Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Intratekal levering av Antisens Oligonukleotider i Rat Central nervesystemet

doi: 10.3791/60274 Published: October 29, 2019
* These authors contributed equally

Summary

Her beskriver vi en metode for å levere narkotika til rotte sentralnervesystemet ved å implanting et kateter inn i korsryggen intratekal plass i ryggraden. Vi fokuserer på levering av antisens oligonukleotider, men denne metoden er egnet for levering av andre terapeutiske modaliteter også.

Abstract

Blod hjerne barrieren (BBB) er et viktig forsvar mot inngangen til potensielt giftige eller patogene stoffer fra blodet inn i sentralnervesystemet (CNS). Men, dens eksistens også dramatisk senker tilgjengeligheten av systemisk administreres terapeutiske midler til CNS. En metode for å overvinne dette, er å injisere disse agentene direkte inn i spinalvæsken (CSF), og dermed omgåelsen BBB. Dette kan gjøres via implantation av et kateter for enten kontinuerlig infusjon ved hjelp av en osmotisk pumpe, eller for enkel bolus levering. I denne artikkelen beskriver vi en kirurgisk protokoll for levering av CNS-målretting antisens oligonukleotider (ASOs) via et kateter implantert direkte inn i cauda equina plass av voksen rotte ryggraden. Som representative resultater, viser vi effekten av en enkelt bolus ASO intratekal (IT) injeksjon via dette catheterization systemet i å slå ned målet RNA i ulike regioner av rotte CNS. Prosedyren er trygg, effektiv og krever ikke dyrt utstyr eller kirurgiske verktøy. Teknikken er beskrevet her kan tilpasses til å levere narkotika i andre modaliteter også.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Det vaskulære systemet i sentralnervesystemet (CNS) har utviklet seg som en kritisk regulator av homeostase, kontrollerende trafikk av molekyler, forsyne næringsstoffer og bli kvitt avfall. Dette systemet er også den første forsvarslinjen fra angrep av eksterne patogener, takket være en tett fordeling av tette veikryss langs veggene i de endothelial cellene. Disse stramme veikryss utgjør ett aspekt av blod hjerne barrieren (BBB). Mens BBB tillater transport av molekyler som kreves for å oppfylle nærings-og energibehov (f. eks, ioner, glukose), det også selektivt begrenser passering av patogener samt giftige kjemikalier1,2,3.

Ironisk nok, den samme beskyttende funksjon av BBB som begrenser passering av patogener og giftige kjemikalier er også det store hinderet for vår evne til å enkelt få tilgang til CNS med terapeutiske behandlinger etter systemisk administrasjon til organismen2, 4,5. Denne rollen av BBB har bedt om utvikling av en overflod av nye stoffet distribusjon teknologier og tilnærminger6.

En måte å overvinne denne hindringen er å injisere narkotika direkte inn i spinalvæsken (CSF) som kontinuerlig perfuses både hjernen og ryggmargen7,8,9,10. I denne artikkelen beskriver vi en metode for å kunne levere agenter i korsryggen intratekal plass ved å plassere den interne enden av kateteret helt i cauda equina plass på rotte ryggraden. En beskrivelse av denne prosedyren ble tidligere utgitt av Mazur et al. andre steder11.

Protokollen er svært effektiv og gir en større enn 90% suksess rate på antisens oligonukleotid (ASO) levering til CNS når det vurderes ved kvantitativ polymerase kjedere reaksjon (qPCR) analyse av målet genet knockdown8. Fremgangsmåten medfører minimal ubehag å dyrene, idet 100% av rottene overleve det kirurgi og viser minimal heve seg i nærheten det inngrep sår og nei underskriver av smerte (e.g., hyperaktivitet, dehydrering, sirkle, tap av balanse, avtatt næringen inntak, og dehydrering) under post-op observasjon. En annen fordel med metoden er beskrevet her er at det ikke krever dyrt utstyr, eller noen spesielle verktøy.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Alle in vivo prosedyrer ble utført under Biogen institusjonelle Animal use og Care Committee (IACUC) godkjente protokoller som følger retningslinjene fastsatt av USAs National Institutes of Health guide for omsorg og bruk av forsøksdyr.

1. material-og instrument klargjøring

  1. Forbered spesielle guide kanyler.
    1. Bruk et roterende verktøy med cut-off hjul (eller en skarp sag) til å skjære av de to endene av en 19 G nål, noe som resulterer i en ~ 1.5 − 2 cm lang guide kanyle (figur 1Aiii). Bruk slipe hjulet på rotasjonsverktøyet for å glatte de to endene.
      Merk: Alternativt kan forhåndslagde og steril guide kanyler kjøpes fra en kommersiell leverandør (tabell over materialer).
  2. Klargjør kateteret/wire forsamlingen.
    1. Skjær en 8 cm lang del av PE-10 slange (polyetylen slange, diameter 0,011 tommer) for å tjene som intratekal kateter. Lag et merke 2 cm fra den ene enden med en etanol motstandsdyktig markør penn. Skjær en 11 cm lang stiletten ledning fra polytetrafluoretylen belagt rustfritt stål wire. Sett inn den stiletten ledningen (figur 1alle) inn i lumen på PE-10-kateteret (figur 1AI).
      Merk: ett kateter/wire monteringssett (figur 1av) er nødvendig for hvert dyr. Alternativt kan katetre og stiletten ledninger kjøpes fra en kommersiell leverandør (tabell av materialer).
  3. Forbered levering kateter montering.
    1. Skjær et stykke PE-50 kateter (5 − 10 cm, polyetylen slange, diameter 0,023 tommer) (figur 1bi). Til den ene enden av PE50-kateteret setter inn en 23 G slange adapter (figur 1BIV). Denne enden vil bli koblet til en 100 μL sprøyte (tabell av materialer) under operasjonen. Sett inn en modifisert 30 G nål med hub avskåret (figur 1regning) inn i en ca 0,5 cm stykke PE-10 slange (figur 1bii) og koble PE-10 slangen til den andre enden av kateteret.
    2. 30 G nål enden av leveransen kateteret (figur 1BV) vil bli koblet til den hengende enden av implantert PE-10 kateter i rotte under operasjonen.
      Merk: Alternativt kan levering kateter forsamlingen (figur 1BV) kjøpes fra en kommersiell leverandør (tabell av materialer).
  4. Forbered føreren kanyle (figur 1AVI) ved å plassere en guide kanyle (figur 1Aiii) over enden av en 23 G nål.
  5. Sterilisere alle kirurgiske instrumenter inkludert førings kanyle og wire/kateter sett ved hjelp av en etylen oksid steriliseringsapparat for 12 h.
    Merk: alle kirurgiske instrumenter unntatt kateteret kan være autoklaveres; vil smelte kateteret ved høy temperatur.

2. kirurgi forberedelse

Merk: denne prosedyren utføres rutinemessig på mannlige og kvinnelige Sprague Dawley rotter med kropps vekter mellom 200 g og 400 g. To rotter er huset per bur under en 12 h lyset/mørk syklus med ledig adgang å næringen og vann.

  1. Vekt en rotte og legg den i et isoflurane kammer for å indusere anestesi (1 − 5% isoflurane i O2, titrert til effekt).
    Merk: rotta er deretter kontinuerlig anesthetized med isoflurane for å opprettholde dyp anestesi via en nese kjegle gjennom hele prosedyren. En alternativ anestesi metode (f.eks. administrering av ketamin 100 mg/kg og xylazine 10 mg/kg) kan brukes som godkjent av IACUC.
  2. Når rotta svikter å reagere på en toe hugge, barbere dens rygg fra halen å det caudal bryst rygg og sted det barbere rotten på en steril laken lagt på toppen av en varmer pute.
  3. Plasser et 50 ml konisk sentrifugerør under buken til rotte for å bøye ryggraden i korsryggen (figur 2a) og påfør øye salve på øynene.
  4. Injiser vedvarende frigivelse av buprenorfin (1,0 mg/kg; Tabell med materialer) subkutant i rotte. Rengjør eksponert hud med vekslende povidon og alkohol skrubb og gjenta dette tre ganger.
    Merk: en alternativ smertelindring kan brukes som godkjent av IACUC-protokollen.
  5. Dyret med en steril transparent gardin som har blitt fenestrated over operasjonsstedet.

3. kirurgi

  1. Med rotte støttet av 50 mL konisk tube, identifisere de to naturlige groper mellom musklene over bekkenet (pilene i figur 2A). Med en hånd som holder disse groper, bruker den andre hånden til å forsiktig trykke og føle ryggraden fra caudal til rostral retning og finne den første store innrykk mellom ryggrad og dette er den intervertebral mellomrom mellom S1 og L6 virvler (figur 2B ).
  2. Flytt litt rostrally for å identifisere neste innrykk, det intervertebral mellomrommet mellom L5-og L6-virvler og injeksjonsstedet (* i figur 2A). Bruk en skalpell å gjøre et snitt ikke mer enn 2 cm lang i huden langs midtlinjen fra rostral til caudal slik at injeksjonsstedet er i sentrum av snittet (stiplet linje i figur 2a).
  3. Bruk disseksjon saks å analysere bort bindevev for å visualisere muskel lag. Deretter lage en 1 cm snitt i muskel kapselen umiddelbart lateral til rygg rygg prosessen av L6 korsryggen vertebra.
    Merk: bein av L6 korsrygg vertebra kunne være i spissen på dette punktet.
  4. Plasser førings kanyle i nærheten av den fremre delen av den sjette korsrygg vertebra og skyv den inn i den intervertebral plassen langs fremre del av sjette vertebra, slik at enden av nålen trenger inn i spinal kanalen. Skyv førings kanyle på plass langs nålen og fjern den 23 G nålen slik at bare kanyle på plass.
    Merk: det er nyttig å bruke Butt tang for å finne rygg prosessen til L6 korsrygg vertebra før du setter inn nålen. Vanligvis kan CSF væske sees inn i nålen hub (denne væsken kan være farget med et snev av blod, men dette indikerer ikke at skade er gjort eller at nålen ikke er plassert riktig). Forfatterne har ikke sett store mengder blod eller alvorlig blødning under denne prosedyren. Hvis enten skjer, en veterinær bør kontaktes for å bestemme riktig behandling og hvis dyrene skal euthanized.
  5. Sett kateteret tråd monteringen inn i førings kanyle. Vinkel ned kateteret-wire forsamlingen på ca en 45 ° vinkel til spinal kanalen og tvinge slutten ca 0,3 cm inn i spinal kanalen.
  6. Fjern førings kanyle, og la kateteret være med stiletten wiren på plass. Fjern stiletten wire ca 2,5 cm fra den intratekal spissen av kateteret og før kateteret inn i spinal kanalen til 2 cm merket er ved inngangen av kanalen (bare synlig under muskelen) som vist i figur 1BVI.
    Merk: det innsatte kateteret skal forlenge rostrally til det subarachnoid rommet. Vellykket plassering bør tillate fri bevegelighet av kateteret i dette rommet.
  7. Trekk helt ut stiletten wire, og CSF kan sees inn i implantert kateter.
  8. Koble leveringskateteret til den andre enden av implantat kateteret via den 30 G nåle enden (figur 1BV, vi).
  9. Last 60 μL av steril saltvann inn i en 100 μL sprøyte (skylle sprøyte). Legg en bolus på 30 μL av test forbindelsen (f.eks. ASO-oppløsning) i en annen sprøyte (injeksjonssprøyte).
  10. Koble skylle sprøyten (lastet med saltvann) til slange adapter enden av leveringskateteret (figur 1BV). Injiser 20 μL av sterilt saltvann i det intratekal rommet (skylling med før injeksjon).
  11. Koble injeksjons sprøyten (lastet med test forbindelse) til slange adapter enden av leveringskateteret (figur 1BV). Injiser 30 μL av test stoff i det intratekal rommet over 30 s.
    Merk: det rutinemessige injeksjonsvolumet av ASO er 30 μL for å oppnå god knockdown i ryggmargen og i cortex. Det har blitt rapportert at injeksjons volumene kan påvirke sammensatt fordeling12, selv om ulike sprøyte volumer ikke er testet. Hvis andre sammensatte eller volum brukes, må sikkerhet og effektivitet være empirisk bestemmes.
  12. Gjenta trinn 3,10 og skyll kateteret med en annen 40 μL av sterilt saltvann (etter injeksjon Flushing). Løsne deretter leveringskateteret fra implantat kateteret.
    Merk: pre og post-injeksjon flush antas å redusere lokale opptak av forbindelsene og forbedre sin distribusjon til rostral strukturer12.
  13. Aseptisk kutt og varme forsegle implantat kateteret: Legg et par sterile disseksjon tang i en perle steriliseringsapparat til de er veldig varme, deretter klemme ned på slangen med den varme enden av pinsett.
    Merk: denne handlingen smelter kateteret. Dermed er hullet i røret kollapset og alle sider holder seg til hverandre, tetting av slangen i en aseptisk mote og da er det plassert i subkutan plass.
  14. Bruk absorberbare monofilament sting for å sikre de resterende varmeforseglet kateter til bindevev. Bruk deretter ikke-absorberbare monofilament sting for å lukke huden over det sikrede varme forseglede kateteret.
    Merk: sår klips kan også brukes som godkjent av IACUC-protokollen. Teknikken er kompatibel med gjentatte injeksjoner om det bare har vært brukt for en gangs injeksjoner i våre hender. Muligheten for gjentatte injeksjoner bør være empirisk evaluert med godkjennelse av IACUC.
  15. Bruk gasbind og saltvann til å vaske noe blod fra huden og la dyret til å gjenopprette fra anestesi i en oppvarmet inkubator til mobil, noe som peker den tilbake til sitt hjem buret (to rotter per bur).
    Merk: Når du utfører operasjoner på flere rotter på samme dag, rengjør verktøy med vann for å fjerne blod og re-sterilisere ved hjelp av en oppvarmet tørr perle steriliseringsapparat (for minst 20 s, med tid til å kjøle) mellom dyr. Et nytt sett med instrumenter brukes hver 5 dyr.
  16. Dataskjerm dyrene daglig for det vil si 3 dager etter kirurgi og fortsette å dataskjerm dyrene ukentlige etter komme seg fra kirurgi alt etter det IACUC protokollen.
    Merk: Hvis noen komplikasjoner oppstår (urin oppbevaring, snitt infeksjoner, nevrologisk lidelse som krampeanfall eller lammelse), en veterinær bør kontaktes for å bestemme riktig behandling og hvis dyrene skal euthanized. Hvis vedvarende frigivelse av buprenorfin ikke brukes, bør smertelindring gis daglig etter operasjonen i henhold til IACUC-protokollen.

4. evaluering av vevs spesifikke knockdown etter IT-injeksjon

  1. To uker etter den bolus-injeksjon av ASOs, samle forskjellige områder av hjernen (dvs. cerebral cortex, striatum og lillehjernen) samt ulike segmenter av ryggmargen (dvs. livmorhals, bryst og korsrygg). Pakk ut total vev RNA ved hjelp av et kommersielt RNA avsugs sett og utfør cDNA-syntese som beskrevet tidligere13.
    Merk: standard reagenser ble brukt for qPCR med følgende analyser: rotte Malat1 og rotte GAPDH. De relative transkripsjon nivåene ble beregnet ved hjelp av 2-ΔΔCT Method (CT = terskel syklus).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Ved hjelp av metoden som er beskrevet her, injisert vi to grupper av voksne hunnrotter (250 − 300 g; n = 10/Group) med enten en enkelt bolus av fosfat-bufret saltvann PBS eller 300 μg av ASO rettet mot den lange ikke-koding (LINC) RNA Malat1; i laboratoriet vårt bruker vi rutinemessig Malat1 ASO som et verktøy sammensatt, fordi Malat1 uttrykkes overalt og på høyt nivå i alle vev14, inkludert hjernen og ryggmargen. Malat1 ASO fungerer via en RNaseH1-mediert mekanisme15 som forringer RNA, som fører til KNOCKDOWN (KD). I forsøket beskrevet her, samlet vi forskjellige regioner av hjernen (dvs. cerebral cortex, striatum og lillehjernen) samt korsryggen delen av ryggmargen, to uker etter levering av ASO. RNA fra hver av de innsamlede regionene ble deretter ekstrahert og analysert via qPCR for å vurdere uttrykks nivåene til Malat1 RNA.

Når testet agent er en ASO, anbefaler vi: 1) alltid samle flere regioner av CNS, for å sammenligne ASO effekt; 2) gitt den tekniske kompleksiteten av kirurgisk metode, anbefaler vi å inkludere en positiv kontrollgruppe, der en forbindelse med veletablerte farmakokinetiske og Farmakodynamiske egenskaper (dvs. Malat1 ASO i laboratoriet vårt) er testet parallelt med test agent; Dette vil gi informasjon om effektiviteten av operasjonene, bør uventede eller uforklarlige resultater oppnås (f. eks, mangel på eller utilstrekkelig RNA regulering).

I forsøket beskrevet her, fikk vi veldig god KD i alle regioner samlet, som vist i Figur 3. Vi observerte imidlertid en viss grad av Regional variasjon med ryggmargen som viste den høyeste prosentandelen av KD (cerebral cortex = 87% KD, striatum = 77% KD, lillehjernen = 74% KD, ryggmarg = 94% KD). Vi har ikke tilgang til in vivo knockdown effektivitet tidligere enn 2 uker etter operasjonen. I våre erfaringer med flere ASOs oppdaget vi betydelige knockdown av mål gener opptil 6 − 8 uker etter operasjonen (data ikke vist). En tids kurs studie skal utføres hvis den nøyaktige tidsavhengige knockdown effektiviteten til et gitt ASO-er er av interesse.

Figure 1
Figur 1: tilpassede material-og kateter sett som brukes i intratekal injeksjoner. (A) kateteret/wire forsamlingen (v) er laget ved å sette inn stiletten wire (II) i lumen på PE-10 kateter (i). Kanyle/nål forsamlingen (vi) er laget ved å sette inn en 23 G nål i lumen av førings kanyle (III). (B) leveringskateteret (v) er laget ved å koble slangeadapteren til den ene ENDEN av PE-50-kateteret og koble til kutt 30 G nålen i den andre enden ved hjelp av et stykke PE-10-kateter (II) som adapter. Under operasjonen er 30 G nåle enden av leveringskateteret (v) koblet til toppen av implantat kateteret (vi), etter at den andre enden av implantat kateteret er satt inn i intratekal plass. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2: identifisering av injeksjonssted og snitt linje. (A) med abdominal av rotte støttes av en 50 ml konisk rør, de to groper mellom musklene over bekkenet er lett sett (piler). (B) med en hånd som holder gropene, bruk den andre hånden til å trykke forsiktig og føle ryggraden og finne det intervertebral mellomrommet mellom L5 og L6-virvler, det vil si injeksjonsstedet (* i panel A). Den stiplede linjen i panel A viser snittlinjen med injeksjonsstedet i midten. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 3
Figur 3: en enkelt bolus IT-injeksjon av ASOs reduserer rotte Malat1 in vivo. Vi injisert en enkelt bolus av enten PBS eller 300 μg av Malat1 ASO; to uker etter operasjonen vi samlet ulike regioner av CNS og kvantifisert uttrykket nivåer av Malat1 RNA. Vi fikk god KD av Malat1 RNA i alle regioner analysert, med en viss variasjon blant regioner (cerebral cortex = 87% KD, striatum = 77% KD, lillehjernen = 74% KD, ryggmarg = 94% KD; feil stolper = ± SEM). Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Den nåværende artikkelen viser en kraftig metode for å levere terapeutiske midler direkte inn i rotte CNS. I teorien kan en lignende teknikk også utføres i mus, men på grunn av mindre størrelse, kan metoden være mer utfordrende. Derfor vår gruppe utfører intracerebroventrikulært (ICV) injeksjoner i mus for CNS narkotika levering, som når de samme målene gjennom en annen administrasjonsvei. Denne metoden er beskrevet i en annen studie16.

Fordelen med metoden som er beskrevet her er at det ikke krever dyrt utstyr, eller noen spesielle verktøy. Vi anbefaler å forberede kateteret/wire forsamlingen vist i figur 1i forkant av tiden. Man bør forberede minst like mange kateter/wire forsamlinger som det er rotter i studien, selv om vi foreslår å utarbeide noen ekstra kateter/wire forsamlinger i tilfelle noen er skadet eller må byttes ut under operasjonen.

En gang teknikken er mestret, det hele fremgangsmåte beskrevet behøver om 25 min per rotten, således tillater handling av mange rotter innen en dag. Hvis ettall personen utfører kirurgi på for det første rotten, og en andre personen does inngrep forberedelse på neste rotten, to rotter kan bearbeidet samtidig å nedskrive per dyr tid. For en dyktig operatør, er det fortsatt en liten sjanse for nålen å nå epidural plass i stedet for subarachnoid plass. Observasjon av CSF tilbakestrømning er en god indikator på riktig nålposisjon, men det er ikke perfekt. Vi anbefaler at en mål engasjements analyse, for eksempel RNA knockdown-analysen beskrevet i resultat økten, skal utføres for å bekrefte korrekt levering av test forbindelsen.

Etablering av teknikker som det som er beskrevet her, er avgjørende for utviklingen av en robust pre-klinisk forskning rørledning som kan fremme CNS-målretting terapi. Faktisk er det levering av ASOs som en terapeutisk intervensjon er en metode som for tiden blir utforsket for behandling av mange forstyrrelser i CNS17,18,19,20. Nusinersen, en Aso-basert behandling for spinal muskel atrofi (sma) pasienter, ble nylig godkjent i flere markeder over hele verden, demonstrerer anvendelsen av denne metoden også til pediatric pasienter21,22, 23på.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne er alle ansatte i Biogen, Inc. eller Ionis Pharmaceuticals. Forfatterne får antisens oligonukleotider beskrevet i artikkelen fra Ionis Pharmaceuticals.

Acknowledgments

Vi vil gjerne takke Ionis Pharmaceuticals for å forsyne ASOs beskrevet i artikkelen.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
3M Steri-Drape Small Drape with Adhesive Aperture 3M 1020
70% ethanol Decon Laboratories, Inc 8416-160Z
Alcohol swab sticks Dynarex NO 1204
BD General Use Syringes 1 mL Luer-Lok tip BD 1ml TB Luer-Lok tip BD 302830
BD Intramedic PE Tubing BD Polyethylene tubing PE50 Diameter 0.023 in BD 427400 (10ft, Fischer Scientific 22-204008) or 427401 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12P)
BD Intramedic PE Tubing BD Polyethylene tubing PE10 Diameter 0.011 in BD 427410 (10ft, Fischer Scientific 14-170-11B) or 4274011 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12B)
BD Intramedic PE Tubing Adapters BD 23 gauge intramedic luer stub adaper BD 427565 or Fisher Scientific 14-826-19E
BD PrecisionGlide Single-use Needles 30G BD BD 305128
Buprenorphine Sustained Release-lab ZooPharm Prescription required
Ethylene oxide sterilizer Andersen Sterilizer INC. AN 74i, gas sterilizer AN 74i
Guide cannula BD 19G x 1 WT (1.1 mm x 25mm) needle BD 305186
Hamilton syringe 100ul Hamilton company Hamilton syringe 100ul
Hot bead Sterilizer Fine Science Tools STERILIZER MODELNO FST 250
Ophthalmic ointment Dechra veterranery product 17033-211-38
Pocket Pro Pet Trimmer Braintree Scientific CLP-9931 B
Povidone scrub PDI S48050
Saline Baxter Sodium Chloride 0.9% Intravenous Infusion BP 50ml FE1306G
Scalpel Feather disposable scalpel No. 10
Small animal heating pad K&H Manufacturing Model # 1060
Stylet Wire McMaster-Carr 1749T14 LH-36233780
Surgery Towel drape Dynarex 4410
Surgical scissors and forceps FST and Fisher Scientific
Sutures Ethicon 4-0 or 5-0
Tool to make the Guide cannular Grainger Rotary tool (Dremel) 14H446 (Mfr: EZ456)
EZ lock cut off Wheel 1PKX5 (Mfr: 3000-1/24)
Grinding Wheel, Aluminum Oxide 38EY44 (Mfr: EZ541GR)
EZ lock Mandrel 1PKX8 (Mfr: EZ402-01)
Diamond wheel floor Tile 3DRN4 (Mfr: EZ545)
Alternative source for pre-made and sterilized materials for this procedure
Dosing catheter system SAI Infusion Systems RIDC-01
Guide cannula SAI Infusion Systems RIDC-GCA
Internal Catheters SAI Infusion Systems RIDC-INC
Stylet Wire SAI Infusion Systems RIDC-STY

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Abbott, N. J. Dynamics of CNS barriers: evolution, differentiation, and modulation. Cellular and Molecular Neurobiology. 25, (1), 5-23 (2005).
  2. Greene, C., Campbell, M. Tight junction modulation of the blood brain barrier: CNS delivery of small molecules. Tissue Barriers. 4, (1), e1138017 (2016).
  3. Daneman, R., Engelhardt, B. Brain barriers in health and disease. Neurobiology of Disease. 107, 1-3 (2017).
  4. Ballabh, P., Braun, A., Nedergaard, M. The blood-brain barrier: an overview: structure, regulation, and clinical implications. Neurobiology of Disease. 16, (1), 1-13 (2004).
  5. Cardoso, F. L., Brites, D., Brito, M. A. Looking at the blood-brain barrier: molecular anatomy and possible investigation approaches. Brain Research Reviews. 64, (2), 328-363 (2010).
  6. Larsen, J. M., Martin, D. R., Byrne, M. E. Recent advances in delivery through the blood-brain barrier. Current Topics in Medicinal Chemistry. 14, (9), 1148-1160 (2014).
  7. Brinker, T., Stopa, E., Morrison, J., Klinge, P. A new look at cerebrospinal fluid circulation. Fluids Barriers CNS. 11, 10 (2014).
  8. Standifer, K. M., Chien, C. C., Wahlestedt, C., Brown, G. P., Pasternak, G. W. Selective loss of delta opioid analgesia and binding by antisense oligodeoxynucleotides to a delta opioid receptor. Neuron. 12, (4), 805-810 (1994).
  9. Wahlestedt, C., et al. Antisense oligodeoxynucleotides to NMDA-R1 receptor channel protect cortical neurons from excitotoxicity and reduce focal ischaemic infarctions. Nature. 363, (6426), 260-263 (1993).
  10. Wahlestedt, C., Pich, E. M., Koob, G. F., Yee, F., Heilig, M. Modulation of anxiety and neuropeptide Y-Y1 receptors by antisense oligodeoxynucleotides. Science. 259, (5094), 528-531 (1993).
  11. Mazur, C., et al. Development of a simple, rapid, and robust intrathecal catheterization method in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 280, 36-46 (2017).
  12. Wolf, D. A., et al. Dynamic dual-isotope molecular imaging elucidates principles for optimizing intrathecal drug delivery. Journal of Clinical Investigation Insight. 1, (2), e85311 (2016).
  13. Becker, L. A., et al. Therapeutic reduction of ataxin-2 extends lifespan and reduces pathology in TDP-43 mice. Nature. 544, (7650), 367-371 (2017).
  14. Zhang, X., Hamblin, M. H., Yin, K. J. The long noncoding RNA Malat1: Its physiological and pathophysiological functions. RNA Biology. 14, (12), 1705-1714 (2017).
  15. Crooke, S. T., Witztum, J. L., Bennett, C. F., Baker, B. F. RNA-Targeted Therapeutics. Cell Metabolism. 27, (4), 714-739 (2018).
  16. DeVos, S. L., Miller, T. M. Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system. Journal of Visualized Experiments. (75), e50326 (2013).
  17. McCampbell, A., et al. Antisense oligonucleotides extend survival and reverse decrement in muscle response in ALS models. Journal of Clinical Investigation. 128, (8), 3558-3567 (2018).
  18. Schoch, K. M., Miller, T. M. Antisense Oligonucleotides: Translation from Mouse Models to Human Neurodegenerative Diseases. Neuron. 94, (6), 1056-1070 (2017).
  19. Lane, R. M., et al. Translating Antisense Technology into a Treatment for Huntington's Disease. Methods in Molecular Biology. 1780, 497-523 (2018).
  20. Wurster, C. D., Ludolph, A. C. Antisense oligonucleotides in neurological disorders. Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 11, (2018).
  21. Haché, M., et al. Intrathecal Injections in Children With Spinal Muscular Atrophy: Nusinersen Clinical Trial Experience. Journal of Child Neurology. 31, (7), 899-906 (2016).
  22. Goodkey, K., Aslesh, T., Maruyama, R., Yokota, T. Nusinersen in the Treatment of Spinal Muscular Atrophy. Methods in Molecular Biology. 1828, 69-76 (2018).
  23. Wurster, C. D., Ludolph, A. C. Nusinersen for spinal muscular atrophy. Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 11, (2018).
Intratekal levering av Antisens Oligonukleotider i Rat Central nervesystemet
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Chen, Y., Mazur, C., Luo, Y., Sun, L., Zhang, M., McCampbell, A., Tomassy, G. S. Intrathecal Delivery of Antisense Oligonucleotides in the Rat Central Nervous System. J. Vis. Exp. (152), e60274, doi:10.3791/60274 (2019).More

Chen, Y., Mazur, C., Luo, Y., Sun, L., Zhang, M., McCampbell, A., Tomassy, G. S. Intrathecal Delivery of Antisense Oligonucleotides in the Rat Central Nervous System. J. Vis. Exp. (152), e60274, doi:10.3791/60274 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter