Summary
Ce travail présente un protocole pour effectuer une implantation stéréotaxique et neurochirurgicale des tableaux de microélectrode dans le marmoset commun. Cette méthode permet spécifiquement des enregistrements électrophysiologiques chez les animaux qui se comportent librement, mais peut être facilement adaptée à toute autre intervention neurochirurgicale similaire chez cette espèce (p. ex., canule pour l'administration de médicaments ou électrodes pour la stimulation cérébrale).
Abstract
Les marmosets (Callithrix jacchus) sont de petits primates non humains qui gagnent en popularité dans la recherche biomédicale et préclinique, y compris les neurosciences. Phylogénétiquement, ces animaux sont beaucoup plus proches des humains que des rongeurs. Ils affichent également des comportements complexes, y compris un large éventail de vocalisations et d'interactions sociales. Ici, une procédure neurochirurgicale stéréotaxique efficace pour l'implantation des tableaux d'électrode d'enregistrement dans le marmoset commun est décrite. Ce protocole détaille également les étapes pré- et postopératoires des soins aux animaux qui sont nécessaires pour effectuer avec succès une telle chirurgie. Enfin, ce protocole montre un exemple de potentiel de terrain local et d'enregistrements d'activité de pointe dans un marmoset de comportement libre 1 semaine après l'intervention chirurgicale. Dans l'ensemble, cette méthode offre l'occasion d'étudier la fonction cérébrale dans les marmosets éveillés et se comportant librement. Le même protocole peut être facilement utilisé par les chercheurs travaillant avec d'autres petits primates. En outre, il peut être facilement modifié pour permettre d'autres études nécessitant des implants, tels que la stimulation des électrodes, microinjections, l'implantation d'optrodes ou de canudes guide, ou l'ablation de régions tissulaires distinctes.
Introduction
Les marmosets communs (Callithrix jacchus) sont de plus en plus reconnus comme un organisme modèle important dans de nombreux domaines de recherche, y compris les neurosciences. Ces primates du nouveau monde représentent un modèle animal complémentaire important pour les rongeurs et d'autres primates non humains (PSN), comme le macaque rhésus. Comme les rongeurs, ces animaux sont petits, faciles à manipuler, et relativement économique pour prendre soin et élever1,2,3,4, par rapport aux plus grands PSN. En outre, ces animaux ont une propension au jumelage et à une fécondité élevée par rapport aux autres PSN1,2,3. Un autre avantage de la marmoset a sur de nombreux autres primates est que les outils modernes de biologie moléculaire3,4,5,6,7 et un génome séquencé2 ,3,4,5,8 ont été utilisés pour les modifier génétiquement. Les animaux knock-in utilisant lentivirus5, et knock-out animaux en utilisant des nucléases de zinc-doigt (ZNNs) et la transcription activateur-comme des nucléases effecteurs (TALENS)7, ont donné des animaux fondateurs viables.
Un avantage par rapport aux rongeurs est que les marmosets, en tant que primates, sont phylogénétiquement plus proches des humains3,5,6,9,10,11. Comme les humains, les marmosets sont des animaux diurnes qui dépendent d'un système visuel très développé pour guider une grande partie de leur comportement10. En outre, les marmosets présentent une complexité comportementale, y compris un large éventail de comportements sociaux tels que l'utilisation de différentes vocalisations3, permettant aux chercheurs d'aborder des questions qui ne sont pas possibles chez d'autres espèces. D'un point de vue neuroscientifique, les marmosets ont des cerveaux lissencephaly, contrairement au macaque rhésus plus couramment utilisé9. En outre, les marmosets ont un système nerveux central semblable à l'homme, y compris un cortex préfrontal plus développé9. Ensemble, toutes ces caractéristiques positionnent les marmosets comme un modèle précieux pour étudier le fonctionnement du cerveau dans la santé et la maladie.
Une méthode courante pour étudier la fonction cérébrale consiste à implanter des électrodes dans des endroits anatomiquement spécifiques au moyen de la neurochirurgie stéréotaxique. Cela permet l'enregistrement chronique de l'activité neuronale dans différentes zones cibles chez les animaux éveillés et se comportant librement12,13. La neurochirurgie stéréotaxique est une technique indispensable utilisée dans de nombreux domaines de recherche, car elle permet un ciblage précis des régions neuroanatomiques. Comparé à la littérature de macaque et de rongeur, il y a moins d'études éditées décrivant la neurochirurgie stéréotaxique spécifique au marmoset, et elles tendent à fournir le détail clairsemé des étapes impliquées dans la chirurgie. En outre, ceux qui ont plus de détails se concentrent principalement sur les procédures d'enregistrement de l'électrophysiologie chez les animaux retenus à la tête14,15,16,17.
Afin de faciliter l'adoption plus large des marmosets en tant qu'organisme modèle dans la recherche en neurosciences, la méthode actuelle définit les étapes spécifiques nécessaires à une neurochirurgie stéréotaxique réussie chez cette espèce. En plus de l'implantation de tableaux d'enregistrement, comme indiqué dans la méthode actuelle, la même technique peut être adaptée à de nombreuses autres fins expérimentales, y compris l'implantation d'électrodes stimulantes pour le traitement des maladies18 ou la conduite causale comportement de circuit19; l'implantation de canules de guide pour l'extraction et la quantification des neurotransmetteurs20, injections de réactifs, y compris ceux pour induire des modèlesde maladies 12 ou pour les études de traçage de circuits15; ablation des régions tissulaires discrètes21; implantation d'optrodes pour les études optogénétiques22; implantation de fenêtres optiques pour l'analyse microscopique corticale23; et l'implantation de tableaux électrocorticographiques (ECoG)24. Ainsi, l'objectif global de cette procédure est de décrire les étapes chirurgicales impliquées dans l'implantation de réseaux de microélectrodes pour les enregistrements électrophysiologiques chroniques dans les marmosets se comportant librement.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Les expériences sur les animaux ont été réalisées conformément au Guide national des instituts de santé pour les soins et l'utilisation des animaux de laboratoire et approuvées par le Comité d'éthique de l'Institut Santos Dumont (protocole 02/2015AAS).
1. Préparation chirurgicale
- Fixez chaque tableau d'électrode à un porte-électrode compatible avec le cadre stéréotaxique à utiliser.
- Connectez un porte-électrode au micromanipulateur stéréotaxique et fixez un microfil aux coordonnées interaurales. Répétez cette opération pour les tableaux et les supports d'électrodes supplémentaires, si nécessaire.
REMARQUE : La coordonnées interaurales de n'importe quel microfil peut être utilisée pour calculer les coordonnées d'implantation pour l'ensemble du réseau, parce que la distance relative entre les microfils est constante. Lorsque le tableau a des faisceaux avec des longueurs différentes, la coordonnées interaurale du fil le plus long est le plus pratique à utiliser pour régler le zéro interaural. - Détachez les porte-électrodes du micromanipulateur stéréotaxique et stérilisez les assemblages (électrode attachée au porte-électrode) dans une armoire à lumière ultraviolette (UV) pendant au moins 2 h.
- Fixez une aiguille de 24 G à un porte-son de sonde stéréotaxique, connectez-la au micromanipulateur et fixez les coordonnées interaurales pour la pointe de l'aiguille.
REMARQUE : Avant la chirurgie, les coordonnées de toutes les craniotomies doivent être prédéfinies comme un périmètre de 200 m2 plus grand que la position antéropostérieure (AP) et médiolatérale (ML) du site d'implantation cible du tableau. Utilisez l'assemblage du support de sonde d'aiguille 24 G pour déterminer la position des craniotomies dans le crâne en fonction des coordonnées interaurales zéro. - Détachez le porte-sonde du micromanipulateur et stérilisez l'assemblage dans une armoire UV pendant au moins 2 h.
- Rassemblez des vis en titane ou en acier inoxydable de 6 à 8. Souder un fil de terre à la moitié d'entre eux.
- Organisez et stérilisez tous les instruments, équipements et jetables restants requis pour la chirurgie.
2. Procédures préopératoires
REMARQUE : Deux marmosets mâles adultes (Callithrix jacchus) pesant 320-370 g ont été utilisés dans cette étude. Assurez-vous que l'animal n'a pas mangé pendant 6 h avant l'induction de l'anesthésie.
- Anesthésier l'animal par injection intramusculaire d'atropine (0,05 mg/kg) pour réduire la salivation et les sécrétions bronchiques. Vérifiez l'absence de réponses à la pédale.
- Après 5 min appliquer la kétamine (10 à 20 mg/kg) par voie intramusculaire.
- Raser la tête de l'animal à l'aide d'une tondeuse de barbier électrique.
- Administrer le tramadol (2 mg/kg) par voie intramusculaire en tant qu'analgésique général.
- Intuber l'animal.
- À l'aide d'un masque, exposez le marmoset à l'isoflurane dans 1 à 2 % d'oxygène avec un débit de 1 à 5 L/min pour induire une anesthésie profonde. Lorsque l'animal est profondément anesthésié, réduire et maintenir l'isoflurane à 1/3 L/min.
- Fixer une bande élastique à la table chirurgicale avec du ruban adhésif.
- Placez le marmoset en position de supine avec la tête vers le technicien et placez la bande élastique dans la bouche du marmoset derrière ses canines.
REMARQUE : Il est préférable de positionner la tête de telle sorte que la surface dorsale soit pointée vers le sol et que son visage soit dirigé vers le technicien. - À l'aide d'une sonde à pointe de coton, l'écouvillon sèche la langue du marmoset et la saisit d'une main pour garder la bouche ouverte.
- Vaporiser 10% de lidocaïne sur la pointe du tube endotrachéal.
- Insérez le tube endotrachéal non éraflé de 2,0 mm de diamètre dans la trachée jusqu'à ce que la marque de 4,0 cm soit à l'entrée de la trachée.
- Fixez le tube à l'assemblage d'anesthésie avec le ventilateur artificiel réglé à 40 respirations/min et confirmez l'expansion et la contraction appropriées de la poitrine.
REMARQUE: À ce moment, l'isoflurane et l'oxygène doivent être livrés par le tube endotrachéal, pas le masque. - Retirez la bande élastique de la bouche du marmoset afin que le tube endotrachéal puisse être collé à la mâchoire.
- Placez le marmoset dans une position encline en ligne avec le cadre stéréotaxique et fixez la tête de l'animal dans le cadre stéréotaxique.
- Tout d'abord, insérez la pointe de la barre d'oreille droite dans le canal auditif droit de l'animal.
- Ensuite, insérez la pointe de la barre d'oreille gauche dans le canal auditif gauche.
- Centrez la tête de l'animal au centre du cadre stéréotaxique et fixez les barres d'oreille en place.
- Insérez l'embout buccal dans la bouche de l'animal et ajustez sa hauteur pour qu'il touche le palais de l'animal. En même temps, placez les barres orbitales à la surface inférieure de l'os orbital.
- Assurez-vous que la surface inférieure de l'os orbital est horizontalement alignée avec le centre des barres d'oreille.
- Connectez un oxymètre d'impulsion portatif à la main du marmoset. Assurez-vous que la fréquence cardiaque est dans les 154-180 battements/min (bpm) pour la durée de la chirurgie; souvent une fréquence cardiaque supérieure à 200 bpm implique que l'animal se réveille. Assurez-vous que la saturation en oxygène est supérieure à 95%. Il peut parfois tomber à 90% sans préjudice.
REMARQUE : Si la fréquence cardiaque tombe en dessous de 154 bpm, diminuez l'isoflurane. - Placez la sonde de température rectale reliée à un coussin chauffant homéothermie dans l'anus, avec la température désirée fixée à 37 oC. Collez ce capteur à la queue pour le maintenir en place.
- Appliquer un lubrifiant ophtalmique stérile sur les yeux.
- Nettoyer et désinfecter la tête de l'animal avec de la chlorhexidine et de l'iode de povidone avant de recouvrir l'animal d'un champ chirurgical.
REMARQUE : Effectuez toutes les interventions chirurgicales suivantes dans des conditions aseptiques.
3. Procédures chirurgicales
- Appliquer sous-cutanée locale (p. ex., lidocaïne 20 mg/mL, 0,1 ml) à l'emplacement de l'incision prévue. Faire une incision dans la ligne médiane du cuir chevelu.
- Exposer et préparer la surface du crâne.
- Détachez soigneusement le muscle temporel du crâne. Tout d'abord, utilisez un scalpel pour couper le fascia à son insertion dans le crâne. Ensuite, séparer délicatement le muscle temporel du crâne à l'aide d'un raspatory périosteal.
- Retirer le périosteume de tout le crâne exposé à l'aide d'un raspatory périosteal.
- Contrôlez le saignement à l'aide d'un coton-tige stérile, si nécessaire.
- Nettoyer la surface osseuse avec du peroxyde d'hydrogène.
- Délimiter l'emplacement de la craniotomie en marquant ses coins avec des trous de bavures peu profondes dans la surface osseuse. Ensuite, percer le périmètre de la craniotomie à l'aide d'un exercice dentaire à vitesse maximale (c.-à-d., 350 000 tr/min). Ajouter quelques gouttes de saline stérile sur le crâne pendant le forage pour éviter la surchauffe. Mesurer la position de la craniotomie et les coordonnées de l'implant d'électrode par rapport aux coordonnées interaurales.
- Implanter des vis dans le crâne.
- Percer les trous de vis 6 à 8 dans le crâne.
- Implantez les vis de telle sorte que chaque vis fusionnée de fil de sol est adjacente à et à proximité d'une vis inchangée (c.-à-d., sans un fil de sol attaché à elle).
- Enroulez chaque fil de terre autour de la vis adjacente et inchangée.
- Ajouter une goutte de peinture argentée entre le fil de terre et chaque vis.
- Retirez l'os au centre de la craniotomie à l'aide de forceps à l'aide d'une pointe courbée (p. ex., forceps McPherson). Gardez le dura mater hydraté avec salin stérile.
- Retirer le dura mater. Utilisez une aiguille hypodermique stérile (25 ou 26 G) avec le bevel plié à environ 90 degrés pour perforer et soulever la surface de la dura mater loin de la surface du cerveau. Ensuite, couper le dura mater avec des microscissors. Gardez le cerveau exposé hydraté avec salin.
REMARQUE : Si l'on observe des saignements dural importants, utilisez des éponges de gélatine absorbantes stériles imbibées de thrombine25. - Implanter des réseaux de microélectrodes.
- Fixez le porte-électrode stérilisé et le tableau d'électrode au micromanipulateur stéréotaxique.
- Positionnez le micromanipulateur de telle sorte que l'électrode se trouve aux coordonnées antéropostérieures et médiolatérales souhaitées.
- Abaissez le réseau d'électrodes jusqu'à ce que la pointe du plus long faisceau touche la surface du cerveau.
- Insérez lentement le tableau dans le tissu cérébral jusqu'à ce qu'il atteigne les coordonnées dorsoventrales.
- Couvrir le cortex exposé de petits morceaux d'éponges de gélatine stériles et absorbantes.
- Fixez l'électrode au crâne en appliquant de l'acrylique dentaire sur le crâne exposé, une vis et l'électrode.
- Détachez le porte-électrode et retirez-le du micromanipulateur.
- Répétez la procédure d'implantation à partir de l'étape 3.7 avec les tableaux supplémentaires, si nécessaire.
- Enroulez ensemble et soudez les fils au sol des rangées et vis séparées. Utilisez de la peinture argentée pour former un pont autour de la soudure pour s'assurer qu'une connexion électrique a été réalisée.
- À l'aide d'acrylique dentaire, faire un casque solide autour de l'étendue latérale des tableaux, et complètement enrober les fils du sol et tout crâne exposé et vis.
- Si nécessaire, insérez une barre de soutien dans le casque. Cela peut être un cylindre en plastique robuste comme ceux d'un coton-tige. Scellez-le en place avec l'acrylique dentaire.
REMARQUE : Cela peut être utile pour fixer les connecteurs de câble d'électrophysiologie en place, mais peut être inutile selon l'équipement utilisé. Dans la méthode actuelle, une tige de soutien similaire est fixée à la scène de la tête de sorte qu'une bande élastique peut solidement maintenir les scènes de tête en place sur les connecteurs. - Suturer la peau autour de la tête.
4. Récupération postopératoire
- Appliquer une solution antiseptique (p. ex. chlorhexidine) autour de la plaie.
- Éteignez l'alimentation en isoflurane, mais pas l'oxygène et retirez l'animal du cadre stéréotaxique.
- Placez l'animal sur le coussin chauffant avec l'oxygène maintenu par le tube endotrachéal.
- Enlever le tube endotrachéal lorsque les premiers signes de réflexes neurogènes, tels que les laryngospasmes, sont observés.
- Continuez à fournir à l'oxygène un masque jusqu'à ce que l'animal présente des signes clairs de récupération anesthésique, tels que des réflexes protecteurs, ton postural, et des tentatives de déambulation.
- Placez l'animal à l'intérieur d'une cage propre dans une salle de réveil de 24 à 48 h avant de le déplacer dans sa cage d'origine. Abritez chaque animal implanté individuellement.
REMARQUE : Comme les marmosets ont tendance à grimper sur les murs de la cage, utilisez une cage avec des murs lisses ou recouvrez les murs de la cage d'une surface lisse pour empêcher l'animal de tomber. - Dans la première heure qui suit la chirurgie, observez l'animal pour surveiller les signes de détresse ou de contact crânien non coordonné contre le côté de la cage.
- Administrer des antibiotiques (p. ex., enrofloxacine 5 mg/kg, sous-cutanée, une fois par jour pendant 5 à 7 jours), analgésiques (p. ex. tramadol oral 1 mg/kg, tous les 8 h pendant 3 à 5 jours) et anti-inflammatoires (p. ex., dexaméthasone 0,5 à 1,5 mg/kg, sous-cutané, une fois par jour pendant 1 à 3 jours) .
REMARQUE : Après une chirurgie réussie, les animaux seront complètement récupérés dans les 3 à 5 jours.
5. Enregistrements électrophysiologiques chroniques dans les marmosets se comportant librement
- Commencez les séances d'enregistrement électrophysiologique au moins 1 semaine après la chirurgie.
REMARQUE : Habituez les animaux au chercheur et aux environnements expérimentaux avant de commencer toutes les procédures expérimentales pendant au moins 1 mois. - Au début de chaque séance, anesthésier légèrement l'animal à l'aide d'isoflurane (1 à 5 L/min, 1 % O2).
REMARQUE : Suivez les directives de l'institution concernée concernant la sédation des petits primates. Si les séances d'enregistrement sont très fréquentes, accouchez les animaux à manipuler afin que les câbles puissent être connectés sans anesthésie. - Connectez les réseaux d'électrodes à un système d'enregistrement neuronal commercial.
- Placez l'animal à l'intérieur de la chambre expérimentale.
REMARQUE: La chambre expérimentale utilisée ici est une boîte acrylique cubique (0,45 m x 0,45 m x 0,45 m) conçue pour évaluer la quantité et le modèle de l'activité motrice spontanée26,27. - Attendez 30 min avant de commencer les enregistrements pour vous assurer que l'animal est complètement remis de l'anesthésie.
REMARQUE: Isoflurane a un début rapide et l'action offset qui permet une sédation rapide et l'éveil28. Une fois que l'alimentation en isoflurane est éteinte, l'animal commence à se réveiller. L'animal est éveillé lorsqu'il reste en position verticale et peut se déambuler librement dans la chambre expérimentale sans tomber. Cela prend moins de 15 min. Pour s'assurer de l'absence d'effets sédatifs, commencer les enregistrements 30 min après l'arrêt de l'isoflurane. - Confirmer la position des implants de microélectrode post mortem par nissain après fixation et sectionnement du tissu29.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Le but de cette étude était de décrire une procédure neurochirurgicale stéréotaxique pour l'implantation des tableaux de microélectrode pour des enregistrements électrophysiologiques dans le marmoset commun. Une chirurgie typique (de l'induction de l'anesthésie à la récupération de l'anesthésie) durera environ 5 à 7 h, selon le nombre de tableaux implantés. Ici, deux tableaux ont été implantés symétriquement, un dans chaque hémisphère cérébral. Chaque réseau contenait 32 microfils en acier inoxydable disposés en sept faisceaux ciblant plusieurs structures du circuit ganglia-corticothalamic basique(figure 1),mais la conception des électrodes et les régions ciblées du cerveau peuvent varier selon le expérience. Après la chirurgie réussie et les procédures postopératoires, l'animal devrait être complètement récupéré dans un délai de 3-5 jours. Si le tableau a été mis à la terre et implanté correctement, il sera possible d'enregistrer les pics (figure 2A) et les potentiels locaux sur le terrain (figure 2B) chez les animaux qui se comportent librement pendant plusieurs semaines ou mois, avant qu'une cicatrice gliotique mature ne soit établie. 13,30. À titre d'exemple, les données électrophysiologiques recueillies dans le paradigme expérimental décrit ici ont été effectivement utilisées pour étudier l'activité simultanée de différentes régions du circuit ganglia-corticothalamic basiforme pendant spontanée, au sol locomotion dans un modèle de la maladie de Parkinson26.
Enfin, une chirurgie réussie implique également l'implantation des tableaux dans les structures ciblées. Des méthodes d'imagerie non invasives, comme l'IRM ou la tomographie, peuvent être pratiquées après la chirurgie et avant de commencer des enregistrements expérimentaux. L'utilisation d'une telle méthodologie ne sera possible que si les implants spécifiques utilisés sont fabriqués pour être compatibles avec ces techniques, et si le chercheur a accès à l'équipement animal ier approprié. La confirmation ultime peut également être effectuée post mortem. Les sections tachées de Nissl contenant des traces d'électrodes peuvent être utilisées pour déterminer avec précision la position de chaque microfil implanté(figure 3). Notez que les traces d'électrodes dans les sections coronales apparaissent comme des déchirures dans le tissu. Ainsi, un soin extrême doit être utilisé lors de la section est effectuée pour réduire le risque de créer des artefacts qui confondront l'interprétation.
Figure 1 : Tableau de microélectrode pour l'implantation chez les petits primates. Le tableau était composé de 32 microfils en acier inoxydable. Les fils mesuraient 50 m de diamètre et étaient organisés en sept faisceaux destinés à atteindre les zones suivantes : cortex moteur primaire (M1), putamen (Put), caudate (Cd), globus pallidus (GPe), noyau thalamique latéral ventrolatéral et ventropostérieur (VPL), et noyau subthalamique (STN). L'espacement interélectrode dans chaque paquet était de 300 m. L'espacement intergroupe dépend des coordonnées cibles de chaque région du cerveau. Des informations plus détaillées sur la conception et la fabrication de microélectrodes peuvent être trouvées dans Nicolelis31, Lehew et Nicolelis32, et Dizirasa et autres33. Barre d'échelle de 5 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Résultat électrophysiologique représentatif à la suite d'une chirurgie réussie. Le panneau gauche montre l'activité de pointe de deux neurones (formes d'onde jaunes et vertes) enregistrés à partir d'une électrode. Le panneau de droite montre les oscillations potentielles locales enregistrées à partir de 14 électrodes. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Section des tissus tachés de Nissl démontrant une piste d'électrode. Cette section (coordonnées antéropostérieures, par rapport à la ligne interaurale : 8,0, selon l'atlas de Paxinos et Watson34) représente une piste d'électrode avec la pointe du Putamen, comme l'indique le triangle noir. Barre d'échelle de 1 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Ce travail fournit une description détaillée des procédures impliquées dans l'implantation de réseaux d'enregistrement de microélectrodes dans le cerveau de marmoset. Ce même protocole peut être facilement utilisé lors de l'implantation d'électrodes, qu'elles soient faites maison ou disponibles dans le commerce, chez d'autres petits primates. En outre, il peut être facilement adapté pour d'autres fins expérimentales qui nécessitent un ciblage précis des structures cérébrales. Par conséquent, ce protocole est délibérément vague en ce qui concerne les coordonnées stéréotaxiques et les techniques de forage crânien, parce que ce sont les aspects qui peuvent varier le plus. Par exemple, pour implanter les tableaux utilisés dans cette chirurgie, des craniotomies ont été effectuées pour ouvrir deux fenêtres de taille appropriée dans chaque hémisphère. Cependant, lors de l'implantation de structures solides et individuelles, telles que des canules de guide, ni ceci ni la durcelectomie n'est nécessaire. Au contraire, un simple trou de bavure au niveau de la dura suffira. De même, lorsqu'il s'agit d'implants non électriques, il n'est pas nécessaire que les vis soient miseà à la terre. Ainsi, l'étape 3.9 dans le protocole chirurgical peut être omise. Au lieu de cela, l'acrylique dentaire peut être utilisé pour simplement couvrir le crâne exposé, implant, et vis.
Indépendamment de l'objectif expérimental spécifique de la neurochirurgie stéréotaxique, la mise en œuvre réussie de la procédure donnée tourne en grande partie autour de bonnes pratiques chirurgicales. Cela signifie que des protocoles rigoureux doivent être suivis pour effectuer la chirurgie dans des conditions aseptiques afin de prévenir les infections postopératoires35. Certains des moments les plus critiques sont induire et enlever l'anesthésie. Il est donc essentiel que les signes vitaux de l'animal (fréquence cardiaque, saturation en oxygène dans le sang et température corporelle) soient surveillés tout au long de l'intervention chirurgicale36. Si une diminution de la fréquence cardiaque avec une baisse simultanée de la saturation en oxygène se produit, confirmer que la poitrine est gonfler et dégonfler normalement, sinon la connexion à la machine respiratoire peut être en faute. La première chose qui peut être faite pour tenter de récupérer la fréquence cardiaque et la saturation en oxygène est de diminuer la concentration d'isoflurane. Si cela ne résout pas le problème, l'atropine peut être administrée par voie intramusculaire pour augmenter la fréquence cardiaque et tenter de stabiliser l'animal. Cela doit être fait avec une extrême prudence, parce que l'expérience précédente montre qu'une fréquence cardiaque supérieure à 200 bpm sans isoflurane suffisante réveillera l'animal.
Contrairement aux rongeurs, chez les primates, toutes les coordonnées sont généralement mesurées par rapport à la coordonnées interaurales, et non au bregma et au lambda34. Par conséquent, il est important de mesurer les coordonnées interaurales zéro des réseaux d'électrodes et d'autres sondes avant de fixer la tête de l'animal dans l'appareil stéréotaxique. En outre, dans les marmosets le plan horizontal est défini comme le plan passant par la marge inférieure de l'os orbital et le centre du meatus auditif externe. Ainsi, il est important d'aligner la surface inférieure de l'os orbital avec le centre des barres d'oreille avant de fixer la tête dans le cadre stéréotaxique. En outre, les muscles temporels du marmoset couvrent une large zone du crâne. Ainsi, de nombreuses cibles neuronales nécessitent des craniotomies à effectuer sous ou à proximité de cette musculature. Puisque ces muscles sont importants pour la communication de marmoset38,le chirurgien doit détacher lentement et soigneusement cette musculature du crâne pour réduire au minimum des dommages.
Les chercheurs familiers avec le travail comportemental impliquant des rongeurs ou des marmosets devraient être conscients de plusieurs limitations en effectuant l'électrophysiologie en ayant librement des PSN. Tout d'abord, dans le présent arrangement et d'autres impliquant des tableaux à haute densité ou plusieurs tableaux, il est probable que l'anesthésie légère induisant sera nécessaire pour attacher les connecteurs de câble, même après l'accoutumance appropriée. Cette procédure, bien que dans le cadre des lignes directrices réglementaires des NIH et d'autres pays, devrait être effectuée avec parcimonie pour réduire le stress mental et physique sur le marmoset. En outre, il est essentiel que le chercheur s'assure que l'animal est complètement récupéré de l'anesthésie avant de commencer l'acquisition de données, sinon l'anesthésie peut confondre les données39. Une autre limitation connexe est la présence physique du câble lui-même. Alors que les solutions d'enregistrement sans fil deviennent disponibles40, les options câblées les plus courantes imposent une restriction physique à l'animal. Enfin, la chambre expérimentale utilisée limitera également l'éventail des comportements disponibles pour le marmoset. Contrairement aux rongeurs, les marmosets présentent des comportements uniques (p. ex., l'escalade) qui ne seront pas possibles en fonction de la chambre expérimentale utilisée.
Les progrès de la science des matériaux et de l'ingénierie mènent aux nouvelles interfaces neuronales41. Des procédures neurochirurgicales efficaces, comme celle décrite dans ce manuscrit, permettront aux chercheurs de mettre en œuvre ces nouveaux outils à venir dans les marmosets. Combiné avec les développements simultanés en biologie moléculaire3,4,5, marmosets ont le potentiel de permettre des études de questions fondamentales et cliniques importantes en neurosciences.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs n'ont rien à révéler.
Acknowledgments
Les auteurs souhaitent remercier Bernardo Luiz pour son assistance technique au tournage et au montage. Ce travail a été soutenu par l'Institut Santos Dumont (ISD), le Ministère brésilien de l'éducation (MEC) et Coordenaço de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nvel Superior (CAPES).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipments | |||
| 683 Small Animal Ventilator | Harvard Apparatus, Inc. | 55-0000 | |
| Anesthesia Assembly | BRASMED | COLIBRI | |
| Barber Clippers | Mundial | HC-SERIES | |
| Dental Drill | Norgen | B07-201-M1KG | |
| Homeothermic Heating Pad and Monitor | Harvard Apparatus, Inc. | 50-7212 | |
| Marmoset Stereotaxic Frame | Narishige Scientific Instrument Lab | SR-6C-HT | |
| Patient Monitor and Pulse Oximeter | Bionet Co., Ltd | BM3 | |
| Stereotaxic Micromanipulator | Narishige Scientific Instrument Lab | SM-15R | |
| Surgical Microscope | Opto | SM PLUS IBZ | |
| Instruments | |||
| Allis tissue forceps | Sklar | 36-2275 | |
| Alm Retractor, rounded point, 4x4 teeth | Rhosse | RH11078 | |
| Angled McPherson Forceps | Oftalmologiabr | 11301A | |
| Curved Surgial Scissors | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8422 | |
| Curved Tissue Forceps | Sklar | 47-1186 | |
| Delicate Dissection forceps | WPI | WP5015 | |
| Dental Drill Bit | Microdont | ISO.806.314.001.524.010 | |
| Essring Tissue Forceps | Sklar | 19-2460 | |
| FG 1/4 Dental Drill Bit | Microdont | ISO.700.314.001.006.005 | |
| Halsey Needle Holder | WPI | 15926-G | |
| Halstead Mosquito forceps | WPI | 503724-12 | |
| Hemostatic Forceps, Straight | Sklar | 17-1260 | |
| Jewler Forceps | Sklar | 66-7436 | |
| McPherson-Vannas Optathalmic microscissor, 3 mm point | Argos Instrumental | ARGOS-4004 | |
| Pereosteal Raspatory | Golgran | 38-1 | |
| Scalpal Handle | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8354 | |
| Screwdrivers | Eurotool | SCR-830.00 | |
| Sodering Iron | Hikari | 21K006 | |
| Surgical Scissor | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8400 | |
| Toothed forceps | WPI | 501266-G | |
| Disposables/Single Use | |||
| 1 ml sterile syringe with 26 G needle | Descarpack | 7898283812785 | |
| 130 cm x 140 cm surgical field, presterilized | ProtDesc | 7898467276344 | |
| 24G Needle, presterilized | Descarpack | 7898283812846 | |
| 50 cm x 50 cm surgical field, presterilized | Esterili-med | 110100236 | |
| Cotton Tipped Probes, Presterilized | Jiangsu Suyun Medical Materials Co. LTD | 23007 | |
| Cotton tipped Qutips | Higie Topp | 7898095296063 | |
| Electrode Array | Home made | ||
| Endotracheal tube without cuff, internal diameter 2.0 mm, outer diameter 2.9 mm | Solidor | 7898913077201 | |
| Tinned copper wire, 0.15 mm diameter | |||
| M1.4x3 Stainless steel screws | USMICROSCREW | M14-30M-SS-P | |
| Medical Tape | Missner | 7896544910102 | |
| Nylon surgical sutures | Shalon | N540CTI25 | |
| Scalpal Blade, presterilized | AdvantiVe | 1037 | |
| solder | Kester | SN63PB37 | |
| Sterile Saline 0.9% | Isofarma | 7898361700041 | |
| Sterile Surgical Gloves | Maxitex | 7898949349051 | |
| Sterile Surgical Gown | ProtDesc | 7898467281208 | |
| Surgical Gauze, 15 cm x 26 cm presterilized | Héika | 7898488470315 | |
| Gelfoam | Pfizer | ||
| Drugs/Chemicals | |||
| 0.25mg/ml Atropine | Isofarma | ||
| 10% Lidocaine Spray | Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda. | 7896676405644 | |
| 2.5% Enrofloxacino veterinary antibiotic | Chemitec | 0137-02 | |
| Dexametasona Veterinary Anti inflammatory | MSD | R06177091A-00-15 | |
| Hydrogen Peroxide | Farmax | 7896902211537 | |
| Isoflourane | BioChimico | 7897406113068 | |
| Jet Acrylic polymerization solution | Artigos Odontológicos Clássico | ||
| Jet Auto Polymerizing Acrylic | Artigos Odontológicos Clássico | ||
| Ketamine 10% | Syntec | ||
| Lidocaine and Phenylephrine 1.8 ml local anesthetic | SS White | 7892525041049 | |
| Povidone-Iodine solutiom | Farmax | 7896902234093 | |
| Riohex 2% surgical Soap | Rioquímica | 7897780209418 | |
| Silver Paint | SPI Supplies | 05002-AB | |
| Tramadol chloride 50 mg/ml | União Química | 7896006245452 | |
| Refresh gel (polyacrylic acid) | Allergan |
References
- Okano, H., Hikishima, K., Iriki, A., Sasaki, E. The common marmoset as a novel animal model system for biomedical and neuroscience research applications. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 17 (6), 336-340 (2012).
- Harris, R. A., et al. Evolutionary genetics and implications of small size and twinning in callitrichine primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (4), 1467-1472 (2014).
- Kishi, N., Sato, K., Sasaki, E., Okano, H. Common marmoset as a new model animal for neuroscience research and genome editing technology. Development, Growth & Differentiation. 56 (1), 53-62 (2014).
- Sasaki, E. Prospects for genetically modified non-human primate models, including the common marmoset. Neuroscience Research. 93, 110-115 (2015).
- Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
- Sasaki, E. Creating Genetically Modified Marmosets. The Common Marmoset in Captivity and Biomedical Research. , 335-353 (2019).
- Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
- Sato, K., et al. Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis. Scientific Reports. 5, 16894 (2015).
- Chaplin, T. A., Yu, H. H., Soares, J. G. M., Gattass, R., Rosa, M. G. P. A Conserved Pattern of Differential Expansion of Cortical Areas in Simian Primates. Journal of Neuroscience. 33 (38), 15120-15125 (2013).
- Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
- Brok, H. P. M., et al. Non-human primate models of multiple sclerosis: Non-human primate models of MS. Immunological Reviews. 183 (1), 173-185 (2001).
- Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
- Ribeiro, M., Santana, M. B., Araujo, M. Neuronal signal description after chronic stainless-steel microelectrode array implants in marmosets. , Available from: http://www.canal6.com.br/cbeb/2014/artigos/cbeb2014_submission_766.pdf (2014).
- MacDougall, M., et al. Optogenetic manipulation of neural circuits in awake marmosets. Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1286-1294 (2016).
- Wakabayashi, M., et al. Development of stereotaxic recording system for awake marmosets (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 135, 37-45 (2018).
- Johnston, K. D., Barker, K., Schaeffer, L., Schaeffer, D., Everling, S. Methods for chair restraint and training of the common marmoset on oculomotor tasks. Journal of Neurophysiology. 119 (5), 1636-1646 (2018).
- Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. , (2019).
- Kringelbach, M. L., Owen, S. L., Aziz, T. Z. Deep-brain stimulation. Future Neurology. 2 (6), 633-646 (2007).
- Talakoub, O., Gomez Palacio Schjetnan, A., Valiante, T. A., Popovic, M. R., Hoffman, K. L. Closed-Loop Interruption of Hippocampal Ripples through Fornix Stimulation in the Non-Human Primate. Brain Stimulation. 9 (6), 911-918 (2016).
- Oddo, M., Hutchinson, P. J. Understanding and monitoring brain injury: the role of cerebral microdialysis. Intensive Care Medicine. 44 (11), 1945-1948 (2018).
- Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
- Gradinaru, V., Mogri, M., Thompson, K. R., Henderson, J. M., Deisseroth, K. Optical Deconstruction of Parkinsonian Neural Circuitry. Science. 324, 354-359 (2009).
- Hammer, D. X., et al. Longitudinal vascular dynamics following cranial window and electrode implantation measured with speckle variance optical coherence angiography. Biomedical Optics Express. 5 (8), 2823-2836 (2014).
- Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset. Journal of Visualized Experiments. (144), (2019).
- Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. Surgical Techniques for Chronic Implantation of Microwire Arrays in Rodents and Primates. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
- Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
- Santana, M., Palmér, T., Simplício, H., Fuentes, R., Petersson, P. Characterization of long-term motor deficits in the 6-OHDA model of Parkinson's disease in the common marmoset. Behavioural Brain Research. 290, 90-101 (2015).
- Misra, S., Koshy, T. A review of the practice of sedation with inhalational anaesthetics in the intensive care unit with the AnaConDa device. Indian Journal of Anaesthesia. 56 (6), 518-523 (2012).
- Freire, M. A. M., et al. Distribution and Morphology of Calcium-Binding Proteins Immunoreactive Neurons following Chronic Tungsten Multielectrode Implants. PLOS ONE. 10 (6), 0130354 (2015).
- Budoff, S., et al. Astrocytic Response to Acutely- and Chronically Implanted Microelectrode Arrays in the Marmoset (Callithrix jacchus) Brain. Brain Sciences. 9 (2), 19 (2019).
- Dzirasa, K., Fuentes, R., Kumar, S., Potes, J. M., Nicolelis, M. A. L. Chronic in vivo multi-circuit neurophysiological recordings in mice. Journal of Neuroscience Methods. 195 (1), 36-46 (2011).
- Nicolelis, M. A. L., et al. Chronic, multisite, multielectrode recordings in macaque monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (19), 11041-11046 (2003).
- Lehew, G., Nicolelis, M. A. L. State-of-the-Art Microwire Array Design for Chronic Neural Recordings in Behaving Animals. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
- Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates. , Elsevier Science Publishing Co Inc. San Diego. (2012).
- Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. Guidelines for animal surgery in research and teaching. American Journal of Veterinary Research. 54 (9), 1544-1559 (1993).
- Flecknell, P. A. Anaesthesia of Animals for Biomedical Research. British Journal of Anaesthesia. 71 (6), 885-894 (1993).
- Kurihara, S., et al. A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus). Journal of Visualized Experiments. (132), (2018).
- Boer, R. A., de Vries, A. M. O., Louwerse, A. L., Sterck, E. H. M. The behavioral context of visual displays in common marmosets (Callithrix jacchus). American Journal of Primatology. 75 (11), 1084-1095 (2013).
- Kudo, C., Nozari, A., Moskowitz, M. A., Ayata, C. The impact of anesthetics and hyperoxia on cortical spreading depression. Experimental Neurology. 212 (1), 201-206 (2008).
- Ghomashchi, A., et al. A low-cost, open-source, wireless electrophysiology system. 2014 36th Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. , 3138-3141 (2014).
- Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (47), 10046-10055 (2017).
