Summary
Här presenterar vi ett protokoll för heterotopisk aorta transplantation i möss med den icke-sutur manschetten teknik i en livmoderhalscancer murina modell. Denna modell kan användas för att studera den underliggande patologi kronisk transplantatavstötning vaskulopati (CAV) och kan hjälpa till att utvärdera nya terapeutiska medel för att förhindra dess bildande.
Abstract
Med införandet av kraftfulla immunsuppressiva protokoll, distinkta framsteg är möjliga i förebyggande och behandling av akuta avstötning episoder. Men endast smärre förbättringar av de långsiktiga resultaten av transplanterade solida organ kunde observeras under de senaste decennierna. I detta sammanhang, kronisk transplantatavstötning vaskulopati (CAV) representerar fortfarande den vanligaste orsaken till sena organsvikt vid hjärt-, njur-och lungtransplantation.
Hittills är den bakomliggande patogenesen för CAV-utveckling oklar, vilket förklarar varför effektiva behandlingsstrategier för närvarande saknas och betonar ett behov av relevanta experimentella modeller för att studera den bakomliggande patofysiologin som leder till CAV-bildning. Följande protokoll beskriver en murina heterotopisk livmoderhalscancer aorta transplantation modell med en modifierad icke-sutur manschetten teknik. I denna teknik, ett segment av bröstkorg aorta är interpositionerade i rätt gemensamma halspulsådern. Med hjälp av den icke-sutur manschetten teknik, en lätt att lära och reproducerbara modell kan fastställas, minimera den möjliga heterogenitet av sys vaskulär mikro anastomoser.
Introduction
Under de senaste sex decennierna har solid organtransplantation utvecklats från ett experimentellt förfarande till en standard av vård för behandling av slutstadiet organsvikt1. På grund av förbättringen av antimikrobiella medel, kirurgiska tekniker och avancemang i immunsuppressiva regementen, den tidiga framgången för fast organtransplantation har ökat markant under de senaste decennierna2.
Emellertid, långsiktiga transplantat överlevnad har inte förbättrats signifikant på samma sätt3. Utvecklingen av CAV är den viktigaste faktorn som begränsar överlevnad på lång sikt4,5,6. Denna patologi kännetecknas av bildandet av en koncentrisk neointial skikt bestående av släta muskelceller, vilket leder till progressiv förträngning av fartyget och på varandra följande mal av den transplanterade solida organ. I hjärttransplantation mottagare, CAV lesioner kan diagnostiseras i upp till 75% av patienterna 3 år efter transplantation7.
Den patofysiologi av CAV är inte helt klarlagd ännu. Det verkar vara relaterat till många immunologiska och icke-immunologiska faktorer, vilket leder till endotelial skada med efterföljande endotelial aktivering och dysfunktion8. Hittills finns ingen kausala behandlingsalternativ för förebyggande av CAV, betona behovet av en reproducerbar liten djurmodell för att studera bildandet och potentiell behandling av CAV.
Med hjälp av murina aorta transplantation modeller, CAV som lesioner kan ses 4 veckor efter transplantation. De lesioner består främst av vaskulära glatta muskelceller, därmed, som liknar den mänskliga patologi. På grund av en mängd olika transgena och knock out möss, användning av musmodeller i transplantation associerade patologier erbjuder en unik möjlighet att identifiera nya terapeutiska alternativ och förstå deras utveckling. På grund av den lilla diametern hos de transplanterade fartygen är dock användningen av musmodeller ofta förknippad med långa inlärningskurvor och en initial hög komplikations hastighet9. Med införandet av den icke-sutur manschetten teknik, denna mest utmanande del av operationen kan underlättas och diametern på anastomos hålls konstant10,11.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla experiment utfördes enligt anvisningarna av tysken djurvälfärd agerar (TierSchG.) (AZ: 55,2-1-54-2532. Vet_02-80-2015).
1. djur hus
- För experiment, Använd manliga C57BL/6 och BALB/c möss som väger 20-25 g med C57BL/6 möss som mottagar djur och BALB/c möss som donatordjur.
- Köpa djuren och hus i en barriär patogen fri anläggning, i enlighet med FELASA riktlinjer för hälsoövervakning12.
- Håll mössen i standard Makrolon burar med berikande häckande material. Ge AD libitum tillgång till vatten och pelleterad mat på en dag/natt cykel av 12 h.
- Behåll rumstemperaturen vid 22 ± 2 ° c och den relativa luftfuktigheten på 55 ± 5%.
2. förberedelse av mottagare
- Först, söva mottagar djuret (C57BL/6) med en intraperitoneal injektion av midazolam (5 mg/kg; 5 mg/ml), Medetomidin (0,5 mg/kg; 1 mg/ml) och fentanyl (0,05 mg/kg; 0,05 mg/ml).
Obs: det korrekta djupet av anestesi bör uppnås i 5-10 min.- Nypa bakfötterna med pinkoppar för att leta efter reflexer för att bekräfta djupet av anestesi.
- Klipp hela håret i den cervikala laterala regionen med en elektrisk hårklippare för små djur och tillämpa oftalmisk salva med bomullsvabb för att förhindra att ögonen torkar ut under förfarandet.
- Placera djuret i liggande ställning på en värmedyna under mikroskopet och tejpa försiktigt benen till operationsbordet med hud känsliga remsor.
- Luta huvudet bakåt och skrubba det operativa fältet flera gånger med alkohol.
- Gör en hud snitt från våldsam attack snittet till höger nedre käken med liten sax.
- Ta bort den högra nedre lob av submandibular körtel via bipolär diatermi av fartyget BLOMSTJÄLK och efterföljande excision med microsax.
- Ta bort den högra sternocleidomastoideus muskeln via bipolär diatermi av den övre och nedre delen och efterföljande excision med microsax för att få tillgång till den gemensamma halspulsådern.
- Mobilisera den gemensamma halspulsådern så långt distalt och proximalt som möjligt genom att dra den omgivande bindväv isär med fina pintippar.
- Tie två 7-0 silke ligaturer med minimalt avstånd mellan varje runt mitten av den gemensamma halspulsådern och transekt den gemensamma halspulsådern med fin mikrosax mellan ligaturer.
- Passera den proximala, och ligaturer änden genom manschetten och fixa det med en liten artär klämma.
Anmärkning: manschetterna som användes i detta förfarande klipptes med mikrosaxar från rör av polyimid med en ytterdiameter på 0,610 mm och en väggtjocklek på 0,0254 mm. De avslutade manschetterna hade en längd av ~ 2 mm med en halv, som används för ansamling processen, är en full cylinder och den andra halvan, som är fastspänd, är en halv-cylinder. - Ta bort ligatur med fin mikrosax, så nära ligatur som möjligt, och spola lumen med hepariniserad saltlösning (50 IU/ml) med en 30 G nål, samtidigt som noga med att inte skada fartygets väggar.
- Distend öppna lumen med fina vaskulära dilatators och Evert halspulsådern stubbe över manschetten genom att dra den försiktigt över polyimid röret.
- Omedelbart fastställa vrängs halspulsådern med en löst pre-bunden 7-0 Silk loop.
Anmärkning: löst pre-tie 4 7-0 sidenslingor med en diameter på ca 1,5 mm före operationen för att göra cuffing-förfarandet smidigare och enklare. - Utför samma procedur (2.10-2.13) i andra änden av halspulsådern.
- Ställ mottagar djuret åt sidan och återfukta det operativa området med saltlösning tills aorta segmentet är explanted.
3. givarens verksamhet
- Anesthetize givaren musen (BALB/c) på samma sätt som mottagar djuret.
- Nypa bakfötterna med pinkoppar för att kontrollera om reflexer för att bekräfta tillräcklig anestesi.
- Klipp alla hår i buken och bröstkorg regionen med en elektrisk hårklippare för små djur och tillämpa oftalmisk salva med bomullsvabb för att förhindra att ögonen torkar ut under förfarandet.
- Placera djuret i liggande ställning på en värmedyna under mikroskopet och tejpa försiktigt benen till operationsbordet med hud känsliga remsor.
- Skrubba det operativa fältet flera gånger med alkohol.
- Utför en mittlinjen buken laparotomi med liten sax och tryck tarmen något uppåt för att exponera sämre Vena Cava (IVC).
- Injicera den sämre Vena Cava (IVC) med 1 mL hepariniserad saltlösning med en 30 G nål.
- Skär bukaorta och IVC under njurartärerna med liten sax för att exsanguinate donatordjuret. Löst placera en kompress i buken för att absorbera blodet.
- Utför en thorakotomi vid den bilaterala avledning av revbenen med sax och luta den främre bröstväggen kraniellt med en kirurgisk klämma för att exponera mediastinum.
- Skär IVC och matstrupen direkt ovanför membranet med mikrosax.
- Ta bort hjärtat och lungorna genom att luta dem uppåt med pincett håller cut IVC/matstrupen och sedan excitera dem med mikrosax från sin bas för att få tillgång till bröstkorg aorta i dorsala mediastinum.
- Mobilisera bröstkorg aorta från dess omgivande vävnad genom att dra isär den omgivande bindväv och fett med fina pinkoppar samtidigt vara noga med att inte skada någon interkostal artärer.
- Cauterize alla grenar från bröstkorg aorta med bipolär diatermi tång och punktskatter aorta segmentet mellan membranet och aortabågen med hjälp av mikrosax.
- Spola det Exciterade aorta segmentet med hepariniserad saltlösning med en 30 G nål, medan du noga med att inte skada fartygets väggar, att ta bort eventuella kvarvarande blod eller blodproppar, och överföra transplantatet till mottagar djuret.
Anmärkning: placera direkt aorta transplantatet i ungefär rätt position i mottagaren under överföringen. Om det finns problem förvirrande de olika ändarna av transplantatet i mottagar djuret, en lös ligatur runt distala änden kan hjälpa.
4. implantation
- Dra den proximala änden av givaren aorta segmentet över den proximala manschetten på toppen av vrängs halspulsådern med fina pinpett och omedelbart fixa det med en löst pre-bunden 7-0 Silk loop.
- Trimma distala, fri ände av aorta transplantatet med mikrosax så att transplantat längd passar avståndet mellan de två manschetter.
- Upprepa steg 4,1 på andra änden av aorta med den andra manschetten för att slutföra anastomosis.
- Avlägsna den distala klämman för att möjliggöra retrograd perfusion.
- Efter att ha uppnått hemostas, ta bort den proximala klämman för att slutföra anastomosis.
- Slutligen, Stäng såret med 6-0 kontinuerlig sutur.
5. postoperativ vård
- Övervaka musen noga i de första 6 h efter operationen och sedan flera gånger om dagen för den första 72 h efter transplantation för att upptäcka eventuella komplikationer omedelbart.
- För postoperativ analgesi, injicera den transplanterade musen med buprenorfin (0,05-0,1 mg/kg) subkutant direkt efter transplantationen och därefter var 12: e timme för 72 h för att ge lämplig, långsiktig analgesi.
6. aorta transplantation förklaringar
- Anesthetize det transplanterade djuret med en intraperitoneal injektion av midazolam (5 mg/kg; 5 mg/mL), Medetomidin (0,5 mg/kg; 1 mg/mL) och fentanyl (0,05 mg/kg; 0,05 mg/mL) 4 veckor efter transplantation.
- Nypa bakfötterna med pinkoppar för att kontrollera om reflexer för att bekräfta tillräcklig anestesi.
- Klipp alla hår i buken, bröstkorg och livmoderhalscancer regionen med en elektrisk hårklippare för små djur.
- Placera djuret i liggande ställning på en värmedyna under mikroskopet och tejpa försiktigt benen till operationsbordet med hud känsliga remsor.
- Skrubba det operativa fältet flera gånger med alkohol.
- Utför en mittlinjen buken laparotomi med liten sax och tryck tarmen något uppåt för att exponera sämre Vena Cava (IVC).
- Injicera den sämre Vena Cava (IVC) med 1 mL hepariniserad saltlösning med en 30 G nål.
- Skär bukaorta och IVC under njurartärerna med liten sax för att exsanguinate donatordjuret. Löst placera en kompress i buken för att absorbera blodet.
- Gör en hud snitt från våldsam attack snittet till höger nedre käken med liten sax som motsvarar huden snitt som gjorts under transplantations förfarandet.
- Identifiera den transplanterade aorta transplantatet tillsammans med den distala och proximala manschetten och trubbiga bort alla omgivande vävnad med pinpett.
- Med hjälp av mikrosax, skär genom den gemensamma halspulsådern distala och proximala till aorta transplantatet med manschetter för att explantat aorta transplantatet tillsammans med de två manschetten ändar.
- Skär aorta segmentet i hälften och bevara proverna för ytterligare analyser (frysta sektioner, paraffin inbäddade sektioner, snap fryst material)13,14.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I den fullständigt MHC-mismatch transplantation modellen, ett koncentriskt neointial skikt kan ses 4 veckor efter transplantation (figur 2). Detta skikt består främst av vaskulära glatta muskelceller som immunohistologisk färgning för SM22 (en selektiv markör för mogna vaskulära glatta muskelceller) avslöjade. Som tidigare nämnts, dessa vaskulära glatta muskelceller är patognomona för lesioner ses i kronisk transplantatavstötning vasculopathy. För ytterligare analyser, aorta segment bör sektioneras och färgas av elastica van Gieson-färgning. Här kan det neointiala skiktet lätt differentieras till den elastiska fibrer av den inre elastiska membran, dividera Tunica intima från Tunica Media.
För att utvärdera en potentiell terapeutisk effekt i denna modell, den neointima-Media förhållandet, liksom den luminala tvärsnittsarea förträngning, kan mätas i de sektionerade prover13,15. I vår beskrivna modifierade modell av icke-sutur aorta transplantation, en teknisk framgång på > 91% kunde uppnås i över 300 aorta transplantationer utförs. Denna höga framgång kan åstadkommas med hjälp av en manschett gjord av polyimid slang med en ytterdiameter av 0,610 mm och en väggtjocklek av 0,0254 mm.
Figur 1: Intraoperativa bilder. (A) skära av och ligaturer halspulsådern. (B) fastklämd halspulsådern efter avlägsnande av ligatur och spola slutet med hepariniserad saltlösning. C) cuffing-förfarandet. (D) färdigställda mottagar preparat (båda karotiderna avslutas med cuffed). E) det transplanterade aorta segmentet före och (F) efter reperfusion. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: histologiskt prov av transplanterade aorta segment 4 veckor efter transplantation. (A) representativ immunohistokologisk FÄRGNING med SM22 (grön fluorescens) och DAPI (blå fluorescens) som visar det tjocka neointiala skiktet bestående av vaskulära glatta muskelceller. De elastiska fibrerna visas i röd fluorescens (20x förstoring). (B) Elastica-van-Gieson färgning (10X förstoring). C) syngeneic transplanterat aorta segment 4 veckor efter transplantation (10X förstoring). Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Kronisk transplantatavstötning vaskulopati är den största orsaken till sena transplantat förlust efter fast organtransplantation av hjärtat och sannolika njurar och lung organtransplantationer8. Hittills kan ingen kausala terapeutisk regim utvecklas för att förhindra bildandet av CAV.
Patofysiologin för CAV är multifaktoriell och involverar immunologiska och icke-immunologiska aspekter16. Användning av gnagare modeller i transplantation har varit avgörande för att förstå den underliggande patofysiologin av transplantatavstötning processer vid fast organtransplantation och hjälpte till att identifiera nya terapeutiska metoder som förhindrar avstötning17 . CAV kännetecknas av bildandet av en neointial skikt bestående av vaskulära glatta muskelceller som leder till på varandra följande förträngning av fartyget och mal av det transplanterade organet med efterföljande försämring av organfunktion7.
I den beskrivna murina aorta transplantation modell, den koncentriska neointiala bildningen kan observeras i fullt MHC (H-2d till H-2b) mismatch Thorax aorta transplantat 4 veckor efter transplantation. Dessa lesioner består huvudsakligen av vaskulära glatta muskelceller (figur 2). Shi et al. beskrev den första musmodellen av transplantation arterioskleros i 199418. De ympade en halspulsådern segment till halspulsådern i slutet till sida suturing. I 1996, koulack et al. etablerat den första buk mus aorta transplantation modell genom ympning ett aorta segment till infrarenala aorta av end-to-end anastomos19. Dietrich et al. först beskrev användningen av en icke-sutur manschetten teknik för transplantation av ett bröstkorg aorta segmentet till halspulsådern i 200011.
I jämförelse med musmodeller med mikrovaskulär anastomos att transplantera aorta segment, manschetten tekniken erbjuder flera fördelar. För det första är förfarandet enklare och lättare att lära. För det andra, den ischemiska tiden för den ympade aorta segmentet är konstant, eftersom mottagar djuret är beredd först för anastomos innan upphandlingen av aorta segmentet av givaren utförs, minimerar kyla och varm ischemi tid. Tredje, diametern på anastomos hålls konstant på grund av den stela karaktären av polyimid manschetten. Således kan strikturer i anastomotic regionen försummas.
Dessutom är det kirurgiska ingreppet mindre traumatiskt för mottagar djuret jämfört med tekniken med buksnittet. Dessutom erbjuder genomförandet av manschetten tekniken möjlighet till olika typer av solid organtransplantation samtidigt som man använder samma teknik i mottagar djuret11,20,21.
Även om vi är övertygade om att denna mikrokirurgisk teknik är lättare att lära än andra aorta transplantation modeller som beskrivs i litteraturen finns det några möjliga fallgropar under förfarandet. Under mottagaren operationen, se till att korrekt bränna den sternocleidomastoideus muskeln innan du klipper den. Muskeln är väl vaskulariserad och allvarlig blödning kan inträffa om de medföljande fartygen inte är grundligt koagulerade. Dessa blödningar är svåra att kontrollera som muskeln kommer tillbaka en gång helt dissekeras. Dessutom, samtidigt mobilisera den gemensamma halspulsådern vara säker på att inte direkt greppa artären själv.
Manschetten förfarandet i sig är den mest utmanande delen av operationen i särklass och mest mottagliga för misslyckande. Det är därför viktigt att arbeta med rätt längd på halspulsådern. I början, kirurger tenderar att förbereda för lite längd på halspulsådern, vilket gör förfarandet mycket svårare att slutföra. Dessutom, i början, kirurger tenderar att ställa den dividera ligatur runt gemensamma halspulsådern rätt i mitten av arbetsfältet. Detta kan leda till svårigheter när de utför mer kranial ligger manschetten som denna halspulsådern segmentet är ganska stel och svår att mobilisera. Under tiden, en betydande del av den gemensamma halspulsådern kan mobiliseras av smärre spänningar från området under nyckelbenet. Därför föreslår vi ligating halspulsådern något mer proximalt att lämna mer längd till kraniala delen av den gemensamma halspulsådern. När den gemensamma halspulsådern är dissekeras och ändarna leds genom manschetterna och fixeras med vaskulära klämmor, dilatation av halspulsådern måste utföras. I denna del av operationen är det mycket viktigt att inte översträcka fartyget eftersom detta kan skada kärlväggen, vilket leder till fel under ansamling förfarandet. Roterande hela det operativa området så att dragkraften är i linje med anpassningen av arteriell klämma på manschetten underlättar förfarandet.
Medan upphandling av aorta segmentet, se till att inte slita ut någon interkostal artärer eller andra grenar av bröstkorg aorta. Å andra sidan, var noga med att inte bränna för nära bröstkorg aorta för att förhindra skador på transplantatet med ökad risk för trombos i transplantatet efter transplantation.
Medan implantera aorta segmentet, se till att båda ändarna är korrekt inriktade för att förhindra vridning av transplantatet. Dessutom bör aorta segmentet förkortas till rätt längd för att förhindra veck under reperfusion. När reperfusing transplantatet, se till att alltid öppna mer kraniala klämma först att observera hemostas. Små blödningar av inte helt koagulerade interkostal artärer kan styras genom att tillämpa lätt tryck med en liten bomullstuss.
Hela transplantationen bör ta mindre än en timme med högst 30 minuter för mottagar beredningen och maximalt 15 minuter vardera för givar operationen och implantation.
Den mest diskuterade nackdelen med denna metod är att manschetten kommer att kvarstå i anastomos under experimentets längd. Detta kan leda till en viss främmande kropp reaktion och en eventuell högre risk för trombos. Histopatologiska analyser av prover som transplanterats med manschetttekniken visade dock endast mild främmande kropps reaktion av transplantatet och slangen22. En annan diskuterade begränsning av förfarandet är heterotopisk placeringen av bröstkorg aorta i den gemensamma halspulsådern. På grund av de olika kärl diametrarna mellan bröstkorg aorta och den gemensamma halspulsådern, man kan förvänta sig ett mer turbulent flöde i den transplanterade aorta segmentet i jämförelse med en Writer aorta interpositioning. Detta kan leda till metodiska baserade intimans förändringar. Men uterustransplantat transplanterade segment avslöjade endast lite neointima formation utesluta en metodisk baserad bias (se figur 2).
Detta dokument syftar till att underlätta genomförandet av denna modell av andra forskare i deras laboratorier. Med de ovan nämnda ändringarna, denna musmodell av aorta transplantation kan åstadkommas med grundläggande mikrokirurgiska färdigheter, samtidigt uppnå en hög framgång.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar att de inte har några konkurrerande ekonomiska intressen.
Acknowledgments
Ingen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Balb-c Mice (H2-d) | Charles River | Strain# 028 | Donor animal |
| Bipolar cautery system | ERBE | ICC 50 / 20195-023 | Bipolar cautery |
| C57BL/6J (H-2b) | Charles River | Strain# 027 | Recipient animal |
| Halsey Needle Holders | FST | 12501-12 | Needle Holder |
| Halsted-Mosquito Forceps | AESCULAP | BH111R | Curved Clamp |
| Medical Polyimide Tubing | Nordson MEDICAL | 141-0031 | Cuff-Material |
| Micro Serrefines | FST | 18055-04 | Micro Vessel Clip |
| Micro-Adson Forceps (serrated) | FST | 11018-12 | Standard Forceps |
| Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps | FST | 18057-14 | Clipapplicator |
| S&T Forceps - SuperGrip Tips (Angled 45°) | S&T | 00649-11 | Fine Forceps |
| S&T Vessel Dilating Forceps - Angled 10° (Tip diameter 0.2 mm) | S&T | 00125-11 | Vesseldilatator |
| Schott VisiLED Set | Schott | MC 1500 / S80-55 | Light |
| Stereoscopic microscope | ZEISS | SteREO Discovery.V8 | Microscope |
| Student Fine Scissors / Surgical Scissors - Sharp-Blunt | FST | 91460-11 / 14001-12 | Standard Sissors |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (curved, 8.5 cm) | FST | 15004-08 | Microsissors (curved) |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (straight, 8.5 cm) | FST | 15003-08 | Microsissors (straight) |
References
- Rana, A., et al. Survival benefit of solid-organ transplant in the United States. JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).
- Rana, A., Godfrey, E. L. Outcomes in Solid-Organ Transplantation: Success and Stagnation. Texas Heart Institute Journal. 46 (1), 75-76 (2019).
- Meier-Kriesche, H. U., Schold, J. D., Srinivas, T. R., Kaplan, B. Lack of improvement in renal allograft survival despite a marked decrease in acute rejection rates over the most recent era. American Journal of Transplantation. 4 (3), 378-383 (2004).
- Bagnasco, S. M., Kraus, E. S. Intimal arteritis in renal allografts: new takes on an old lesion. Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (3), 343-347 (2015).
- Hollis, I. B., Reed, B. N., Moranville, M. P. Medication management of cardiac allograft vasculopathy after heart transplantation. Pharmacotherapy. 35 (5), 489-501 (2015).
- Verleden, G. M., Raghu, G., Meyer, K. C., Glanville, A. R., Corris, P. A new classification system for chronic lung allograft dysfunction. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 127-133 (2014).
- Ramzy, D., et al. Cardiac allograft vasculopathy: a review. Canadian Journal of Surgery. 48 (4), 319-327 (2005).
- Skoric, B., et al. Cardiac allograft vasculopathy: diagnosis, therapy, and prognosis. Croatian Medical Journal. 55 (6), 562-576 (2014).
- Koulack, J., et al. Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection. Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).
- Rowinska, Z., et al. Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video. Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).
- Dietrich, H., et al. Mouse model of transplant arteriosclerosis: role of intercellular adhesion molecule-1. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (2), 343-352 (2000).
- Mähler Convenor, M., et al. FELASA recommendations for the health monitoring of mouse, rat, hamster, guinea pig and rabbit colonies in breeding and experimental units. Laboratory Animals. 48 (3), 178-192 (2014).
- Ollinger, R., et al. Blockade of p38 MAPK inhibits chronic allograft vasculopathy. Transplantation. 85 (2), 293-297 (2008).
- Thomas, M. N., et al. SDF-1/CXCR4/CXCR7 is pivotal for vascular smooth muscle cell proliferation and chronic allograft vasculopathy. Transplant International. 28 (12), 1426-1435 (2015).
- Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112 (7), 1030-1039 (2005).
- Segura, A. M., Buja, L. M. Cardiac allograft vasculopathy: a complex multifactorial sequela of heart transplantation. Texas Heart Institute Journal. 40 (4), 400-402 (2013).
- McDaid, J., Scott, C. J., Kissenpfennig, A., Chen, H., Martins, P. N. The utility of animal models in developing immunosuppressive agents. European Journal of Pharmacology. 759, 295-302 (2015).
- Shi, C., Russell, M. E., Bianchi, C., Newell, J. B., Haber, E. Murine model of accelerated transplant arteriosclerosis. Circulation Research. 75 (2), 199-207 (1994).
- Koulack, J., et al. Importance of minor histocompatibility antigens in the development of allograft arteriosclerosis. Clinical Immunology and Immunopathology. 80 (3 Pt 1), 273-277 (1996).
- Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Nakao, A., Ogino, Y., Tahara, K., Uchida, H., Kobayashi, E. Orthotopic intestinal transplantation using the cuff method in rats: a histopathological evaluation of the anastomosis. Microsurgery. 21 (1), 12-15 (2001).
