Summary
Her beskriver vi en metode til at levere medicin til rat centralnervesystemet ved at implantering af et kateter i lænde intrathecale rum af rygsøjlen. Vi fokuserer på levering af antisense oligonucleotides, men denne metode er også egnet til levering af andre terapeutiske modaliteter.
Abstract
Blod-hjerne barrieren (BBB) er et vigtigt forsvar mod indgangen af potentielt giftige eller sygdomsfremkaldende stoffer fra blodet ind i centralnervesystemet (CNS). Men, dens eksistens også dramatisk sænker tilgængeligheden af systemisk administrerede terapeutiske midler til CNS. En metode til at overvinde dette, er at injicere disse agenter direkte ind i cerebrospinalvæsken (CSF), og dermed forbigå BBB. Dette kan gøres via implantation af et kateter til enten kontinuerlig infusion ved hjælp af en osmotisk pumpe, eller til enkelt bolt levering. I denne artikel beskriver vi en kirurgisk protokol til levering af CNS-målretning antisense oligonukleotider (ASOs) via et kateter implanteret direkte i cauda equina rummet af voksen rotte rygsøjlen. Som repræsentative resultater, viser vi effekten af en enkelt bolt Intratekal (IT) injektion via dette kateteriserings system i at banke ned målrna i forskellige regioner af rotter CNS. Proceduren er sikker, effektiv og kræver ikke dyrt udstyr eller kirurgiske værktøjer. Den teknik, der beskrives her, kan også tilpasses til at levere stoffer i andre modaliteter.
Introduction
Det vaskulære system i centralnervesystemet (CNS) har udviklet sig som en kritisk regulator af homøostase, kontrol af trafik af molekyler, levering af næringsstoffer og at slippe af med affald. Dette system er også den første linje i forsvaret mod angreb af eksterne patogener, takket være en tæt fordeling af stramme kryds langs væggene i endotelcellerne. Disse stramme knudepunkt udgør et aspekt af blod-hjerne barrieren (BBB). Mens BBB tillader transport af molekyler, der kræves for at opfylde næringsstof-og energibehov (f. eks. ioner, glucose), det også selektivt begrænser passage af patogener samt giftige kemikalier1,2,3.
Ironisk nok, den samme beskyttende funktion af BBB, der begrænser passage af patogener og giftige kemikalier også er den største hindring for vores evne til nemt at få adgang til CNS med terapeutiske behandlinger efter systemisk administration til organismen2, 4,5. Denne rolle BBB har foranlediget udviklingen af en overflod af nye narkotika distribution teknologier og tilgange6.
En måde at overvinde denne forhindring er at injicere lægemidlerne direkte ind i cerebrospinalvæsken (CSF), der kontinuerligt parfumerer både hjernen og rygmarven7,8,9,10. I denne artikel beskriver vi en metode til med succes at levere agenter ind i lænde intrathecale rum ved at placere den indvendige ende af kateteret helt i cauda equina rummet af rotte rygsøjlen. En beskrivelse af denne procedure er tidligere blevet offentliggjort af Mazur et al. andetsteds11.
Protokollen er meget effektiv og producerer en større end 90% succesrate af antisense oligonucleotid (ASO) levering til CNS, når vurderet af kvantitativ polymerase kædereaktion (qPCR) analyse af Target gen Knockdown8. Proceduren forårsager minimal ubehag for dyrene, som 100% af rotter overlever operationen og udviser minimal hævelse omkring det kirurgiske sår og ingen tegn på angst (f. eks hyperaktivitet, dehydrering, cirkkende, tab af balance, nedsat fødeindtagelse, og dehydrering) under observation efter op. En anden fordel ved den beskrevne metode er, at det ikke kræver dyrt udstyr, eller nogen særlige værktøjer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle in vivo procedurer blev udført under Biogen institutionel animalsk brug og pleje Komité (IACUC) godkendte protokoller, som følger de retningslinjer, der er fastsat af de Forenede Staters National Institutes of Health guide til pleje og brug af forsøgsdyr.
1. forberedelse af materiale og instrument
- Forbered de særlige guide-kanyle.
- Brug et roterende værktøj med cut-off hjul (eller en skarp SAV) til at afskære de to ender af en 19 G nål, hvilket resulterer i en ~ 1.5 − 2 cm lang guide kanyle (figur 1AIII). Brug slibe hjulet på rotationsværktøjet til at udjævne de to ender.
Bemærk: Alternativt kan der købes præfabriklede og sterile kanyle midler fra en kommerciel leverandør (tabel over materialer).
- Brug et roterende værktøj med cut-off hjul (eller en skarp SAV) til at afskære de to ender af en 19 G nål, hvilket resulterer i en ~ 1.5 − 2 cm lang guide kanyle (figur 1AIII). Brug slibe hjulet på rotationsværktøjet til at udjævne de to ender.
- Forbered kateter/wire-samlingen.
- Skær et 8 cm langt stykke PE-10 slange (polyethylen slange, diameter 0,011 tommer) til at fungere som intrathecale kateter. Lav et mærke 2 cm fra den ene ende med en ethanol resistent markør pen. Skær en 11 cm lang stilet ledning fra polytetrafluorethylen belagt rustfrit stål wire. Sæt stilet wire (figur 1AII) ind i lumen af PE-10 kateter (figur 1AI).
Bemærk: et kateter/wire assembly sæt (figur 1AV) er nødvendig for hvert dyr. Alternativt kan katetre og stilet ledninger købes fra en kommerciel leverandør (tabel over materialer).
- Skær et 8 cm langt stykke PE-10 slange (polyethylen slange, diameter 0,011 tommer) til at fungere som intrathecale kateter. Lav et mærke 2 cm fra den ene ende med en ethanol resistent markør pen. Skær en 11 cm lang stilet ledning fra polytetrafluorethylen belagt rustfrit stål wire. Sæt stilet wire (figur 1AII) ind i lumen af PE-10 kateter (figur 1AI).
- Forbered levering kateter samling.
- Skær et stykke PE-50 kateter (5 − 10 cm, polyethylen slange, diameter 0,023 tommer) (figur 1bi). Til den ene ende af PE50 kateteret indsætte en 23 G slange adapter (figur 1BIV). Denne ende vil blive forbundet til en 100 μL sprøjte (tabel over materialer) under operationen. Indsæt en modificeret 30 G nål med hub afskåret (figur 1biii) i et ca. 0,5 cm stykke PE-10 slange (figur 1bii) og Tilslut PE-10 slangen til den anden ende af kateteret.
- Den 30 G nål ende af leveringen kateter samling (figur 1BV) vil blive forbundet til den distale ende af det implanterede PE-10 kateter i rotter under operationen.
Bemærk: Alternativt kan levering kateter samlingen (figur 1BV) købes hos en kommerciel leverandør (tabel over materialer).
- Forbered føringen kanyle-nål (figur 1AVI) ved at placere en guide kanyle (figur 1AIII) i slutningen af en 23 G nål.
- Steriliser alle kirurgiske instrumenter, herunder førings kanyle og wire/kateter sæt ved hjælp af en ethylenoxidsterilisator til 12 h.
Bemærk: alle kirurgiske instrumenter undtagen kateteret kan autoklave; kateteret vil smelte ved høj temperatur.
2. forberedelse af kirurgi
Bemærk: denne procedure udføres rutinemæssigt på mandlig og kvindelig Sprague Dawley rotter med kropsvægt mellem 200 g og 400 g. To rotter er anbragt per bur under en 12 h lys/mørk cyklus med fri adgang til mad og vand.
- Vægt en rotte og anbring den i et isofluran kammer for at inducere anæstesi (1 − 5% isofluran i O2, titreret til effekt).
Bemærk: rotten er derefter kontinuerligt bedøvet med isofluran at opretholde dyb anæstesi via en næse kegle under hele proceduren. En alternativ anæstesi metode (f. eks. administration af ketamin 100 mg/kg og xylazin 10 mg/kg) kan anvendes som godkendt af IACUC. - Når rotten undlader at reagere på en tå knivspids, barberer ryggen fra halen til hale thorax rygsøjlen og Placer den barberede rotte på en steril ark lagt oven på en varmepude.
- Anbring et 50 ml konisk centrifugeglas under maven for at bøje rygsøjlen i lænde området (figur 2a) og anvende oftalmisk salve på øjnene.
- Injicér vedvarende frigivelse buprenorphin (1,0 mg/kg; Tabel over materialer) subkutant i rotter. Rengør den udsatte hud med alternerende povidon og sprit scrubs og Gentag dette tre gange.
Bemærk: en alternativ smertelindring kan anvendes som godkendt af IACUC-protokollen. - Drapere dyret med et sterilt gennemsigtigt drapere, der er blevet fenestreret over operationsstedet.
3. kirurgi
- Med rat understøttet af 50 mL konisk rør, identificere de to naturlige Gruber mellem musklerne over bækkenet (pile i figur 2A). Med den ene hånd, der holder disse gruber, skal du bruge den anden hånd til forsigtigt at trykke og føle rygsøjlen fra hale til rostral Columns retning og finde den første store indrykning mellem ryghvirvler, og dette er det intervertebrale rum mellem S1 og L6 ryghvirvler (figur 2B ).
- Bevæge sig lidt rostrally for at identificere den næste indrykning, det intervertebrale rum mellem L5 og L6 hvirvler og injektionsstedet (* i figur 2A). Brug en skalpel til at lave et snit, der ikke er mere end 2 cm langt i huden langs midterlinjen fra rostral Columns til caudal, således at injektionsstedet er i centrum af snittet (stiplet linje i figur 2a).
- Brug dissektion saks til at dissekere væk bindevæv for at visualisere muskellag. Derefter foretage en 1 cm snit i musklen kapsel umiddelbart lateral til rygmarvs processen af l6 lændehvirvel.
Bemærk: knoglerne i L6 lænde hvirvlen kunne visualiseres på dette tidspunkt. - Placer guide kanyle kanylen i nærheden af den forreste del af den 6. lændehvirvel og skub den ind i det intervertebrale rum langs den forreste del af den 6. hvirvel, så enden af nålen trænger ind i rygmarvskanalen. Skub styre kanylen på plads langs nålen, og fjern den 23 G nål, der kun lader den vejledende kanyle på plads.
Bemærk: det er nyttigt at bruge stump pincet til at lokalisere dorsale processen af l6 Lændehvirvler før indsættelse af nålen. Generelt, CSF væske kan ses ind i nålen hub (denne væske kan være farvet med en antydning af blod, men dette indikerer ikke, at skaden er sket, eller at nålen ikke er placeret korrekt). Forfatterne har ikke set stor mængde blod eller svær blødning under denne procedure. Hvis det sker, skal en dyrlæge kontaktes for at bestemme den relevante behandling, og hvis dyrene skal euthanized. - Sæt kateter wire-samlingen i styre kanylen. Vinkel ned kateter-wire samling på ca. en 45 ° vinkel til rygmarvskanalen og tvinge enden ca 0,3 cm i rygmarvskanalen.
- Fjern førings kanylen, så kateteret med stilet-tråden er på plads. Fjern stilet-tråden ca. 2,5 cm fra det intrathecale spids af kateteret, og før kateteret ind i rygmarvskanalen, indtil 2 cm-mærket er ved indgangen til kanalen (bare synlig under musklen) som vist i figur 1BVI.
Bemærk: det indsatte kateter skal strække sig rostrally ind i subarachnoiderummet. Vellykket placering bør give mulighed for fri bevægelighed for kateteret i dette rum. - Helt trække stilet wire, og CSF kan ses ind i det implanterede kateter.
- levering kateter samlingen til den distale ende af det implanterede kateter via 30 G nåle enden (figur 1BV, vi).
- Ilæg 60 μL sterilt saltvand i en 100 μL sprøjte (skylle sprøjte). Læg en bolt på 30 μL af teststoffet (f. eks. ASO-opløsning) i en anden sprøjte (injektionssprøjte).
- skylle sprøjten (lastet med saltvand) til slange adapteren ved enden af opsamlings kateteret (figur 1BV). Injicer 20 μL sterilt saltvand i det intratalale rum (skylning før injektion).
- injektionssprøjten (lastet med test forbindelse) til slange adapteren i slutningen af leverings kateter samlingen (figur 1BV). Injicér 30 μL teststof i det intrathecale rum over 30 s.
Bemærk: den rutinemæssige Injektionsvolumen af ASO er 30 μL for at opnå et godt Knockdown i rygmarven og i cortex. Det er blevet rapporteret, at injektion volumener kan påvirke sammensatte fordeling12, selv om forskellige injektion volumener ikke er blevet testet. Hvis der anvendes andre sammensatte eller volumenet, skal sikkerheden og virkningen bestemmes empirisk. - Gentag trin 3,10 og skyl kateteret med et andet 40 μL sterilt saltvand (rødmen efter injektion). Afmonter derefter leverings kateter samlingen fra det implanterede kateter.
Bemærk: den præ og efter injektion flush menes at reducere lokale binding af forbindelserne og forbedre deres fordeling til rostrale strukturer12. - Skær aseptisk og Opvarm forseglingen det implanterede kateter: Placer et par sterile dissektion pincet i en perle sterilisator, indtil de er meget varme, og klem derefter ned på slangen med den varme ende af pincet.
Bemærk: denne handling smelter kateteret. Således hullet i røret er kollapset og alle sider klæber til hinanden, forsegling slangen på en aseptisk måde, og så er det placeret i det subkutane rum. - Brug absorberbare monofilamenter suturer for at sikre det resterende varmeforseglede kateter til bindevæv. Brug derefter ikke-absorberbare Monofilament suturer til at lukke huden over det sikrede varmeforseglede kateter.
Bemærk: Sårclips kan også bruges som godkendt af IACUC-protokollen. Teknikken er kompatibel med gentagne injektioner selv om det kun har været brugt til engangs injektioner i vores hænder. Gennemførligheden af gentagne injektioner bør vurderes empirisk med godkendelse af - Brug gaze og saltvand til at vaske noget blod fra huden og tillade dyret at komme sig efter anæstesi i en opvarmet inkubator indtil mobil, på hvilket tidspunkt det returneres til sit hjem bur (to rotter per bur).
Bemærk: når du udfører operationer på flere rotter på samme dag, rene værktøjer ved hjælp af vand til at fjerne blod og re-sterilisere ved hjælp af en opvarmet tør perle sterilisator (for mindst 20 s, med tid til at køle) mellem dyr. Der anvendes et nyt sæt instrumenter hver 5 dyr. - Overvåge dyrene dagligt i mindst 3 dage efter operationen og fortsætte med at overvåge dyrene ugentligt efter genvinding fra kirurgi i henhold til IACUC-protokollen.
Bemærk: Hvis der opstår komplikationer (urinretention, incisionsinfektioner, neurologiske lidelser såsom beslaglæggelse eller lammelse), skal en dyrlæge kontaktes for at bestemme den relevante behandling, og hvis dyrene skal euthanized. Hvis der ikke anvendes vedvarende frigivelse buprenorphin, bør smertelindring gives dagligt efter operationen i henhold til IACUC-protokollen.
4. evaluering af vævs specifik Knockdown efter injektion
- To uger efter det modigere injektion af ASO'er, indsamle forskellige regioner i hjernen (dvs., hjernebarken, striatum og cerebellum) samt forskellige segmenter af rygmarven (dvs., cervikal, thorax, og lumbal). Udtræk totalt vævs RNA ved hjælp af et kommercielt RNA-ekstraktions udstyr, og Udfør cDNA-syntese reaktion som beskrevet tidligere13.
Bemærk: standard reagenser blev anvendt til qPCR med følgende assays: rotte Malat1 og rotte GAPDH. De relative transskription niveauer blev beregnet ved hjælp af 2-δδCT -metoden (CT = tærskel cyklus).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Ved hjælp af den metode, der er beskrevet her, injicerede vi to grupper voksne hunrotter (250 − 300 g; n = 10/gruppe) med enten en enkelt bolt af fosfat-bufferet saltvands PBS eller 300 μg ASO rettet mod den lange ikke-kodende (LINC) RNA Malat1; i vores laboratorium bruger vi rutinemæssigt Malat1 ASO som et værktøj sammensatte, fordi Malat1 udtrykkes allestedsnærværende og på høje niveauer i alle væv14, herunder hjerne og rygmarv. Malat1 ASO fungerer via en RNaseH1 medieret mekanisme15 , der nedbryder RNA, hvilket fører til Knockdown (KD). I forsøget beskrevet her, vi indsamlede forskellige regioner i hjernen (dvs. hjernebarken, striatum og cerebellum) samt lænde segment af rygmarven, to uger efterleve ring af ASO. RNA fra hver af de indsamlede region blev derefter ekstraheret og analyseret via qPCR, at vurdere niveauerne af ekspression af Malat1 RNA.
Når den testede agent er en ASO, anbefaler vi at: 1) altid indsamle flere regioner i CNS, for at sammenligne ASO effekt; 2) i betragtning af den tekniske kompleksitet af den kirurgiske metode, anbefaler vi at inkludere en positiv kontrolgruppe, hvor en forbindelse med veletablerede farmakokinetiske og farmakodynamiske egenskaber (dvs., Malat1 ASO i vores laboratorium) testes parallelt med test agenten; Dette vil give oplysninger om effektiviteten af operationer, hvis der opnås uventede eller uforklarlige resultater (f. eks. mangel på eller utilstrækkelig RNA-regulering).
I det eksperiment, der er beskrevet her, opnåede vi meget god KD i alle indsamlede regioner, som vist i figur 3. Vi har dog observere en vis grad af regionale variabilitet med rygmarven viser den højeste procentdel af KD (cerebral cortex = 87% KD, striatum = 77% KD, cerebellum = 74% KD, rygmarv = 94% KD). Vi har ikke adgang til in vivo Knockdown effektivitet tidligere end 2 uger efter operationen. I vores erfaringer med flere ASO'er, opdagede vi signifikant Knockdown af målgener op til 6 − 8 uger efter operationen (data ikke vist). Der bør gennemføres en tidsbestemt undersøgelse, hvis den præcise tidsafhængige Knockdown-effektivitet for en given ASO er af interesse.
Figur 1: tilpasset materiale og kateter sæt, der anvendes i intrateriale injektioner. (A) kateter/wire-samlingen (v) laves ved at indsætte stilet wire (II) i lumen af PE-10 kateter (i). Kanyle/nåle samlingen (vi) fremstilles ved at indsætte en 23 G nål i lumen af hjælpelinjen kanyle (III). (B) levering kateter samlingen (v) er lavet ved at forbinde slange adapteren til den ene ende af pe-50 kateteret og forbinde den skårne 30 G nål i den anden ende ved hjælp af et stykke PE-10 kateter (II) som en adapter. Under operationen, den 30 G nål enden af leveringen kateter samling (v) er forbundet til toppen af det implanterede kateter (vi), efter den anden ende af det implanterede kateter er indsat i det intrathecale rum af dyret. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: identifikation af injektionssted og indsnit linje. (A) med abdominal af rotte understøttet af en 50 ml konisk rør, de to huller mellem musklerne over bækkenet er let ses (pile). (B) med den ene hånd holder pitten, skal du bruge den anden hånd til forsigtigt at trykke og føle rygsøjlen og finde det intervertebrale rum mellem L5 og L6 ryghvirvler, dvs injektionsstedet (* i panel A). Den stiplede linje i panel A viser indsnit linjen med injektionsstedet i midten. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: en enkelt pulus it injektion af ASOs reducerer rotte Malat1 in vivo. Vi injicerede en enkelt bolt af enten PBS eller 300 μg Malat1 ASO; to uger efter operationen indsamlede vi forskellige regioner i CNS og kvantificerede ekspressions niveauerne for Malat1 RNA. Vi opnåede god KD af Malat1 RNA i alle regioner analyseret, med en vis variation mellem regioner (hjernebarken = 87% KD, striatum = 77% KD, cerebellum = 74% KD, rygmarv = 94% KD; fejllinjer = ± SEM). Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Den nuværende artikel viser en kraftfuld metode til at levere terapeutiske midler direkte ind i rotter CNS. I teorien kan en lignende teknik også udføres i mus, men på grund af den mindre størrelse kan metoden være mere udfordrende. Derfor, vores gruppe udfører intracerebroventrikulære (ICV) injektioner i mus til CNS Drug levering, der når de samme mål gennem en anden indgivelsesvej. Denne metode er beskrevet i en anden undersøgelse16.
Fordelen ved den metode, der er beskrevet her, er, at det ikke kræver dyrt udstyr, eller nogen særlige værktøjer. Vi anbefaler, at du forbereder kateter/wire-samlingen vist i figur 1A på forhånd. Man bør forberede mindst så mange kateter/wire forsamlinger, som der er rotter i undersøgelsen, selv om vi foreslår at forberede nogle ekstra kateter/wire forsamlinger i tilfælde nogle er beskadiget eller skal udskiftes under operationen.
Når teknikken er mestrer, hele proceduren beskrevet kræver omkring 25 min per rotte, således at behandlingen af mange rotter inden for en dag. Hvis en person udfører operationen på den første rotte, og en anden person gør kirurgisk forberedelse på den næste rotte, to rotter kan behandles på samme tid til at reducere pr dyr tid. For en dygtig operatør, er der stadig en lille chance for nål til at nå epidural plads i stedet for subarachnoid plads. Observation af CSF tilbageløb er en god indikator for korrekt nål position, men det er ikke perfekt. Vi anbefaler, at der udføres en målengagements analyse såsom RNA-Knockdown-analysen, som er beskrevet i resultat sessionen, for at bekræfte korrekt levering af test forbindelsen.
Etablering af teknikker som den, der er beskrevet her, er afgørende for udviklingen af en robust præklinisk forsknings pipeline, der kan fremme CNS-målrettede terapier. Faktisk er det levering af ASO'er som en terapeutisk intervention er en metode, der i øjeblikket undersøges til behandling af mange lidelser i CNS17,18,19,20. Nusinersen, en Aso-baseret behandling for spinal muskelatrofi (SMA) patienter, blev for nylig godkendt på flere markeder på verdensplan, hvilket viser anvendeligheden af denne metode også til pædiatriske patienter21,22, 23.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne er alle medarbejdere i Biogen, Inc. eller Ionis Pharmaceuticals. Forfatterne modtager antisense oligonukleotider beskrevet i artiklen fra Ionis Pharmaceuticals.
Acknowledgments
Vi vil gerne takke Ionis Pharmaceuticals for at levere de ASO'er, der er beskrevet i artiklen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3M Steri-Drape Small Drape with Adhesive Aperture | 3M | 1020 | |
| 70% ethanol | Decon Laboratories, Inc | 8416-160Z | |
| Alcohol swab sticks | Dynarex | NO 1204 | |
| BD General Use Syringes 1 mL Luer-Lok tip | BD | 1ml TB Luer-Lok tip | BD 302830 |
| BD Intramedic PE Tubing | BD | Polyethylene tubing PE50 Diameter 0.023 in | BD 427400 (10ft, Fischer Scientific 22-204008) or 427401 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12P) |
| BD Intramedic PE Tubing | BD | Polyethylene tubing PE10 Diameter 0.011 in | BD 427410 (10ft, Fischer Scientific 14-170-11B) or 4274011 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12B) |
| BD Intramedic PE Tubing Adapters | BD | 23 gauge intramedic luer stub adaper | BD 427565 or Fisher Scientific 14-826-19E |
| BD PrecisionGlide Single-use Needles 30G | BD | BD 305128 | |
| Buprenorphine Sustained Release-lab | ZooPharm | Prescription required | |
| Ethylene oxide sterilizer | Andersen Sterilizer INC. | AN 74i, gas sterilizer | AN 74i |
| Guide cannula | BD | 19G x 1 WT (1.1 mm x 25mm) needle | BD 305186 |
| Hamilton syringe 100ul | Hamilton company | Hamilton syringe 100ul | |
| Hot bead Sterilizer | Fine Science Tools | STERILIZER MODELNO FST 250 | |
| Ophthalmic ointment | Dechra veterranery product | 17033-211-38 | |
| Pocket Pro Pet Trimmer | Braintree Scientific | CLP-9931 B | |
| Povidone scrub | PDI | S48050 | |
| Saline | Baxter | Sodium Chloride 0.9% Intravenous Infusion BP 50ml | FE1306G |
| Scalpel | Feather | disposable scalpel | No. 10 |
| Small animal heating pad | K&H Manufacturing | Model # 1060 | |
| Stylet Wire | McMaster-Carr | 1749T14 | LH-36233780 |
| Surgery Towel drape | Dynarex | 4410 | |
| Surgical scissors and forceps | FST and Fisher Scientific | ||
| Sutures | Ethicon | 4-0 or 5-0 | |
| Tool to make the Guide cannular | Grainger | Rotary tool (Dremel) | 14H446 (Mfr: EZ456) |
| EZ lock cut off Wheel | 1PKX5 (Mfr: 3000-1/24) | ||
| Grinding Wheel, Aluminum Oxide | 38EY44 (Mfr: EZ541GR) | ||
| EZ lock Mandrel | 1PKX8 (Mfr: EZ402-01) | ||
| Diamond wheel floor Tile | 3DRN4 (Mfr: EZ545) | ||
| Alternative source for pre-made and sterilized materials for this procedure | |||
| Dosing catheter system | SAI Infusion Systems | RIDC-01 | |
| Guide cannula | SAI Infusion Systems | RIDC-GCA | |
| Internal Catheters | SAI Infusion Systems | RIDC-INC | |
| Stylet Wire | SAI Infusion Systems | RIDC-STY |
References
- Abbott, N. J. Dynamics of CNS barriers: evolution, differentiation, and modulation. Cellular and Molecular Neurobiology. 25 (1), 5-23 (2005).
- Greene, C., Campbell, M. Tight junction modulation of the blood brain barrier: CNS delivery of small molecules. Tissue Barriers. 4 (1), e1138017 (2016).
- Daneman, R., Engelhardt, B. Brain barriers in health and disease. Neurobiology of Disease. 107, 1-3 (2017).
- Ballabh, P., Braun, A., Nedergaard, M. The blood-brain barrier: an overview: structure, regulation, and clinical implications. Neurobiology of Disease. 16 (1), 1-13 (2004).
- Cardoso, F. L., Brites, D., Brito, M. A. Looking at the blood-brain barrier: molecular anatomy and possible investigation approaches. Brain Research Reviews. 64 (2), 328-363 (2010).
- Larsen, J. M., Martin, D. R., Byrne, M. E. Recent advances in delivery through the blood-brain barrier. Current Topics in Medicinal Chemistry. 14 (9), 1148-1160 (2014).
- Brinker, T., Stopa, E., Morrison, J., Klinge, P. A new look at cerebrospinal fluid circulation. Fluids Barriers CNS. 11, 10 (2014).
- Standifer, K. M., Chien, C. C., Wahlestedt, C., Brown, G. P., Pasternak, G. W. Selective loss of delta opioid analgesia and binding by antisense oligodeoxynucleotides to a delta opioid receptor. Neuron. 12 (4), 805-810 (1994).
- Wahlestedt, C., et al. Antisense oligodeoxynucleotides to NMDA-R1 receptor channel protect cortical neurons from excitotoxicity and reduce focal ischaemic infarctions. Nature. 363 (6426), 260-263 (1993).
- Wahlestedt, C., Pich, E. M., Koob, G. F., Yee, F., Heilig, M. Modulation of anxiety and neuropeptide Y-Y1 receptors by antisense oligodeoxynucleotides. Science. 259 (5094), 528-531 (1993).
- Mazur, C., et al. Development of a simple, rapid, and robust intrathecal catheterization method in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 280, 36-46 (2017).
- Wolf, D. A., et al. Dynamic dual-isotope molecular imaging elucidates principles for optimizing intrathecal drug delivery. Journal of Clinical Investigation Insight. 1 (2), e85311 (2016).
- Becker, L. A., et al. Therapeutic reduction of ataxin-2 extends lifespan and reduces pathology in TDP-43 mice. Nature. 544 (7650), 367-371 (2017).
- Zhang, X., Hamblin, M. H., Yin, K. J. The long noncoding RNA Malat1: Its physiological and pathophysiological functions. RNA Biology. 14 (12), 1705-1714 (2017).
- Crooke, S. T., Witztum, J. L., Bennett, C. F., Baker, B. F. RNA-Targeted Therapeutics. Cell Metabolism. 27 (4), 714-739 (2018).
- DeVos, S. L., Miller, T. M. Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system. Journal of Visualized Experiments. (75), e50326 (2013).
- McCampbell, A., et al. Antisense oligonucleotides extend survival and reverse decrement in muscle response in ALS models. Journal of Clinical Investigation. 128 (8), 3558-3567 (2018).
- Schoch, K. M., Miller, T. M. Antisense Oligonucleotides: Translation from Mouse Models to Human Neurodegenerative Diseases. Neuron. 94 (6), 1056-1070 (2017).
- Lane, R. M., et al. Translating Antisense Technology into a Treatment for Huntington's Disease. Methods in Molecular Biology. 1780, 497-523 (2018).
- Wurster, C. D., Ludolph, A. C. Antisense oligonucleotides in neurological disorders. Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 11, (2018).
- Haché, M., et al. Intrathecal Injections in Children With Spinal Muscular Atrophy: Nusinersen Clinical Trial Experience. Journal of Child Neurology. 31 (7), 899-906 (2016).
- Goodkey, K., Aslesh, T., Maruyama, R., Yokota, T. Nusinersen in the Treatment of Spinal Muscular Atrophy. Methods in Molecular Biology. 1828, 69-76 (2018).
- Wurster, C. D., Ludolph, A. C. Nusinersen for spinal muscular atrophy. Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 11, (2018).
