Summary
Эта работа представляет собой протокол для выполнения стереотаксической, нейрохирургической имплантации микроэлектродных массивов в общей мармосет. Этот метод специально позволяет электрофизиологических записей в свободно себя животных, но может быть легко адаптированы к любой другой аналогичный нейрохирургического вмешательства в этом виде (например, канюля для введения наркотиков или электродов для стимуляции мозга).
Abstract
Marmosets (Callithrix jacchus) являются небольшие нечеловеческие приматы, которые набирают популярность в биомедицинских и доклинических исследований, в том числе неврологии. Филогенетически, эти животные гораздо ближе к человеку, чем грызуны. Они также отображают сложное поведение, включая широкий спектр вокализаций и социальных взаимодействий. Здесь описана эффективная стереотаксическая нейрохирургическая процедура имплантации записывающих электродных массивов в общей мармосет. В этом протоколе также подробно описаны предоперационные и послеоперационные шаги по уходу за животными, которые необходимы для успешного выполнения такой операции. Наконец, этот протокол показывает пример локального потенциала поля и записи активности шипов в свободном процессе, который ведет себя в сурке через неделю после хирургической процедуры. В целом, этот метод дает возможность изучить функцию мозга в бодрствовании и свободно ведет себя мартыны. Тот же протокол может быть легко использован исследователями, работающими с другими мелкими приматами. Кроме того, он может быть легко изменен, чтобы другие исследования, требующие имплантатов, таких как стимулирование электродов, микроинъекций, имплантация optrodes или руководство канюли, или абляции отдельных регионов ткани.
Introduction
Общие мартыцы (Callithrix jacchus) получают признание в качестве важного модельного организма во многих областях исследований, в том числе неврологии. Эти новомировые приматы представляют собой важную дополнительную модель животных как для грызунов, так и для других нечеловеческих приматов (NHPs), таких как макака-ресус. Как и грызуны, эти животные маленькие, легко манипулировать, и относительно экономичным для ухода и породы1,2,3,4, по сравнению с более крупными NHPs. Кроме того, эти животные имеют склонность к побратимству и высокой плодовитости по сравнению с другими NHPs1,2,3. Еще одно преимущество marmoset имеет над многими другими приматами являетсято,что современные инструменты молекулярной биологии3,4,5,6,7 и секвенированный геном2 ,3,4,5,8 были использованы для их генетической модификации. Оба стук-в животных, использующих lentivirus5, и нокаут животных, использующих цинк-палец nucleases (ЗФН) и транскрипционный активатор-как эффектитор nucleases (TALENS)7, дали жизнеспособных животных-основателей.
Преимущество по отношению к грызунам в том, что сурки, какприматы, филогенетически ближе к людям3,5,6,9,10,11. Как и люди, мартыны являются суточные животные, которые зависят от высокоразвитой визуальной системы, чтобы направлять большую часть их поведения10. Кроме того, мартынейские сурки проявляют поведенческую сложность, в ключая широкий спектр социального поведения, таких как использование различных вокализаций3,что позволяет исследователям решать вопросы, которые невозможны у других видов. С нейронаучной точки зрения, мартынес имеют лиссенцефалии мозги, в отличие от более часто используемых ресус макаки9. Кроме того, мармосеты имеют центральную нервную систему, похожую на человека, включая более высокоразвитую префронтальную кору9. Вместе все эти характеристики позиционировать сурков как ценную модель для изучения функции мозга в области здоровья и болезней.
Общий метод изучения функции мозга предполагает имплантацию электродов в анатомически конкретных местах с помощью стереотаксической нейрохирургии. Это позволяет хронической записи нейронной активности в различных целевых областях бодрствуя и свободно себя животных12,13. Стереотаксическая нейрохирургия является незаменимым методом, используемым во многих направлениях исследований, так как она позволяет точно ориентироваться на нейроанатомические области. По сравнению с макаки и грызунов литературы, Есть меньше опубликованных исследований, описывающих стереотаксической нейрохирургии, характерной для сурка, и они, как правило, обеспечивают редкие детали шагов, участвующих в операции. Кроме того, те, с более подробной основном сосредоточиться на процедурах для электрофизиологии записи в голову сдержанных животных14,15,16,17.
Для того, чтобы способствовать более широкому внедрению сурков в качестве образцового организма в исследованиях неврологии, настоящий метод определяет конкретные шаги, необходимые для успешной стереотаксической нейрохирургии у этого вида. В дополнение к имплантации записывающих массивов, как описано в настоящем методе, та же техника может быть адаптирована для многих других экспериментальных целей, включая имплантацию стимулирующих электродов для лечения заболеваний18 или причинно-следственной связи поведение цепи19; имплантация направляющих канюли для извлечения и количественной оценки нейротрансмиттеров20, инъекций реагентов, в том числе для индуцирования моделей заболеваний12 или для исследования трассировки цепи15; абляция отдельных областейтканей 21; имплантация оптободов для оптогенетических исследований22; имплантация оптических окон для коркового микроскопического анализа23; и имплантация электрокортикографических (ECoG) массивов24. Таким образом, общая цель этой процедуры состоит в том, чтобы наметить хирургические шаги, участвующие в имплантации микроэлектродных массивов для хронических электрофизиологических записей в свободно мягоковых смарт-мили.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Эксперименты на животных проводились в соответствии с Национальным руководством по охране здоровья для ухода и использования лабораторных животных и утверждены Комитетом по этике Института Сантоса Дюмона (протокол 02/2015AAS).
1. Хирургическая подготовка
- Прикрепите каждый электродный массив к держателю электрода, совместимому со стереотаксической рамой, которая будет использоваться.
- Подключите один держатель электрода к стереотаксическому микроманипулятору и установите один микропровод к межуральским координатам. Повторите это для дополнительных электродных массивов и держателей, если это необходимо.
ПРИМЕЧАНИЕ: Межауральные координаты любого микропровода могут быть использованы для расчета координат имплантации для всего массива, потому что относительное расстояние между микропроводами является постоянным. Когда массив имеет пакеты с разной длиной, межрегиональная координата самого длинного провода наиболее удобна для установки межуральского нуля. - Отсоедините держатели электродов от стереотаксического микроманипулятора и стерилизуют сборки (электрод, прикрепленный к держателю электрода) в ультрафиолетовом свете (УФ) шкафу не менее 2 ч.
- Прикрепите иглу 24 G к держателю стереотаксического зонда, подключите его к микроманипулятору и установите межрегиональные координаты для кончика иглы.
ПРИМЕЧАНИЕ: До операции, координаты всех краниотики должны быть предопределены как периметр 200 мкм2 больше, чем anteroposterior (AP) и посредственный (ML) положение целевого места имплантации массива. Используйте 24 G иглы-зонд держатель сборки для определения положения краниотомии в черепе на основе нулевой межаоральной координаты. - Отсоедините держатель зонда от микроманипулятора и стерилизуйте сборку в УФ-кабинете не менее 2 ч.
- Соберите винты из титана или нержавеющей стали. Солдер наземного провода до половины из них.
- Организуйте и стерилизовать все оставшиеся инструменты, оборудование и одноразовые материалы, необходимые для операции.
2. Предоперационные процедуры
ПРИМЕЧАНИЕ: Два взрослых самца сурки (Callithrix jacchus) весом 320-370 г были использованы в этом исследовании. Убедитесь, что животное не ел в течение 6 ч до индукции анестезии.
- Анестезия животного с внутримышечной инъекции атропина (0,05 мг/кг) для уменьшения слюноотделения и бронхиальных выделений. Проверьте отсутствие ответов педали.
- После 5 мин нанесите кетамин (10-20 мг/кг) внутримышечно.
- Брить голову животного с помощью электрического клипера парикмахера.
- Администрирование трамадола (2 мг/кг) внутримышечно в качестве общего анальгетика.
- Интубировать животное.
- Используя маску, подвергните сурка изофлурану в 1-2% кислорода с скоростью потока 1,5 л/мин, чтобы вызвать глубокую анестезию. Когда животное глубоко обезглавлено, уменьшите и сохраните изофлуран до 1'3 л/мин.
- Прикрепите резинку к хирургическому столу с лентой.
- Поместите сурка в положение на спине с головой к технику и поместите резинку в рот сурка за его клябами.
ПРИМЕЧАНИЕ: Лучше всего расположить голову так, чтобы на псовой поверхности указали на пол, а ее лицо - к технику. - Используя хлопчатобумажный зонд, тампон высушивает язык сурка и схватит его в одной руке, чтобы держать рот открытым.
- Спрей 10% лидокаин на кончике эндотрахеяле трубки.
- Вставьте незаваренную, 2,0 мм диаметром эндотрахеальной трубки в трахею до тех пор, пока отметка 4,0 см не окажется у входа в трахею.
- Прикрепите трубку к анестезии сборки с искусственным вентилятором установить до 40 вдохов / мин и подтвердить надлежащее расширение и сокращение груди.
ПРИМЕЧАНИЕ: В это время изофларан и кислород должны быть доставлены через эндотрахеялую трубку, а не маску. - Удалите резинку из рта сурка, чтобы эндотрахеялевая трубка была приклеена к челюсти.
- Расположите сурка в положении лежа в соответствии со стереотаксической рамой и зафиксите голову животного в стереотаксической раме.
- Во-первых, вставьте кончик правого уха в правый слуховой канал животного.
- Затем вставьте кончик левой панели уха в левый слуховой канал.
- Центр голову животного в центре стереотаксической рамы и исправить ухо баров на месте.
- Вставьте мундштук в рот животного и отрегулируйте его высоту так, чтобы он касался неба животного. В то же время, положение орбитальных баров на нижней поверхности орбитальной кости.
- Убедитесь, что нижняя поверхность орбитальной кости горизонтально выровнена с центром ушных прутьев.
- Подключите портативный оксиметр импульса к руке сурка. Убедитесь, что частота сердечных приступов в пределах 154–180 ударов/мин (bpm) в течение всего срока операции; часто частота сердечных приступов выше 200 bpm подразумевает, что животное просыпается. Убедитесь, что насыщенность кислородом выше 95%. Иногда он может упасть до 90% без вреда.
ПРИМЕЧАНИЕ: Если частота сердечных сокращений упадет ниже 154 bpm, уменьшить изолюран. - Расположите ректальный температурный зонд, подключенный к гоменотермической грелке, в анус, с желаемой температурой, установленной для 37 градусов по Цельсию. Лента этот датчик к хвосту, чтобы держать его фиксированной на месте.
- Нанесите стерильную офтальмологическую смазку на глаза.
- Очистите и дезинфицировать голову животного хлоргексидином и повидоном йодом, прежде чем покрыть животное хирургическим полем.
ПРИМЕЧАНИЕ: Проведите все следующие хирургические процедуры в асептических условиях.
3. Хирургические процедуры
- Нанесите местные обезболивающие подкожно (например, лидокаин 20 мг/мл, 0,1 мл) на месте предполагаемого разреза. Сделайте разрез в средней линии кожи головы.
- Вынаньте и подготовьте поверхность черепа.
- Аккуратно отсоедините височную мышцу от черепа. Во-первых, использовать скальпель, чтобы сократить фасции при его вставке в череп. Затем аккуратно отделите височную мышцу от черепа, используя периохотра.
- Удалите периостей из всех открытых черепа с помощью periosteal raspatory.
- При необходимости контролируйте кровотечение стерильным ватным тампоном.
- Очистите поверхность кости перекисью водорода.
- Разграничите расположение краниотомии, пометив ее углы мелкими отверстиями заусенцев в поверхность кости. Затем просверлите периметр краниотомии с помощью зубного сверла на максимальной скорости (т.е. 350 000 об/мин). Добавьте несколько капель стерильного соления над черепом во время бурения, чтобы предотвратить перегрев. Измерьте положение краниотомии и координаты электродного имплантата по отношению к межауральным координатам.
- Имплантированные винты в череп.
- Просверлите отверстия от винта в черепе.
- Имплантировать винты таким образом, чтобы каждый ссоединенный винт грунта примыкал к и в непосредственной близости от неизмененного винта (т.е. без прилагаемого к нему грунтового провода).
- Ветер каждого наземного провода вокруг соседнего, без изменений винта.
- Добавьте каплю серебряной краски между грунтовой проволокой и каждым винтом.
- Удалите кость в центре краниотомии с помощью щипцсов с изогнутым кончиком (например, щипцы Макферсон). Держите dura mater гидратированных с стерильной сольник.
- Снимите дюру-матер. Используйте стерильную подкожную иглу (25 или 26 G) с скотом, согнутым примерно на 90 градусов, чтобы проколить и поднять поверхность мозговой матер от поверхности мозга. Затем, вырезать dura mater с microscissors. Держите открытый мозг гидратированных с сольнием.
ПРИМЕЧАНИЕ: Если наблюдается значительное dural кровотечение, используйте каутери или стерильные абсорбцивательные губки желатина, пропитанныетромбином 25. - Имплантированные микроэлектродные массивы.
- Прикрепите стерилизованный держатель электрода и электродный массив к стереотаксическому микроманипулятору.
- Позиция микроманипулятора такова, что электрод находится в нужном anteroposterior и посредствератеральных координат.
- Опустите электродный массив до тех пор, пока кончик самого длинного пучка не коснется поверхности мозга.
- Медленно вставьте массив в ткани мозга, пока он не достигнет дорсовентальных координат.
- Обложка подвергаются коры с небольшими кусочками стерильных, абсорбированных желатиновых губок.
- Закрепите электрод к черепу, применяя акрил зубов к открытому черепу, одному винту и электроду.
- Отсоедините держатель электрода и удалите его из микроманипулятора.
- Повторите процедуру имплантации со ступени 3.7 с дополнительными массивами, если это необходимо.
- Ветер вместе и сварены грунтовые провода отдельных массивов и винтов. Используйте серебряную краску, чтобы сформировать мост вокруг сварного шва, чтобы обеспечить электрическое соединение было достигнуто.
- Использование зубного акрила, сделать прочную головную шапку вокруг боковой степени массивов, и полностью заключить грунтовые провода и любые открытые черепа и винты.
- При необходимости вставьте панель поддержки в крышку. Это может быть крепкий пластиковый цилиндр, как у ватного тампона. Запечатать его на место с акрилом зубов.
ПРИМЕЧАНИЕ: Это может быть полезно в обеспечении электрофизиологии кабельных разъемов на месте, но может быть ненужным в зависимости от используемого оборудования. В настоящем методе, подобный стержень поддержки прикреплен к головной стадии так, что упругая полоса может надежно держать головные этапы в месте на разъемых. - Шов кожи вокруг головной колпак.
4. Послеоперационное восстановление
- Нанесите антисептический раствор (например, хлоргексидин) вокруг раны.
- Выключите изофлюранпитания, но не кислорода и удалить животное из стереотаксической рамы.
- Поместите животное на грелку с кислородом, поддерживаемым через эндотрахеюлки.
- Удалить эндотрахеальную трубку, когда наблюдаются первые признаки нейрогенных рефлексов, таких как ларингоспазмы.
- Продолжайте поставлять кислород с маской, пока животное не представляет явные признаки анестетической восстановления, такие как защитные рефлексы, постуральный тон, и попытки замещения.
- Поместите животное в чистую клетку в комнате восстановления в течение 24-48 ч, прежде чем перейти животное к своей домашней клетке. Дом каждого имплантированного животного индивидуально.
ПРИМЕЧАНИЕ: Потому что marmosets клонат взбираться стены клетки, используйте клетку с ровными стенками или покрывают стенки клетки с ровной поверхностью для того чтобы предотвратить животное от падать. - В первый час после операции, наблюдать за животным, чтобы наблюдать за признаками бедствия или нескоординированного контакта головы со стороны клетки.
- Администрирование антибиотиков (например, энрофлоксацин 5 мг/кг, подкожно, один раз в день в течение 5-7 дней), анальгетиков (например, пероральный трамадол 1 мг/кг, каждые 8 ч в течение 3-5 дней) и противовоспалительные препараты (например, dexamethasone 0,5-1,5 мг/кг, субкуты .
ПРИМЕЧАНИЕ: После успешной операции животные будут полностью восстановлены в течение 3–5 дней.
5. Хронические электрофизиологические записи в свободном обращении с мартыпом
- Начало сеансов электрофизиологической записи не менее чем через 1 неделю после операции.
ПРИМЕЧАНИЕ: Привычка животных к исследователю и экспериментальной среде, прежде чем начать все экспериментальные процедуры, по крайней мере 1 месяц. - В начале каждого сеанса, слегка обезболить животное с помощью изофлуран (1'5 Л / мин, 1% O2).
ПРИМЕЧАНИЕ: Следуйте руководящим принципам соответствующего учреждения в отношении успокоивания мелких приматов. Если записи сессий очень часто, привыкать животных, которые будут обработаны так, что кабели могут быть подключены без анестезии. - Подключите электродные массивы к коммерческой нейронной системе записи.
- Поместите животное в экспериментальную камеру.
ПРИМЕЧАНИЕ: Экспериментальная камера, используемая здесь кубический акриловый ящик (0,45 м х 0,45 м х 0,45 м), предназначенная для оценки количества и структуры спонтанной двигательной активности26,27. - Подождите 30 минут, прежде чем начать записи, чтобы убедиться, что животное полностью оправился от анестезии.
ПРИМЕЧАНИЕ: Изофлуран имеет быстрое начало и смещение действия, которое позволяет быстрое успокойите и пробуждение28. Как только изофруран питания выключен, животное начнет просыпаться. Зверь бодрствует, когда он остается в вертикальном положении и может бодрствовать свободно в экспериментальной камере, не падая. Это занимает менее 15 минут. Чтобы обеспечить отсутствие каких-либо седативных эффектов, начните записи через 30 минут после того, как изофлуран прекращается. - Подтвердите положение микроэлектродей имплантатов посмертно NISSL окрашивания после фиксации и секции ткани29.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Целью данного исследования было описать стереотаксическую нейрохирургическую процедуру имплантации микроэлектродных массивов для электрофизиологических записей в обычной мармосете. Типичная операция (от индукции анестезии до восстановления анестезии) будет длиться примерно 5–7 ч, в зависимости от количества имплантированных массивов. Здесь были симметрично имплантированы два массива, по одному в каждом полушарии мозга. Каждый массив содержал 32 микропровода из нержавеющей стали, расположенных в семи пучках, ориентированных на несколько структур базальных ганглиев-кортикоталам(рисунок 1),но дизайн электрода и целевые области мозга могут варьироваться в зависимости от Эксперимент. После успешной операции и послеоперационных процедур животное должно быть полностью восстановлено в течение 3–5 дней. Если массив был заземлен и имплантирован должным образом, можно будет записывать шипы(рисунок 2A)и локальные полевых потенциалов(рисунок 2B)в свободном обращении с животными в течение нескольких недель или месяцев, прежде чем зрелый глиотический шрам установлен 13,30. Например, электрофизиологические данные, собранные в описанной здесь экспериментальной парадигме, эффективно использовались для изучения одновременной активности различных регионов базальных ганглиев-кортикоталами во время спонтанной, наземной передвижения в модели болезни Паркинсона26.
Наконец, успешная операция также включает в себя имплантацию массивов в целевые структуры. Неинвазивные методы визуализации, такие как МРТ или томография могут быть выполнены после операции и до начала экспериментальных записей. Использование такой методологии будет возможно только в том случае, если используемые конкретные имплантаты будут изготовлены для совместимости с такими методами и если исследователь имеет доступ к соответствующему оборудованию для мелких животных. Окончательное подтверждение также может быть выполнено посмертно. Nissl окрашенных секций, содержащих электродные треки могут быть использованы для точного определения положения каждого имплантированного микропровода(рисунок 3). Обратите внимание, что электродные следы в корональных секциях появляются как слезы в ткани. Таким образом, крайняя осторожность должна быть использована при разделении выполняется, чтобы уменьшить вероятность создания артефактов, которые будут смущей интерпретации.
Рисунок 1: Микроэлектродный массив для имплантации у мелких приматов. Массив состоял из 32 микропроводов из нержавеющей стали. Провода были 50 мкм в диаметре и были организованы в семь пучков, направленных на достижение следующих областях: первичной моторной коры (M1), putamen (Put), каудат (Cd), глобус паллидус (GPe), вентролатерального и вентропостерного бокового аламического ядра (VPL), и субталамиическое ядро (STN). Межэлектродное расстояние в каждом пучке составляло 300 мкм. Интервал между связыванием зависит от целевых координат для каждой области мозга. Более подробную информацию о дизайне и производстве микроэлектродов можно найти в Nicolelis31,Lehew и Nicolelis32,и Dizirasa et al.33. Шкала бар 5 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Представитель электрофизиологических результатов после успешной операции. Левая панель показывает активность шипов двух нейронов (желтых и зеленых волновых форм), записанных с одного электрода. Правая панель показывает локальные полевых потенциальные колебания, зарегистрированные с 14 электродов. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 3: Nissl окрашенных тканей разделе демонстрации электрод трек. Этот раздел (anteroposterior координата, относительно межрегиональной линии: 8,0, в соответствии с атласом Paxinos и Watson34) изображает электрод трек с наконечником на Putamen, как указано в черном треугольнике. Шкала бар 1 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Эта работа дает подробное описание процедур, связанных с имплантацией микроэлектродных записывающих массивов в мозге сурка. Этот же протокол можно легко использовать при имплантации электродов, будь то домашние или коммерчески доступные, в других небольших приматов. Кроме того, он может быть легко адаптирован для других экспериментальных целей, которые требуют точного ориентации структур мозга. Таким образом, этот протокол намеренно расплывчато в отношении стереотаксических координат и крановных методов бурения, потому что те аспекты, которые могут варьироваться больше всего. Например, для имплантации массивов, используемых в этой операции, были выполнены краниотомии, чтобы открыть два окна соответствующего размера в каждом полушарии. Однако при имплантации прочных, отдельных структур, таких как направляющие канюли, ни это, ни дуректомия не требуется. Скорее, простой заусенец отверстие до уровня dura будет достаточно. Аналогичным образом, при участии неэлектрических имплантатов нет необходимости заземлять винты. Таким образом, шаг 3.9 в хирургическом протоколе может быть опущен. Вместо этого, зубной акрил может быть использован, чтобы просто покрыть открытый череп, имплантат, и винты.
Независимо от конкретной экспериментальной цели стереотаксической нейрохирургии, успешное внедрение данной процедуры во многом вращается вокруг хорошей хирургической практики. Это означает, что строгие протоколы должны соблюдаться для выполнения операции в асептических условиях для предотвращения послеоперационных инфекций35. Некоторые из наиболее критических моментов индуцирования и удаления анестезии. Поэтому важно, чтобы жизненные признаки животного (частота сердечных приступов, насыщенность кислородом крови и температура тела) отслеживались на протяжении всей хирургической процедуры36. Если происходит снижение частоты сердечных сокращений с одновременным снижением насыщенности кислородом, подтвердите, что грудь надувается и сдувается нормально, в противном случае связь с дыхательной машиной может быть виновата. Первое, что можно сделать, чтобы попытаться восстановить частоту сердечных сокращений и насыщения кислородом является снижение концентрации изофруран. Если это не решит проблему, атропин может быть введен внутримышечно, чтобы увеличить частоту сердечных приступов и попытаться стабилизировать животное. Это должно быть сделано очень осторожно, потому что предыдущий опыт показывает, что частота сердечных приступов выше 200 bpm без достаточного изофруран пробудит животное.
В отличие от грызунов, у приматов все координаты обычно измеряются относительно межрегиональных координат, а не брегма и лямбда34. Поэтому важно измерить межрегиональные нулевые координаты электродных массивов и других зондов перед фиксацией головы животного в стереотаксическом аппарате. Кроме того, в сурках горизонтальная плоскость определяется как плоскость, проходящая через нижнюю границу орбитальной кости и центр внешнего слухового мяса. Таким образом, важно выровнять нижнюю поверхность орбитальной кости с центром ушных прутьев перед фиксацией головы в стереотаксической раме. Кроме того, височные мышцы сурка покрывают широкую область черепа. Таким образом, многие нейронные цели требуют краниотомии, которые должны быть выполнены под или в непосредственной близости от этой мускулатуры. Потому что эти мышцы важны для связи marmoset38, хирург должен медленно и тщательно отделить эту мускулатуру от черепа, чтобы свести к минимуму ущерб.
Исследователи, знакомые с поведенческой работой с участием грызунов или сурков должны быть осведомлены о нескольких ограничениях при выполнении электрофизиологии в свободном поведении NHPs. Во-первых, в настоящем расположении и других, связанных с высокой плотностью массивов или несколько массивов, вполне вероятно, что индуцирование световой анестезии будет необходимо прикрепить кабельные разъемы, даже после соответствующего привыкания. Эта процедура, хотя и входит в сферу действия нормативных руководящих принципов НИЗ и других стран, должна проводиться экономно для уменьшения умственной и физической нагрузки на сурков. Кроме того, очень важно, чтобы исследователь обеспечить животное полностью оправился от анестезии до начала получения данных, в противном случае анестезия может запереть данные39. Другим связанным ограничением является физическое присутствие самого кабеля. В то время как беспроводные решения записи становятся доступными40, более распространенные проводные варианты налагают физическое ограничение на животное. Наконец, используемая экспериментальная камера также ограничит диапазон поведения, доступного для сурка. В отличие от грызунов, мармосеты демонстрируют уникальное поведение (например, скалолазание), которое не будет возможно в зависимости от используемой экспериментальной камеры.
Достижения в области материаловедения и техники ведут к новым нейронным интерфейсам41. Эффективные нейрохирургические процедуры, такие как описанные в этой рукописи, позволят исследователям внедрить эти новые и предстоящие инструменты в марты. В сочетании с одновременными разработками в молекулярной биологии3,4,5,мартынейши обладают потенциалом для проведения исследований важных основных и клинических вопросов в неврологии.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Авторы хотели бы поблагодарить Бернардо Луиса за техническую помощь в съемках и монтаже. Эта работа была поддержана Институтом Сантоса Дюмона (ISD), Министерством образования Бразилии (MEC) и Coordena'o de Aperfei'oamento de Pessoal de N'vel Superior (CAPES).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipments | |||
| 683 Small Animal Ventilator | Harvard Apparatus, Inc. | 55-0000 | |
| Anesthesia Assembly | BRASMED | COLIBRI | |
| Barber Clippers | Mundial | HC-SERIES | |
| Dental Drill | Norgen | B07-201-M1KG | |
| Homeothermic Heating Pad and Monitor | Harvard Apparatus, Inc. | 50-7212 | |
| Marmoset Stereotaxic Frame | Narishige Scientific Instrument Lab | SR-6C-HT | |
| Patient Monitor and Pulse Oximeter | Bionet Co., Ltd | BM3 | |
| Stereotaxic Micromanipulator | Narishige Scientific Instrument Lab | SM-15R | |
| Surgical Microscope | Opto | SM PLUS IBZ | |
| Instruments | |||
| Allis tissue forceps | Sklar | 36-2275 | |
| Alm Retractor, rounded point, 4x4 teeth | Rhosse | RH11078 | |
| Angled McPherson Forceps | Oftalmologiabr | 11301A | |
| Curved Surgial Scissors | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8422 | |
| Curved Tissue Forceps | Sklar | 47-1186 | |
| Delicate Dissection forceps | WPI | WP5015 | |
| Dental Drill Bit | Microdont | ISO.806.314.001.524.010 | |
| Essring Tissue Forceps | Sklar | 19-2460 | |
| FG 1/4 Dental Drill Bit | Microdont | ISO.700.314.001.006.005 | |
| Halsey Needle Holder | WPI | 15926-G | |
| Halstead Mosquito forceps | WPI | 503724-12 | |
| Hemostatic Forceps, Straight | Sklar | 17-1260 | |
| Jewler Forceps | Sklar | 66-7436 | |
| McPherson-Vannas Optathalmic microscissor, 3 mm point | Argos Instrumental | ARGOS-4004 | |
| Pereosteal Raspatory | Golgran | 38-1 | |
| Scalpal Handle | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8354 | |
| Screwdrivers | Eurotool | SCR-830.00 | |
| Sodering Iron | Hikari | 21K006 | |
| Surgical Scissor | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8400 | |
| Toothed forceps | WPI | 501266-G | |
| Disposables/Single Use | |||
| 1 ml sterile syringe with 26 G needle | Descarpack | 7898283812785 | |
| 130 cm x 140 cm surgical field, presterilized | ProtDesc | 7898467276344 | |
| 24G Needle, presterilized | Descarpack | 7898283812846 | |
| 50 cm x 50 cm surgical field, presterilized | Esterili-med | 110100236 | |
| Cotton Tipped Probes, Presterilized | Jiangsu Suyun Medical Materials Co. LTD | 23007 | |
| Cotton tipped Qutips | Higie Topp | 7898095296063 | |
| Electrode Array | Home made | ||
| Endotracheal tube without cuff, internal diameter 2.0 mm, outer diameter 2.9 mm | Solidor | 7898913077201 | |
| Tinned copper wire, 0.15 mm diameter | |||
| M1.4x3 Stainless steel screws | USMICROSCREW | M14-30M-SS-P | |
| Medical Tape | Missner | 7896544910102 | |
| Nylon surgical sutures | Shalon | N540CTI25 | |
| Scalpal Blade, presterilized | AdvantiVe | 1037 | |
| solder | Kester | SN63PB37 | |
| Sterile Saline 0.9% | Isofarma | 7898361700041 | |
| Sterile Surgical Gloves | Maxitex | 7898949349051 | |
| Sterile Surgical Gown | ProtDesc | 7898467281208 | |
| Surgical Gauze, 15 cm x 26 cm presterilized | Héika | 7898488470315 | |
| Gelfoam | Pfizer | ||
| Drugs/Chemicals | |||
| 0.25mg/ml Atropine | Isofarma | ||
| 10% Lidocaine Spray | Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda. | 7896676405644 | |
| 2.5% Enrofloxacino veterinary antibiotic | Chemitec | 0137-02 | |
| Dexametasona Veterinary Anti inflammatory | MSD | R06177091A-00-15 | |
| Hydrogen Peroxide | Farmax | 7896902211537 | |
| Isoflourane | BioChimico | 7897406113068 | |
| Jet Acrylic polymerization solution | Artigos Odontológicos Clássico | ||
| Jet Auto Polymerizing Acrylic | Artigos Odontológicos Clássico | ||
| Ketamine 10% | Syntec | ||
| Lidocaine and Phenylephrine 1.8 ml local anesthetic | SS White | 7892525041049 | |
| Povidone-Iodine solutiom | Farmax | 7896902234093 | |
| Riohex 2% surgical Soap | Rioquímica | 7897780209418 | |
| Silver Paint | SPI Supplies | 05002-AB | |
| Tramadol chloride 50 mg/ml | União Química | 7896006245452 | |
| Refresh gel (polyacrylic acid) | Allergan |
References
- Okano, H., Hikishima, K., Iriki, A., Sasaki, E. The common marmoset as a novel animal model system for biomedical and neuroscience research applications. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 17 (6), 336-340 (2012).
- Harris, R. A., et al. Evolutionary genetics and implications of small size and twinning in callitrichine primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (4), 1467-1472 (2014).
- Kishi, N., Sato, K., Sasaki, E., Okano, H. Common marmoset as a new model animal for neuroscience research and genome editing technology. Development, Growth & Differentiation. 56 (1), 53-62 (2014).
- Sasaki, E. Prospects for genetically modified non-human primate models, including the common marmoset. Neuroscience Research. 93, 110-115 (2015).
- Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
- Sasaki, E. Creating Genetically Modified Marmosets. The Common Marmoset in Captivity and Biomedical Research. , 335-353 (2019).
- Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
- Sato, K., et al. Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis. Scientific Reports. 5, 16894 (2015).
- Chaplin, T. A., Yu, H. H., Soares, J. G. M., Gattass, R., Rosa, M. G. P. A Conserved Pattern of Differential Expansion of Cortical Areas in Simian Primates. Journal of Neuroscience. 33 (38), 15120-15125 (2013).
- Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
- Brok, H. P. M., et al. Non-human primate models of multiple sclerosis: Non-human primate models of MS. Immunological Reviews. 183 (1), 173-185 (2001).
- Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
- Ribeiro, M., Santana, M. B., Araujo, M. Neuronal signal description after chronic stainless-steel microelectrode array implants in marmosets. , Available from: http://www.canal6.com.br/cbeb/2014/artigos/cbeb2014_submission_766.pdf (2014).
- MacDougall, M., et al. Optogenetic manipulation of neural circuits in awake marmosets. Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1286-1294 (2016).
- Wakabayashi, M., et al. Development of stereotaxic recording system for awake marmosets (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 135, 37-45 (2018).
- Johnston, K. D., Barker, K., Schaeffer, L., Schaeffer, D., Everling, S. Methods for chair restraint and training of the common marmoset on oculomotor tasks. Journal of Neurophysiology. 119 (5), 1636-1646 (2018).
- Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. , (2019).
- Kringelbach, M. L., Owen, S. L., Aziz, T. Z. Deep-brain stimulation. Future Neurology. 2 (6), 633-646 (2007).
- Talakoub, O., Gomez Palacio Schjetnan, A., Valiante, T. A., Popovic, M. R., Hoffman, K. L. Closed-Loop Interruption of Hippocampal Ripples through Fornix Stimulation in the Non-Human Primate. Brain Stimulation. 9 (6), 911-918 (2016).
- Oddo, M., Hutchinson, P. J. Understanding and monitoring brain injury: the role of cerebral microdialysis. Intensive Care Medicine. 44 (11), 1945-1948 (2018).
- Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
- Gradinaru, V., Mogri, M., Thompson, K. R., Henderson, J. M., Deisseroth, K. Optical Deconstruction of Parkinsonian Neural Circuitry. Science. 324, 354-359 (2009).
- Hammer, D. X., et al. Longitudinal vascular dynamics following cranial window and electrode implantation measured with speckle variance optical coherence angiography. Biomedical Optics Express. 5 (8), 2823-2836 (2014).
- Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset. Journal of Visualized Experiments. (144), (2019).
- Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. Surgical Techniques for Chronic Implantation of Microwire Arrays in Rodents and Primates. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
- Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
- Santana, M., Palmér, T., Simplício, H., Fuentes, R., Petersson, P. Characterization of long-term motor deficits in the 6-OHDA model of Parkinson's disease in the common marmoset. Behavioural Brain Research. 290, 90-101 (2015).
- Misra, S., Koshy, T. A review of the practice of sedation with inhalational anaesthetics in the intensive care unit with the AnaConDa device. Indian Journal of Anaesthesia. 56 (6), 518-523 (2012).
- Freire, M. A. M., et al. Distribution and Morphology of Calcium-Binding Proteins Immunoreactive Neurons following Chronic Tungsten Multielectrode Implants. PLOS ONE. 10 (6), 0130354 (2015).
- Budoff, S., et al. Astrocytic Response to Acutely- and Chronically Implanted Microelectrode Arrays in the Marmoset (Callithrix jacchus) Brain. Brain Sciences. 9 (2), 19 (2019).
- Dzirasa, K., Fuentes, R., Kumar, S., Potes, J. M., Nicolelis, M. A. L. Chronic in vivo multi-circuit neurophysiological recordings in mice. Journal of Neuroscience Methods. 195 (1), 36-46 (2011).
- Nicolelis, M. A. L., et al. Chronic, multisite, multielectrode recordings in macaque monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (19), 11041-11046 (2003).
- Lehew, G., Nicolelis, M. A. L. State-of-the-Art Microwire Array Design for Chronic Neural Recordings in Behaving Animals. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
- Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates. , Elsevier Science Publishing Co Inc. San Diego. (2012).
- Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. Guidelines for animal surgery in research and teaching. American Journal of Veterinary Research. 54 (9), 1544-1559 (1993).
- Flecknell, P. A. Anaesthesia of Animals for Biomedical Research. British Journal of Anaesthesia. 71 (6), 885-894 (1993).
- Kurihara, S., et al. A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus). Journal of Visualized Experiments. (132), (2018).
- Boer, R. A., de Vries, A. M. O., Louwerse, A. L., Sterck, E. H. M. The behavioral context of visual displays in common marmosets (Callithrix jacchus). American Journal of Primatology. 75 (11), 1084-1095 (2013).
- Kudo, C., Nozari, A., Moskowitz, M. A., Ayata, C. The impact of anesthetics and hyperoxia on cortical spreading depression. Experimental Neurology. 212 (1), 201-206 (2008).
- Ghomashchi, A., et al. A low-cost, open-source, wireless electrophysiology system. 2014 36th Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. , 3138-3141 (2014).
- Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (47), 10046-10055 (2017).
