Summary
Dette arbeidet presenterer en protokoll for å utføre en stereotaxic, nevrokirurgisk implantation av microelectrode arrays i felles marmoset. Denne metoden muliggjør elektrofysiologisk opptak i fritt oppførte dyr, men kan lett tilpasses andre lignende nevrokirurgisk inngrep i denne arten (f. eks, kanyle for legemiddel administrasjon eller elektroder for hjerne stimulering).
Abstract
Silkeape (Callithrix jacchus) er små ikke-menneskelige primater som blir stadig mer populært i biomedisinsk og prekliniske forskning, inkludert Neurosciences. Phylogenetically, disse dyrene er mange nøyere å human enn Red. De viser også kompleks atferd, inkludert et bredt spekter av vocalizations og sosiale interaksjoner. Her beskrives en effektiv stereotaxic nevrokirurgisk prosedyre for implantation av opptak elektrode matriser i felles marmoset. Denne protokollen likeledes detaljene det pre-og postoperativ skritt av dyr bekymre det er krevde å med hell utføre slik en kirurgi. Til slutt, denne protokollen viser et eksempel på lokale feltet potensial og pigg aktivitet innspillinger i en fritt oppfører marmoset 1 uke etter kirurgisk inngrep. Samlet sett gir denne metoden en mulighet til å studere hjernens funksjon i våken og fritt oppfører silkeape. Den samme protokollen kan lett brukes av forskere som arbeider med andre små primater. I tillegg kan den enkelt endres slik at andre studier krever implantater, slik som stimulerende elektroder, microinjections, implantation av optrodes eller guide kanyler, eller ablasjon av diskrete vev regioner.
Introduction
Felles silkeape (Callithrix jacchus) er stadig anerkjennelse som en viktig modell organisme i mange felt av forskning, inkludert nevrovitenskap. Disse nye verden primater representerer en viktig komplementær dyr modell til både gnagere og andre ikke-menneskelige primater (NHPs), for eksempel rhesus macaque. Like Red, disse dyrene er liten, lett å manipulere, og relativt økonomisk å omsorg for og rase1,2,3,4, idet sammenlignet med større NHPs. Videre har disse dyrene en tilbøyelighet for samarbeid og høy fekunditet i forhold til andre NHPs1,2,3. En annen fordel marmoset har over mange andre primater er at moderne molekylærbiologi verktøy3,4,5,6,7 og et sekvensielt Genova2 ,3,4,5,8 har blitt brukt til å genetisk modifisere dem. Begge banke-inne dyrene benytter lentivirus5, og banke-ut dyrene benytter zinc-finger Nukleaser (zfner) og transkripsjon aktivator-like effektor NUKLEASER (TALENS)7, ha gitt levedyktig grunnleggeren dyrene.
En fordel i forhold til gnagere er at silkeape, som primater, er phylogenetically nærmere mennesker3,5,6,9,10,11. Like Human, silkeape er dagaktive dyrene det avhenger av en høylig bebygget synlig system å guide mange av deres opptreden10. Videre silkeape utstillingen atferdsdata kompleksitet, inkludert et bredt spekter av sosial atferd som bruk av ulike vocalizations3, slik at forskerne å ta opp spørsmål som ikke er mulig i andre arter. Fra et neuroscientific perspektiv, silkeape har lissencephaly hjerner, i motsetning til de mer vanlig brukte rhesus macaque9. Videre har silkeape et sentralt nervesystem som ligner på mennesker, inkludert en mer høyt utviklet prefrontal cortex9. Sammen, alle disse egenskapene posisjon silkeape som en verdifull modell for å studere hjernens funksjon i helse og sykdom.
En vanlig metode for å studere hjernens funksjon innebærer implanting elektroder på anatomisk spesifikke steder ved hjelp av stereotaxic nevrokirurgi. Dette gjør det mulig for kroniske innspilling av Neural aktivitet i ulike målområder i våken og fritt oppfører dyrene12,13. Stereotaxic nevrokirurgi er en uunnværlig teknikk som brukes i mange forsknings linjer, da det gir presis målretting av nevroanatomi regioner. Sammenlignet med macaque og gnagere litteratur, er det færre publiserte studier som beskriver stereotaxic nevrokirurgi spesifikke for marmoset, og de har en tendens til å gi sparsom detalj av trinnene som er involvert i operasjonen. Videre, de med større detalj i hovedsak fokusere på prosedyrer for elektrofysiologi innspilling i Head-behersket dyr14,15,16,17.
For å lette bredere adopsjon av silkeape som en modell organisme i nevrovitenskap forskning, den nåværende metoden definerer konkrete skritt nødvendig for en vellykket stereotaxic nevrokirurgi i denne arten. I tillegg til implantation av innspillingen arrays, som beskrevet i denne metoden, kan den samme teknikken tilpasses mange andre eksperimentelle ender, inkludert implantation av stimulerende elektroder for behandling av sykdommer18 eller causally kjøring krets atferd19; av førings kanyler for ekstraksjon og kvantifisering av nevrotransmittere20, injeksjoner av reagenser, inkludert de for inducing sykdoms modeller12 eller for krets sporing studier15; ablasjon av diskrete vevs regioner21; implantation av optrodes for optogenetic studier22; implantation av optiske Vinduer for kortikale mikroskopisk analyse23; og implantation av electrocorticographic (ECoG) arrays24. Dermed er det overordnede målet med denne prosedyren å skissere de kirurgiske trinnene som er involvert i implantation av microelectrode arrays for kroniske elektrofysiologisk innspillinger i fritt oppfører silkeape.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Animal eksperimenter ble utført i samsvar med National Institutes of Health guide for omsorg og bruk av laboratorium dyr og godkjent av Santos Dumont Institutt etikk Committee (protokoll 02/2015AAS).
1. kirurgi forberedelse
- Fest hver elektrode rekke til en elektrode holder som er kompatibel med den stereotaxic rammen som skal brukes.
- Koble en elektrode holder til stereotaxic micromanipulator og sett en microwire til de interaural koordinatene. Gjenta dette for ekstra elektrode rekker og holdere om nødvendig.
Merk: den interaural koordinaten til alle microwire kan brukes til å beregne implantation koordinatene for hele matrisen, fordi den relative avstanden mellom microwires er konstant. Når matrisen har bunter med ulik lengde, er den interaural koordinaten til den lengste ledningen den mest praktiske å bruke for å sette interaural null. - Løsne elektrode holderne fra stereotaxic micromanipulator og sterilisere samlingene (elektrode festet til elektrodeholderen) i et ultrafiolett lys (UV) kabinett i minst 2 timer.
- Fest en 24 G nål til en stereotaxic sonde holder, koble den til micromanipulator og sett interaural koordinater for tuppen av nålen.
Merk: før operasjonen må koordinatene til alle craniotomies være forhåndsdefinert som en omkrets 200 μm2 større enn ANTEROPOSTERIOR (AP) og MEDIOLATERAL (ml) posisjonen til array ' s mål implantation nettsted. Bruk 24 G nål-sonde holderen for å bestemme plasseringen av craniotomies i skallen basert på null interaural koordinater. - Løsne sonde holderen fra micromanipulator og sterilisere monteringen i et UV-kabinett i minst 2 timer.
- Samle 6 − 8 Titan eller rustfritt stål skruer. Lodde en jordledning til halvparten av dem.
- Organiser og sterilisere alle gjenværende instrumenter, utstyr og forbruksmateriell som kreves for operasjonen.
2. preoperativ prosedyrer
Merk: to voksne hann silkeape (Callithrix jacchus) som veier 320 – 370 g ble brukt i denne studien. Sørg for at dyret ikke har spist i 6 timer før induksjon av anestesi.
- Bedøve dyret med en intramuskulær injeksjon av atropin (0,05 mg/kg) for å redusere spyttsekresjon og bronkial sekreter. Se etter mangelen på pedal responser.
- Etter 5 min gjelder ketamin (10 − 20 mg/kg) intramuskulært.
- Barbere dyrets hode ved hjelp av en elektrisk Barber Clipper.
- Administrere tramadol (2 mg/kg) intramuskulært som en generell smertestillende.
- Intubere dyret.
- Bruk en maske til å utsette marmoset for isoflurane i 1 − 2% oksygen med en strømningshastighet på 1 − 5 L/min for å indusere dyp anestesi. Når Dyret er dypt anesthetized, Reduser og oppretthold isoflurane til 1 − 3 L/min.
- Fest et elastisk bånd til det kirurgiske bordet med tape.
- Plasser marmoset i en liggende posisjon med hodet mot teknikeren og plasser det elastiske båndet i marmoset munn bak dens hjørnetenner.
Merk: det er best å plassere hodet slik at rygg flaten peker mot gulvet og ansiktet vender mot teknikeren. - Bruk en bomulls spiss sonde, tørk av marmoset tungen og ta tak i den i den ene hånden for å holde munnen åpen.
- Spray 10% lidokain på tuppen av endotrakeal røret.
- Sett inn uncuffed, 2,0 mm diameter endotrakeal røret inn i luftrøret til 4,0 cm merket er ved inngangen til luftrøret.
- Fest røret til anestesi forsamlingen med den kunstige ventilatoren satt til 40 pust/min og Bekreft riktig ekspansjon og sammentrekning av brystet.
Merk: på dette tidspunktet isoflurane og oksygen skal leveres via endotrakeal røret, ikke masken. - Fjern det elastiske båndet fra marmoset munn, slik at endotrakeal røret kan tapes til kjeven.
- Plasser marmoset i en liggende posisjon i tråd med stereotaxic ammen og fest dyrets hode inn i den stereotaxic rammen.
- Først setter du tuppen av høyre øre linje inn i dyrets høyre hørsels kanal.
- Deretter setter du tuppen av venstre øre linje inn i den venstre hørsels kanalen.
- Senter dyrets hode i midten av stereotaxic ammen og fest øre stengene på plass.
- Sett munnstykket inn i dyrets munn og Juster høyden slik at den berører dyrets gane. På samme tid, posisjon orbital barer på den nedre overflaten av orbital benet.
- Sørg for at den nedre overflaten av orbital benet er horisontalt på linje med midten av øret barer.
- Koble en bærbar puls oximeter til marmoset hånd. Sørg for at pulsen er innenfor 154 − 180 beats/min (bpm) for varigheten av operasjonen; ofte en hjertefrekvens over 200 BPM innebærer at dyret våkner. Kontroller at oksygenmetningen er over 95%. Det kan av og til slippe til 90% uten skade.
Merk: Hvis hjertefrekvensen synker under 154 BPM, må du redusere isoflurane. - Plasser rektal temperatur sonde koblet til en homeothermic varmeputen inn i anus, med ønsket temperatur satt for 37 ° c. Tape denne sensoren til halen for å holde den fast på plass.
- Påfør et sterilt smøremiddel i øynene.
- Rengjør og desinfisere dyrets hode med klorheksidin og povidon jod før du dekker dyret med et kirurgisk felt.
Merk: Utfør alle de følgende kirurgiske prosedyrene under aseptisk forhold.
3. kirurgi prosedyrer
- Påfør lokalt smertestillende subkutant (f. eks, lidokain 20 mg/mL, 0,1 mL) på stedet av den tiltenkte snittet. Lag et snitt i midtlinjen i hodebunnen.
- Utsett og forberede overflaten av skallen.
- Fjern forsiktig den timelige muskelen fra kraniet. Bruk først en skalpell til å kutte dashbordet ved innsetting i skallen. Deretter forsiktig skille Temporal muskelen fra kraniet ved hjelp av en periostal rasper.
- Fjern periosteum fra alle utsatte kraniet ved hjelp av en periostal rasper.
- Kontroller blødningen med en steril bomullspinne, om nødvendig.
- Rengjør bein overflaten med hydrogen peroxide.
- Avgrense plasseringen av kraniotomi ved å markere sine hjørner med grunne Burr hull i bein overflaten. Deretter driller du ut omkretsen av kraniotomi ved hjelp av en dental Drill ved maksimal hastighet (dvs. 350 000 rpm). Tilsett noen dråper sterilt saltvann over skallen mens du borer for å hindre overoppheting. Mål kraniotomi posisjon og koordinatene til elektrode implantatet med hensyn til interaural koordinater.
- Implantat skruer inn i skallen.
- Drill 6 − 8 skrue hull inn i kraniet.
- Implantat skruene slik at hver jordledning smeltet skrue er tilstøtende til og i nærheten av en uendret skrue (dvs. uten jordledning festet til den).
- Vind hver jordledning rundt tilstøtende, uendret skrue.
- Legg en dråpe sølv maling mellom jordledningen og hver skrue.
- Fjern benet i midten av kraniotomi ved hjelp av Tang med en buet tupp (f. eks McPherson tang). Hold Dura mater hydrert med sterilt saltvann.
- Fjern Dura mater. Bruk en steril sprøyte nål (25 eller 26 G) med skråkant bøyd på ca 90 ° til punktering og løft overflaten av Dura mater bort fra hjernen overflaten. Deretter kuttet Dura mater med microscissors. Hold eksponert hjernen hydrert med saltvann.
Merk: Hvis betydelig dural blødning er observert, bruk cauterization eller sterile absorberende gelatin svamper dynket i thrombine25. - Implantat microelectrode arrays.
- Koble den sterilisert elektrodeholderen og elektrode tabellen til stereotaxic micromanipulator.
- Plasser micromanipulator slik at elektroden er på ønsket anteroposterior og mediolateral koordinater.
- Senk elektrode rekken til tuppen av den lengste bunten berører overflaten av hjernen.
- Sakte setter matrisen inn i hjernevevet til den når dorsoventral koordinater.
- Dekk til eksponert cortex med små biter av sterile, absorberende gelatin svamper.
- Sikre elektroden til skallen ved å bruke dental akryl til eksponert skallen, en skrue, og elektroden.
- Løsne elektrodeholderen og ta den ut av micromanipulator.
- Gjenta med implantat prosedyren fra trinn 3,7 med de ekstra arrayer, om nødvendig.
- Vind sammen og sveis bakken ledninger av separate arrays og skruer. Bruk sølv maling for å danne en bro rundt sveisen for å sikre en elektrisk tilkobling er oppnådd.
- Bruke dental akryl, lage en solid slitagetrykket rundt lateral omfanget av arrays, og helt encase bakken ledninger og eventuelle eksponerte skallen og skruer.
- Om nødvendig setter du inn en støttelinje i slitagetrykket. Dette kan være en solid plast sylinder som de fra en bomullsdott. Forsegle den på plass med Dental akryl.
Merk: Dette kan være nyttig for å sikre elektrofysiologi kabel kontakter på plass, men kan være unødvendig avhengig av utstyret som brukes. I denne metoden er en tilsvarende støtte stang festet til hodet scenen slik at et elastisk bånd kan robust holde hodet stadier på plass på kontaktene. - Sutur huden rundt slitagetrykket.
4. postoperativ utvinning
- Påfør antiseptisk løsning (f. eks klorheksidin) rundt såret.
- Slå av isoflurane forsyningen, men ikke oksygen og fjerne dyret fra stereotaxic rammen.
- Plasser dyret på varmeputen med oksygen opprettholdt gjennom endotrakeal røret.
- Fjern endotrakeal røret når de første tegn på neurogenic reflekser, som laryngospasms, observeres.
- Hold forsyne oksygen med en maske til dyret presenterer klare tegn på anestesi utvinning, som beskyttende reflekser, postural tone, og forsøk på å ambulering.
- Plasser dyret inne i et rent bur i et gjenvinnings rom for 24 − 48 timer før du flytter dyret til hjemme buret. Hus hver implantert dyr individuelt.
NOTE: fordi silkeape har tendens til klatre byrået vegger, bruk en bur med glatte vegger eller dekket byrået vegger med en glatte overflate å forhindre det dyr fra faller. - I den første timen etter operasjonen, observere dyret å se etter tegn på nød eller ukoordinerte hodet kontakt mot siden av buret.
- Administrering av antibiotika (f.eks. enrofloksacin 5 mg/kg, subkutant, én gang daglig i 5 − 7 dager), smertestillende (f.eks. oral tramadol 1 mg/kg, hver 8 h for 3 − 5 dager) og antiinflammatoriske legemidler (f.eks. deksametason 0,5 − 1,5 mg/kg, subkutant, én gang daglig i 1 − 3 dager) .
Merk: etter en vellykket operasjon vil dyrene bli fullstendig gjenopprettet innen 3 − 5 dager.
5. kronisk elektrofysiologisk opptak i fritt oppfører silkeape
- Start elektrofysiologisk innspillingen økter minst 1 uke etter operasjonen.
Merk: venne dyrene til forskeren og eksperimentelle miljøer før du starter alle eksperimentelle prosedyrer i minst 1 måned. - I begynnelsen av hver sesjon bedøve du lett på dyret ved hjelp av isoflurane (1 − 5 L/min, 1% O2).
Merk: Følg relevante institusjonens retningslinjer om sedasjon av små primater. Hvis innspillingen økter er svært hyppige, venne dyrene som skal håndteres slik at kablene kan kobles uten anestesi. - Koble elektroden arrays til en kommersiell nevrale opptak system.
- Plasser dyret inne i det eksperimentelle kammeret.
Merk: eksperimentell kammer som brukes her er en kubikk akryl boks (0,45 m x 0,45 m x 0,45 m) designet for å evaluere mengden og mønster av spontan motorisk aktivitet26,27. - Vent 30 minutter før du starter opptakene for å sikre at dyret er fullstendig gjenopprettet fra anestesi.
Merk: isoflurane har en rask utbruddet og offset handling som gjør det mulig for rask sedasjon og oppvåkning28. Når isoflurane forsyningen er slått av, vil dyret begynne å våkne. Dyret er våken når det forblir i oppreist stilling og kan ambulering fritt i det eksperimentelle kammeret uten å falle. Dette tar mindre enn 15 min. For å sikre fravær av noen beroligende virkninger, begynner opptakene 30 min etter at isoflurane er avviklet. - Bekreft plasseringen av microelectrode array implantater postmortem av NISSL farging etter innfesting og snitting av vevet29.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Formålet med denne studien var å beskrive en stereotaxic nevrokirurgisk prosedyre for implantation av microelectrode arrays for elektrofysiologisk innspillinger i felles marmoset. En typisk kirurgi (fra anestesi induksjon til anestesi utvinning) vil vare i ca 5 − 7 timer, avhengig av antall arrays implantert. Her ble to matriser symmetrisk implantert, en i hver hjerne halvkule. Hver matrise inneholdt 32 rustfritt stål microwires arrangert i sju bunter rettet mot flere strukturer av basal ganglia-corticothalamic krets (figur 1), men elektroden design og målrettede hjernen regioner kan variere avhengig av Eksperiment. Etter vellykket kirurgi og postoperative prosedyrer, bør dyret være fullstendig gjenopprettet innen 3 − 5 dager. Hvis matrisen har blitt jordet og implantert riktig vil det være mulig å registrere pigger (figur 2a) og lokale felt potensialer (figur 2b) i fritt oppfører dyr over flere uker eller måneder, før en moden gliotic arr er etablert 13,30. Som et eksempel, elektrofysiologisk data samlet i eksperimentell paradigme beskrevet her har blitt effektivt brukt til å studere den samtidige aktiviteten i ulike regioner av basal ganglia-corticothalamic krets under spontan, bakke-baserte bevegelse i en modell av Parkinsons sykdom26.
Til slutt, en vellykket kirurgi innebærer også implanting av arrays i målrettede strukturer. Ikke-invasiv Imaging metoder, slik som MRI eller tomografi kan utføres etter operasjonen og før begynnelsen eksperimentelle innspillinger. Bruk av slike metoder vil være mulig bare hvis de spesifikke implantater som brukes er produsert for å være kompatible med slike teknikker, og hvis forskeren har tilgang til egnet lite dyr utstyr. Ultimate bekreftelse kan også utføres postmortem. Nissl fargede seksjoner som inneholder elektrode spor kan brukes til å nøyaktig bestemme posisjonen til hver implantert microwire (Figur 3). Legg merke til at elektrode sporene i koronale seksjoner vises som tårer i vevet. Ekstrem forsiktighet må derfor brukes når snitting utføres for å redusere sjansen for å skape artefakter som vil forvirre tolkningen.
Figur 1: Microelectrode array for implantation i små primater. Matrisen var sammensatt av 32 rustfritt stål microwires. Ledningene var 50 μm i diameter og ble organisert i syv bunter som mål å nå følgende områder: primær motor cortex (M1), putamen (put), nucleus caudatus (CD), globus pallidus (GPe), ventrolateral og ventroposterior lateral thalamic nucleus (VPL), og subthalamicus nucleus (STN). Den interelectrode avstanden i hver bunt var 300 μm. Interbundle avstanden avhenger av mål koordinatene for hvert område i hjernen. Mer detaljert informasjon om microelectrode array design og produksjon finnes i Nicolelis31, Lehew og Nicolelis32, og Dizirasa et al.33. Scale bar = 5 mm. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2: representative elektrofysiologisk resultat etter en vellykket operasjon. Det venstre panelet viser pigg aktivitet av to neurons (gule og grønne bølgeformer) innspilt fra en elektrode. Den høyre panel viser lokale feltet potensielle svingninger registrert fra 14 elektroder. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3: Nissl delen av farget vev som viser et elektrode spor. Denne delen (anteroposterior koordinat, i forhold til interaural linje: + 8,0, ifølge Atlas av Paxinos og Watson34) viser et elektrode spor med spissen på putamen, som indikert av den svarte trekanten. Scale bar = 1 mm. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Dette arbeidet gir en detaljert beskrivelse av prosedyrene som er involvert i implantation av microelectrode innspillingen arrays i marmoset hjernen. Den samme protokollen kan lett brukes når implanting elektroder, enten hjemmelaget eller kommersielt tilgjengelig, i andre små primater. I tillegg kan det lett tilpasses andre eksperimentelle ender som krever presis målretting av hjernens strukturer. Derfor er denne protokollen målbevisst om stereotaxic koordinater og skallen bore teknikker, fordi de er de aspektene som kan variere mest. For eksempel, for å implantatet arrays brukes i denne operasjonen, craniotomies ble utført for å åpne to passende størrelse vinduer i hver halvkule. Men når implanting robuste, individuelle strukturer, slik som guide kanyler, verken dette eller durectomy er nødvendig. Snarere vil en enkel Burr hull til nivået av Dura nok. På samme måte, når ikke implantater er involvert, er det ikke nødvendig for skruene å være jordet. Dermed kan trinn 3,9 i kirurgisk protokoll utelates. I stedet kan Dental akryl brukes til å bare dekke den eksponerte skallen, implantatet, og skruer.
Uavhengig av den spesifikke eksperimentelle målet for stereotaxic nevrokirurgi, vellykket gjennomføring av den gitte prosedyren i stor grad dreier seg om god kirurgisk praksis. Dette betyr at strenge protokoller må følges for å utføre operasjonen under aseptisk forhold for å hindre postoperative infeksjoner35. Noen av de mest kritiske øyeblikkene er inducing og fjerne anestesi. Det er derfor viktig at de vitale tegn på dyret (hjertefrekvens, blod oksygenmetning og kroppstemperatur) overvåkes gjennom hele den kirurgiske prosedyren36. Hvis en nedgang i hjertefrekvensen med en samtidig fall i oksygenmetning oppstår, bekrefter at brystet er blåse og deflating normalt, ellers tilkoblingen til puste maskinen kan være feil. Det første som kan gjøres for å forsøke å gjenopprette hjertefrekvensen og oksygenmetning er å redusere isoflurane konsentrasjon. Hvis dette ikke løser problemet, kan atropin administreres intramuskulært å øke hjertefrekvensen og forsøke å stabilisere dyret. Dette må gjøres svært forsiktig, fordi tidligere erfaring viser at en hjertefrekvens over 200 BPM uten tilstrekkelig isoflurane vil vekke dyret.
I motsetning til gnagere, i primater alle koordinater er vanligvis målt i forhold til interaural koordinat, ikke bregma og lambda34. Derfor er det viktig å måle interaural null koordinater for elektrode arrays og andre sonder før du fester dyrets hode i stereotaxic apparatet. Videre, i silkeape den horisontale planet er definert som flyet passerer gjennom nedre marg av orbital benet og midten av ytre hørbar meatus. Dermed er det viktig å justere den nedre overflaten av orbital benet med midten av øret barer før feste hodet i stereotaxic rammen. Videre dekker de timelige musklene i marmoset et bredt område av kraniet. Dermed mange nevrale mål krever craniotomies skal utføres under eller i umiddelbar nærhet til denne muskulaturen. Fordi disse musklene er viktig for marmoset kommunikasjon38, kirurgen må langsomt og forsiktig løsne denne muskulaturen fra kraniet å minimere skade.
Forskere kjent med atferdsmessige arbeid som involverer enten gnagere eller silkeape bør være klar over flere begrensninger når du utfører elektrofysiologi i fritt oppfører NHPs. Først i dagens ordning og andre som involverer høy tetthet arrays eller flere arrays, er det sannsynlig at inducing lys anestesi vil være nødvendig å feste kabelen kontakter, selv etter riktig tilvenning. Denne prosedyren, mens innenfor rammen av NIH og andre lands regulatoriske retningslinjer, bør utføres sparsomt for å redusere den mentale og fysiske belastningen på marmoset. Videre er det viktig at forskeren sikre dyret er fullstendig utvinnes fra anestesi før begynnelsen datainnsamling, ellers anestesi kan forvirre dataene39. En annen relatert begrensning er den fysiske tilstedeværelsen av selve kabelen. Mens trådløse opptaks løsninger blir tilgjengelige40, vil de mer vanlige kablede alternativene innføre en fysisk begrensning på dyret. Til slutt, den eksperimentelle kammeret som brukes vil også begrense omfanget av atferd tilgjengelig for marmoset. I motsetning til gnagere, silkeape utfoldelse enestående opptreden (e.g., klatre) det vill ikke være mulig avhenger på eksperimentelle kammeret tilværelse anvendt.
Fremskritt i materielle vitenskap og engineering fører til romanen nevrale grensesnitt41. Effektive nevrokirurgisk prosedyrer, slik som det som er beskrevet i dette manuskriptet, vil gjøre det mulig for forskere å implementere disse nye og kommende verktøyene i silkeape. Kombinert med den samtidige utviklingen i molekylærbiologi3,4,5, silkeape har potensial til å tillate undersøkelser av viktige grunnleggende og kliniske spørsmål i nevrovitenskap.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Forfatterne vil gjerne takke Bernardo Luiz for teknisk assistanse med filming og redigering. Dette arbeidet ble støttet av Santos Dumont Institutt (ISD), brasiliansk utdanningsdepartementet (MEC) og Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (KAPPER).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipments | |||
| 683 Small Animal Ventilator | Harvard Apparatus, Inc. | 55-0000 | |
| Anesthesia Assembly | BRASMED | COLIBRI | |
| Barber Clippers | Mundial | HC-SERIES | |
| Dental Drill | Norgen | B07-201-M1KG | |
| Homeothermic Heating Pad and Monitor | Harvard Apparatus, Inc. | 50-7212 | |
| Marmoset Stereotaxic Frame | Narishige Scientific Instrument Lab | SR-6C-HT | |
| Patient Monitor and Pulse Oximeter | Bionet Co., Ltd | BM3 | |
| Stereotaxic Micromanipulator | Narishige Scientific Instrument Lab | SM-15R | |
| Surgical Microscope | Opto | SM PLUS IBZ | |
| Instruments | |||
| Allis tissue forceps | Sklar | 36-2275 | |
| Alm Retractor, rounded point, 4x4 teeth | Rhosse | RH11078 | |
| Angled McPherson Forceps | Oftalmologiabr | 11301A | |
| Curved Surgial Scissors | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8422 | |
| Curved Tissue Forceps | Sklar | 47-1186 | |
| Delicate Dissection forceps | WPI | WP5015 | |
| Dental Drill Bit | Microdont | ISO.806.314.001.524.010 | |
| Essring Tissue Forceps | Sklar | 19-2460 | |
| FG 1/4 Dental Drill Bit | Microdont | ISO.700.314.001.006.005 | |
| Halsey Needle Holder | WPI | 15926-G | |
| Halstead Mosquito forceps | WPI | 503724-12 | |
| Hemostatic Forceps, Straight | Sklar | 17-1260 | |
| Jewler Forceps | Sklar | 66-7436 | |
| McPherson-Vannas Optathalmic microscissor, 3 mm point | Argos Instrumental | ARGOS-4004 | |
| Pereosteal Raspatory | Golgran | 38-1 | |
| Scalpal Handle | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8354 | |
| Screwdrivers | Eurotool | SCR-830.00 | |
| Sodering Iron | Hikari | 21K006 | |
| Surgical Scissor | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8400 | |
| Toothed forceps | WPI | 501266-G | |
| Disposables/Single Use | |||
| 1 ml sterile syringe with 26 G needle | Descarpack | 7898283812785 | |
| 130 cm x 140 cm surgical field, presterilized | ProtDesc | 7898467276344 | |
| 24G Needle, presterilized | Descarpack | 7898283812846 | |
| 50 cm x 50 cm surgical field, presterilized | Esterili-med | 110100236 | |
| Cotton Tipped Probes, Presterilized | Jiangsu Suyun Medical Materials Co. LTD | 23007 | |
| Cotton tipped Qutips | Higie Topp | 7898095296063 | |
| Electrode Array | Home made | ||
| Endotracheal tube without cuff, internal diameter 2.0 mm, outer diameter 2.9 mm | Solidor | 7898913077201 | |
| Tinned copper wire, 0.15 mm diameter | |||
| M1.4x3 Stainless steel screws | USMICROSCREW | M14-30M-SS-P | |
| Medical Tape | Missner | 7896544910102 | |
| Nylon surgical sutures | Shalon | N540CTI25 | |
| Scalpal Blade, presterilized | AdvantiVe | 1037 | |
| solder | Kester | SN63PB37 | |
| Sterile Saline 0.9% | Isofarma | 7898361700041 | |
| Sterile Surgical Gloves | Maxitex | 7898949349051 | |
| Sterile Surgical Gown | ProtDesc | 7898467281208 | |
| Surgical Gauze, 15 cm x 26 cm presterilized | Héika | 7898488470315 | |
| Gelfoam | Pfizer | ||
| Drugs/Chemicals | |||
| 0.25mg/ml Atropine | Isofarma | ||
| 10% Lidocaine Spray | Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda. | 7896676405644 | |
| 2.5% Enrofloxacino veterinary antibiotic | Chemitec | 0137-02 | |
| Dexametasona Veterinary Anti inflammatory | MSD | R06177091A-00-15 | |
| Hydrogen Peroxide | Farmax | 7896902211537 | |
| Isoflourane | BioChimico | 7897406113068 | |
| Jet Acrylic polymerization solution | Artigos Odontológicos Clássico | ||
| Jet Auto Polymerizing Acrylic | Artigos Odontológicos Clássico | ||
| Ketamine 10% | Syntec | ||
| Lidocaine and Phenylephrine 1.8 ml local anesthetic | SS White | 7892525041049 | |
| Povidone-Iodine solutiom | Farmax | 7896902234093 | |
| Riohex 2% surgical Soap | Rioquímica | 7897780209418 | |
| Silver Paint | SPI Supplies | 05002-AB | |
| Tramadol chloride 50 mg/ml | União Química | 7896006245452 | |
| Refresh gel (polyacrylic acid) | Allergan |
References
- Okano, H., Hikishima, K., Iriki, A., Sasaki, E. The common marmoset as a novel animal model system for biomedical and neuroscience research applications. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 17 (6), 336-340 (2012).
- Harris, R. A., et al. Evolutionary genetics and implications of small size and twinning in callitrichine primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (4), 1467-1472 (2014).
- Kishi, N., Sato, K., Sasaki, E., Okano, H. Common marmoset as a new model animal for neuroscience research and genome editing technology. Development, Growth & Differentiation. 56 (1), 53-62 (2014).
- Sasaki, E. Prospects for genetically modified non-human primate models, including the common marmoset. Neuroscience Research. 93, 110-115 (2015).
- Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
- Sasaki, E. Creating Genetically Modified Marmosets. The Common Marmoset in Captivity and Biomedical Research. , 335-353 (2019).
- Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
- Sato, K., et al. Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis. Scientific Reports. 5, 16894 (2015).
- Chaplin, T. A., Yu, H. H., Soares, J. G. M., Gattass, R., Rosa, M. G. P. A Conserved Pattern of Differential Expansion of Cortical Areas in Simian Primates. Journal of Neuroscience. 33 (38), 15120-15125 (2013).
- Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
- Brok, H. P. M., et al. Non-human primate models of multiple sclerosis: Non-human primate models of MS. Immunological Reviews. 183 (1), 173-185 (2001).
- Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
- Ribeiro, M., Santana, M. B., Araujo, M. Neuronal signal description after chronic stainless-steel microelectrode array implants in marmosets. , Available from: http://www.canal6.com.br/cbeb/2014/artigos/cbeb2014_submission_766.pdf (2014).
- MacDougall, M., et al. Optogenetic manipulation of neural circuits in awake marmosets. Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1286-1294 (2016).
- Wakabayashi, M., et al. Development of stereotaxic recording system for awake marmosets (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 135, 37-45 (2018).
- Johnston, K. D., Barker, K., Schaeffer, L., Schaeffer, D., Everling, S. Methods for chair restraint and training of the common marmoset on oculomotor tasks. Journal of Neurophysiology. 119 (5), 1636-1646 (2018).
- Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. , (2019).
- Kringelbach, M. L., Owen, S. L., Aziz, T. Z. Deep-brain stimulation. Future Neurology. 2 (6), 633-646 (2007).
- Talakoub, O., Gomez Palacio Schjetnan, A., Valiante, T. A., Popovic, M. R., Hoffman, K. L. Closed-Loop Interruption of Hippocampal Ripples through Fornix Stimulation in the Non-Human Primate. Brain Stimulation. 9 (6), 911-918 (2016).
- Oddo, M., Hutchinson, P. J. Understanding and monitoring brain injury: the role of cerebral microdialysis. Intensive Care Medicine. 44 (11), 1945-1948 (2018).
- Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
- Gradinaru, V., Mogri, M., Thompson, K. R., Henderson, J. M., Deisseroth, K. Optical Deconstruction of Parkinsonian Neural Circuitry. Science. 324, 354-359 (2009).
- Hammer, D. X., et al. Longitudinal vascular dynamics following cranial window and electrode implantation measured with speckle variance optical coherence angiography. Biomedical Optics Express. 5 (8), 2823-2836 (2014).
- Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset. Journal of Visualized Experiments. (144), (2019).
- Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. Surgical Techniques for Chronic Implantation of Microwire Arrays in Rodents and Primates. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
- Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
- Santana, M., Palmér, T., Simplício, H., Fuentes, R., Petersson, P. Characterization of long-term motor deficits in the 6-OHDA model of Parkinson's disease in the common marmoset. Behavioural Brain Research. 290, 90-101 (2015).
- Misra, S., Koshy, T. A review of the practice of sedation with inhalational anaesthetics in the intensive care unit with the AnaConDa device. Indian Journal of Anaesthesia. 56 (6), 518-523 (2012).
- Freire, M. A. M., et al. Distribution and Morphology of Calcium-Binding Proteins Immunoreactive Neurons following Chronic Tungsten Multielectrode Implants. PLOS ONE. 10 (6), 0130354 (2015).
- Budoff, S., et al. Astrocytic Response to Acutely- and Chronically Implanted Microelectrode Arrays in the Marmoset (Callithrix jacchus) Brain. Brain Sciences. 9 (2), 19 (2019).
- Dzirasa, K., Fuentes, R., Kumar, S., Potes, J. M., Nicolelis, M. A. L. Chronic in vivo multi-circuit neurophysiological recordings in mice. Journal of Neuroscience Methods. 195 (1), 36-46 (2011).
- Nicolelis, M. A. L., et al. Chronic, multisite, multielectrode recordings in macaque monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (19), 11041-11046 (2003).
- Lehew, G., Nicolelis, M. A. L. State-of-the-Art Microwire Array Design for Chronic Neural Recordings in Behaving Animals. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
- Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates. , Elsevier Science Publishing Co Inc. San Diego. (2012).
- Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. Guidelines for animal surgery in research and teaching. American Journal of Veterinary Research. 54 (9), 1544-1559 (1993).
- Flecknell, P. A. Anaesthesia of Animals for Biomedical Research. British Journal of Anaesthesia. 71 (6), 885-894 (1993).
- Kurihara, S., et al. A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus). Journal of Visualized Experiments. (132), (2018).
- Boer, R. A., de Vries, A. M. O., Louwerse, A. L., Sterck, E. H. M. The behavioral context of visual displays in common marmosets (Callithrix jacchus). American Journal of Primatology. 75 (11), 1084-1095 (2013).
- Kudo, C., Nozari, A., Moskowitz, M. A., Ayata, C. The impact of anesthetics and hyperoxia on cortical spreading depression. Experimental Neurology. 212 (1), 201-206 (2008).
- Ghomashchi, A., et al. A low-cost, open-source, wireless electrophysiology system. 2014 36th Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. , 3138-3141 (2014).
- Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (47), 10046-10055 (2017).
