Summary
Hier stellen wir ein Protokoll zur Durchführung einer invasiven hämodynamischen Beurteilung der rechten Herzkammer und der Lungenarterie bei Mäusen unter Verwendung eines Ansatzes für eine Operation in der offenen Brust vor.
Abstract
Pulmonale arterielle Hypertonie (PAH) ist eine chronische und schwere Herz-Lungen-Erkrankung. Mäuse sind ein beliebtes Tiermodell, das verwendet wird, um diese Krankheit zu imitieren. Die Bewertung des rechtsventrikulären Drucks (RVP) und des Lungenarteriendrucks (PAP) bleibt jedoch bei Mäusen technisch anspruchsvoll. RVP und PAP sind aufgrund der anatomischen Unterschiede zwischen dem linken und rechten Herzsystem schwieriger zu messen als linksventrikulärer Druck. In diesem Beitrag beschreiben wir eine stabile hämodynamische Messmethode des rechten Herzens und deren Validierung mit gesunden und PAH-Mäusen. Diese Methode basiert auf einer Operation in der offenen Brust und einer mechanischen Beatmungsunterstützung. Es ist ein kompliziertes Verfahren im Vergleich zu geschlossenen Brust-Verfahren. Während für diese Operation ein gut ausgebildeter Chirurg benötigt wird, besteht der Vorteil dieses Verfahrens darin, dass es sowohl RVP- als auch PAP-Parameter gleichzeitig erzeugen kann, so dass es ein bevorzugtes Verfahren für die Bewertung von PAH-Modellen ist.
Introduction
Pulmonale arterielle Hypertonie (PAH) ist eine chronische und schwere kardiopulmonale Erkrankung mit Erhöhung des Lungenarteriendrucks (PAP) und des rechtsventrikulären Drucks (RVP), die durch Zellproliferation und Fibrose kleiner Lungenarterien verursacht wird. 1. Lungenarterienkatheter, auch Swan-Ganz Katheter2genannt, werden häufig bei der klinischen Überwachung von RVP und PAP eingesetzt. Darüber hinaus wurde ein drahtloses PAP-Überwachungssystem klinischeingesetzt 3,4,5. Um die Krankheit für die Studie an Mäusen zu imitieren, wird eine hypoxische Umgebung verwendet, um menschliche klinische Manifestationen von PAH6zu simulieren. Bei der Bewertung von PAP bei Tieren sind große Tiere relativ einfach mit Derpulenarterienkathetern zu überwachen, die die gleiche Technik wie bei menschlichen Probanden verwenden, aber Kleintiere wie Ratten und Mäuse sind aufgrund ihrer geringen Körpergröße schwer zu beurteilen. Die hämodynamische Messung des rechten ventrikulären Systems bei Mäusen ist mit einem ultrakleinen 1 Fr Katheter7möglich. Eine Methode zur Messung von RVP und PAP bei Mäusen wurde in der Literatur8,9berichtet, aber die Methode fehlt eine detaillierte Beschreibung. RVP und PAP sind aufgrund der anatomischen Unterschiede zwischen dem linken und rechten Herzsystem schwieriger zu messen als linksventrikulärer Druck.
Um sowohl PAP- als auch RVP-Parameter in der gleichen Maus zu erhalten, beschreiben wir einen operationsbasierten Ansatz für operationenbasierte Messungen des rechten Herzens, seine Validierung mit gesunden und PAH-Mäusen und wie man die Erzeugung künstlicher Daten während der komplizierten offenen Brust vermeidet. chirurgie. Obwohl diese Technik am besten von einem gut ausgebildeten Chirurgen durchgeführt wird, hat sie den Vorteil, PAP und RVP in der gleichen Maus beurteilen zu können.
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Protocol
Das Tierprotokoll wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee am Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Science, Peking Union Medical College (NO.0000287) überprüft und genehmigt. Die Versuchstiere wurden nach den Richtlinien des Tierschutzes in China untergebracht und gefüttert.
HINWEIS: Acht- bis 12 Wochen alte männliche C57BL-Mäuse wurden in einer Umgebung mit einem 12 h dunklen / 12 h Lichtzyklus untergebracht. Die PAH-Mäuse wurden 4 Wochen lang unter einer Sauerstoffkonzentration von 10 % untergebracht, die von einer sauerstoffgesteuerten Hypoxiekammer gehalten wurde, um pulmonale Hypertonie zu induzieren, und Kontrollmäuse wurden in Raumluft (21% Sauerstoff) unter identischen Bedingungen untergebracht. RVP- und PAP-Messungen wurden am Ende der 4 Wochen Hypoxie-Herausforderung durchgeführt.
1. Präoperative Zubereitung
- Den Druckwandlerkatheter (Größe: 1 Fr) in 0,9% Kochsaline bei Raumtemperatur mindestens 30 min vor dem hämodynamischen Experiment einweichen.
- 2,2,2-Tribromoethanol-Lösung mit 0,22 m Filter filtern und im 4-Grad-Kühlschrank lagern.
- Bereiten Sie gereinigte Operationswerkzeuge und Zubehör wie Handschuhe für die Operation vor.
- Bereiten Sie 10 ml 1,0% Verdauungsenzymlösung für die Katheterreinigung vor.
- Schließen Sie den Druckaufnehmerkatheter an ein Druckvolumensystem an.
- Kalibrieren Sie den Druckaufnehmer, bevor Sie Druckmessungen für jede Maus erhalten.
- Drehen Sie den Kalibrierknopf auf 0 mmHg und 25 mmHg, um ein Verifikationsdrucksignal an die Datenerfassungssoftware zu senden und die Kalibrierungseinstellung in der Software zu konfigurieren.
- Drehen Sie den Knopf auf Transducer und stellen Sie den Balance-Regler auf Null Baseline ein.
- Richten Sie ein Standard-Stereomikroskop und einen temperaturgeregelten Operationstisch für Kleintiere für die Erhaltung der Körpertemperatur während der Operation ein.
- Richten Sie ein Lichtbeleuchtungssystem für die Mikrochirurgie ein, um genügend Licht über den Operationsbereich zu bringen.
2. Open-Chest-Chirurgie und hämodynamische Messung
- Anästhesisieren Sie Mäuse mit 250 mg/kg 2,2,2-Tribromoethanol mittels intraperitonealer Injektion( i.p.). Falls erforderlich, wiederholen Sie während des Eingriffs zusätzliche Dosen bei 1/3 bis 1/2 der ursprünglichen Dosis.
- Entfernen Sie Brust- und Halsfell mit einem Rasierer und Haarentfernung Lotion (Abbildung 1A, 2A).
- Sichern Sie jede Maus in der Supine-Position auf einem temperaturgeregelten Operationstisch für Kleintiere, um die Körpertemperatur (37 °C) während der Operation aufrechtzuerhalten.
- Reinigen Sie die chirurgische Stelle mit 70% Ethanal.
- Sobald die Anästhesie in Kraft ist, bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesieinduktion mit einer Zehenprise.
- Machen Sie einen Mittellinienschnitt auf der Nackenhaut (Abbildung 1A).
- Sezieren Sie den Skelettmuskel mit gekrümmten Zangen und belichten Sie die Luftröhre (Abbildung 1B, 1C).
- Intubation durch den Mund mit einem modifizierten 22 G intravenösen Mantelkatheter durchführen. Bestätigen Sie, dass sich der Schlauch mit Zangen in der Luftröhre befindet (Abbildung 1D).
- Schließen Sie die Schläuche an ein kleines Tierbeatmungsgerät an. Berechnen und einstellen Sie die Atmungsrate und das Gezeitenvolumen basierend auf dem Körpergewicht gemäß der Beatmungsanleitung10. Legen Sie z. B. die Atmungsrate auf 133/min und das Gezeitenvolumen auf 180 l für eine 30 g Maus auf der Grundlage der beschriebenen Berechnung fest.
- Sichern Sie die Schläuche für die Belüftung mit Klebeband.
- Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesieinduktion mit einer Zehenprise.
- Machen Sie einen Mittellinienschnitt auf der Brusthaut und sezieren Sie vorsichtig die Brustmuskeln mit einem Kauterienwerkzeug (Abbildung 2B, 2C).
- Schneiden Sie das Brustbein mit einer Schere über die Mitte und belichten Sie die Brusthöhle (Abbildung 2D).
- Verhindern Sie Blutungen mit dem Kauteriewerkzeug während der Operation in der offenen Brust.
- Belichten Sie den rechten Ventrikel mit Retraktoren (Abbildung 2E).
- Setzen Sie den kochliniengetränkten Druckwandlerkatheter durch einen kleinen Tunnel, der mit einer 25 G Nadel erstellt wurde, in den rechten Ventrikel ein, um RVP zu messen (Abbildung 2F und Abbildung 3A, 3C).
- Halten Sie das Katheterkabel und kreuzen Sie die Lungenklappe koaxial mit der Lungenarterie. Beobachten Sie die Druckwellenform und erhalten Sie ein stabiles PAP-Signal (Abbildung 3B, 3D).
- Zeichnen Sie hämodynamische Daten mit dem Datenerfassungssystem und der Software auf.
- Nach den letzten Messungen, einschläfern Mäuse human durch i.p. Injektion einer Überschussdosis von 2,2,2-Tribromethanol-Lösung.
- Entfernen Sie den Katheter vorsichtig aus dem rechten Herzsystem und legen Sie es in eine 1 ml Spritze mit 1% Verdauungsenzymlösung.
- Verwenden Sie destilliertes Wasser, um den Katheter kontinuierlich sorgfältig zu spülen und in der Originalverpackung aufzubewahren.
3. Datenanalyse für Hämodynamik
HINWEIS: Die hämodynamischen Daten wurden mit Hilfe der Analysesoftware11 (Materialtabelle) aufgezeichnet und analysiert.
- Wählen Sie für jede Maus mindestens 10 kontinuierliche und stabile Taktzyklen ohne Rauschen aus, um die durchschnittlichen Daten der RVP- oder PAP-Daten für jeden Parameter zu erhalten.
- Verwenden Sie Student es t-test, um die normalen Luftkontroll- und Hypoxiegruppen zu vergleichen. HINWEIS: p < 0,05 wurde als statistisch signifikant angesehen. Die Daten werden als mittelwerter SD dargestellt.
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Representative Results
Der Druckwandlerkatheter wurde durch einen um eine 25 G Nadel erweiterten Tunnel in den rechten Ventrikel(Abbildung 3A) eingeführt und eine typische RVP-Wellenform (Abbildung 3C) erhalten. Der Katheter wurde kontinuierlich eingestellt und langsam weiterentwickelt und in der gleichen Achse wie die Lungenarterie beim Durchlaufen der Lungenklappe gehalten (Abbildung 3B). Wenn der Drucksensor erfolgreich in die Lungenarterie eingeführt wurde, erschien eine typische PAP-Wellenform mit einer charakteristischen dikrotischen Kerbe (Abbildung 3D). Um die Generierung künstlicher Daten zu vermeiden, haben wir beobachtet, ob die Wellenform Rauschen hatte (Abbildung 4) oder ob der Nullpegel des Katheters abgedriftet war (Abbildung 5). Wenn dies der Fall war, wurden Korrekturen vorgenommen, und diese Segmente mit Rauschen wurden von der Datenanalyse ausgeschlossen.
PAH zeichnet sich durch eine nachhaltige Erhöhung von PAP und RVP aus, die durch erhöhte Resistenz in kleinen Lungenarterien verursacht wird. PAH wird durch einen mittleren PAP von 25 mmHg im Ruhezustand definiert, gemessen während der rechten Herzkatheterisierung in der Klinik12. Wir maßen RVP und PAP bei den Mäusen mit der induzierten chronischen Hypoxie (bei 10% Sauerstoff für 4 Wochen gehalten) oder einer Kontrollgruppe (in normaler Luft gehalten). Die Ergebnisse sind in Abbildung 6dargestellt. Im Vergleich zu denen in der normalen Luftkontrollgruppe, systolischen PAP (Abbildung 6A), diastolischen PAP ( Abbildung6B), mittlerer PAP ( Abbildung6C) und rechtsventrikulärer systolischer Druck ( Abbildung6D) in der chronischen Hypoxie-Gruppe signifikant erhöht. Die Forscher haben auch berichtet, dass im Vergleich zu Hypoxie allein, eine Kombination von einem VEGFR-Hemmer mit chronischer Hypoxie für 3 Wochen, um schwere PAH bei Mäusen zu induzieren kann in signifikant erhöhte RVP13,18führen.
Abbildung 1: Intubation für mechanische Beatmung unterstützung bei Mäusen. ( A ) Das Halsfell wird mit Haarentfernung Lotion entfernt, um einen sauberen Bereich für die Operation zu erhalten. (A) Ein Mittellinienschnitt wird auf der Haut des Halses gemacht. (B) Der Skelettmuskel, der die Luftröhre bedeckt, ist freigelegt. (C) Die Skelettmuskeln werden unverblümt seziert, um die Luftröhre freizulegen. Der gelbe Pfeil zeigt die Luftröhre an. (D) Der Schlauch (modifiziert mit einem 22 G intravenösen Katheter) wird in die Atemwege eingeführt, wobei die Platzierung mit Zangen bestätigt wird. Der gelbe Pfeil zeigt die Schläuche in der Luftröhre an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Open-Chest-Chirurgie für hämodynamische Messung am rechten ventrikulären System. (A) Das Brustfell wird mit Haarentfernungslotion entfernt, um einen sauberen Bereich für die Operation zu erhalten. (B) Ein Mittellinienschnitt wird gemacht, um Brustskelettmuskeln und das Brustbein freizulegen. (C) Ein Kautery-Werkzeug wird verwendet, um Blutungen während der Brustöffnung zu minimieren (der Pfeil zeigt die Kauterspitze an). (D) Das Brustbein wird entlang der Mittellinie (die gelbe Strichlinie) geschnitten. (E) Zwei Retraktoren werden verwendet, um das Herz freizulegen (der obere Pfeil zeigt die rechte Vorhofwand und der untere Pfeil zeigt die rechte ventrikuläre freie Wand). (F) Ein Druckwandlerkatheter (der untere Pfeil) wird mit einem Punktionswerkzeug (25 G-Nadel, oberer Pfeil) in die rechte ventrikuläre Kammer eingeführt, um einen kleinen Tunnel an der rechten ventrikulären freien Wand zu erzeugen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3:Repräsentative RVP- und PAP-Kurven. Der Druckwandlerkatheter wird in die rechte ventrikuläre Kammer (A) eingeführt, um die RVP-Wellenform (C) zu erhalten. Der Druckaufnehmerkatheter geht durch die Lungenklappe und verbleibt dann in der Lungenarterie (B), um die PAP-Wellenform zu erzeugen. Die Pfeile zeigen die charakteristische dikrotische Kerbe auf der PAP-Wellenform (D), die ein Zeichen für einen Lungenventilverschluss ist. RA = rechtes Atrium, RV = rechter Ventrikel, PA = Lungenarterie, LV = linker Ventrikel. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4:RVP-Wellenformrauschen, das durch Berühren der Drucksensoroberfläche an der ventrikulären Wand verursacht wird. Der Pfeilpunkt zeigt einen starken Druckanstieg auf die RVP-Kurve (den oberen Kanal), die gleichzeitig eine künstliche Veränderung in dP/dt (dem unteren Kanal) erzeugt. dP/dt wird aus RVP berechnet. Die gestrichelten Leitungen zeigen dP/dt-Rauschen an. Wenn das Geräusch ständig vorhanden ist, kann die Einstellung der Kathetersensorposition im Ventrikel Geräusche verhindern. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5:Nulldrift des Druckwandlers während der RVP-Messung. Das linke Fenster zeigt künstlich leicht erhöhte enddiastolische RVP. Das rechte erweiterte Fenster zeigt einen erhöhten enddiastolischen RVP (Pfeile zeigen enddiastolische RVP). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 6: Hypoxie-induzierte Pulmonale Arterienhypertonie bei C57BL-Mäusen. (A) Systolische PAP (sPAP). (B) Diastolisches PAP (dPAP). (C) MittlereR PAP (mPAP). (D) Rechtsventrikulärer systolischer Druck (RVSP). (E) und (F), Repräsentative PAP-Wellenformen zur Kontrolle bzw. PAH-Mäuse *p < 0,05; Schüler t-test; Kontrollgruppe n = 10; Hypoxiegruppe n = 3. PAP = Lungenarteriendruck, RVP = rechtventrikulärer Druck. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Die Trachealintubation ist der erste wichtige Schritt für Operationen in der offenen Brust. Die klassische Methode der Trachealintubation für Kleintiere, wie Ratten oder Mäuse, beinhaltet die Herstellung eines T-förmigen Schnitts auf der Luftröhre und das direkte Einsetzen von Y-Typ-Trachealschläuchen in die Luftröhre. In der Praxis stellen wir fest, dass diese Methode während der Bedienung nicht einfach ist. Der Y-Typ Trachealschlauch ist zu groß für Kleine Tiere und bildet einen Winkel mit der Luftröhre. Daher ist es schwierig, die Schläuche an Ort und Stelle zu fixieren. Darüber hinaus, sobald die Intubationsschläuche versehentlich aus der Atemwege während der Operation in der offenen Brust kommt, führt es in der Regel zum Tod von Tieren aufgrund des Verlusts der mechanischen Beatmungsunterstützung. Daher haben wir die Methode der endotrachealen Intubation14 modifiziert, indem wir einen Schnitt auf der Haut machen, die Muskelschicht trennen, um die Luftröhre (Abbildung 1C) freizulegen, und die Luftröhrenschläuche direkt in die Atemwege durch die Tiermund. Die Platzierung der Schläuche in der Luftröhre kann durch Spannen der Luftröhre mit Zangen bequem bestätigt werden (Abbildung 1D). Nach dem Entfernen der Führungsnadel und nur mit dem Mantelkatheter wird ein 22 G intravenöser Katheter als Intubationsschlauch verwendet. Die Schläuche können nach der Intubation leicht gesichert werden. Dies ist ein sicherer Weg, um Intubation während der Operation zu verwalten und kann die Erfolgsrate von Kleintier-Open-Brust-Operationen deutlich verbessern. Diese Methode erfordert jedoch Schulung und Praxis.
Der Ansatz der geschlossenen Brust für die hämodynamische Messung des rechten Herzens wurde ausführlich beschrieben15,16. Eine Einschränkung der Closed-Chest-Methode ist, dass sie nur zur Bewertung von RVP verwendet werden kann, da der Katheter bei Mäusen nicht auf die Lungenarterie zugreifen kann. Wir verwenden einen Mittellinien-Brustschnitt, wo sich die rechte ventrikuläre freie Wand befindet, direkt unterhalb des Brustbeins (Abbildung 2D). Nach der rechten ventrikulären Katheterisierung, um RVP zu erhalten, ist es einfach, den Katheter koaxial mit der Lungenarterie einzusetzen, um PAP zu erhalten (Abbildung 2E). Wenn das Brustbein während der Operation in der offenen Brust geschnitten wird, wird ein Elektrokoagulationswerkzeug verwendet, um Sternschnittblutungen zu vermeiden, um eine künstliche Blutdruckabnahme durch Blutverlust zu verhindern (Abbildung 2C). Es ist optional für diese Operation in der offenen Brust, einen P-V-Schleifenkatheter zu verwenden, um sowohl RVP- als auch Volumeninformationen zu erhalten17. Es ist jedoch am besten, es nicht zu verwenden, um PAP wegen seiner größeren Größe zu erhalten. Obwohl diese Methode am besten von einem gut ausgebildeten Chirurgen durchgeführt wird, ist es dem geschlossenen Brustansatz vorzuziehen, da es die Aufrechterhaltung der Trachealintubation und die Prävention von Blutungen während der Operation in der offenen Brust ermöglicht, um den Tod von Tieren zu vermeiden.
Zusätzlich wird die rechte ventrikuläre freie Wand mit einer 25 G oder kleineren Nadel durchlöchert, um den Widerstand beim Einsetzen des Katheters in den Ventrikel zu reduzieren. Während der Katheterisierung darf die Drucksensoroberfläche nicht von der Nadelabschrägung abweichen, um eine versehentliche Beschädigung des Kathetersensors durch die scharfe Metalloberfläche zu verhindern. Es ist vorzuziehen, keine große Nadel zu verwenden, um die ventrikuläre freie Wand zu durchstechen, da sie in der Regel weitere Blutungen verursacht und das unzureichende Blutvolumen im Kreislauf auch künstliche Druckdaten verursacht.
Aufgrund des geringen Volumens der Herzkammer und der unregelmäßigen Größe der rechten Venenkammer bei Mäusen berührt der Drucksensor des Katheters während der hohen Herzfrequenz leicht die rechte ventrikuläre freie Wand. Dadurch entsteht Einflam auf der ventrikulären Druckkurve (Abbildung 4), die sich direkt auf die ventrikuläre Druckanalyse auswirkt. In diesem Fall sollten Winkel und Tiefe des Katheters so lange eingestellt werden, bis das Rauschen verschwindet, um wieder eine glatte ventrikuläre Druckwellenform zu erhalten.
Die geringe Größe des 1 Fr Druckwandlerkatheters7 macht ihn zu einem sehr präzisen, präzisen Druckaufnehmer. Nulldrift wird in der Regel während eines Standardkathetertests in der Salinelösung in vitro nicht erlebt, es sei denn, der Katheter ist defekt oder beschädigt. In Gegenwart von Körperblut können jedoch Blutbestandteile, die an der Oberfläche des Drucksensors haften, dazu führen, dass der Katheter während eines In-vivo-Experiments null Drift durchläuft (Abbildung 5). Um dieses Problem zu lösen, tun wir Folgendes: Entfernen Sie vorübergehend den Katheter aus der ventrikulären Kammer und legen Sie die Sensorspitze des Katheters in eine warme 1,0% Verdauungsenzymlösung; inkubieren, um die blutbestandteile Blutbestandteile zu verdauen, die an der Sensoroberfläche befestigt sind; und nach sanftem Abwischen des Katheters mit kochliniengetränkter Gaze, setzen Sie den Katheter zurück in die ventrikuläre Kammer, um eine stabile, nicht Null Drift ventrikuläre Druckwellenform zu erhalten.
Die Herstellung eines Druckaufnehmerkatheters ist ebenfalls unerlässlich, um stabile Daten zu erhalten. Die Drucksensorspitze des Katheters muss vor dem In-vivo-Verfahren mindestens 30 min in 0,9% Kochauge bei Raumtemperatur eingeweicht werden, um die Stabilität des Katheters zu erhalten. Auf diese Weise können die elektrischen Eigenschaften des Druckwandlerkatheters optimal stabilisiert werden.
Schließlich ist die Hypoxie-Periode von 3 bis 4 Wochen für das Hypoxie-induzierte Hypertonie-Modell bei Mäusen6,14,17,18lebensfähig. Unsere Daten zeigten, dass 4 Wochen Hypoxie bei C57BL-Mäusen ein stabiles pulmonale Hypertoniemodell induzieren können, und die PAP- und RVP-Spiegel sind mit der Literatur vergleichbar. Weitere Studien sind erforderlich, um zu untersuchen, wie lange das PAH-Modell aufrechterhalten werden kann, wenn die Mäuse für verschiedene Hypoxieprotokolle wieder in normoxische Bedingungen versetzt werden.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
Diese Forschung wird unterstützt durch das Postgraduate Education and Teaching Reform Project des Peking Union Medical College (10023-2016-002-03), den Fuwai Hospital Youth Fund (2018-F09) und den Director Fund of Beijing Key Laboratory of Pre-Clinical Research and Evaluation für kardiovaskuläre Implantatmaterialien (2018-PT2-ZR05).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2,2,2-Tribromoethanol | Sigma-Aldrich | T48402-5G | For anesthesia |
| Animal temperature controller | Physitemp Instruments, Inc. | TCAT-2LV | For temperature control |
| Dissection forceps | Fine Science Tools, Inc. | 11274-20 | For surgery |
| Gemini Cautery System | Gemini | GEM 5917 | For surgery |
| Intravenous catheter (22G) | BD angiocath | 381123 | For intubation |
| LabChart 7.3 | ADInstruments | For data analysis | |
| Light illumination system | Olympus | For surgery | |
| Mikro-Tip catheter | Millar Instruments, Houston, TX | SPR-1000 | For pressure measurement |
| Millar Pressure-Volume Systems | Millar Instruments, Houston, TX | MVPS-300 | For pressure measurement |
| O2 Controller and Hypoxia chamber | Biospherix | ProOx 110 | For chronic hypoxia |
| PowerLab Data Acquisition System | ADInstruments | PowerLab 16/30 | For data recording |
| Scissors | Fine Science Tools, Inc. | 14084-08 | For surgery |
| Small animal ventilator | Harvard Apparatus | Mini-Vent 845 | For surgery |
| Stereomicroscope | Olympus | SZ61 | For surgery |
| Surgery tape | 3M | For surgery | |
| Terg-a-zyme enzyme | Sigma-Aldrich | Z273287-1EA | For catheter cleaning |
References
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