber røret ved 4 °C i 5 min. Rul og vend røret kortvarigt, og Placer det ved 4 °C i mindst 5 minutter. Sørg for, at udsnittene alle synker til bunden af røret.
- Hvis flere skiver forbliver flydende, ruller og inverteres røret kortvarigt, og Anbring røret ved 4 °C igen, indtil alle skiver synker helt; Kassér de flydende udsnit, hvis det er nødvendigt.
- Hæld v3-opløsningen og skiver i en 10 cm skål.
- Skær vævs holderne til den rette længde, og Placer dem på steril gaze. Overfør udsnittene til holderne. Pak holderne med gaze, og Placer dem i flydende nitrogen ved hjælp af pincet, efterfulgt af inkubation i 5 min.
- Mærk de kryogene hætteglas med vævs informationen.
- Indehaverne med vævs skiver overføres til kryogene hætteglas, som opbevares i flydende nitrogen.
4. isolering af primærceller (figur 2)
- Steriliser tang og saks med højtryksdamp ved 121 °C i 30 min.
- At resect gastrisk Cancer prøver fra resekterede prøver eller høstede PDX-væv. Anbring vævene på is, og overfør derefter vævene til en 10 cm steril kulturfad.
- Dissekere og fjerne nekrotiske områder, fedtvæv, blodpropper og bindevæv med pincet og saks.
- Vask tumorvæv en gang med DPBS, der indeholder 100 U/mL penicillin og 0,1 mg/mL streptomycin i en 10 cm skål.
- Skær tumorvævet i 1 mm3 stykker på låget af skålen; den maksimale tykkelse af hvert stykke skal være 1 mm.
- Vævene overføres til et 50 ml centrifugeglas med ca. 7 ml type 1 kollagenase og trypsin (1:14) opløsning. Hvirvel blandingen kortvarigt.
- Inkuber røret i et vandbad ved 37 °C i 30-40 min. vortex blandingen hver 5 min.
- Tilsæt en tilsvarende mængde RPMI-1640 medium (1x) suppleret med 10% FBS til røret. Vortex blandingen grundigt.
- Blandingen overføres til et nyt 50 mL centrifugeglas ved langsom filtrering gennem et 40 μm filter.
Bemærk: Brug 40 μm filtre for at sikre et højere forhold mellem cancerceller. Hvis det er nødvendigt, kan 100 μm filtre bruges til at bevare flere typer af celler, såsom immunologiske celler. - Centrifuge Filtraterne ved 113-163 x g i 5-7 min ved rt. Fjern forsigtigt supernatanten.
- Du vasker pellet med 5 mL PBS og forsigtigt fjerner supernatanten.
- Hvis pellet er rød, det indeholder mange erythrocytter. Resuspendér forsigtigt pellet med 500 μL rød blod cellelyse buffer. Efter en 5 min inkubation tilsættes 5 mL PBS, og supernatanten fjernes forsigtigt.
- Resuspendere pellet med kulturmedium, og overføre blandingen til en steril 10 cm skål.
- Udskift mediet med serum-holdige medium hver 2-3 dage.
- De primære celler ved hjælp af trypsin/EDTA, når de når 50% sammenløbet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Her, tumor væv fra en operation blev bevaret i stamopløsning indtil næste trin. Inden for 4 timer, tumor væv blev skåret i små stykker og implanteret i dorsale flankerne af NSG mus, der var blevet bedøvet ved hjælp af isoflurane-gennemblødt bomuld. Tumorer, der er større end 1 cm3 , kan gensendes til implantation i nye mus (figur 1) eller skæres omhyggeligt og opbevares i flydende nitrogen efter protokollen. I denne undersøgelse, den første generation tumorer voksede langsommere end dem i senere generationer, at tage 3 uger eller længere at nå den passende størrelse. Succesraten for første generations subkutan tumordannelse var større end 80%. Vi bekræftede identiteten af kræftcellerne fra PDX-modeller af H & E farvning under et mikroskop (figur 3c). Endelig, succesraten for tumordannelse fra kryopræserverede tumor væv var ca 95%.
Primære kræftceller blev isoleret som en anden måde at undersøge den enkelte tumor. Cellerne blev isoleret fra enten operative prøver eller PDX-modeller. Tumorvæv blev vasket med DPBS og skåret i stykker. Vævs fragmenterne blev grundigt fordøjet med type 1 kollagenase og trypsin (1:14) før filtrering. Efter fjernelse erythrocytter, cellerne blev dyrket på samme måde som andre kræftceller. De overlevende mesenchymale celler dør i de efterfølgende passager (figur 2). Baseret på forskelle i morfologi, kan vi nemt genkende tumorceller. Normale celler har en ensartet form og størrelse, men kræftcellerne kommer i forskellige størrelser og former. Desuden, i cancerceller, kernen har uregelmæssige strukturer og en relativt lille cytoplasma. Derfor blev de primære celler autentificeret uafhængigt af to patologer under et mikroskop (figur 3a). For yderligere bekræftelse, H & E farvning blev anvendt til at observere cancer celle morfologi efter fiksering (figur 3b). Raten for vellykket isolation af primære cellelinjer var ca. 40%. De primære celler skal være urerne 4 eller 5 gange efter isolation, og patologisk godkendelse er nødvendig. Disse trin kan tage ca. 20 dage.
Figur 1. Skema til etablering af patient afledte xenograft (PDX)-modeller.
For at kunne etablere PDX modeller, genbruge tumor masserne i operationsstuen til øjeblikkelig behandling. Opdel tumoren i flere små stykker. Put isoflurane-gennemblødt bomulds kugler i et 50 mL rør for at bedøve musene og skære sår i dorsale flanker. Blunt dissekere subkutant væv med pincet, og brug pincet til at placere et stykke af tumoren subkutant væk fra såret. Sutur og sterilisere sårene. Anæstesi processen kræver omhyggelig overvågning af mus vitale tegn, såsom respiration sats. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2. Skema til isolering af primære celler.
Få tumorprøver fra operationsstuen. Hurtigt vaske tumor væv, og skære dem i stykker. Digest tumor prøverne med type 1 kollagenase og trypsin ved 37 °c i 30-40 min, blande røret hver 5 min. Tilsæt derefter en tilsvarende mængde medium med 10% FBS, centrifuger blandingen, og Placer filtratet i et nyt rør. Fjern supernatanten, og vask pellet. Baseret på farven på pellet, beslutte, om at lyserøde blodlegemer. Overfør pellet til en ny 10 cm steril skål, og kultur cellerne for flere passager før kræft celle screening. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3. Godkendelse af primære cancerceller.
A) primær celle billeder fra GC-patienter. Cellerne blev isoleret direkte fra fersk væv og urerne mere end 5 gange. Skala stænger: 200 μm (venstre), 100 μm (midten) og 50 μm (højre). B) billeder af H & E-farvede primære gastriske cancerceller. Skala stænger: 500 μm (venstre), 200 μm (midten) og 100 μm (højre). C) billeder af H & E-farvede PDX-tumorer. Skala stænger: 500 μm (venstre), 200 μm (midten) og 100 μm (højre). Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Gastrisk cancer er en aggressiv sygdom med begrænsede terapeutiske muligheder; således, modeller af gastrisk cancer er blevet en kritisk ressource til at muliggøre funktionelle forskningsundersøgelser med direkte oversættelse til klinikken4,8,17. Her har vi beskrevet metoderne og protokollen til oprettelse af gastrisk Cancer PDX-modeller og primære cellelinjer. Vigtigere, både morfologiske og biologiske egenskaber af gastrisk Cancer prøver blev for det meste bevaret i PDX modeller.
Der er nogle kritiske punkter i protokollen til oprettelse af PDX modeller, der skal fremhæves for at øge engraftment sats. NSG (NOD-scid-IL2rg) mus anbefales som den immunodedygtige musemodel, fordi disse mus er mere alvorligt immunsupprimerede og er mangelfuld i T, B og NK celler18,19,20,21. På grund af muternes alvorlige immundefekt skal steriliteten desuden opretholdes i alle forsøg. Alle værktøjer, herunder pincet og sakse, skal holdes sterile. NSG-mus skal opdrættes ved lav densitet for at undgå infektion. Desuden kan mange faktorer også påvirke tumordannelse, såsom prøvestørrelse, andel af mesenchymal celler i prøven, og implantationsstedet.
Et centralt aspekt i etableringen af primære kræftceller er sterilitet. Desuden, fordi mesenchymal celler normalt vokse hurtigere end primære kræftceller, celler kan være nødvendigt at være urerne for flere generationer, indtil mesenchymal celler dør ud. Endelig skal de dyrkede celler autentificeres.
Vi brugte den forglasset kryopræservering metode til at bevare PDX tumorprøver. De vigtigste fordele ved denne bevarings metode er følgende: 1) langtidsopbevaring efter nedfrysning er mulig (ca. 10 år); 2) morfologien efter tø er i overensstemmelse med den friske væv; 3) primære tumorceller kan stadig isoleres efter optøning; 4) den tumor dannelses evne PDXs forbliver dybest set uændret før og efter Kryopreservation; 5) vævene kan anvendes til at lave frosne sektioner og kan fastgøres med paraffin; 6) DNA, RNA og protein aktivitet bevares; og 7) denne metode gælder for både kirurgiske prøver og biopsi væv.
Den største begrænsning af PDX-modeller involverer brug af immunkompromitterede mus, som kan dæmpe virkningen af tumor mikromiljøet på tumorvækst og narkotika respons og dermed begrænse anvendelsen af PDX modeller i screening immunomodulatoriske agenter. Derudover, det tager typisk 4-8 måneder at udvikle en PDX-model, som er længere end den forventede overlevelse af mange gastriske patienter. Af denne grund kan etableringen af primære Cancer cellelinjer være en effektiv supplerende metode til lægemiddel respons undersøgelser.
PDX modeller og primære cellelinjer er ved at blive en integreret del af narkotika udvikling og initiering og progression af tumor biologi forskning. Disse modeller tilbyder mere præcise repræsentationer af human Cancer end traditionelle Cancer cellelinjer og har potentiale til at forbedre den prækliniske evaluering af nye anticancer terapier. Desuden kan disse modeller være nyttige i sammenligning af molekylære egenskaber eller tumor signaturer mellem forskellige undergrupper af kræftpatienter. Der er ingen tvivl om, at disse værktøjer i sidste ende vil spille en bredere rolle i narkotika udvikling og kræft biologi forskning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Dette arbejde blev støttet af Kinas National Natural Science Foundation (81572392); Kinas nationale centrale forsknings-og udviklings program (2016YFC1201704); Tip-Top videnskabelige og tekniske innovative unge talenter af Guangdong særlige støtte program (2016TQ03R614).
Vi takker specifikt Guangzhou Sagene Biotech Co., Ltd. for støtte i udarbejdelsen af tallene.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 40 μm Cell Strainer | Biologix, Shandong, China | 15-1040 | |
| Biological Microscope | OLYMPUS, Tokyo, Japan | OLYMPUS CKX41 | |
| Centrifuge | Eppendorf, Mittelsachsen, Germany. | 5427R | |
| CO2 Incubator | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA | HERACELL 150i | |
| DPBS | Basalmedia Technology, Shanghai, China | L40601 | |
| Electro-Thermostatic Water Cabinet | Yiheng, Shanghai, China | DK-8AXX | |
| Fetal bovine serum | Wisent Biotechnology, Vancouver, Canada | 86150040 | |
| Isoflurane | Baxter, China | CN2L9100 | |
| Live Tissue Kit Cryo Kit | Celliver Biotechnology, Shanghai, China | LT2601 | |
| Live Tissue Thaw Kit | Celliver Biotechnology, Shanghai, China | LT2602 | |
| NSG | Biocytogen, Beijing, China | B-CM-002-4-5W | |
| Penicilin&streptomycin | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA | 15140122 | |
| Red blood cell lysis buffer | Solarbio, Beijing, China | R1010 | |
| RPMI-1640 medium | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA | 8118367 | |
| Surgical Suture Needles with Thread | LingQiao, Ningbo, China | 3/8 arc 4×10 | |
| Tissue-processed molds and auxiliary blades | Celliver Biotechnology, Shanghai, China | LT2603 | |
| Trypsin-EDTA | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA | 2003779 | |
| Type 1 collagenase | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA | 17100017 |
References
- Bray, F., et al. Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. Ca-a Cancer Journal for Clinicians. 68 (6), 394-424 (2018).
- Sugano, K. Screening of gastric cancer in Asia. Best Practive & Research in Clinical Gastroenterology. 29 (6), 895-905 (2015).
- Nikfarjam, Z., et al. Demographic survey of four thousand patients with 10 common cancers in North Eastern Iran over the past three decades. Asian Pacific Journal of Cancer Prevention. 15 (23), 10193-10198 (2014).
- Coccolini, F., et al. Advanced gastric cancer: What we know and what we still have to learn. World Journal of Gastroenterology. 22 (3), 1139-1159 (2016).
- Goetze, O. T., et al. Multimodal treatment in locally advanced gastric cancer. Updates in Surgery. 70 (2), 173-179 (2018).
- Graziosi, L., Marino, E., Donini, A. Multimodal Treatment of Locally Advanced Gastric Cancer: Will the West Meet the East? Annals of Surgical Oncology. 26 (3), 918 (2019).
- Choi, Y. Y., Noh, S. H., Cheong, J. H. Evolution of Gastric Cancer Treatment: From the Golden Age of Surgery to an Era of Precision Medicine. Yonsei Medical Journal. 56 (5), 1177-1185 (2015).
- Zhang, W. TCGA divides gastric cancer into four molecular subtypes: implications for individualized therapeutics. Chinese Journal of Cancer Research. 33 (10), 469-470 (2014).
- Tirino, G., et al. What's New in Gastric Cancer: The Therapeutic Implications of Molecular Classifications and Future Perspectives. International Journal of Molecular Sciences. 19 (9), (2018).
- Roschke, A. V., et al. Karyotypic complexity of the NCI-60 drug-screening panel. Cancer Research. 63 (24), 8634-8647 (2003).
- Wilding, J. L., Bodmer, W. F. Cancer cell lines for drug discovery and development. Cancer Research. 74 (9), 2377-2384 (2014).
- Siolas, D., Hannon, G. J. Patient-derived tumor xenografts: transforming clinical samples into mouse models. Cancer Research. 73 (17), 5315-5319 (2013).
- Xu, C., et al. Patient-derived xenograft mouse models: A high fidelity tool for individualized medicine. Oncology Letters. 17 (1), 3-10 (2019).
- Lai, Y., et al. Current status and perspectives of patient-derived xenograft models in cancer research. Journal OF Hematology & Oncology. 10 (1), 106 (2017).
- Kawaguchi, T., et al. Current Update of Patient-Derived Xenograft Model for Translational Breast Cancer Research. Journal of Mammary Gland Biology and Neoplasia. 22 (2), 131-139 (2017).
- Cassidy, J. W., Caldas, C., Bruna, A. Maintaining Tumor Heterogeneity in Patient-Derived Tumor Xenografts. Cancer Research. 75 (15), 2963-2968 (2015).
- Liu, X., Meltzer, S. J. Gastric Cancer in the Era of Precision Medicine. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 3 (3), 348-358 (2017).
- Shultz, L. D., et al. Human cancer growth and therapy in immunodeficient mouse models. (7), Cold Spring Harbor. 694-708 (2014).
- McDermott, S. P., et al. Comparison of human cord blood engraftment between immunocompromised mouse strains. Blood. 116 (2), 193-200 (2010).
- Ito, M., et al. NOD/SCID/gamma (c) (null) mouse: an excellent recipient mouse model for engraftment of human cells. Blood. 100 (9), 3175-3182 (2002).
- Wege, A. K., et al. Co-transplantation of human hematopoietic stem cells and human breast cancer cells in NSG mice: a novel approach to generate tumor cell specific human antibodies. MAbs. 6 (4), 968-977 (2014).
