Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Immunology and Infection
Click here for the English version

Immunology and Infection

Kronisk, akut, och återaktiveras HIV-infektion i humaniserade Immunobristfälliga musmodeller

Published: December 3, 2019 doi: 10.3791/60315
Automatic Translation
1,2, 1, 1, 1, 1, 1
1Institute of Human Virology, School of Medicine, University of Maryland, 2Grupo Inmunovirología, Facultad de Medicina, Universidad de Antioquia

Summary

Beskrivs här är tre experimentella metoder för att studera dynamiken i HIV-infektion i humaniserade möss. Den första tillåter studier av kroniska infektions händelser, medan de två sistnämnda möjliggör studiet av akuta händelser efter primär infektion eller viral reaktivering.

Abstract

Humaniserad NOD/SCID/IL-2 receptor γ-kedjaNull möss recapitulate vissa funktioner av mänsklig immunitet, som kan utnyttjas i grundläggande och preklinisk forskning om infektionssjukdomar. Beskrivs här är tre modeller av humaniserade immunobristfällig möss för att studera dynamiken i HIV-infektion. Den första är baserad på den intrahepatiska injektionen av CD34+ hematopoietiska stamceller hos nyfödda möss, vilket gör det möjligt för beredning av flera blod och lymfoida vävnad-trånga celler, följt av infektion med en referens hiv-stam. Denna modell möjliggör övervakning i upp till 36 veckor efter infektion och kallas därför för den kroniska modellen. Den andra och tredje modellen kallas för akuta och reaktiveringsmodeller, där perifera mononukleära blodceller injiceras intraperitonealt hos vuxna möss. I den akuta modellen, celler från en hälsosam donator inympas genom intraperitoneal väg, följt av infektion med en referens HIV-stam. Slutligen, i reaktive rings modellen, celler från en HIV-infekterad givare under antiretroviral behandling inympas via den intraperitoneala rutten. I detta fall, en drogfri miljö i musen möjliggör virus reaktivering och en ökning av virusbelastningen. De protokoll som anges här beskriver den konventionella experimentella metoden för humaniserade, immunobristfälliga musmodeller av HIV-infektion.

Introduction

Den humaniserade NOD/SCID/interleukin (IL)-2 receptor γ-ChainNull (hädanefter kallad Huns γ-ChainNull) musmodell har använts i stor utsträckning för att studera patogenesen av infektioner, autoimmunitet, och cancer, samt för prekliniska studier av läkemedel och mänskliga cellbaserade terapier1,2. Dessa möss är baserade på en icke-feta diabetisk (NOD) bakgrund, med scid -mutation och riktad MUTATION vid Il-2-receptorn γ-Chain Locus (vanlig γ-kedja för Il-2, Il-4, Il-7, Il-9, Il-15 och Il-21), som inducerar en allvarlig försämring i utvecklingen av mus T-, B-, och Natural Killer (NK) celler1. Sålunda, de stöder engrafering av mänsklig vävnad, Human CD34+ hematopoietiska stamceller (hscs), och mänskliga perifera blod mononukleära celler (pbmcs)3,4,5. Dessutom, transgena uttryck för mänskliga hematopoietiska faktorer, såsom stamcells faktor (SCF), granulocyt/makrofagkolonistimulerande faktor (GM-CSF), och Il-3 främjar inympning av mänskliga myeloida populationer6,7,8.

För HIV-studier, flera huNS γ-ChainNull musmodeller har beskrivits, som skiljer sig i musen stam, typ av mänskliga celler som används, typ av vävnader för inympning, och ursprunget av celler (dvs., friska vs. HIV-infekterad donator)9,10. Den ursprungliga stammen, dock, används ofta på grund av de höga nivåerna av mänskliga celler engrafktion och viral replikering efter infektion med en referens hiv-stam11,12,13. Liknande immunbristfälliga mus stammar med transgena uttryck av humana hematopoetiska faktorer (t. ex. nog-EXL eller NSG-SGM3) eller med implantat av mänskliga levern och bräss vävnader (benmärg-lever-tymus [blt] möss) är användbara för att utvärdera rollen av myeloida populationer i anti-hiv immunsvar, effekter av hiv på dessa vävnader, och deras deltagande som virala reservoarer14,15. Dessutom kan vissa stammar med transgena uttryck av humant leukocytantigen (HLA) molekyler, liksom BLT möss, användas för att studera T-cells svar på hiv-infektion16,17.

I allmänhet, i dessa möss, humanisering beror på cellulär ursprung, leverans rutt (intraperitoneal, intrahepatisk, intravenös, intracardiac) och mus ålder vid tidpunkten för engrafation18,19,20. När det gäller cell ursprung, Human CD34+ HSC härrör från navelsträngsblod, foster levern, eller mobiliserade perifera blod kan injiceras i nyfödda eller unga möss3,21. Dessutom, vuxna γ-ChainNull möss kan humaniseras genom injektion av PBMC (här, kallad hu-PBL-ns γ-ChainNull möss), vilket gör att den temporala cirkulationen av dessa celler i blodet, sekundära lymfoida organ, och inflammerade vävnader22,23,24.

Beskrivs här är ett detaljerat protokoll för upprättande av huNS γ-kedjaNull musmodeller för studiet av hiv-infektion. Den första är den kroniska modellen, där Human CD34+ hscs härrör från navelsträngsblod från en hälsosam donator injiceras i nyfödda möss, följt av infektion med en referens hiv-stam efter 14 veckor av människans immunsystem beredning. Denna modell möjliggör övervakning av möss i upp till ~ 36 veckor efter infektion. Den andra modellen är en akut modell, där PBMCs härrör från en frisk givare injiceras i vuxen NS γ-kedjaNull möss, följt av infektion med en referens hiv-stam efter 3 veckors mänsklig T-cell expansion i musen. Slutligen, den tredje modellen är reaktive rings modellen, där PBMCs härrör från en HIV-infekterad givare under suppressiv antiretroviral behandling (ART) injiceras i vuxen NS γ-kedjaNull möss. I detta fall, en drogfri miljö möjliggör viral reaktivering och ökning av virusbelastningen. De två senare modellerna tillåter övervakning i upp till ~ 9 veckor efter inympning.

Sammantaget dessa tre modeller är användbara för virologiska studier, prekliniska studier av nya läkemedel, och utvärdering av HIV-infektion effekter på det globala immunförsvaret. Det är också viktigt att tänka på att användningen av HIV-infekterade humaniserade möss kräver granskning och godkännande av den institutionella Biosäkerhetskommittén (IBC) samt av den institutionella djuromsorg och användning kommittén (IACUC) innan något experiment. Detta säkerställer att studien följer alla interna och externa institutionella föreskrifter för användning av farligt biologiskt material och human hantering av försöksdjur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

I detta arbete, alla djuromsorg och förfaranden utfördes enligt protokoll som granskats och godkänts av den institutionella djuromsorg och användning kommittén (IACUC) vid University of Maryland School of Medicine (protokollnummer 1018017, 1018018, och 0318009).

1. Human CD34+ HSC-inympelse av nyfödda möss

  1. Använd alltid disponibel personlig skyddsutrustning (PPE), inklusive sterila Scrubs, handskar, dedikerade skor, skoöverdrag, mask, Glasögon, hår/skägg Bonnet, och sterila Lab rockar.
  2. Återsuspendera 1 x 106 frysta CD34+ Hscs (se tabell över material) i 10 ml RPMI 1640 Media 10% FBS under ett certifierat biosäkerhetsskåp och upprätthålla sterila förhållanden.
  3. Använd 10 μL av suspensionen för att räkna (för att säkerställa närvaron av det förväntade antalet celler) och kontrollera cellernas lönsamhet genom trypan blå uteslutning färgning i en hemocytometer.
  4. Centrifugera vid 400 x g i 15 minuter vid rumstemperatur (RT). Kassera supernatanten och Omsuspendera i kallt 1x PBS till den erforderliga koncentrationen (1,4 x 105 av CD34+ Hscs i 50 μl). Håll cellerna på is tills injektionen.
  5. Placera valpar (NS γ-ChainNull valpar av båda könen från 1-4 dagar gamla) till en steril 100 mm2 petriskål tillsammans med en liten mängd av strömaterial från uppfödaren buren. Dessutom gnugga rena sängkläder mellan händerna för att ytterligare maskera eventuella främmande lukt på mottagaren ungar.
    Obs: Detta minimerar främmande lukter som är impregnerade på valpar, vilket förbättrar chanserna för mödrar att acceptera sina ungar tillbaka i burar efter ingreppet.
  6. Sätt petriskål i en ren transportbur och placera buren i en ren mus microisolator bur för att skydda pups från miljön. Täck transportburen med ett täckblock för att undvika att djuren exponeras för externt ljus under transporten till bestrålnings rummet.
  7. Bestråla valpar med 100 cGy helkroppsbestrålning (WBI) genom exponering för en 137 CS källa. Rengör insidan av Irradiator med desinfektionslösning, placera möss i Irradiator, och slå på skivspelare så att alla ungar är bestrålade homogeneously. Stäng Irradiator och tryck på strömbrytaren för att initiera bestrålnings processen. Vänta tills bestrålningstiden är avslutad och ta omedelbart bort mössen.
    Anmärkning: eftersom bestrålning inte genererar stress i möss, tidigare anestesi krävs inte.
  8. 2 – 4 h efter bestrålnings förfarandet, placera valpar i ett biosäkerhetsskåp inuti en kyld steril petriskål täckt med steril gasväv på is, tills sövda (~ 5 – 10 min). Tillräcklig anestesi uppnås när brutto rörelser upphör.
  9. Fyll på sprutan med en fastsatt nål (29 G, 0,5 ") med 50 μL av cellsuspensionen och 1,4 x 105 av CD34+ hscs under certifierat biosäkerhetsskåp.
  10. För inympning via hepatisk injektion, hindra pups med tummen och pekfingrarna. För att minimera mus återhållsamhet (~ 30 – 45 s), låt en utredare hålla PUP och administrera injektionen, och har den andra prövaren Ladda sprutan med HSC suspensionen. Rengör injektionsstället med 70% alkohol och leverera 50 μL av cellerna direkt in i levern. Använd en grund nål vinkel vid injicering för att undvika helt piercing levern. Som kontroll injicerar du möss med 50 μL 1x PBS i levern.
  11. Placera pups på en förvärmda steril petriskål täckt med steril gasväv för 1 – 5 min för att möjliggöra återhämtning. Förvärm skålen med hjälp av en infraröd uppvärmning pad för gnagare vid 20 ° c för att säkerställa att ungar inte kommer att övervärmas.
  12. Omedelbart innan de valpar till sina föräldrar, tillämpa en liten mängd mentol-och eukalyptus-baserade salva, med hjälp av tummen och pekfingret, till nos av båda föräldrarna för att undvika kannibalism eller avslag av valpar.
  13. Kontrollera burar varje dag, letar efter några tecken på graft-versus-host sjukdom (GVHD) i pups såsom torr hud, ingen utfodring, hudutslag, och alopeci. Euthanize djuren om något av dessa tecken observeras.
  14. Wean möss vid 3 veckors ålder, gruppera dem efter kön. Lägg inte mer än 5 djur per bur. Kontrollera inympning i perifert blod genom flödescytometri vid 14 veckors ålder.
    Obs: framgången för inympelse är mellan 80%-100%.

2. mänsklig PBMC-transplantation av juvenila möss

  1. För akuta och reaktive rings modeller, injicera 6 – 8 veckor gamla NS γ-ChainNull möss intraperitonealt med mänskliga pbmcs härrör från en frisk givare eller hiv-infekterade patient som var under art, respektive. I båda modellerna, inkluderar möss injiceras med PBMCs från en frisk givare utan HIV-infektion (bluff) som kontroller.
  2. Layer 15 mL helblod i 5 mL sterilt densitetsgradientmedium i ett 50 mL koniskt rör.
  3. Centrifugera vid 400 x g i 30 min vid RT, utan bromsar, för att undvika att Buffy Coat blandas med densitetsgradientmediet.
  4. Samla försiktigt in fraktionen av mononukleära celler (mellan densitetsgradientmediet och supernatanten) och överför Buffy-pälsen till ett 15 mL centrifugrör som innehåller 10 mL 1x PBS. Centrifugera vid 300 x g i 10 minuter vid RT.
  5. Kassera supernatanten och ta bort de återstående röda blodkropparna genom att lysera med 5 mL ACK-buffert som tillsätts pelleterade celler. Inkubera i 4 minuter vid RT.
  6. Centrifugera vid 300 x g i 10 minuter vid RT. Kassera supernatanten och Omsuspendera i 10 ml 1x PBS eller rpmi 1640 medium.
  7. Använd 10 μL av cellsuspensionen för att räkna cellerna och kontrollera lönsamheten genom trypan blå uteslutning färgning i en hemocytometer. Typiskt, 1 – 2 x 106 celler erhålls för varje 1 ml blod, med mer än 95% lönsamhet.
  8. Centrifugera vid 300 x g i 10 minuter vid RT. Kassera supernatanten och justera cellnumret till önskad koncentration (i detta fall 3,5 x 106 celler i 200 μl 1x PBS).
  9. Fyll på sprutan med en fastsatt nål (28 G, 0,5 ") med 3,5 x 106 pbmcs i 200 μl 1x PBS under ett certifierat biosäkerhetsskåp.
  10. Ta bort musen från buren och håll den i svansen så att den kan greppa mesh, tillämpa skonsam dragning bakåt. Sedan, placera index och tummen fingrar på axlarna av djuret, gripa tag i lös hud i nacken och använda långfingret för att stabilisera ryggen.
  11. Skjut mus huvudet tillbaka så att ryggen är ovanför huvudet. Detta gör att inälvor i bukhålan att förskjutas bakåt och minskar risken för punktera de inre organen under injektionen.
  12. Rengör injektionsstället med 70% alkohol.
  13. Penetrera sprutan som används i steg 2,9 genom bukväggen och aspirera innan du injicerar cellerna, om något material är aspirerade, ta bort sprutan och kassera den. Annars, injicera cellerna långsamt i intraperitoneal hålighet, ta bort sprutan och kassera den. Injicera 1x PBS för att kontrollera möss.
  14. Returnera djuret till buren.
  15. Kontrollera inympningen i perifert blod genom flödescytometri vid 3 veckor efter injektionen.

3. vård efter engraftelse

  1. Identifiera möss med öron märkning.
  2. Observera de möss som används i dessa experiment nära 2x per dag efter varje förfarande för kliniska tecken på ångest.
  3. Efter humana celler transplantation, övervaka möss för GVHD. För övervakning av GVHD symtom hos nyfödda, juvenila och vuxna möss, utvärdera djur för uppkomsten av hudsjukdom (dvs., färg, torrhet, hudutslag, alopeci), förutom kroppsvikt åtgärd. Utvärdera djur som visar dessa tecken av en veterinär att överväga tidig eutanasi.

4. HIV-infektion förfarande och simulerad infektion förfarande

Anmärkning: för kroniska och akuta modeller, möss är infekterade med HIV-BaL referens stammen vid vecka 14 och vecka 3 post-engrafktion, respektive. Injektioner med HIV administreras intraperitonealt i nedre buken kvadranter.

  1. Utför inläsningsprocessen av viruset/PBS i sprutor med hjälp av en 28 G 0,5 "nål, i BSL2 skåp enligt ABSL2 procedurer. Den totala mängden injicerat virus är 15 000 medianen för vävnadsodling (TCID50) i 200 μl sterilt rpmi 1640.
  2. Ta bort musen från buren och håll den i svansen så att den kan greppa mesh, tillämpa skonsam dragning bakåt. Sedan, placera pekfingret och tummen på axlarna av djuret, greppa lös hud i nacken och använda långfingret för att stabilisera ryggen.
  3. Skjut mus huvudet tillbaka så att ryggen är ovanför huvudet. Detta gör att inälvor i bukhålan att förskjutas bakåt och minskar risken för punktering inre organ under injektion.
  4. Rengör mössen med en förfuktad alkoholdyna i nedre vänstra/högra kvadranten på buken. Injicera 15 000 TCID50 av hiv-bal-viruset som finns i 200 μl sterilt rpmi 1640.
  5. Efter injektion, tillbaka musen till sin hem bur.

5. blod uppsamling genom retroorbital punktering

Anmärkning: Retroorbital blödning möjliggör snabb insamling av blod, vilket minskar den totala insamlingstiden och öka stabiliteten hos humana lymfocytmarkörer. Använd EDTA rör för att samla möss blod.

  1. I den kroniska modellen, vid 14 veckor efter HSC injektion, samla in blodet via retroorbital ven. I de akuta och reaktiveringsmodeller, utför denna procedur vid 3 veckor efter PBMC injektion.
  2. Anesthetize djuren med 250 μL av isofluran inandning före blod uppsamling i en biosäkerhet huva klass B2 som är ledas externt.
  3. Fördela isofluran i bomullsrondeller under ett trådnät i en klar 1 L burk i ett biosäkerhetsskåp ventileras utanför byggnaden. Användningen av mesh säkerställer att djuren inte kontakta isofluran-indränkt pad, vilket kan orsaka hudirritation och potentiell överdosering eftersom isofluran också absorberas genom huden. Också, sätta en mjuk pappershandduk mellan mesh och djur för att undvika lemmar skador.
  4. När burken är mättad med isofluran (cirka 1 min efter att lägga till den), införa djuret och observera andningsfrekvens, vilket kommer att öka sedan minska. Kontrollera om den kliniska indikationen på ett djupt plan av anestesi, vilket inkluderar avsaknaden av en rätande reflex (vid deponering burken försiktigt) och brist på brutto rörelser. Starta blödningen förfarandet så snart djuret är helt avslappnad och saknar tå nypa reflex.
    Obs: eftersom isofluran avdunstar, avstå mer läkemedel om inga tecken på anestesi observeras.
  5. För retroorbital blödning, tryck på musen yttre halsvenen caudal till underkäken med tummen, och med samma hand, försiktigt lyfta övre ögonlocket med pekfingret.
  6. Sätt in en hematokrit röret i den mediala Cantus av ögat och rikta den i en ventrolaterala riktning tills blodet börjar Fluxing.
  7. Samla in minst 100 μL blod. När önskad volym av blod erhålls (en volym inte mer än 1% av kroppsvikten av djuret), avbryta det externa våldsam attack trycket och ta bort hematokrit röret.
  8. Säkerställ att hemostas är klar genom att tillämpa direkt tryck på ögat med hjälp av en steril gasväv för minst 30 s.
  9. Applicera tetrakain droppar i ögat. Övervaka djuret tills det har helt återhämtat sig från anestesi och placera den tillbaka i buren.
    Anmärkning: 100 μL av insamlat blod används för att utvärdera graden av transplantation av Human CD45+ och andra blod cells populationer samt för utvärderingen av plasma virusbelastningen.

6. screening av engraferingsnivå och flödescytometri analys

  1. Följ en konventionell flödescytometri Färgnings protokoll för helblod, vilket inkluderar inkubation av fluorkrom-märkta anti-humana antikroppar (för föreslagen flödes panel, se tabell över material), följt av lys av röda blodkroppar och tvättsteg13,15.
    Anmärkning: för screening av nivån på Inympning, inkludera en anti-human CD45 antikropp. För jämförelsen kan en anti-Mouse CD45 antikropp också användas. Inkludera kompensationskontroller samt ett mänskligt blodprov färgas med samma antikropps blandning, ofärgade mus och mänskliga blodprov, och icke-humaniserad kontroll för att testa kors reaktivitet av reagenser. Efter färgning, det finns alltid en del bakgrunds signal; alla positiva signaler skiljer sig dock tydligt från negativa och tvär reaktiva kontroller.
  2. I en lämplig flödescytometer, förvärva minst 10 000 händelser på lymfocytgrinden (FSC-A kontra SSC-a). För flödescytometri analys, efter dubblering uteslutning, bestämma andelen mänskliga CD45+ celler samt andra cellpopulationer av intresse.

7. utvärdering av plasma virusmängd

  1. Utvärdera virusbelastningen hos HIV-infekterade djur 1x per vecka efter infektion.
  2. Efter den retroorbital blödning (cirka 100 μL), få plasma genom att samla in supernatanten efter centrifugering av det antikoagulerade blodet vid 3 500 x g för 3 min i en microcentrifug. Pelleten används för blod cells fenotypning.
  3. Använd en kommersiell viral RNA Extraction Kit (se tabell över material) för att få RNA från 40 μl plasma.
  4. Omvandla RNA till cDNA med den första stam syntes blandningen (se tabell över material) och hiv gag primer SK431.
  5. Utför kvantitativ realtids PCR med hiv-gag-primers SK38/SK39 och fluorescerande gröna färgämnen (t. ex. SYBR Green) enligt beskrivningen i tidigare studier13,25.

8. administrering av antiretroviral behandling

  1. Administrera oral konst minst 3 veckor efter infektion, när hög virusbelastning observeras, i kroniska, akuta, och reaktivering modeller.
  2. Beräkna doserna av tenofovirdisoproxilfumarat (TDF), emtricitabin (FTC) och raltegravir (RAL), enligt km -värdena 37 och 3 för människa och mus26. Typiskt, Human-ekvivalent doser av TDF, FTC, och RAL är 61,7 mg/kg/dag, 40,7 mg/kg/dag, och 164 mg/kg/dag, respektive.
  3. För administrering i dricksvatten, krossa drog tabletter och tillsätt respektive mängd i vattenflaskan, se till att varje mus i buren förvärvar sin dagliga dos. Eftersom drogen pulvret kan bilda sediment i flaskan, regelbundet skaka vattenflaskan för att uppnå homogen suspension.
  4. Byt vattenflaskan varje vecka med nylösta läkemedel.
  5. Samla in blodet via retroorbital ven varje vecka eller var 2 veckor efter ART initiering för att utvärdera förändringarna i viral load och CD4: CD8 ratio.

9. mus dödshjälp, insamling av sekundära lymfoida organ, och isolering av mononukleära celler

  1. Dödshjälp utförs i de tre humaniserade mus modellerna, med jämna mellanrum längs infektions tiden, eller i slutet av experimentet.
  2. Utför eutanasi av vuxna möss genom CO2 kvävning, följt av cervikal dislokation. För kvävning, Använd en icke-förladdad kammare, fördela CO2 från en kommersiell cylinder med fast tryckregulator och i linje strypningen kontrollera gasflödet inom 20%-30% av kammarens volym/minut för att uppfylla 2013 AVMA riktlinjer.
  3. Upprätthåll CO2 -flödet för > 60 s övervakning av andningsstillestånd (vilket kan ta upp till 5 minuter), följt av den cervikala dislokation för att försäkra eutanasi.
  4. Euthanize nyfödda < 7 dagar gamla av en fysisk metod (dvs. med vassa saxar).
  5. Visualisera axillär, mediastinal, och mesenteriala lymfkörtlar (som vanligtvis observeras) och extrahera dem med pincett och vassa saxar. Också extrahera mjälte, som ligger i den övre vänstra sidan av peritonealhålan.
  6. Deponera lymfoida vävnader i 1,5 mL centrifugrör som innehåller sterilt RPMI 1640 medium.
  7. Omedelbart bearbeta lymfoida vävnader i en 70 mm porstorlek nylon cell SIL, samla in cellerna i en 50 mL tub. Sug inte upp vävnaderna.
  8. Tvätta cellerna med 5 mL RPMI 1640-medium kompletterat med 1% FBS för att underlätta cellernas filtrering.
  9. Efter vävnads disaggregation, Centrifugera cellerna suspensionen vid 3 500 x g för 10 min i en microcentrifug.
  10. Kassera supernatanten och Omsuspendera cellerna med 500 μL 1x PBS.
  11. Överför cellerna suspensionen till ett 1,5 mL centrifugrör som innehåller 500 μL sterilt densitetsgradientmedium.
  12. Centrifugera vid 3 500 x g i 3 minuter i en mikrocentrifug, utan broms, för att förhindra att Buffy Coat blandas med densitetsgradientmediet
  13. Samla försiktigt in fraktionen av mononukleära celler (mellan densitetsgradientmediet och supernatanten) och överför Buffy-pälsen till ett 1,5 mL centrifugrör som innehåller 500 μL 1x PBS. Centrifugera vid 3 000 x g i 3 min.
  14. Ta bort de återstående röda blodkropparna genom att lysera med 500 μL ACK-buffert, inkuberas i 4 minuter vid RT.
  15. Centrifugera vid 3 000 x g i 3 min. Kassera supernatanten och Omsuspendera i 1 ml 1x PBS eller medium.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Som beskrivits ovan, vid 14 veckor efter HSC injektion (kronisk modell) eller vid 3 veckor efter PBMC injektion (akuta och reaktivering modeller), möss är blödde för screening av nivån av mänskliga celler engrafktion av flödescytometri. En representativ gating strategi för utvärderingen av 1) Human CD45+ celler beredning och 2) procent av CD4+ och CD8+ T-celler visas i figur 1A. Typiskt, nivån av inympning (procentandel av humana CD45+ celler) varierar från 10% – 80% efter CD34+ HSC injektion och beror på rutten av injektion och mus stam, bland andra tidigare beskrivna faktorer (figur 1B). Efter PBMC-injektion varierar nivån av inympning (andelen humant CD45+ eller CD3+ celler) från 5% – 65%, även med skillnader mellan mus stammarna (figur 1B). Dessutom kan vissa skillnader mellan möss som injicerats med PBMC som härrör från en hälsosam kontra en HIV-infekterad donator observeras (figur 1D). Vanligtvis, för HIV-infektion, nivåer av inympelse över 5% – 10% är tillräckligt för aktiv viral replikering.

Viktigt, en egenskap hos hu-PBL-ns γ-ChainNull musmodeller är utvecklingen av xenogena GvHD inom några veckor efter cell Inympning, på grund av den mänskliga T-cell erkännande av murina större histocompatibility complex (MHC) molekyler23. Denna process är uppenbar, även efter 3 veckor efter PBMC injektion, av tecken som hår och viktminskning (figur 2a, B), samt av det ökade uttrycket av aktiverings markörer i T-celler såsom HLA-DR och CD38 (figur 2C, D). Å andra sidan, GVHD är mer långsamt utvecklas i möss injiceras med Human CD34+ HSC och är direkt korrelerad med den initiala nivån av engraftelse.

Efter HIV-infektion, det finns en snabb ökning av plasma virusbelastning, vanligtvis är detekterbar efter 2 – 3 veckor efter infektion, både i kroniska och akuta modeller (figur 3a, B), med liknande kinetik i reaktivering modellen (figur 3C). Ökningen av virusbelastningen sammanfaller med en minskning av CD4: CD8 förhållandet (figur 3D, E, F). Dessa förändringar observeras inte i kontroll möss (utan HIV-infektion, figur 3). Notera, i hu-PBL-NS γ-ChainNull musmodell, en initial inversion av CD4: CD8 förhållandet kan observeras, att beredas längs övervakning tid (figur 3E, F). Slutligen, om konsten administreras till HIV-infekterade möss, ett förtryck av virusbelastningen samt återhämtning i CD4: CD8 förhållandet förväntas, nå nivåer som liknar dem i icke-infekterade kontroller (figur 3a, C, D, F). Typiskt, efter 2 – 3 veckors behandling, en minskning av virusbelastning och ökning av CD4: CD8 förhållandet observeras i kroniska, akuta, och reaktivering modeller. Om detta inte observeras, läkemedels doserna och administreringsvägen behöver en utvärdering.

Figure 1
Figur 1: representativ gating strategi för utvärdering av inympelse nivåer av Human CD45+ och T-celler. (A) gating strategi som används för screening av andelen Human CD45+ (huCD45), CD3+, CD4+, och CD8+ T-celler i Huns γ-kedjaNull möss, vid vecka 14 efter injektion med navelsträngsblod CD34+ hscs. Siffrorna anger procentandelen av varje population. (B) representativa nivåer av inympning (andel huCD45+ celler) i Huns γ-kedjaNull (n = 6) och en liknande immunobristfällig stam med transgena uttryck av Il-3 och GM-CSF (hunog-EXL, n = 6), som rapporterats tidigare15. C) representativa nivåer av inympningar (i procent av huCD3+ celler) i hu-PBL-ns γ-ChainNull och HU-PBL-SGM3 möss (NS γ-ChainNull -möss med TRANSGENA uttryck av SCF, GM-CSF och Il-3), vid vecka 3 efter injektion med pbmcs från en frisk givare (akut modell, n = 7 respektive n = 8). (D) representativa nivåer av inympning (procentandel av huCD3+ celler) i hu-PBL-NSG-SGM3 möss efter injektion med pbmcs från en frisk eller hiv-infekterad patient som var under Art (reaktive rings modell, n = 10 respektive n = 12). I B – D visar linjen medianvärdet och p-värdet för Mann-Whitney-testet visas. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 2
Figur 2: utveckling av GVHD i hu-PBL-NS γ-ChainNull musmodell. (A) håravfall i två representativa hu-PBL-NSG-SGM3 möss, vecka 7 efter injektion med PBMC från en frisk givare. (B) mus kroppsvikt förlust under hela övervaknings tiden normaliserade till den procentuella startvikten i hu-PBL-NSG-SGM3 möss som injicerats med PBMC från en frisk givare (n = 10) och hiv-infekterad patient (n = 12). C) representativt uttryck (vid vecka 7 post-engraftelse) av HLA-DR och CD38 i CD4+ och CD8+ T-celler från hu-PBL-NSG-SGM3 möss injiceras med pbmcs från en frisk givare. Siffrorna anger procentandelen av varje population. (D) representativa procenttal av CD4+ och CD8+ T-celler som är HLA-Dr+ CD38+ i hu-PBL-NSG-SGM3 möss injiceras med PBMC från en frisk givare. Notera, i celler före injektion i möss, nivåerna av HLA-DR+ CD38+ CD4+ och CD8+ T-celler var 2,0% och 5,7%, respektive. I B och D visas median-och interkvartilintervall-intervallet. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 3
Figur 3: representativa förändringar av virusmängd och CD4: CD8 förhållandet i huNS γ-kedjaNull möss efter hiv-infektion och efter konst introduktion. (a, D) CD4: CD8 förhållandet och plasma virusbelastning i huNS γ-kedjaNull möss efter infektion med hiv-bal (röda prickar och linje, n = 3), som utfördes efter vecka 14 av injektion med navelsträngsblod CD34+ hscd. icke-infekterade kontroller (PBS-injicerade) inkluderades också (gröna prickar och linje, n = 5). (B, E) Plasma virusbelastning och CD4: CD8 förhållandet i hu-PBL-NSG-SGM3 möss efter infektion med HIV-BaL (röda prickar och linje, n = 4), som utfördes vid vecka 3 efter injektion med PBMC från en frisk givare (akut modell). Icke-infekterade kontroller (PBS-injicerade) ingick också (gröna prickar och linje, n = 3). (C och F) Plasma virusbelastning och CD4: CD8 förhållandet i hu-PBL-NSG-SGM3 möss injiceras med PBMCs från en HIV-infekterad givare (röda prickar och linje, n = 9) eller friska donator (gröna prickar och linje, n = 10) (reaktive rings modell). I samtliga fall visas median-och interkvartilintervall-intervallet. I A – C anger den streckade linjen detektionsgränsen för analysen (150 kopior/mL). Till prover med omätbara virusbelastning, ett värde som är lika med hälften av detektionsgränsen tilldelades. I D – F, den streckade linjen indikerar en CD4: CD8 förhållandet 1. I A, C, D och F anger den grå rutan tiden med administration av konst. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Viktiga framsteg har uppnåtts i utvecklingen av immunobristfälliga mus stammar för humanisering, med ett antal olika alternativ som kan användas i enlighet med Forskningsintresset1. Här finns ett allmänt protokoll för humanisering av NS γ-kedjanNull möss och genetiskt liknande stammar som skall användas i tre olika modeller för att studera hiv-infektion. I den första experimentella metoden, bestrålade nyfödda möss injiceras med Human CD34+ hscs, som kan härledas från navelsträngsblod, foster lever, eller mobiliserade perifera blod3,21. Lämplig bestrålning av NS γ-ChainNull möss är ett kritiskt steg, eftersom det eliminerar mus benmärgen och andra stamceller, vilket möjliggör effektiv beredning av mänskliga cellpopulationer. Emellertid, vissa rapporter har visat rekonstitution av mänskliga celler i olika mus stammar, utan bestrålning27. I detta avseende måste lämpliga doser av bestrålning ges, eftersom ns γ-kedjaNull möss är radiokänsliga, och hög γ-bestrålning kan inducera thymic lymphomagenesis21,28.

Andra kritiska steg och faktorer som kan påverka nivån av inympning inkluderar injektions vägen (intrahepatisk, intravenös, intracardiac), möss ålder, procent av renhet av CD34+ hscs, och operatör expertis29. I den andra och tredje metoder som bygger på hu-PBL-NS γ-ChainNull musmodeller, vissa kritiska faktorer inkluderar vägen för injektion (intraperitoneal, intravenös, intrasplenic), möss ålder, och antalet mänskliga celler injiceras, vilket kan påverka den slutliga nivån av inympning. När det gäller denna sistnämnda faktor, flera studier har använt 5 – 10 x 106 pbmcs för engraftelse22,23,30, medan det nuvarande protokollet tyder på användning av 3,5 x 106 pbmcs. Notera, detta antal celler är tillräckligt för beredning av T-celler och för HIV-replikering, både i akuta och reaktivering modeller, och även försenar utvecklingen av GVHD23. Ändå bör utredarna optimera humanisering villkor enligt Forskningsmålen. Dessutom, det är viktigt att validera den HIV-stam som används för infektion av huNS γ-kedjaNull möss. Här, den R5 Tropic HIV-1 BaL stam används, vilket ger höga nivåer av viral replikering i huNS γ-kedjaNull möss. Andra reporter stammar, såsom de som innehåller luciferas eller fluorescerande proteiner, är också lämpliga för encellig analys av hiv-infekterade celler31.

Sammantaget tre stora begränsningar framgår i huNS γ-ChainNull musmodeller efter engraftelse med CD34+ HSC. Först, på grund av frånvaron av en mänsklig thymic miljö, T-celler utbildas i samband med murin MHC molekyler, hindra efterföljande antigen-specifik stimulering via deras T-cellreceptorer. Denna fråga begränsar användningen av NS γ-ChainNull musmodeller för att studera HIV-specifika T-cells svar. Icke desto mindre kan denna begränsning övervinnas genom användning av BLT-möss eller ns γ-kedjansNull -möss med transgena uttryck av HLA-molekyler16,17. För det andra, typiskt det finns dålig beredning av myeloida populationer i NS γ-ChainNull musmodeller, begränsa studiet av dessa undergrupper som har relevans i samband med antigen-presentation och patogenes av hiv-infektion14,15. I detta fall, användning av mus stammar med transgena uttryck av hematopoietiska faktorer rekommenderas8,15,32.

Tredje, det finns en 1) dålig utveckling av lymfoida follikelstrukturer i den sekundära lymfoida vävnader och 2) brist på tertiär lymfoida vävnader, som är relaterad till de låga nivåerna av medfödda immunceller (dvs., dendritiska celler i huNS γ-kedjaNull möss) som är kritiska för utvecklingen av folliklar33. Denna fråga är förknippad med en dålig humorala svar i huNS γ-kedjaNull mouse modeller34. Ändå, vissa rapporter har visat utvecklingen av follikelliknande strukturer i huNS γ-kedjaNull möss4, medan mjälte-och lymfkörtel-slutna follikulära T-celler (uttrycker follikeln-homing CHEMOKINE receptor CXCR5) upptäcks i Huns γ-kedjaNull möss och relaterade stammar15). Igen, användning av 1) BLT möss eller 2) mus stammar med transgena uttryck för hematopoietiska faktorer och/eller med uttrycket av HLA molekyler kan förbättra rekonstituering av myeloida populationer, utveckling av organiserade sekundära och tertiär lymfoida strukturer, och effektiva T-cell och B-cells svar8,35,36.

Liknar begränsningarna i CD34+ HSC-HUMANISERAD ns γ-ChainNull musmodeller, det finns en brist på antigen-specifika T-cell och humorala svar, frånvaro av myeloida populationer, och organiserade lymfoida strukturer i hu-PBL-ns γ-ChainNull möss. Dessutom, en viktig begränsning av hu-PBL-ns γ-ChainNull musmodell (akuta och reaktivering modeller av hiv-infektion) är det korta fönstret för övervakning, eftersom dessa möss utveckla xenogena GvHD23. Utvecklingen av GvHD kan också framkalla oönskade fenotypiska och funktionella förändringar av immun populationer, inneboende i den patogena processen23,37. Icke desto mindre, denna modell har fördelen av att vara enklare och mer tillgänglig, särskilt med tanke på att mänskliga PBMCs är lättare förvärvas från friska eller HIV-infekterade givare38. Dessutom, injektion av primära celler direkt från patienter är användbar för studiet av cell-eller patogen-inneboende villkor för givaren, såsom virusresistens mutationer eller donator-specifika immun förändringar. Notera, för reaktive rings modellen, in vitro-analyser med HIV-regenereringsmedel kan utföras för att bekräfta svaret av PBMCs före injektion i möss39. En annan begränsning för vissa institutioner är att detta arbete kräver BSL2 + anläggningar för att hantera HIV-infekterade djur på grund av förordningar.

Huns γ-kedjanNull musmodeller har vissa fördelar i jämförelse med andra djurmodeller för att studera hiv-infektion, såsom icke-mänskliga primater infekterade med Simian immunbristvirus. Till exempel, huNS γ-ChainNull möss tillåter skapandet av genknockout eller transgena stammar, som tillåter utvärderingen av specifika gen mål. Dessutom, användning av primära mänskliga celler i Huns γ-ChainNull möss undviker möjliga artspecifika restriktioner, såsom fallet med interferon-stimulerade gener i icke-mänskliga primater, som kan påverka det antivirala svaret och infektionsförloppet40. Således är kinetiken av infektionen mycket konsekvent mellan huNS γ-kedjaNull möss. Slutligen, huNS γ-ChainNull musmodeller är billigare, inte kräver komplexa Core anläggningar, och är mer tillgängliga.

Sammanfattnings, CD34+ HSC-humaniserad och HU-PBL-ns γ-ChainNull musmodeller erbjuder en mängd olika möjligheter för studier av kroniska, akuta, och REAKTIVEring händelser i hiv-infektion. Med erkännande och övervinna de ovan nämnda begränsningarna av dessa modeller, användning av NS γ-ChainNull möss kan vara ett kraftfullt verktyg för virologisk, immunologisk, och läkemedel prekliniska studier, samt för genom redigering och cellbaserade immunoterapier.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inget att avslöja.

Acknowledgments

Detta arbete stöddes av IHV Clinical Division interna fonder till JCZ.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0. 5 ml Microcentrifuge tubes Neptune 3735.S.X
1. 5 ml Microcentrifuge tubes Neptune 3745.S.X
10 ml Serologial pipetes stellar sceintific VL-4090-0010
15 ml conical tubes Stellar scientific T15-600
25 ml Serologial pipetes stellar sceintific VL-4090-0025
5 ml Serologial pipetes stellar sceintific VL-4090-0005
50 ml conical tubes Stellar scientific T50-600
ACK lysis buffer Quality biological 118-156-101
Alcohol prep pads Fisher scientific 06-669-62 Sterile
Anti-Human CD3 clone UCHT1 Biolegend 300439 APC conjugated
Anti-Human CD4 clone OKT4 Biolegend 317420 AF488 conjugated
Anti-Human CD45 clone 2D1 Biolegend 368522 BV421 conjugated
Anti-Human CD8 clone SK1 Biolegend 344710 PerCP-Cy5.5 conjugated
Biosafaty cabinet level 2 If posible connected to an exauste chimeny when handling Isoflurane
Bonnet Fisher scientific 17-100-900 Single use cap for basic protection
Cavicide Metrex 13-1000 Surface desinfectant
CD34+ cells Lonza 2C-101 As many vials available from a single donor
Centrifuge Beckman 65-6KR
Clear jar Amazon 77977
Cotton gauze pad Fisher scientific 22-415-468 Sterile
Disposable lab coats Fisher scientific 19-472-422
EDTA micro tubes Greiner bio-one 450480
Face Mask Fisher scientific 17-100-897
FACS lysing solution BD 340202
FBS premium HI Atlanta biologicals S1115OH
Ficoll GE health one 17-1440-02
Flow cytometer We used FACS Aria II
Flow cytometry tubes Falcon 352054 5 ml polystyrene and round bottom
HIV BaL Prepared in our uQUANT core facility
Human PBMCs HIV positive and negative volunteers
Infrared warming pad Venet scientific DCT-25 Temporary therapeutic warming pad for small animals
Isentress (Raltegravir) Merck NSC 0006-0227061 Antiretroviral medication to treat human immunodeficiency virus (HIV)-Integrase inhibitor
Isoflurane Henry Schein NDC 11695-6776-2
Mark I irradiator Equipment belonging to university of Maryland
Micro pipettes
Microcentrifuge Eppendorf
Mouse ear tags National Band & Tag company 1005-1L1
Natelson blood collection tubes Fisher scientific 02-668-10
NOG-EXL Taconic HSCFTL-13395-F
NSG mice Jackson 5557 Time pregnant females for CD34 engraftment and Juveniles for PBMCs engraftment
NSG-SGM3 Jackson 13062
Paraformaldehyde 16% Electron microscopy sciences 15710
PBS 1X pH 7.4 Gibco 100-10-023
Petri dishes Fisher scientific 08-757-28
Quantistudio qPCR machine Thermo QS3
Reagent reservoirs Costar 4870
RPMI media 1640 1X Gibco 11875-093
Shoe covers Fisher scientific 17-100-911
Sterile disposable Gloves Microflex SUF-524
SuperScript II First-Strand Synthesis SuperMix Invitrogen 10080-400 cDNA synthesis
Syringes 28-G x 1/2 BD 329-461
Syringes 29-G x 1/2 BD 324-702
Truvada (Emtricitabine and Tenofovir Gilead NDC 61958-0701-1 Antiretroviral medication to treat human immunodeficiency virus (HIV)-Nicleoside analog-transcriptase inhibitor
Trypan blue Sigma T8154 Cell count and viability
Vick Vaporub School health 43214 Ointment based on menthol and eucalyptus
Water molecular biology grade Quality biological 351-029-131

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. Humanized mice in translational biomedical research. Nature Reviews Immunology. 7, 118-130 (2007).
  2. Koboziev, I., et al. Use of humanized mice to study the pathogenesis of autoimmune and inflammatory diseases. Inflammatory Bowel Diseases. 21 (7), 1652-1673 (2015).
  3. Ito, M., et al. NOD/SCID/γcnull mouse: An excellent recipient mouse model for engraftment of human cells. Blood. 100 (9), 3175-3182 (2002).
  4. Ishikawa, F., et al. Development of functional human blood and immune systems in NOD/SCID/IL2 receptor {gamma} chain(null) mice. Blood. 106 (5), 1565-1573 (2005).
  5. Kim, K. C., et al. A Simple Mouse Model for the Study of Human Immunodeficiency Virus. AIDS research and human retroviruses. 32 (2), 194-202 (2016).
  6. Wunderlich, M., et al. AML xenograft efficiency is significantly improved in NOD/SCID-IL2RG mice constitutively expressing human SCF, GM-CSF and IL-3. Leukemia. 24 (10), 1785-1788 (2010).
  7. Billerbeck, E., et al. Development of human CD4+FoxP3+ regulatory T cells in human stem cell factor-, granulocyte-macrophage colony-stimulating factor-, and interleukin-3-expressing NOD-SCID IL2Rγnull humanized mice. Blood. 117 (11), 3076-3086 (2011).
  8. Coughlan, A. M., et al. Myeloid Engraftment in Humanized Mice: Impact of Granulocyte-Colony Stimulating Factor Treatment and Transgenic Mouse Strain. Stem cells and development. 25 (7), 530-541 (2016).
  9. Kumar, P., et al. T Cell-Specific siRNA Delivery Suppresses HIV-1 Infection in Humanized Mice. Cell. 134 (4), 577-586 (2008).
  10. Victor Garcia, J. Humanized mice for HIV and AIDS research. Current Opinion in Virology. 19, 56-64 (2016).
  11. Araínga, M., Su, H., Poluektova, L. Y., Gorantla, S., Gendelman, H. E. HIV-1 cellular and tissue replication patterns in infected humanized mice. Scientific Reports. 6, 1-12 (2016).
  12. Satheesan, S., et al. HIV replication and latency in a humanized NSG mouse model during suppressive oral combinational ART. Journal of Virology. 92 (7), 2118 (2018).
  13. Medina-Moreno, S., et al. Targeting of CDK9 with indirubin 3’-monoxime safely and durably reduces HIV viremia in chronically infected humanized mice. PLoS ONE. 12 (8), 1-13 (2017).
  14. Honeycutt, J. B., et al. Macrophages sustain HIV replication in vivo independently of T cells. The Journal of Clinical Investigation. 126 (4), 1353-1366 (2016).
  15. Perdomo-Celis, F., Medina-Moreno, S., Davis, H., Bryant, J., Zapata, J. C. HIV Replication in Humanized IL-3/GM-CSF-Transgenic NOG Mice. Pathogens. 8 (33), Basel, Switzerland. 1-16 (2019).
  16. Akkina, R., et al. Improvements and Limitations of Humanized Mouse Models for HIV Research: NIH/NIAID "Meet the Experts" 2015 Workshop Summary. AIDS Research and Human Retroviruses. 32 (2), 109-119 (2015).
  17. Dudek, T. E., Allen, T. M. HIV-Specific CD8+ T-Cell Immunity in Humanized Bone Marrow-Liver-Thymus Mice. The Journal of Infectious Diseases. 208, Suppl 2 150-154 (2013).
  18. Skelton, J. K., Ortega-Prieto, A. M., Dorner, M. A Hitchhiker's guide to humanized mice: new pathways to studying viral infections. Immunology. 154, 50-61 (2018).
  19. Pearson, T., Greiner, D. L., Shultz, L. D. Creation of "humanized" mice to study human immunity. Current Protocols in Immunology. , Chapter 15, Unit 15.21 (2008).
  20. Hasgur, S., Aryee, K. E., Shultz, L. D., Greiner, D. L., Brehm, M. A. Generation of Immunodeficient Mice Bearing Human Immune Systems by the Engraftment of Hematopoietic Stem Cells. Methods in molecular biology. 1438, Clifton, N.J. 67-78 (2016).
  21. Shultz, L. D., et al. Human lymphoid and myeloid cell development in NOD/LtSz-scid IL2R gamma null mice engrafted with mobilized human hemopoietic stem cells. Journal of Immunology. 174 (10), Baltimore, Md. 6477-6489 (2005).
  22. King, M., et al. A new Hu-PBL model for the study of human islet alloreactivity based on NOD-scid mice bearing a targeted mutation in the IL-2 receptor gamma chain gene. Clinical Immunology. 126 (3), Orlando, Fla. 303-314 (2008).
  23. King, M. A., et al. Human peripheral blood leucocyte non-obese diabetic-severe combined immunodeficiency interleukin-2 receptor gamma chain gene mouse model of xenogeneic graft-versus-host-like disease and the role of host major histocompatibility complex. Clinical and Experimental Immunology. 157 (1), 104-118 (2009).
  24. Covassin, L., et al. Human peripheral blood CD4 T cell-engrafted non-obese diabetic-scid IL2rgamma(null) H2-Ab1 (tm1Gru) Tg (human leucocyte antigen D-related 4) mice: a mouse model of human allogeneic graft-versus-host disease. Clinical and experimental immunology. 166 (2), 269-280 (2011).
  25. Heredia, A., et al. Targeting of mTOR catalytic site inhibits multiple steps of the HIV-1 lifecycle and suppresses HIV-1 viremia in humanized mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (30), 9412-9417 (2015).
  26. Nair, A., Jacob, S. A simple practice guide for dose conversion between animals and human. Journal of Basic and Clinical Pharmacy. 7 (2), 27-31 (2016).
  27. Miller, P. H., et al. Analysis of parameters that affect human hematopoietic cell outputs in mutant c-kit-immunodeficient mice. Experimental Hematology. 48, 41-49 (2017).
  28. Murphy, W. J., et al. Induction of T cell differentiation and lymphomagenesis in the thymus of mice with severe combined immune deficiency (SCID). Journal of Immunology. 153 (3), Baltimore, Md. 1004-1014 (1994).
  29. Poluektova, L. Y., et al. Humanized Mice as Models for Human Disease. Humanized Mice for HIV Research. , Chapter 2 15-24 (2015).
  30. Nakata, H., et al. Potent anti-R5 human immunodeficiency virus type 1 effects of a CCR5 antagonist, AK602/ONO4128/GW873140, in a novel human peripheral blood mononuclear cell nonobese diabetic-SCID, interleukin-2 receptor gamma-chain-knocked-out AIDS mouse model. Journal of Virology. 79 (4), 2087-2096 (2005).
  31. Terahara, K., et al. Fluorescent Reporter Signals, EGFP, and DsRed, Encoded in HIV-1 Facilitate the Detection of Productively Infected Cells and Cell-Associated Viral Replication Levels. Frontiers in Microbiology. 2, 280 (2012).
  32. Nicolini, F. E., Cashman, J. D., Hogge, D. E., Humphries, R. K., Eaves, C. J. NOD/SCID mice engineered to express human IL-3, GM-CSF and Steel factor constitutively mobilize engrafted human progenitors and compromise human stem cell regeneration. Leukemia. 18 (2), 341-347 (2004).
  33. Cyster, J. G., et al. Follicular stromal cells and lymphocyte homing to follicles. Immunological Reviews. 176, 181-193 (2000).
  34. Seung, E., Tager, A. M. Humoral Immunity in Humanized Mice: A Work in Progress. Journal of Infectious Diseases. 208, Suppl 2 155-159 (2013).
  35. Wahl, A., Victor Garcia, J. The use of BLT humanized mice to investigate the immune reconstitution of the gastrointestinal tract. Journal of Immunological Methods. 410, 28-33 (2014).
  36. Suzuki, M., et al. Induction of human humoral immune responses in a novel HLA-DR-expressing transgenic NOD/Shi-scid/γc null mouse. International Immunology. 24 (4), 243-252 (2012).
  37. Ali, N., et al. Xenogeneic Graft-versus-Host-Disease in NOD-scid IL-2Rγnull Mice Display a T-Effector Memory Phenotype. PLoS ONE. 7 (8), 1-10 (2012).
  38. Brehm, M. A., Wiles, M. V., Greiner, D. L., Shultz, L. D. Generation of improved humanized mouse models for human infectious diseases. Journal of Immunological Methods. 410, 3-17 (2014).
  39. Hakre, S., Chavez, L., Shirakawa, K., Verdin, E. HIV latency: experimental systems and molecular models. FEMS Microbiology Reviews. 36 (3), 706-716 (2012).
  40. Wu, F., et al. TRIM5α Restriction Affects Clinical Outcome and Disease Progression in Simian Immunodeficiency Virus-Infected Rhesus Macaques. Journal of Virology. 89 (4), 2233 (2015).

Tags

Immunologi och infektion fråga 154 CD34+ PBMC intrahepatiska injektioner intraperitoneala injektioner retroorbital blödning hiv
Kronisk, akut, och återaktiveras HIV-infektion i humaniserade Immunobristfälliga musmodeller
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Perdomo-Celis, F., Medina-Moreno,… More

Perdomo-Celis, F., Medina-Moreno, S., Heredia, A., Davis, H., Bryant, J., Zapata, J. C. Chronic, Acute, and Reactivated HIV Infection in Humanized Immunodeficient Mouse Models. J. Vis. Exp. (154), e60315, doi:10.3791/60315 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter