Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Bioengineering

Prospecção de cepas microbianas para desenvolvimento de bioremediação e probióticos para pesquisa e preservação de metaorganismos

doi: 10.3791/60238 Published: October 31, 2019

Summary

A poluição afeta todos os biomas. Os ambientes marinhos têm sido particularmente impactados, especialmente os recifes de corais, um dos ecossistemas mais sensíveis da Terra. A bioremediação é a capacidade dos organismos para degradar contaminantes. Aqui, descrevemos metodologias para isolar e testar micróbios que apresentam capacidade de bioremediação e potenciais características probióticas para corais.

Abstract

A poluição afeta todos os biomas. Os ambientes marinhos têm sido particularmente impactados, especialmente os recifes de corais, um dos ecossistemas mais sensíveis da Terra. Globalmente, 4,5 bilhões de pessoas dependem economicamente do mar, onde a maior parte de seus meios de subsistência é fornecida por recifes de corais. Os corais são de grande importância e, portanto, sua extinção leva a consequências catastróficas. Existem várias soluções possíveis para remediar poluentes marinhos e contaminação local, incluindo a bioremediação. A bioremediação é a capacidade dos organismos para degradar contaminantes. A abordagem apresenta várias vantagens, como sustentabilidade, custo relativamente baixo e o fato de que ela pode ser aplicada em diferentes ecossistemas, causando impactos mínimos ao meio ambiente. Como uma vantagem extra, a manipulação de microbiomas endógenos, incluindo microorganismos benéficos putativos para corais (pBMCs), pode ter efeitos probióticos para animais marinhos. Nesse contexto, o uso das duas abordagens, bioremediação e inoculação pBMC combinadas, poderia ser promissor. Esta estratégia promoveria a degradação de poluentes específicos que podem ser prejudiciais aos corais e outros metaorganismos, aumentando também a resistência e a resiliência dos hospedeiros para lidar com a poluição e outras ameaças. Este método centra-se na seleção de pBMCs para degradar dois contaminantes: o estrogênio sintético 17a-ethinylestradiol (EE2) e petróleo bruto. Ambos foram relatados para impactar negativamente animais marinhos, incluindo corais, e seres humanos. O protocolo descreve como isolar e testar bactérias capazes de degradar os contaminantes específicos, seguido por uma descrição de como detectar algumas características benéficas putativas desses micróbios associados ao seu hospedeiro de coral. As metodologias descritas aqui são relativamente baratas, fáceis de executar e altamente adaptáveis. Quase qualquer tipo de composto alvo solúvel pode ser usado em vez de EE2 e óleo.

Introduction

A poluição é uma questão importante que afeta a saúde humana, animal e vegetal em todo o mundo. Embora a poluição possa ser natural, como cinzas vulcânicas1,as atividades humanas são a principal causa da maior parte da poluição. As atividades antropogênicas estão contaminando o solo, a água e o ar, que levam direta ou indiretamente a quase 20 milhões de mortes humanas prematuras2 e dizimam bilhões de outras formas de vida anualmente. Os poluentes estão presentes mesmo nas áreas mais remotas do planeta. Por exemplo, metais pesados e compostos orgânicos persistentes foram detectados em invertebrados do mar profundo e mamíferos polares, respectivamente3,4.

Os ambientes marinhos têm sido especialmente afetados pela poluição. Por um longo tempo, assumiu-se que o oceano permaneceria inalterado e forneceria uma fonte infinita de bens por causa de seu volume maciço de água5. Por esta razão, todos os tipos de indústria e instituições liberaram livremente resíduos em corpos d'água por séculos6,7. Vários contaminantes de todos os tipos, como plástico8, hormônios sintéticos9, pesticidas10, óleo11, nutrientes12,metais pesados3,e resíduos radioativos13 têm sido relatados como impactando ecossistemas oceânicos. Neste contexto, os recifes de coral estão entre os ecossistemas mais importantes e sensíveis em ambientes marinhos14. Os recifes são protetores costeiros, cruciais para o desenvolvimento de milhares de espécies marinhas, desempenhando papéis essenciais no ciclismo de nutrientes e no controle climático. Os recifes também contribuem para a economia, fornecendo peixe, bens e turismo, entre outros15. Por exemplo, 4,5 bilhões de pessoas dependem de peixes do oceano como sua principal fonte de alimento16, que são muito apoiadas por recifes de coral.

Independentemente da sua importância ecológica, social e económica, os recifes de coral estão a ser dizimados17,18. As atividades antropogênicas são as principais responsáveis por contribuir para as três principais causas da morte dos corais: mudanças climáticas, sobrepesca e poluição da água19. Mesmo que seja importante trabalhar na mitigação do aquecimento global, também é importante trabalhar na minimização da contaminação local, incluindo a poluição da água, que pode contribuir criticamente para o declínio dos corais20. Assim, há uma necessidade urgente para o desenvolvimento de estratégias para aumentar a vida útil dos corais, o que poderia proporcionar-lhes tempo extra para se adaptar e sobreviver.

A este respeito, é extremamente importante encontrar soluções para minimizar a contaminação e desenvolver estratégias para aumentar a aptidão dos corais. As estratégias para remediar os poluentes marinhos são altamente diversas e podem ser agrupadas em abordagens físicas, químicas e biológicas. Abordagens físicas são úteis. No entanto, nem sempre são eficientes. Por exemplo, os resíduos plásticos podem ser minimizados pela remoção física, enquanto os compostos solúveis em água precisam de outras metodologias para serem eliminados. Exemplos de tais compostos são o petróleo bruto, liberado pelas atividades e derramamentos da indústria do petróleo, bem como outros micropoluentes, como hormônios sintéticos, normalmente usados como componente estrogênioico em contraceptivos orais e presentes no esgoto21, 22. O uso de substâncias químicas para diminuir a contaminação pode resolver um problema específico, mas também pode representar uma fonte extra de poluição. Este é o caso dos dispersantes químicos para mitigar a contaminação por óleo, que têm sido descritos como ainda mais tóxicos para os ecossistemas marinhos do que a contaminação por óleo emsi 23. Por estas razões, as abordagens biológicas apresentam várias vantagens quando comparadas aos outros métodos. A bioremediação é a capacidade dos organismos vivos, ou seus produtos metabólicos, de transformar contaminantes em formas menos tóxicas ou não tóxicas24. As principais vantagens do uso de métodos biológicos são a sustentabilidade, o baixo custo relativo, o fato de serem ecologicamente amigáveis e que podem ser aplicadas em diferentes ecossistemas, causando impactos mínimos ou menores ao meio ambiente21, 25,26,27.

Além disso, a manipulação da comunidade microbiana presente em um ambiente permite uma vantagem potencial extra. Existem microbiomas associados aos hospedeiros e essenciais para a sua saúde. É sabido que esses microbiomas simbióticos associados são necessários para manter a homeostase hospedeira19. A manipulação desses microorganismos associados tem sido bem explorada para hospedeiros como plantas e mamíferos28,29,mas o uso de probióticos de corais ainda é novo15. Corais também hospedar, interagir com, e dependem de grandes e específicas populações de microorganismos para sobreviver19. O papel dessas comunidades microbianas na saúde e disbiose dos corais está estudo ativo, mas ainda está longe de ser totalmente compreendido30. Uma das hipóteses mais populares é chamada de hipótese probiótica coral. Sugere a existência de uma relação dinâmica entre microorganismos simbióticos e condições ambientais que provoca a seleção dos metaorganismos de corais mais vantajosos31. Com base nestainformação, foram propostos mecanismos probióticos potenciais fundamentais, bem como as estratégias de isolamento, manipulação e entrega de microrganismos benéficos para corais (BMCs) para vários fins, foram propostos32 e testados33. Essas características benéficas potenciais incluem resistência ao aumento da temperatura, proteção contra espécies reativas de oxigênio (ROS), fixação de nitrogênio, resistência a contaminantes e controle biológico contra patógenos, entre outros32.

Este estudo centra-se na seleção de BMCs e microorganismos de vida livre que apresentam a capacidade de degradar dois contaminantes comumente encontrados em ambientes marinhos: o estrogênio sintético 17a-ethinylestradiol (EE2) e petróleo bruto. Poluentes contendo agentes ativos hormonais estão frequentemente presentes nos corpos d'água34,35,36,37,38,39,40, 41,42. Entre eles, compostos sintéticos estrogênicos eendócricos disruptores (EDCs) imitam a ação de estrogênios em células-alvo, causando vários impactos sobre os animais, incluindo câncer de mama, infertilidade e hermafrodita9. EE2 é excretado por seres humanos por causa do uso de contraceptivos orais. Não é retirado do esgoto pelas estações tradicionais de tratamento de águas residuais e tem efeitos negativos mesmo em concentrações muito baixas (por exemplo, ng/L ou μg/L)43,44,45. Pouco se sabe sobre os efeitos dos estrogênios na fisiologia dos corais46,47. No entanto, em outros invertebrados marinhos, como esponjas, crustáceos e moluscos, os estrogênios foram relatados para causar vários efeitos negativos relacionados principalmente à reprodução, como desenvolvimento e/ou estimulação de gametas, alteração em ações proteicas, problemas em processos embrionários, e outros48,49,50,51,52. As consequências negativas causadas pela contaminação pelo EE2 realçam a necessidade de desenvolver abordagens sustentáveis para remover este composto do ambiente sem afetar a vida marinha.

Paralelamente, com o petróleo atualmente representando quase 40% das fontes de energia consumidas no mundo53,contaminação crônica e derramamentos de óleo geralmente ocorrem perto das áreas de recife11. A contaminação por óleo foi relatada para causar efeitos negativos em várias espécies de animais marinhos, aves, plantas e seres humanos54,55,56,57. Nos corais, causa branqueamento, reduz a resistência das larvas ao estresse térmico58,interrompe as comunidades microbianas associadas21,e causa necrose do tecido. Além disso, dispersantes químicos, uma técnica de remediação de óleo comumente usada por empresas petrolíferas para corrigir derramamentos, são ainda mais tóxicos para os corais do que o próprio óleo23. Microorganismos benéficos isolados de corais, em contraste, são conhecidos por desempenhar papéis cruciais na saúde do hospedeiro. No entanto, a manipulação desses probióticos potenciais deve ser melhor explorada, a fim de investigar possíveis efeitos colaterais negativos e as capacidades metabólicas que podem ser rastreadas para melhorar a aptidão do metaorganismo. Neste contexto, características como a atividade antimicrobiana contra patógenos corais, a produção de catalase para combater o estresse oxidativo, a capacidade de degradar a urea (que pode ter papéis importantes no processo de calcificação) e a presença de genes que conferem potenciais características benéficas, entre outras, deve ser o foco da investigação. Aqui, mostramos como a bioremediação e os probióticos podem ser usados para mitigar concomitantemente os impactos da poluição e melhorar a saúde dos corais. O desenvolvimento de abordagens inovadoras que podem ser usadas como intervenções para aumentar a persistência de espécies marinhas representa um passo em direção a um planeta mais sustentável e saudável.

Protocol

1. Coleta e armazenamento de água e corais para isolamento microbiano

NOTA: É essencial tomar as coordenadas e a temperatura dos locais de amostragem. Se possível, metadados como salinidade, pH, profundidade e intensidade de luz também podem ajudar a encontrar abordagens de cultivo afinadas e interpretação futura dos dados. Para obter resultados confiáveis, mantenha as amostras armazenadas pelo período mínimo possível. Os microbiomas de água/coral podem mudar consideravelmente se as amostras não forem mantidas na temperatura certa e/ou forem armazenadas por longos períodos. Se a etapa de isolamento não for realizada instantaneamente após a coleta, é crucial manter amostras a 4 °C até o processamento. Quanto mais tempo as amostras forem armazenadas, mesmo a 4 °C, mais a comunidade microbiana mudará.

  1. Prove e armazene a água do mar.
    1. Coletar 500 amostras de mL de água em pelo menos triplicado de cada local de amostragem alvo. De preferência, use garrafas estéreis com tampas de rosca.
    2. Se processar a água instantaneamente após a coleta, mantenha as garrafas no RT por um curto intervalo. Se o processamento de amostras estiver acontecendo mais tarde, mantenha as garrafas a 4 °C.
  2. Prove e guarde o coral.
    1. Use um par estéril de alicates para cortar fragmentos de corais do mesmo local de amostragem das amostras de água. Para evitar a contaminação, toque corais apenas com luvas estéreis.
    2. Lave o fragmento de coral amostrado usando a solução soro fina estéril do soro -sânse (3% NaCl na água destilada) ou na água do mar artificial para começ livrada das bactérias livre-vivas frouxamente unidas do seawater.
    3. Usando fórceps, coloque cada fragmento de coral em um recipiente estéril de 250 a 500 mL com uma tampa de rosca contendo solução sorino estéril.
    4. No laboratório, usando fórceps e alicates estéreis, pesa 5 g de fragmentos de corais usando pratos estérils de Petri de 100 mm x 20 mm em uma escala de pesagem.
    5. Transfira o 5g de amostra de coral para uma argamassa estéril e macerar-lo usando um pilão estéril.
    6. Usando uma espátula estéril, transfira a amostra macerada para um frasco de cultura estéril contendo 45 mL de solução estéril naCl de 3% e 10 a 15 contas de vidro de 5 mm. Use algumas das soluções sais estéreis de 45 mL para lavar a argamassa e recuperar a quantidade máxima do macerado.
    7. Mantenha os frascos agitação constante (150 x g)por 16 h na temperatura da água do local da amostragem.
      NOTA: Para corais de águas rasas, a temperatura ideal variará de 24 a 28 °C. Esta etapa irá separar microorganismos de diferentes compartimentos de coral, como os ligados às células hospedeiras, ou os que vivem dentro do tecido e do esqueleto. Após esta etapa, os macerados corais não devem ser armazenados, e a etapa da isolação deve imediatamente ser executada.

2. Isolamento de bactérias degradantes de EE2 da água do mar e/ou corais

  1. Selecione bactérias.
    NOTA: Após os passos 1.1.2 e 1.2.7, a concentração de microorganismos na água do mar que se separaram dos diferentes macerates de corais será desconhecida e variável. A fim de garantir o isolamento de colônias microbianas individuais em placas de Petri contendo mídia ágara, diluições em série são necessárias.
    1. Realize diluições em série de até10-9 em solução sisina estéril para amostras de corais e até10-6 para amostras de água. Diluições pipette para cima e para baixo 5x antes de descartar a ponta. Vortex amostras para 5 s cada vez antes de realizar a próxima diluição em série.
    2. Pipette 100 μL de cada diluição em placas de Petri contendo 3% de caldo de lysogeny NaCl (LB) médio ágar, e placa-los.
      NOTA: Use ágar marinho (MA) como um meio alternativo. Triplicados de cada diluição são necessários para resultados confiáveis.
    3. Incubar as placas por 1 a 3 dias na temperatura alvo (por exemplo, 26 °C). Verifique os pratos uma vez por dia.
    4. Selecione e isole as colônias que apresentam morfologias distintas do crescimento em placas novas usando a técnica da placa da raia. Repita este passo quantas vezes for necessário para ter colônias puras crescendo nas placas.
    5. Se o procedimento não for imediatamente continuado a pisar 2.3.1, armazenar isola a 4 °C ou em glicerol, conforme descrito na seção 2.2.
  2. Prepare os estoques de glicerol.
    NOTA: Esta etapa é opcional e pode ser usada para o armazenamento de estoques bacterianos a longo prazo.
    1. Escolha colônias individuais da placa fresca ou das placas armazenadas a 4 °C e inocule-as de forma independente em 2 mL de meio LB estéril.
    2. Coloque os tubos em constante agitação (150 x g)a 24 a 28 °C durante a noite (ON).
    3. Adicione 1 mL das culturas bacterianas do passo 2.2.2 e glicerol estéreo a uma concentração final de 20% aos 2 mL crioviais.
    4. Deixe os crioviais em 4 °C.
    5. Coloque os estoques bacterianos de glicerol em -80 °C até que seja necessário.
  3. Realize o teste de habilidade de degradação do EE2.
    1. Ativar os isolados em caldo LB ou mídia alternativa. Para isso, escolha uma única colônia das placas frescas ou da placa armazenada a 4 °C e inocule 2 mL de meio LB estéril. No caso de ser um estoque de glicerol, primeira raia-lo em placas de ágar LB e incubar a 24-28 ° C ON para ter colônias individuais crescendo. Coloque o tubo contendo LB médio inclinado agitação constante (150 x g)em 24-28 °C ON.
    2. Após o crescimento bacteriano, pelotas as células por centrífuga-los em 8.000 x g para 8 min à temperatura ambiente (RT). Descarte o supernatant e, delicadamente tubulação para cima e para baixo, resuspender as células em um volume igual (2 mL) de água shinhosa para lavar o caldo LB restante.
    3. Repita o passo 2.3.2 duas vezes para garantir que não há vestígios de fonte de carbono, resuspendendo as células em um volume igual de solução salina. Por exemplo, se foi iniciado com uma cultura de 2 mL, resuspender as células em um volume final de 2 mL solução saline.
    4. Inocular as células lavadas e resuspensas no mínimo Bushnell Haas meio de cultura (CALdo BH) contendo EE2 como a única fonte de carbono59.
      NOTA: EE2 é dissolvido em etanol em uma concentração final de 5 mg/L no meio da cultura. Faça alterações no tipo de poluente e/ou concentração, se necessário.
    5. Avalie o crescimento bacteriano por densidade óptica em 600 nm e/ou colônias formando unidades (CFU) no lb ágar médio33, para 16-72 h de incubação.
      NOTA: Alternativamente, os microorganismos podem ser diretamente isolados em meios mínimos contendo EE2, ou outros compostos, como a única fonte de carbono. Esta etapa dirigiria a seleção e evitaria o crescimento indesejável.

3. Isolamento de bactérias que degradam o petróleo da água do mar e/ou corais

  1. Prepare a mídia mínima contendo uma fração solúvel em água de óleo (oWSF) e fração insolúvel em água de óleo (oWIF) como a única fonte de carbono21.
    1. Adicione 1 a 2% de petróleo bruto a 500 mL de água destilada estéril. Use um frasco de filtro aberto na parte inferior para tirar a fração solúvel sem perturbar a camada superior da fração insolúvel.
    2. Mantenha a mistura agitação constante em 24-28 °C a 150 x g por 48 h.
    3. Coloque o frasco de filtro contendo as frações de petróleo bruto em uma superfície estável e espere 10 a 20 min para permitir a separação de fração solúvel e insolúvel.
    4. Transfira o oWSF para um novo frasco estéril, salvando o oWIF abrindo o frasco de filtro inferior e tirando a fração solúvel.
    5. Usando todo o oWSF recuperado na etapa precedente (~400 mL), prepare 1 L do meio mínimo do agar de BH que contem oWSF como a única fonte de carbono.
    6. Usando o oWIF restante no frasco da etapa 3.1.4, prepare 1 L do meio mínimo do agar de BH que contem oWIF como a única fonte de carbono.
  2. Isolar bactérias oWSF e oWIF-degradantes.
    1. Usando água e coral macerar a partir dos passos 1.1.2 e 1.2.7, respectivamente, diluir as amostras até10-6 em solução salina estéril, conforme descrito na etapa 2.1.1.
    2. Pipette 100 μL de cada diluição em placas de Petri contendo BH-oWSF e BH-oWIF agar media e placa-los.
    3. Repita os procedimentos descritos do passo 2.1.3 para o passo 2.1.5.

4. Seleção de membros do consórcio

  1. Extraia e sequencie o DNA para identificação taxonômica.
    1. Ative os isolados estocados em glicerol, conforme descrito na etapa 2.3.1.
    2. Extraia o DNA usando um kit de extração de DNA (ver Tabela de Materiais).
    3. Use primers 27f (5′-AGA GTT TGA TGA TGG CTC AG-3′) e 1492r (5′-GTT TAC CTT GTT ACG ACT T-3′) para amplificação do gene rRNA 16S.
    4. Realize 50 μL PCR reações de acordo com o seguinte protocolo: 5 μL de 10x polymerase buffer, 2 mM MgCl2,0,2 mM dNTPs, 5 mM de cada cartilha, 10 ng de DNA genômico e 2,5 U de Taq DNA polymerase. Adicionar controles negativos (ou seja, extrações de DNA em branco e reações pcr sem dna modelo) para garantir que não haja contaminação.
    5. Configure os seguintes passos de ciclismo térmico: um primeiro ciclo de desnaturação a 94 °C por 4 min; 35 ciclos a 94 °C por 1 min, seguidos por 50 °C por 1 min e 72 °C por 2,5 min; um ciclo de extensão final de 10 min a 72 °C.
    6. Verifique a integridade amplicon em 1,2% de gel agarose usando 80 V.
    7. Gel purificar as amostras usando um kit de purificação de gel (ver Tabela de Materiais).
    8. Quantificar os produtos PCR usando um flódromo.
    9. Envie o produto para sequenciamento.
      NOTA: Para melhores classificações taxonômicas, o método Sanger é recomendado60,porque fornece longas seqüências. As primers universais 27f e 1492r podem ser usadas para amplificar quase todo o comprimento do gene rRNA 16S61. Se os contigs não puderem ser montados usando um par de primers, um par extra no meio da seqüência deve ser considerado.
  2. Determinar a curva de crescimento.
    1. Ative os isolados em estoques de glicerol a partir do passo 2.2.5 como descrito na etapa 2.3.1 mas usando 5 mL em vez de 2 mL.
    2. Adicionar 1% (v/v) da cultura cultivada 5 mL a partir do passo 4.2.1 em triplicados, para um frasco de 250 mL contendo 100 mL de 3% LB mídia. Certifique-se de preparar triplicados de um controle negativo (sem inóculo) também.
    3. Coloque os frascos em uma incubadora em constante agitação (150 x g)a 24 a 28 °C.
    4. Tome 1 mL aliquots cada 4 h para 48 h. Se as cepas apresentarem uma alta taxa de crescimento, diminua o intervalo de 4 h.
    5. Medir a estimativa de densidade óptica (OD) em 600 nm comprimento de onda e unidades formadoras de colônias (CFU) contadas a partir de diluições em série banhadas em placas de mídia ricas (100 μL devem ser inoculadas em cada placa e normalizadas para o volume de 1 mL).
    6. Trace as curvas de OD e CFU e analise a correlação de OD/CFU de cada cepa individual. A partir de agora, calcule o número de células com base nos valores do OD.
  3. Realizar teste de antagonismo.
    1. Ative os isolados, conforme descrito na etapa 2.3.1.
    2. Inocular uma cepa de cada vez ao longo do meio de placas contendo mídia ágar e os outros perpendiculares ao central. Repita até que cada cepa microbiana selecionada seja testada contra todas as outras.
    3. Incubar as placas a 24 a 28°C e monitorá-las diariamente para observar potenciais halos indicando atividade antagônica. Se os halos são observados indicando atividade antagônica entre duas cepas, uma delas deve ser excluída.
  4. Realizar a montagem do consórcio.
    1. Ative os isolados, conforme descrito na etapa 2.3.1.
    2. Pelotas as células em 3.500 x g e lave-os suavemente 2x em um volume igual de solução shinhosa. Resuspenda as células em um volume igual (ou seja, se o volume final foi de 2 mL de células, lave-as usando 2 mL de solução sorino e resuspendê-las em um volume final de 2 mL).
    3. Inocular 1 mL cultura em 100 mL 3% NaCl LB médio e incubar ON em 150 x g.
    4. Repita o passo 4.5.2, inocule os 100 mL cultivados, lavados e resuspendidos culturas em culturas 10 L. Incubar ON em biorreatores estéreis de ar-elevador, recebendo ar filtrado de uma bomba. Se for necessária mais cultura, inocular sempre 1% da cultura adulta em novas mídias.
    5. Centrífugas cultivadas culturas em 8.000 x g para 8 min em 4 °C. Descarte supernatant após centrífuga.
    6. Lave a pelota, resuspendendo delicadamente as pilhas em 500 mL da solução shinhoe estéril.
    7. Repita os passos 4,5,5 e 4,5,6.
    8. Resuspenda cada cultura individual em 100 mL de solução saline e mede o OD para estimar o número de células.
    9. Calcule o volume de cada cultura necessária para atingir uma concentração final de 107 células mL-1.
    10. Realizar CFU conta com mídia rica para uma confirmação final de viabilidade celular e concentração.
    11. Misture um volume igual de cada cultura individual em frascos estéreis e aquot o consórcio em tubos estéreis de 50 mL.
    12. Mantenha-se em 4 °C até a inoculação.
      NOTA: Prepare a montagem do consórcio o mais fresco possível para garantir que as células ainda serão viáveis. Alternativamente, as contagens de CFU podem ser realizadas antes da inoculação. Para montar um consórcio ideal, é necessário usar isolados apresentando diferentes e complementares capacidades metabólicas. Normalmente, 6 a 10 isolados são usados para formar consórcios, mas esse número variará dependendo das características e propósitos dos membros.

5. Detecção de características benéficas putativas para corais

  1. Ative os isolados dos estoques de glicerol, estrias-los em placas de ágar LB e incubar-los em 24-28 °C ON para ter colônias individuais crescendo. Escolha uma única colônia das placas e inocule-a em 2 mL do meio estéril do LB. Coloque o tubo contendo lb médio inclinado agitação constante (150 x g)em 24-28 °C ON.
  2. Realize a extração de DNA descrita na seção 4.1 para detecção de genes potencialmente benéficos por PCR.
    NOTA: As condições de reação pcr e primers vai depender do gene alvo. Metodologias para testar características BMC de cepas individuais e detecção de PCR para genes potencialmente benéficos são descritas na Tabela 1.

Representative Results

Com base nos métodos descritos aqui, foi possível isolar microorganismos de diferentes fontes de água e nubbins de corais apresentando características putativas de BMC e capazes de degradar diferentes classes de contaminantes (Figura 1). Utilizando amostras de água coletadas em uma estação de tratamento de esgoto, obtidas da CESA-UFRJ (Centro Experimental de Saneamento Ambiental da Universidade Federal do Rio de Janeiro), e com base no procedimento apresentado aqui, 33 cepas bacterianas capazes de degradar o EE2 uma concentração final de 5mg/L foram isoladas(Figura 2A). Além disso, usando a técnica para a seleção de bactérias degradantes de óleo, 20 cepas capazes de degradar tanto oWSF (Figura 2B) e oWIF (Figura 2C)foram isoladas.

Características putativas de BMC foram selecionadas em microorganismos isolados de diferentes espécies de corais diversas condições. Entre eles, uma cepa que apresenta forte atividade antagônica contra o patógeno coral Vibrio coralliilyticus (Figura 3A),cepas capazes de degradar a ureia (Figura 3B), um bom produtor catalase (Figura 3 C),e microorganismos apresentando genes potencialmente benéficos(Figura 3D)foram encontrados.

Empregando as duas abordagens combinadas (ou seja, bioremediação e inoculação BMC), foi possível proteger os corais dos impactos da exposição ao petróleo. Para isso, um consórcio de biomídia de petróleo pBMC, isolado do coral Mussismilia harttii,foi inoculado em nubbins de coral expostos a 1% de óleo emtriplicados 21. Os tratamentos expostos ao óleo apresentaram diminuição progressiva da Fv/Fm a partir do quarto dia, atingindo valores próximos de zero até o décimo dia. Fluorescência variável/fluorescência máxima (Fv/Fm) forneceu uma medida de eficiência fotoquímica máxima do sistema fotológico II (PSII) das zooxanthellae, representando uma medida indireta da saúde dos corais. Por outro lado, os nubbins de coral presentes nos aquários inoculados com o consórcio mostraram uma capacidade fotoquímica mais bem preservada (Figura 4).

Figure 1
Figura 1: Resumo dos principais passos de uma seleção e montagem do consórcio bioremediador-pBMC. Esquema de degradantes de poluentes microrganismos etapas de seleção (em cinza) e etapas finais utilizadas para a seleção microbiana do consórcio (sequenciamento de DNA, curva de crescimento, teste de antagonismo e montagem de consórcio em vermelho). Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Figure 2
Figura 2: Seleção de bactérias degradantes de poluentes. (A)Isolados bacterianos que crescem em placas mínimas de mídia contendo EE2 como a única fonte de carbono. (B) Colônias de bactérias que crescem em placas de mídia mínimas contendo oWSF como a única fonte de carbono. (C)Colônias de bactérias que crescem em placas de mídia mínimas contendo oWIF como a única fonte de carbono. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Figure 3
Figura 3: Detecção de características do pBMC. (A) Manchas em triplicados de cepa apresentando atividade antagônica contra o patógeno coral Vibrio coralliilyticus (em preto) e uma cepa de controle (em verde). Tensõesque crescem na mídia contendo urea como a única fonte de carbono. (C)Tensão produzindo catalase (+) e uma estirpe produtor catalase ruim (-). (D)Exemplo de detecção de PCR do gene nirK (pista 1 = escada 1kb; pista 2 = controle negativo de extração de DNA em branco; pista 3 = detecção de nirK; pista 4 = reações pcr sem DNA modelo). Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Figure 4
Figura 4: Fv/Fm medições de M. harttii nubbins dark-adapted at 5 PM, using a diving-PAM chlorophyll fluorometer. As medições fv/fm do consórcio de controle de tratamentos, petróleo e petróleo com consórcio foram realizadas em triplicados todos os dias durante 10 dias. O desvio padrão é mostrado. As características do gráfico foram modificadas com permissão dos resultados anteriores21,disponíveis em https://www.nature.com/articles/srep18268 uma atribuição Creative Commons 4.0. Termos completos em http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Moa Microorganismo Técnica de detecção Referências
Regulamentação climática; surfur ciclismo; compostos antimicrobianos; aumentar a proteção antioxidante das células. Aspergillus sydowii Aspergillus sydowii PCR para gene dddP 81
Pseudovibrio sp. P12 Meio de cultura com DMSP 82
Pseudoalteromonas sp. PCR para o gene dmdA 33
Regulação biológica de patógenos. Microbioma do muco do palmata de Acropora Zona clara de inibição 83
Extratos de corais Ensaio de inibição do crescimento 84
Marinobacter sp. Swarming ensaios 85
Pseudoalteromonas sp. Placa de ágar cruz-estrias 86
Pseudoalteromonas sp. Método de difusão de ágar 33
Benefício para o processo de calcificação; fonte de nitrogênio para corais scleractinian. Symbiodinium spp. Método colorimétrico 87
Microbioma do muco de Stylophora pistillata ___ 88
Microbioma da Acropora alciminata Método por Bolland et al.80 89
Ciclo de nitrogênio; aumentar a fixação de nitrogênio. Comunidade microbiana qPCR QPCR 90
Comunidade microbiana Pcr 91
Comunidade microbiana qPCR QPCR 92
Comunidade microbiana Técnica de redução de acetileno adaptado (C2H2) 93
Pseudoalteromonas sp. e Halomonas taeanensis Pcr 33
Ciclo de nitrogênio; diminuição da concentração de amônio. Pseudoalteromonas sp. Pcr 33
Microbioma de Tubastraea coccinea Pcr 94
Microbioma de Xestospongia testudinaria Análise preditiva do metagenoma 95
Proteção holobionte contra espécies reativas de oxigênio (ROS). Pseudoalteromonas sp., Marina de Cobetia e Halomonas taeanensis Teste catalase 33
Symbiodinium spp. Amplex vermelho 96
Vibrio pelagius e Sync-chococcus sp. Método de peroxidase-escopoletin a rábano 97
Vibrio Fischeri Vibrio fischeri Múltiplos métodos 98

Tabela 1: Detecção de características putativas de BMC, mecanismo de ação (MOA), microorganismos relatados apresentando o potencial e a técnica utilizada s detectando a característica.

Discussion

As abordagens de bioremediação têm sido exploradas maciçamente nos últimos 50 anos. Por exemplo, mais de 200 micróbios entre bactérias, cianobactérias, microalgas e fungos em vários habitats diferentes, foram designados como capazes de indicar a presença e/ou degradar hidrocarbonetos de petróleo62,63,64 . Além disso, outras classes de compostos que causam impactos ao meio ambiente e aos seres humanos, como plástico, bisfenol A, desreguladores endócrinos e metais pesados, são alvos para o desenvolvimento da técnica de bioremediação65,66, 67. Por outro lado, o desenvolvimento probiótico marinho tem sido limitado aos campos que têm um impacto óbvio sobre a economia, como probióticos de peixes na aquicultura68,69. No entanto, o isolamento e caracterização de microrganismos benéficos para proteger os recifes de coral, ecossistemas marinhos que apoiam a pesca, o turismo e outras atividades lucrativas, estão começando a ser valorizados15. Aqui, um protocolo barato, fácil e acessível para selecionar microorganismos que degradam poluentes que também podem apresentar características potencialmente benéficas para os ecossistemas marinhos locais, especialmente microorganismos benéficos para corais (pBMCs), é Descrito.

Além disso, o método demonstrado aqui é altamente adaptável a vários compostos e diversos tipos de fontes microbianas. É possível visar diferentes poluentes, substituindo a única fonte de carbono adicionada aos meios de comunicação mínimos. Para isso, em vez de óleo ou EE2, outros compostos devem ser adicionados na concentração desejada. Esta seria a pressão seletiva para isolar degraders para os poluentes alvejados. Por exemplo, microorganismos capazes de degradar outras classes de desreguladores endócrinos já foram selecionados e testados usando a mesma metodologia70. Além disso, outros organismos marinhos e terrestres, como esponjas e plantas71,72,bem como tipos distintos de amostras ambientais, como solo, combustível e rochas podem ser usados como as fontes degradantes microbianas25, 73,74. Por exemplo, foi possível detectar e isolar bactérias degradantes de hidrocarbonetos de diferentes amostras de solo e sedimentos25,54,63,64,75. Finalmente, realizando pequenas modificações na mídia, microorganismos que não sejam bactérias podem ser facilmente selecionados como micróbios degradantes. Por exemplo, uma cepa de microalgas com a capacidade de degradar eficientemente compostos de estrogênio foi relatado76.

Idealmente, consórcios bioremediação-probióticos devem ser montados para cada composto ou área específica. Micróbios que crescem em um ambiente específico podem não crescer tão bem em novos locais em comparação com suas condições nativas. Como os pesquisadores não encontraram um produto que possa ser aplicado de forma eficiente em todas as diferentes condições ambientais, a nova montagem de consórcios deve ser realizada para cada situação específica. Isso seria semelhante à medicina personalizada para recuperação adaptada ao meio ambiente. Por esta razão, a criação de um banco central de cepas microbianas com potenciais características probióticas e capacidade de degradação é um passo crucial para o progresso deste campo. Esta iniciativa pouparia tempo e trabalho, contribuindo para a montagem de novos consórcios específicos em todo o mundo.

Microorganismos associados a corais (ou seja, microalgas, bactérias, arqueias, fungos e vírus) têm um papel complexo e intrincado na manutenção da homeostase hospedeira19. Estressores ambientais, como a poluição, também podem desestabilizar o microbioma coral, resultando em disbiose, que pode causar doenças e mortalidade30. Os mecanismos pelos quais o microbioma coral pode suportar a saúde dos corais estão começando a ser revelados. Esses mecanismos são a chave para a compreensão da resistência e resiliência dos corais aos estressores ambientais e, consequentemente, para promover a persistência e preservação dos recifes. Além disso, os achados na área ajudarão a entender as interações gerais de hospedeiro-microbioma, o que pode contribuir para o desenvolvimento de melhores probióticos e estratégias de promoção da saúde em outras áreas. Também é importante investigar melhor como essas inoculações de probióticos podem interferir na saúde do metaorganismo durante eventos de estresse. Por exemplo, o trabalho que mostra que o aumento no desempenho coral é devido aos probióticos e não simplesmente o coral usando bactérias como uma fonte de alimento é ainda necessário.

Paralelamente, o desenvolvimento de novas abordagens de entrega de consórcios e a melhoria dos já existentes são de grande importância. Métodos alternativos para a imobilização de consórcios, bem como abordagens inovadoras, como a inoculação de alimentos de coral (ou seja, artemia e rotifers) e usá-los como vetores, são promissores. Estes sistemas de entrega também podem ser modificados para atingir outros organismos marinhos e serão essenciais para o sucesso do campo dos probióticos marinhos.

Mitigação da poluição e persistência de recifes de coral são atualmente dois dos principais tópicos destacados em conferências ambientais regularmente. A Agenda 2030, um documento publicado pelas Nações Unidas que descreve os objetivos globais que a sociedade deve alcançar para permitir um futuro sustentável, dedica metas específicas para cada questão. Enquanto a Meta 6 destaca a importância da melhoria da qualidade da água, reduzindo a poluição, o Objetivo 14 reforça a relevância da conservação e do uso sustentável dos oceanos, mares e recursos marinhos77. Neste contexto, a conservação dos recifes de coral depende de mudanças que devem ser alcançadas em um futuro próximo, incluindo a mitigação da poluição. Isto é de grande importância, porque a maioria das perdas maciças de corais ocorreu quando outros fatores foram adicionados aos eventos climáticos, como a destruição do habitat local e contaminação78,79. Este artigo demonstrou que é possível combinar bioremediação e inoculação de pBMC para degradar poluentes específicos, enquanto pode aumentar a resistência e a resiliência dos corais para lidar com poluentes e outras questões. A otimização dos protocolos existentes e/ou o desenvolvimento de métodos inovadores, combinados ou aplicados de forma independente, será crucial para determinar o futuro dos ecossistemas marinhos.

Disclosures

Os autores não têm nada a divulgar.

Acknowledgments

Esta pesquisa foi realizada em associação com o projeto de Pesquisa e Desenvolvimento em andamento registrado como ANP 21005-4, "PROBIO-DEEP - Levantamento dos impactos potenciais causados pela exploração de petróleo e gás em holobiontes marinhos em alto mar e seleção de potenciais bioindicadores e Processos de bioremediação para esses ecossistemas" (UFRJ/ Shell Brasil/ANP) – "PROBIO-DEEP - Levantamento de impactos causados pela exploração de óleo e gás em holobiontes marinhos em mar profundo e seleção de possíveis bioindicadores e processos biorremediadores para esses ecossistemas, patrocinado pela Shell Brasil a anp de p&d levy como Compromisso de Investimentos com Pesquisa e Desenvolvimento. Os autores também agradecem ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) e à Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) pelo apoio financeiro, e a Camila Messias, Phillipe Rosado e Henrique Fragoso dos Santos, para as imagens fornecidas.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
500 mL PYREX Media Storage Bottle thomas scientific/Corning 1743E20/1395-500 Used to sample water.
500 mL Aspirator Bottles thomas scientific/Corning 1234B28/1220-2X Used to separate the oil fractions.
6-inch wire cutter plier thomas scientific/Restek 1173Y64/23033 Used to cut coral fragments.
17a-Ethinylestradiol LGC Standards DRE-C13245100 Used as the only carbon source to make the selective media.
Agar Himedia PCT0901-1KG Used to make solid media.
Bushnell Haas Broth Himedia M350-500G Used as minimum media to be supplemented with carbon sources.
Erlenmeyer Flask thomas scientific/DWK Life Sciences (Kimble) 4882H35/26500-125 Used to incubate coral macerate with glass beads.
GFX PCR DNA and Gel Band Purification kit GE Healthcare 28903470 Used to purify PCR products before sending them for sequencing.
Glass Beads MP Biomedicals 1177Q81/07DP1070 Used to detach the microorganisms from coral structures.
Laminar Flow Hood Needed to work at sterile conditions.
Luria Bertani Broth, Miller (Miller Luria Bertani Broth) Himedia M1245-1KG Used as rich media to grow bacteria.
Marine Agar 2216 (Zobell Marine Agar) Himedia M384-500G Used as rich media to grow bacteria.
Orbital-Shaker Incubator Used to incubate liquid media and oil.
Plates Incubator Used to incubate plates.
Porcelain Mortar and Pestle Thomas scientific/United Scientific Supplies 1201U69/JMD150 Used to macerate coral fragments.
Qubit 2.0 Fluorometer Invitrogen Used for nucleic acids quantification of DNA and PCR products.
Refrigerated Centrifuge Used to centrifuge bacterial cultures.
Spectrophotometer Used to measure optical density of bacterial cultures.
Wizard Genomic DNA Purification kit Promega A1120 Used for microbial strains DNA extraction.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Durand, M., Grattan, J. Effects of volcanic air pollution on health. Lancet. 357, 164 (2001).
  2. Ramaswami, A., Russell, A. G., Culligan, P. J., Sharma, K. R., Kumar, E. Meta-principles for developing smart, sustainable, and healthy cities. Science. 352, 940-943 (2016).
  3. Dökmeci, A. H., Yildiz, T., Ongen, A., Sivri, N. Heavy metal concentration in deepwater rose shrimp species (Parapenaeus longirostris, Lucas, 1846) collected from the Marmara Sea Coast in Tekirdağ. Environmental Monitoring and Assessment. 186, 2449-2454 (2014).
  4. Skaare, J. U., et al. Ecological risk assessment of persistent organic pollutants in the arctic. Toxicology. 181-182, 193-197 (2002).
  5. Garstang, W. The impoverishment of the sea. A critical summary of the experimental and statistical evidence bearing upon the alleged depletion of the trawling grounds. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 6, 1-69 (1900).
  6. Korajkic, A., Brownell, M. J., Harwood, V. J. Investigation of human sewage pollution and pathogen analysis at Florida Gulf coast beaches. Journal of Applied Microbiology. 110, 174-183 (2011).
  7. Liu, J., Yang, W. Water sustainability for China and beyond. Science. 337, 649-650 (2012).
  8. Eriksen, M., et al. Plastic pollution in the world’s oceans: more than 5 trillion plastic pieces weighing over 250,000 tons afloat at sea. PLoS One. 9, 111913 (2014).
  9. Vilela, C. L. S., Bassin, J. P., Peixoto, R. S. Water contamination by endocrine disruptors: Impacts, microbiological aspects and trends for environmental protection. Environmental Pollution. 235, 546-559 (2018).
  10. Ueno, D., et al. Global pollution monitoring of PCBs and organochlorine pesticides using skipjack tuna as a bioindicator. Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 45, 378-389 (2003).
  11. Villela, H. D. M., Peixoto, R. S., Soriano, A. U., do Carmo, F. L. Microbial bioremediation of oil contaminated seawater: A survey of patent deposits and the characterization of the top genera applied. Science of the Total Environment. 666, 743-758 (2019).
  12. Rabalais, N. N., et al. Eutrophication-driven deoxygenation in the coastal ocean. Oceanography. 27, 172-183 (2014).
  13. Calmet, D. P. Ocean disposal of radioactive waste. Status report. IAEA Bulletin. 31, 47-50 (1989).
  14. Swart, P. K. Coral Reefs: Canaries of the Sea, Rainforests of the oceans. Nature Education Knowledge. 4, 5 (2013).
  15. National Academies of Sciences and Medicine, E. A Research Review of Interventions to Increase the Persistence and Resilience of Coral Reefs. The National Academies Press. Washington, D.C. (2019).
  16. Béné, C., et al. Feeding 9 billion by 2050-Putting fish back on the menu. Food Security. 7, 261-274 (2015).
  17. Hughes, T. P., et al. Global warming and recurrent mass bleaching of corals. Nature. 543, 373 (2017).
  18. Hughes, T. P., et al. Spatial and temporal patterns of mass bleaching of corals in the Anthropocene. Science. 359, 80-83 (2018).
  19. Rosenberg, E., Koren, O., Reshef, L., Efrony, R., Zilber-Rosenberg, I. The role of microorganisms in coral health, disease and evolution. Nature Reviews Microbiology. 5, 355 (2007).
  20. Shaver, E. C., Burkepile, D. E., Silliman, B. R. Local management actions can increase coral resilience to thermally-induced bleaching. Nature Ecology & Evolution. 2, 1075-1079 (2018).
  21. Santos, H., et al. Impact of oil spills on coral reefs can be reduced by bioremediation using probiotic microbiota. Scientific Reports. 5, 18268 (2015).
  22. Whitman, W. B. Bacteria and the fate of estrogen in the environment. Cell Chemical Biology. 24, 652-653 (2017).
  23. DeLeo, D. M., Ruiz-Ramos, D. V., Baums, I. B., Cordes, E. E. Response of deep-water corals to oil and chemical dispersant exposure. Deep-Sea Research. Part II Topical Studies in oceanography. 129, 129-147 (2016).
  24. Zinicovscaia, I., Cepoi, L. Cyanobacteria for bioremediation of wastewaters. Springer. Berlin, Germany. (2016).
  25. Cury, J. C., et al. Microbial diversity and hydrocarbon depletion in low and high diesel-polluted soil samples from Keller Peninsula, South Shetland Islands. Antarctic Science. 27, 263-273 (2015).
  26. Sinha, R. K., Valani, D., Sinha, S., Singh, S., Herat, S. Bioremediation of contaminated sites: a low-cost nature’s biotechnology for environmental clean up by versatile microbes, plants, earthworms. Solid Waste Management and Environmental Remediation. 971-978 (2009).
  27. Maila, M. P., Cloete, T. E. Bioremediation of petroleum hydrocarbons through landfarming: Are simplicity and cost-effectiveness the only advantages. Reviews in Environmental Science and Bio/Technology. 3, 349-360 (2004).
  28. Madsen, K., et al. Probiotic bacteria enhance murine and human intestinal epithelial barrier function. Gastroenterology. 121, 580-591 (2001).
  29. Saleem, M., Arshad, M., Hussain, S., Bhatti, A. S. Perspective of plant growth promoting rhizobacteria (PGPR) containing ACC deaminase in stress agriculture. Journal of Industrial Microbiology and Biotechnology. 34, 635-648 (2007).
  30. Sweet, M. J., Bulling, M. T. On the importance of the microbiome and pathobiome in coral health and disease. Frontiers in Marine Science. 4, 9 (2017).
  31. Reshef, L., Koren, O., Loya, Y., Zilber-Rosenberg, I., Rosenberg, E. The coral probiotic hypothesis. Environmental Microbiology. 8, 2068-2073 (2006).
  32. Peixoto, R., Rosado, P. M., Leite, D. C. deA., Rosado, A. S., Bourne, D. G. Beneficial Microorganisms for Corals (BMC): Proposed Mechanisms for Coral Health and Resilience. Frontiers in Microbiology. 8, 341 (2017).
  33. Rosado, P., et al. Marine probiotics: increasing coral resistance to bleaching through microbiome manipulation. The The ISME Journal. 13, 921-936 (2019).
  34. Heberer, T., Reddersen, K., Mechlinski, A. From municipal sewage to drinking water: fate and removal of pharmaceutical residues in the aquatic environment in urban areas. Water Science and Technology. 46, 81-88 (2002).
  35. Barel-Cohen, K., et al. Monitoring of natural and synthetic hormones in a polluted river. Journal of Environmental Management. 78, 16-23 (2006).
  36. Balest, L., Mascolo, G., Di Iaconi, C., Lopez, A. Removal of endocrine disrupter compounds from municipal wastewater by an innovative biological technology. Water Science and Technology. 58, 953-956 (2008).
  37. Liu, Z., Kanjo, Y., Mizutani, S. A review of phytoestrogens: Their occurrence and fate in the environment. Water Research. 44, 567-577 (2010).
  38. Chapman, H. F., et al. A national approach to health risk assessment, risk communication and management of chemical hazards from recycled water. Waterlines. 48, (2011).
  39. Rocha, M. J., Cruzeiro, C., Ferreira, C., Rocha, E. occurrence of endocrine disruptor compounds in the estuary of the Iberian Douro River and nearby Porto Coast (NW Portugal). Toxicological and Environmental Chemistry. 94, 252-261 (2012).
  40. Nie, M., et al. Environmental estrogens in a drinking water reservoir area in Shanghai: occurrence, colloidal contribution and risk assessment. Science of the Total Environment. 487, 785-791 (2014).
  41. Ribeiro, C., Ribeiro, A. R., Tiritan, M. E. Priority substances and emerging organic pollutants in Portuguese aquatic environment: a review. Reviews of Environmental Contamination and Toxicology. 238, 1-44 (2016).
  42. Wu, C., Huang, X., Lin, J., Liu, J. Occurrence and fate of selected endocrine-disrupting chemicals in water and sediment from an urban lake. Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 68, 225-236 (2015).
  43. Shi, W., Wang, L., Rousseau, D. P. L., Lens, P. N. L. Removal of estrone, 17α-ethinylestradiol, and 17ß-estradiol in algae and duckweed-based wastewater treatment systems. Environmental Science and Pollution Research. 17, 824-833 (2010).
  44. Ternes, T., Bonerz, M., Schmidt, T. Determination of neutral pharmaceuticals in wastewater and rivers by liquid chromatography-electrospray tandem mass spectrometry. Journal of Chromatography A. 938, 175-185 (2001).
  45. Ternes, T. A., Andersen, H., Gilberg, D., Bonerz, M. Determination of estrogens in sludge and sediments by liquid extraction and GC/MS/MS. Analytical Chemistry. 74, 3498-3504 (2002).
  46. Tarrant, A. M., Atkinson, M. J., Atkinson, S. Effects of steroidal estrogens on coral growth and reproduction. Marine Ecology Progress Series. 269, 121-129 (2004).
  47. Atkinson, S., Atkinson, M. J., Tarrant, A. M. Estrogens from sewage in coastal marine environments. Environmental Health Perspectives. 111, 531-535 (2003).
  48. Schoenmakers, H. J. N., Van Bohemen, C. G., Dieleman, S. J. Effects of Oestradiol-17 β on the Ovaries of the Starfish Asterias rubens. Development Growth and Differentiation. 23, 125-135 (1981).
  49. Sarojini, R., Jayalakshmi, K., Sambashivarao, S. Effect of external steroids on ovarian development in freshwater prawn, Macrobrachium lamerrii. Journal of Advanced Zoology. 7, 50 (1986).
  50. Hathaway, R. R., Black, R. E. Interconversions of estrogens and related developmental effects in sand dollar eggs. General and Comparative Endocrinology. 12, 1-11 (1969).
  51. Ghosh, D., Ray, A. K. Subcellular action of estradiol-17β in a freshwater prawn, Macrobrachium rosenbergii. General and Comparative Endocrinology. 90, 274-281 (1993).
  52. Aris, A. Z., Shamsuddin, A. S., Praveena, S. M. occurrence of 17α-ethynylestradiol (EE2) in the environment and effect on exposed biota: a review. Environment International. 69, 104-119 (2014).
  53. International Energy Agency. Key World Energy Statistics (KWES). (2018).
  54. Carmo, F. L., et al. Bacterial structure and characterization of plant growth promoting and oil degrading bacteria from the rhizospheres of mangrove plants. Journal of Microbiology. 49, 535-543 (2011).
  55. Piatt, J. F., Lensink, C. J., Butler, W., Kendziorek, M., Nysewander, D. R. Immediate impact of the'Exxon Valdez'oil spill on marine birds. The Auk. 107, (2), 387-397 (1990).
  56. White, H. K., et al. Impact of the Deepwater Horizon oil spill on a deep-water coral community in the Gulf of Mexico. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109, 20303-20308 (2012).
  57. Abdel-Shafy, H. I., Mansour, M. S. M. A review on polycyclic aromatic hydrocarbons: source, environmental impact, effect on human health and remediation. Egyptian Journal of Petroleum. 25, 107-123 (2016).
  58. Negri, A. P., Hoogenboom, M. O. Water contamination reduces the tolerance of coral larvae to thermal stress. PLoS One. 6, 19703 (2011).
  59. Brown, E. J., Resnick, S. M., Rebstock, C., Luong, H. V., Lindstrom, J. UAF radiorespirometric protocol for assessing hydrocarbon mineralization potential in environmental samples. Biodegradation. 2, 121-127 (1991).
  60. Sanger, F., Nicklen, S., Coulson, A. R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 74, 5463-5467 (1977).
  61. Vergin, K. L., et al. Screening of a Fosmid Library of Marine Environmental Genomic DNA Fragments Reveals Four Clones Related to Members of the Order Planctomycetales. Applied and Environmental Microbiology. 64, (8), 3075-3078 (1998).
  62. Yakimov, M. M., Timmis, K. N., Golyshin, P. N. Obligate oil-degrading marine bacteria. Current Opinion in Biotechnology. 18, 257-266 (2007).
  63. Santos, H. F., Cury, J. C., Carmo, F. L., Rosado, A. S., Peixoto, R. S. 18S rDNA sequences from microeukaryotes reveal oil indicators in mangrove sediment. PLoS One. 5, 12437 (2010).
  64. Jurelevicius, D., Cotta, S. R., Peixoto, R., Rosado, A. S., Seldin, L. Distribution of alkane-degrading bacterial communities in soils from King George Island, Maritime Antarctic. European Journal of Soil Biology. 51, 37-44 (2012).
  65. Paço, A., et al. Biodegradation of polyethylene microplastics by the marine fungus Zalerion maritimum. Science of the Total Environment. 586, 10-15 (2017).
  66. Zhang, W., Yin, K., Chen, L. Bacteria-mediated bisphenol A degradation. Applied Microbiology and Biotechnology. 97, 5681-5689 (2013).
  67. Gadd, G. M. Metals, minerals and microbes: geomicrobiology and bioremediation. Microbiology. 156, 609-643 (2010).
  68. Balcázar, J. L., et al. The role of probiotics in aquaculture. Veterinary Microbiology. 114, 173-186 (2006).
  69. Gatesoupe, F. J. The use of probiotics in aquaculture. Aquaculture. 180, 147-165 (1999).
  70. Ren, Y. X., Nakano, K., Nomura, M., Chiba, N., Nishimura, O. Effects of bacterial activity on estrogen removal in nitrifying activated sludge. Water Research. 41, 3089-3096 (2007).
  71. Santos-Gandelman, J. F., Giambiagi-deMarval, M., Muricy, G., Barkay, T., Laport, M. S. Mercury and methylmercury detoxification potential by sponge-associated bacteria. Antonie Van Leeuwenhoek. 106, 585-590 (2014).
  72. Yamaga, F., Washio, K., Morikawa, M. Sustainable biodegradation of phenol by Acinetobacter calcoaceticus P23 isolated from the rhizosphere of duckweed Lemna aoukikusa. Environmental Science & Technology. 44, 6470-6474 (2010).
  73. Soriano, A. U., et al. Microbiological aspects of biodiesel and biodiesel/diesel blends biodeterioration. International Biodeterioration & Biodegradation. 99, 102-114 (2015).
  74. Da Cunha, C. D., Rosado, A. S., Sebastián, G. V., Seldin, L., Von der Weid, I. Oil biodegradation by Bacillus strains isolated from the rock of an oil reservoir located in a deep-water production basin in Brazil. Applied Microbiology and Biotechnology. 73, 949-959 (2006).
  75. Prantera, M. T., Drozdowicz, A., Leite, S. G., Rosado, A. S. Degradation of gasoline aromatic hydrocarbons by two N 2-fixing soil bacteria. Biotechnology Letters. 24, 85-89 (2002).
  76. Lai, K. M., Scrimshaw, M. D., Lester, J. N. Biotransformation and bioconcentration of steroid estrogens by Chlorella vulgaris. Applied and Environmental Microbiology. 68, 859-864 (2002).
  77. United Nations. Transforming our World: The 2030 Agenda for Sustainable Development. (2015).
  78. Bellwood, D. R., Hughes, T. P., Folke, C., Nyström, M. Confronting the coral reef crisis. Nature. 429, 827 (2004).
  79. Pandolfi, J. M., et al. Global trajectories of the long-term decline of coral reef ecosystems. Science. 301, 955-958 (2003).
  80. Bolland, E. G., Cook, A. R., Turner, N. A. Urea as a sole source of nitrogen for plant growth. I. The development of urease activity in Spirodela oligorrhiza. Planta. 83, 1-12 (1968).
  81. Kirkwood, M., Todd, J. D., Rypien, K. L., Johnston, A. W. B. The opportunistic coral pathogen Aspergillus sydowii contains dddP and makes dimethyl sulfide from dimethylsulfoniopropionate. The ISME Journal. 4, 147-150 (2010).
  82. Raina, J., Tapiolas, D., Motti, C., Foret, S., Seemann, T. Isolation of an antimicrobial compound produced by bacteria associated with reef-building corals. Peer J. 4, 2275 (2016).
  83. Ritchie, K. B. Regulation of microbial populations by coral surface mucus and mucus-associated bacteria. Marine Ecology Progress Series. 322, 1-14 (2006).
  84. Gochfeld, D. J., Aeby, G. S. Antibacterial chemical defenses in Hawaiian corals provide possible protection from disease. Marine Ecology Progress Series. 362, 119-128 (2008).
  85. Alagely, A., Krediet, C. J., Ritchie, K. B., Teplitski, M. Signaling mediated cross-talk modulates swarming and biofilm formation in a coral pathogen Serratia marcescens. The ISME Journal. 5, 1609-1620 (2011).
  86. Kvennefors, E. C. E., et al. Regulation of bacterial communities through antimicrobial activity by the coral holobiont. Microbial Ecology. 63, 605-618 (2012).
  87. Biscere, T., et al. Enhancement of coral calcification via the interplay of nickel and urease. Aquatic Toxicology. 200, 247-256 (2018).
  88. Grover, R., Maguer, J., Allemand, D., Ferrier-Pages, C. Urea uptake by the scleractinian coral Stylophora pistillata. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 332, 216-225 (2006).
  89. Crossland, C. J., Barnes, D. J. The Role of Metabolic Nitrogen in Coral Calcification. Marine Biology. 28, 325-332 (1974).
  90. Olson, N. D., Ainsworth, T. D., Gates, R. D., Takabayashi, M. Diazotrophic bacteria associated with Hawaiian Montipora corals: diversity and abundance in correlation with symbiotic dinoflagellates. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 371, 140-146 (2009).
  91. Lema, K. A., Willis, B. L., Bourneb, D. G. Corals form characteristic associations with symbiotic nitrogen-fixing bacteria. Applied and Environmental Microbiology. 78, 3136-3144 (2012).
  92. Santos, H. F., et al. Climate change affects key nitrogen-fixing bacterial populations on coral reefs. The ISME Journal. 8, 2272-2279 (2014).
  93. Cardini, U., et al. Functional significance of dinitrogen fixation in sustaining coral productivity under oligotrophic conditions. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 282, 20152257 (2015).
  94. Yang, S., Sun, W., Zhang, F., Li, Z. Phylogenetically diverse denitrifying and ammonia-oxidizing bacteria in corals Alcyonium gracillimum Tubastraea coccinea. Marine Biotechnology. 15, 540-551 (2013).
  95. de Voogd, N. J., Cleary, D. F. R. M., Polonia, A. R. M., Gomes, N. C. M. Bacterial community composition and predicted functional ecology of sponges, sediment and seawater from the thousand islands reef complex, West Java, Indonesia. FEMS Microbiology Ecology. 91, (2015).
  96. Suggett, D. J., et al. Photosynthesis and production of hydrogen peroxide by Symbiodinium (Pyrrhophyta) phylotypes with different thermal tolerances. Journal of Phycology. 44, 948-956 (2008).
  97. Petasne, R. G., Zika, R. G. Hydrogen peroxide lifetimes in south Florida coastal and offshore waters. Marine Chemistry. 56, 215-225 (1997).
  98. McFall-Ngai, M. J. Consequences of evolving with bacterial symbionts: insights from the squid-Vibrio associations. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics. 30, 235-256 (1999).
Prospecção de cepas microbianas para desenvolvimento de bioremediação e probióticos para pesquisa e preservação de metaorganismos
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Villela, H. D. M., Vilela, C. L. S., Assis, J. M., Varona, N., Burke, C., Coil, D. A., Eisen, J. A., Peixoto, R. S. Prospecting Microbial Strains for Bioremediation and Probiotics Development for Metaorganism Research and Preservation. J. Vis. Exp. (152), e60238, doi:10.3791/60238 (2019).More

Villela, H. D. M., Vilela, C. L. S., Assis, J. M., Varona, N., Burke, C., Coil, D. A., Eisen, J. A., Peixoto, R. S. Prospecting Microbial Strains for Bioremediation and Probiotics Development for Metaorganism Research and Preservation. J. Vis. Exp. (152), e60238, doi:10.3791/60238 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter