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Biochemistry

Produzione, cristallizzazione e determinazione della struttura del dominio iKK-binding di NEMO

Published: December 28, 2019 doi: 10.3791/60339
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1Department of Chemistry, Dartmouth College

Summary

Descriviamo protocolli per la determinazione della struttura del dominio iKK-binding di NEMO dalla cristallografia a raggi X. I metodi includono l'espressione proteica, la purificazione e la caratterizzazione, nonché strategie per il successo dell'ottimizzazione dei cristalli e la determinazione della struttura della proteina nella sua forma non associata.

Abstract

NeMO è una proteina di impalcatura che svolge un ruolo essenziale nel percorso NF-B assemblando il complesso IKK con le chinasi IKK e IKK. Al momento dell'attivazione, il complesso ifosofolaIKK le molecole IB che portano alla traslocazione nucleare NF-B e all'attivazione dei geni bersaglio. L'inibizione dell'interazione NEMO/IKK è un paradigma terapeutico interessante per la modulazione dell'attività del percorso NF-B, rendendo NEMO un bersaglio per la progettazione e la scoperta degli inibitori. Per facilitare il processo di scoperta e ottimizzazione degli inibitori NEMO, abbiamo progettato un costrutto migliorato del dominio di NEMO che lega IKK di NEMO che consentirebbe la determinazione della struttura della proteina nella forma apoe e mentre è legato a piccoli inibitori del peso molecolare. Qui, presentiamo la strategia utilizzata per la progettazione, l'espressione e la caratterizzazione strutturale del dominio iKK-binding di NEMO. La proteina è espressa in cellule di E. coli, solubilificate in condizioni di detonazione e purificate attraverso tre passaggi cromatografici. Discutiamo i protocolli per ottenere cristalli per la determinazione della struttura e descriviamo le strategie di acquisizione e analisi dei dati. I protocolli troveranno ampia applicabilità alla determinazione della struttura di complessi di NEMO e piccoli inibitori di molecole.

Introduction

La via NF-B viene attivata in risposta a una varietà di stimoli, tra cui citochine, prodotti microbici e stress, per regolare l'espressione dei geni bersaglio responsabili della risposta infiammatoria e immunitaria, della morte o della sopravvivenza cellulare e della proliferazione1. Le patologie, tra cui malattie infiammatorie e autoimmuni e cancro2,3,4,5 sono state correlate all'iperattivazione del percorso, che ha reso la modulazione dell'attività nF-B un obiettivo primario per lo sviluppo di nuove terapie6,7.

La via canonica NF-B, in particolare, si distingue dalla via non canonica, responsabile dell'antanalgenesi e dell'attivazione delle cellule B, dalla dipendenza del primo dalla proteina di scaffolding NEMO (NF-Bmodulatoreessenziale 8 ) per l'assemblaggio del complesso IKK con le chinasi IKK e IKK. Il complesso di IKK è responsabile della fosforilazione dell'IB, che lo prende di mira per la degradazione, liberando i dimeri NF-B da traslocare nel nucleo per la trascrizione genica1 ed è quindi un bersaglio attraente per lo sviluppo di inibitori per modulare l'attività NF-B.

La nostra ricerca si concentra sulla caratterizzazione dell'interazione proteina-proteina tra NEMO e IK, mirando a NEMO per lo sviluppo di piccoli inibitori molecolari della formazione complessa di IKK. Il dominio di legame minimo di NEMO, necessario per legare IKK, comprende i residui 44-111, e la sua struttura è stata determinata in complesso con un peptide corrispondente alla sequenza di IKK - 701-7459. NeMO e IKK formano un fascio di quattro elica in cui il dimero NEMO ospita le due eliche di IKK (701-745) in una scanalatura aperta allungata con un'interfaccia di interazione estesa. Il dominio legante NEMO (NBD), IKKà (734-742), definisce il punto caldo più importante per l'associazione, dove i due tritofori essenziali (739,741) seppelliscono profondamente all'interno della tasca NEMO. I dettagli della struttura complessa possono aiutare nella progettazione e nell'ottimizzazione basata sulla struttura degli inibitori delle piccole molecole mirati a NEMO. Allo stesso tempo, è difficile che il legame di una piccola molecola o peptide ricrei in NEMO l'intero cambiamento conformazionale (cioè, un'ampia apertura del dimero neMO a bobina) causato dal legame del lungo IKK (701-745), come osservato nel cristallo, e la struttura di NEMO o NEMO non legato a un inibitore della piccola molecola può rappresentare un migliore obiettivo per la progettazione e l'ottimizzazione dei farmaci basati sulla struttura.

I costrutti di troncamento a lunghezza intera NEMO e di troncamento più piccoli che comprendono il dominio di associazione IKK si sono dimostrati intrattabili per la determinazione della struttura in forma non integrata tramite la cristallografia a raggi X e i metodi di risonanza magnetica nucleare (NMR)10, il che ci ha spinto a progettare una versione migliorata del dominio di legame IKK di NEMO. Infatti, NEMO (44-111) nella forma non associata è solo parzialmente piegato e subisce uno scambio conformazionale e quindi abbiamo deciso di stabilizzare la sua struttura dimeica, piega e stabilità della bobina, pur conservando l'affinità vincolante per IKK. Aggiungendo tre eptadi di sequenze ideali dimericed coil11 al n-e C-termini della proteina, e una serie di quattro mutazioni punti, abbiamo generato NEMO-EEAA, un costrutto completamente dimerico e piegato in una bobina a bobina, che ha salvato l'affinità IKK-legante alla gamma nanomolare come osservato per la lunghezza completa NEMO12. Come ulteriore vantaggio, speravamo che gli adattatori a bobina (basati sulla sequenza GCN4) avrebbero facilitato la cristallizzazione e infine aiutato nella determinazione della struttura a raggi X attraverso la sostituzione molecolare. Adattatori a bobina sono stati utilizzati in modo simile sia per aumentare la stabilità, migliorare il comportamento della soluzione e facilitare la cristallizzazione per bobine a bobina trimeree e frammenti di anticorpi13,14. NeMO-EEAA è facilmente esprimente e purificato dalle cellule di Escherichia. coli con un'etichetta histidina sfilsiabile, è solubile, piegato in una bobina a bobina dimeric stabile ed è facilmente cristallizzato, con diffrazione a 1,9 . La presenza delle regioni ordinate a bobina di GCN4 potrebbe inoltre aiutare a far rientrare i dati provenienti dai cristalli di NEMO-EEAA mediante sostituzione molecolare utilizzando la struttura nota di GCN415.

Dati i risultati ottenuti con apo-NEMO-EEAA, crediamo che i protocolli qui descritti potrebbero essere applicati anche alla cristallizzazione del NEMO-EEAA in presenza di piccoli peptidi (come il peptide NBD) o di inibitori di piccole molecole, con l'obiettivo di comprendere i requisiti per l'inibizione NEMO e l'ottimizzazione basata sulla struttura degli inibitori iniziali del piombo ad alta affinità. Data la plasticità e la natura dinamica di molti domini a bobina16, l'uso degli adattatori a bobina-coil potrebbe trovare un'applicabilità più generale nell'aiutare la determinazione strutturale.

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Protocol

1. Progettazione del costrutto per la cristallografia

  1. Clonare la sequenza di NEMO-EEAA come nella precedente pubblicazione12 in un vettore per l'espressione in E. coli utilizzando il promotore T7, tra cui un tag esa-issidina N-terminale e un sito di cleavazione proteasi.
    NOTA: In questo protocollo, abbiamo usato un vettore modificato per includere un tag esa-istidina A N-terminale e un sito di scissione Tobacco Etch Virus (TEV)10. Questo vettore facilita la scissione del suo tag per la cristallizzazione delle proteine e lascia solo la breve estensione dei residui di GSW prima dell'inizio della sequenza proteica desiderata. Il vettore da cui è stato derivato e i vettori alternativi sono elencati nella tabella dei materiali. In questo protocollo, le successive modifiche alla sequenza originale NEMO(44-111) sono state introdotte passo dopo passo, come descritto in precedenza10, utilizzando la mutagenesi laterale diretta. Inizialmente abbiamo tentato di stabilizzare il dimero NEMO a bobina che aggiunge gli adattatori a bobina (in una lunghezza di almeno tre heptads) all'estremità N-terminal o C-terminalo o a entrambi. La doppia bobina a bobina è stata la più promettente da precedenti prove di cristallizzazione ed è stata successivamente modificata introducendo mutazioni per migliorare la cristallizzazione come descritto in precedenza12.

2. Espressione su larga scala del suo6 etichettato NEMO-EEAA

  1. Trasforma costrutto in celle competenti BL21(DE3). Conservare a -80 gradi centigradi come brodo di glicerolo cellulare.
  2. Giorno 1 – Preparare una coltura di avviamento cellulare. In una fiaschetta Erlenmeyer da 125 mL, aggiungere 20 mL di soluzione Terrific Broth e 20 -L di uno stock di 100 mg/mL di Ampicillin. Aggiungere alcuni microlitri di scorta di glicerolo cellulare (da -80 gradi centigradi di celle competenti BL21(DE3) trasformate con vettore).
  3. Agitare la coltura di avviamento da 10 mL per tutta la notte a 37 gradi centigradi, 220 giri/m (circa 15 h).
  4. Giorno 2 – Dall'antipasto, diluire a un OD600 x 0,1 in 250 mL di Terrific Broth. Aggiungete l'ampicillina ad una concentrazione finale di 100 g/mL. Crescere fino a un OD600 - 0,8-1,0.
    1. Aggiungete l'isopropile a 500 M e fate crescere per 4 h a 37 gradi centigradi.
    2. Misurare OD600 di coltura indotta dopo 4 h. La coltura dovrebbe raggiungere un OD600 - 6-10.

3. Purificazione dei suoi6 etichettati NEMO-EEAA

  1. Ruotare la coltura cellulare verso il basso a 3.800 x g per 20 min a 4 gradi centigradi.
  2. Salvare il pellet cellulare e scartare il mezzo.
    NOTA: Il pellet cellulare può essere salvato e conservato a -20 gradi centigradi a questo punto, per la purificazione in un secondo momento.
  3. Risospendere le cellule in 40 mL di buffer di lisi contenente 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 10 mM imidazole, 2 mM MgCl2, 0,5 mth phenylmethylsulfonyl fluoruro, 2 mM Dithiothreitol (DTT) e 3 -L di Benzonase Nuclease.
    NOTA: la cromatografia di affinità iostico iomaciolato (IMAC) iografica immobilizzata Nickel è compatibile con 2 mM DTT. In alternativa, è possibile utilizzare 0,2 mM tris(2 carboxyethyl)phosphine (TCEP).
  4. Dividere le celle risospese in due 20-25 mL.
  5. Lyse le cellule utilizzando la stampa francese (pressione approssimativa 25.000 psi), ripetendo 2-3 volte per ciascuno (nella stanza fredda).
    NOTA: In alternativa, le cellule potrebbero essere lised dalla sonicazione (non testate in questo protocollo).
  6. Aggiungere urea al lisa e la cellula ad una concentrazione finale di 8 M, consentire di incubare su una piattaforma a dondolo per un minimo di 2 h o fino a una notte. Questo e tutti i seguenti passaggi di purificazione, ad eccezione della dialisi, possono essere eseguiti a temperatura ambiente.
  7. Giorno 3 – Trasferire il lisato ai tubi di ultracentrifuga e il peso dell'equilibrio, garantendo il lisato riempie i tubi ad almeno 3/4 pieno. Girare il lisato a 125.000 x g per 45 min a 25 gradi centigradi. Decant il supernatante in un becher da 100 mL per il caricamento su colonna.
    NOTA: Centrifugatura a 4 gradi centigradi causerà l'arresto anomalo dell'urea.
  8. In un sistema di cromatografia liquida veloce, rimuovere l'etanolo dalla colonna IMAC 5 mL con 25 mL di ultrapure H2O a 5 mL/min, seguito da 25 mL di buffer di eluizione contenente 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 500 mM imidazole, 2 mM DTT, pH 8.0, quindi 25 mL di buffer di rilegatura contenente 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 10 mM imidazole, 2 mM DTT, 8 M.
  9. Caricare l'urea incubato supernatante a 3 mL/min sulla colonna IMAC, raccogliendo il flusso attraverso. Lavare la colonna per 10 volumi di colonne con buffer di associazione a 3 mL/min.
  10. Ripiegare il costrutto NEMO-EEAA su colonna lavando la colonna con buffer di ripiegatura per 20 volumi di colonne a 3 mL/min, contenente 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 10 mM imidazole, 2 mM DTT, pH 8.0.
  11. Eseguire l'eluizione del gradiente di NEMO-EEAA, da 10 a 500 mM Imidazole su un gradiente di volume di 12 colonne, raccogliendo tutti eluati nella piastra di raccolta frazione (1 mL frazioni).
  12. Proseguire eluizione a 500 mM imidazole per due volumi di colonne, continuando a raccogliere.
  13. Eseguire l'elettroforesi del gel di sodio dodecyl (SDS) - poliacrilamina (PAGE) per determinare la presenza NEMO- EEAA nelle frazioni di eluizione.
    NOTA: Abbiamo usato il 10% di acrilammide, buffer MES.
  14. Frazioni da biliardo contenenti proteine bersaglio pure.
  15. Misurare la concentrazione di proteine da Bradford saggio17.
    NOTA: Questo è necessario per stimare la quantità di proteasi per il tag scissione.

4. Il suo6 tag scissione e purificazione

  1. Aggiungi TEV in un rapporto di peso 1:10 della proteina TEV:NEMO-EEAA per fendere il tag His6. La proteasi TEV è stata purificata in casa.
    NOTA: Ottimizzare la quantità di TEV, tempo e temperatura necessari per la scissione completa separatamente.
    1. Esprimere proteasi TEV, S219V mutante18 in cellule BL21(DE3)-RIL e purificare come descritto in precedenza19. Far crescere brevemente le cellule come descritto al punto 2, lisci dalla stampa francese e purificare utilizzando una colonna IMAC. Conservare la proteina finale in 25 mM di sodio fosfato tampone, pH 7,8, 150 mM NaCl, 1 mM EDTA, 2 mM DTT, 20% v/v glicerol.
  2. Dialisci il campione durante la notte (circa 15 h) in 4 L di 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 2 mM DTT, pH 8.0, per consentire la scissione e rimuovere l'imidazolo in eccesso dal campione per la successiva purificazione.
  3. Giorno 4 – Rimuovere il campione dalla dialisi. Eseguire un gel SDS-PAGE del campione dalla scissione TEV per assicurarsi che la scissione sia completata.
  4. In un sistema di cromatografia liquida veloce, rimuovere l'etanolo da una colonna IMAC 5 mL con 25 mL di ultrapure H2O a 5 mL/min, seguito da 25 mL di buffer di eluizione contenente 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 500 mM imidazole, 2 mM DTT, pH 8.0, quindi buffer di rilegatura contenente 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 10 mM imidazole, 2 mM DTT, pH 8.0.
  5. Caricare la colonna a 1 mL/min con NEMO-EEAA con taglio TEV. Cleaved NEMO-EEAA eluirà nel flow-through: raccogliere in una piastra di raccolta 96 frazioni di pozzo (1 mL di frazioni). Lavare la colonna per cinque volumi di colonne di 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 10 mM imidazole a 1 mL/min, continuando a raccogliere in piastra di raccolta frazione.
  6. Elute TEV e uncleaved His6-NEMO-EEAA con tre volumi di colonne di 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 500 mM imidazole, 2 mM DTT, pH 8.0, raccogliendo eluizione in un pallone da 50 ml.
  7. Eseguire il gel SDS-PAGE di frazioni flow-through per determinare la presenza di NEMO-EEAA a cleosa.
  8. Frazioni di flusso della piscina contenenti costrutto NEMO-EEAA a cleaved e concentrato utilizzando un concentratore di cellule mescolate a 5 mL. Taglio del peso molecolare della membrana (MWCO) - 3 kDa.
  9. Utilizzando una membrana MWCO da 3 kDa, dialyze concentrato campione in 2 L di 20 mM Tris, 100 mM NaCl, 2 mM DTT, pH 8.0 per 2 h. Modificare il buffer di dialisi a 2 L di tampone di dialisi fresco per la dialisi notturna (circa 15 h), a 4 gradi centigradi.
  10. Giorno 5 – Caricare 5 mL del campione dializzato su una cromatografia di esclusione di dimensioni (SEC) 16 mm x 60 cm colonna (34 m media di particelle) a 1 mL/min in 2 mM Tris, 100 mM NaCl, 2 mM DTT, pH 8.0. Ripetere l'operazione con colonne aggiuntive a seconda del volume del campione.
  11. Raggruppare le frazioni corrispondenti a dimeric NEMO-EEAA.
    NOTA: NEMO-EEAA elui s'impegna tra 60-65 mL, corrispondente a una proteina di peso molecolare più grande, a causa della natura allungata della bobina oculata dimeric.
  12. Concentrate utilizzando un concentratore di cellule agitate e un MWCO - 3 kDa membrana ad una concentrazione finale di 113 M (1,65 mg/mL).
  13. Aliquota e conservare a 4 gradi centigradi (stabile per oltre 1 mese).

5. Screening della matrice sparse

NOTA: il protocollo esegue prove di cristallizzazione utilizzando schermi disponibili in commercio e configurando esperimenti di blocco mediante un robot di cristallizzazione. Le immagini in cristallo vengono raccolte automaticamente da un imager.

  1. Utilizzando schermi a matrice di tipo sparse disponibili in commercio (vedere Tabella dei materiali),pipetta 60 - L di soluzione a matrice sparse in ciascuno dei 96 pozzi di una piastra di cristallizzazione a 2 camere a goccia per la diffusione del vapore a goccia seduta (soluzione di serbatoio).
  2. Utilizzando un setter a goccia robotico, erogare 100 nL di soluzione proteica a 1,65 mg/mL in un rapporto 1:1 con soluzione serbatoio in goccia 1 per un volume finale di 200 nL; quindi 66 nL di soluzione proteica con 134 nL di soluzione serbatoio per un volume finale di 200 nL in goccia 2 (rapporto 1:2).
  3. Sigillare la piastra utilizzando nastro adesivo largo 3 pollici subito dopo l'erogazione.
    NOTA: Le gocce si prosciugano se lasciate esposte all'atmosfera per più di 2-3 min.
  4. Conservare i vassoi nella memoria dell'immagine di cristallizzazione, a 20 gradi centigradi, controllando le immagini raccolte automaticamente per la presenza di cristalli, a partire da due giorni.
    NOTA: lo screening di cristallizzazione ha proceduto in parallelo con l'ottimizzazione del costrutto. Cristalli iniziali formati nelle seguenti condizioni (schermi commerciali elencati nella Tabella dei Materiali):a) 0,1 M Tris, pH 8.0, 30 % v/v polyetilene glicole (PEG) MME 550, 5% di acido poli-z-glutammico, 200-400 kDa polimero a basso peso molecolare (PGA -LM); b) 0,1 M Tris, pH 7,8, 20% w/v PEG MME 2k, 5% PGA-LM; c) 0,1 M Tris, pH 7,8, 20% w/v PEG 3350, 5% PGA-LM. I cristalli dello schermo a matrice sparsa avranno scarsa uniformità reticolare; quindi, sembreranno poveri utilizzando l'imaging polarizzato incrociato. Utilizzare l'imaging UV per garantire che i cristalli contengano proteine. La seguente fase di generazione delle scorte di semi è necessaria per ottenere i cristalli di qualità di diffrazione finale.

6. Produzione di scorte di semi

NOTA: Otteniamo riproducibilmente cristalli per la generazione di semi in 0,1 M Tris pH 8,0, 5% PGA-LM, 3,6% w/v PEG 20k. Tuttavia, i cristalli mostreranno un'elevata mosaicità e non sono adatti per la raccolta dei dati in questa fase.

  1. Utilizzando un kit per la generazione di semi, preparare il brodo di semi pipeting out intera goccia con cristallo presente, e mettere in 50 - L di soluzione di condizione di cristallizzazione nella fiala fornita.
  2. Vorticare il brodo di semi per 3 min, pulsando 20 s su e 10 s off.
  3. Diluire in serie le scorte di semi in 1:10 incrementi fino a 1:10.000. Conservare tutte le diluizioni a 4 gradi centigradi, per un ulteriore utilizzo.

7. Schermi fini

  1. Progettare schermi di dimensioni diverse, variando le condizioni per Tris, PGA-LM e PEG. Variare la lunghezza del PEG per i singoli vassoi.
    NOTA: Lo schermo fine che ha prodotto il cristallo utilizzato per la determinazione della struttura di NEMO-EEAA impiegava le seguenti condizioni: 0.1 M Tris pH 8; PGA-LM variava dall'8 allo 0% nelle colonne 1-12. Le righe A-H hanno esaminato diversi TAG, con concentrazioni variabili nelle colonne 1-12 come indicato di seguito. A: PEG 200 (0-40% v/v); B: PEG 400 (0-40% v/v); C: PEG MME 500 (0-40% v/v); D: PEG 1000 (0-30% w/v); E: PEG 3350 (0-30% w/v); F: PEG 6k (0-30% w/v); G: PEG 10k (0-20% w/v); H: PEG 20k (0-20% w/v). Il cristallo è apparso in ben H4 (5.45% w/v PEG 20k, 5.8% w/v PGA-LM). In questo protocollo, un gestore di liquidi generatore di schermo di cristallografia proteica è stato utilizzato per costruire gli schermi.
  2. Seme uno stock proteico in un rapporto di volume 1:25 di 1:1,000 diluizione dei semi.
    NOTA: la concentrazione del NEMO-EEACadrà leggermente, ma i cristalli continueranno a formarsi.
  3. Ripetere il passaggio 2 utilizzando la diluizione del seme 1:10,000, stesso rapporto di volume 1:25.
  4. Utilizzando il setter a goccia, erogare 100 nL di soluzione proteica a 1,65 mg/mL, con 1:1.000 diluizione di stock di semi in un rapporto 1:1 con soluzione serbatoio in goccia 1 per un volume finale di 200 nL. Ripetere per la goccia 2, ma con 1:10,000 diluizione di stock di semi presenti.
  5. Sigillare la piastra utilizzando nastro adesivo largo 3 pollici subito dopo l'erogazione.
    NOTA: Le gocce si prosciugano se lasciate esposte all'atmosfera per più di 2-3 min.
  6. Conservare i vassoi nella memoria dell'imager, a 20 gradi centigradi, controllando le immagini raccolte dopo due giorni per la presenza dei cristalli.
  7. Controllare i cristalli con l'imager polarizzatore incrociato per uniformità del reticolo, per selezionare per singole condizioni per impostare i vassoi seguenti.

8. Generazione di cristalli per la raccolta dei dati

  1. Progetta schermi a singola condizione intorno a Tris, PGA-LM e PEG che producevano cristalli uniformi analizzati da immagini polarizzate e i cristalli più grandi possibili.
    NOTA: I cristalli di queste condizioni hanno una forma irregolare, per lo più fogli sottili rettangolari. È fondamentale selezionare una condizione in cui i bordi del cristallo sono ben definiti e hanno il massimo spessore possibile.
  2. Fare 20 mL di condizione di cristallizzazione a mano.
  3. Utilizzando un pipettor multicanale, erogare 60 l per bene in una piastra di cristallizzazione a 2 gocce, 96 pozzi per la diffusione del vapore a goccia seduto.
  4. Preparare il supporto di semi come descritto nel passaggio 6.2.
  5. Distribuisci la proteina come descritto al punto 6.3.
  6. Sigillare la piastra utilizzando nastro adesivo largo 3 pollici subito dopo l'erogazione.
    NOTA: Le gocce si prosciugano se lasciate esposte all'atmosfera per più di 2-3 min.
  7. Conservare i vassoi nell'imager a 20 gradi centigradi e controllare ogni giorno le immagini per verificare la presenza di cristalli.
  8. Controllare le immagini polarizzate dei cristalli per l'uniformità del reticolo, per selezionare i cristalli per la raccolta dei dati.

9. Determinazione del crio-protettore

  1. Per testare i crio-protettori, creare soluzioni azionarie corrispondenti alle condizioni di cristallizzazione ma contenenti una concentrazione 30%, 20%, 10% e 5% superiore di ogni componente. L'aggiunta del volume crio-protettore si tradurrà in una concentrazione finale di componenti che è lo stesso come le condizioni di cristallizzazione.
    NOTA: Per testare un crio-protettore ad una concentrazione del 30% per volume per una condizione di cristallizzazione di 0,1 M, iniziare con una soluzione di stock di 0,143 M Tris, prima di aggiungere il crioprotettore.
  2. Da un kit crio-reagenti, creare 10 L di campione per il test crio-protetto mescolando il 30% per volume di crio condizione nel 70% della soluzione di stoccaggio delle condizioni di cristallizzazione, per una concentrazione finale del 30% crio-protettrice in condizioni di cristallizzazione originali. Mescolare accuratamente.
    1. Utilizzando una pipetta da 10 luna, prendere 5 ll di soluzione crio-protetta di prova e immergere la punta del tubo in azoto liquido. Se si osserva ghiaccio, scartare.
    2. Prova tutti i crio-protettori al 30%. Per le soluzioni di successo, ripetere il processo al 20%, quindi al 10% e al 5% del crioprotettore.
    3. Utilizzando la soluzione crio-protettrice di successo con la più piccola percentuale di crio-protettore, aggiungere 0,5 l di soluzione in una goccia di prova con cristalli presenti. Osservare al microscopio, la tempistica quanto tempo il cristallo dura nella condizione, se non indefinito.
      NOTA: Questi cristalli sono solo per il test e verranno scartati. Per NEMO-EEA, il 12% 1,2-propanediolo è la soluzione ottimale per il crio-protettore. Il 12% tiene conto della diluizione che la soluzione crio-protettrice sperimenterà quando viene aggiunta al calo di cristallo di circa 100 nL, per una concentrazione finale approssimativa di 1,2-propanediolo del 10%.

10. Looping di cristallo

  1. Cristalli loop 1-2 giorni prima della spedizione al sincrotrone.
    NOTA: I cristalli hanno un diametro di circa 60-100 m: gli anelli da 0,05 a 0,10 mm sono ideali per l'looping.
  2. Tagliare il nastro dalla parte superiore del pozzo.
  3. Aggiungete al pozzo 0,5 l di soluzione di cristallizzazione contenente il 12% 1,2-propanediolo crioprotettore direttamente.
    NOTA: la concentrazione finale di 1,2 propadiolo è ora di circa il 10%, a causa della diluizione da parte di 100 nL della soluzione di caduta (riduzione approssimativa del volume di caduta da 200 nL iniziale, a causa della diffusione del vapore).
  4. Loop il cristallo dal pozzo.
    NOTA: I cristalli crescono spesso sul fondo del pozzo, ma si sloggiano con una leggera spinta dal loop. Una volta sloggiato, loop.
  5. Conservare il cristallo contenente crio-loop in dischi immersi nel liquido N2.
  6. Conservare questi dischi nel liquido N2 nel pallone Dewar fino a quando non sono pronti per la spedizione per la diffrazione a raggi X al sincrotrone.

11. Raccolta dei dati

  1. Raccogliere i dati di diffrazione a raggi X. In questo protocollo, utilizzare AMX beamline (ID: 17-ID-1), National Synchrotron Light Source II.
    NOTA: i dati sono stati raccolti in loco ma possono essere raccolti in remoto. Raccogliere dati nella regione del cristallo che hanno mostrato l'uniformità del reticolo in immagini polarizzate incrociate. Posizionare i cristalli nel loop in modo che la raccolta dei dati non coinvolga le regioni "povere" del cristallo mentre il cristallo ruota nel goniometro. I dati che fornivano la migliore risoluzione provenivano dalla raccolta sul bordo di un'estensione di un cristallo di circa 5 x 5 m di dimensione. Utilizzare rastering per identificare le migliori aree sul cristallo per raccogliere20.

12. Elaborazione dei dati a raggi X

  1. Elabora il set di dati alla massima risoluzione raccolta (1,8 ) con il programma XDS IDXREF per determinare il contenuto di gruppi di spazi, celle unita e solventi.
  2. Integrare i dati utilizzando il programma XDS INTEGRATE.
  3. Intensità in scala di processo dal programma XDS XSCALE utilizzando STARANISO Server, utilizzando la media di taglio I/I di 1,2 per la superficie del limite di diffrazione per i dati.
    NOTA: i dati non verranno tagliati in vera ellissoide. Conservare tutti i dati al di sopra dell'I/II del limite di 1,2. Le statistiche sui dati calcolati per la completezza sferica saranno scarse, a causa del troncamento non sferico. La completezza dell'ellittica è stata dell'88% con le risoluzioni più alte di: 1,88 , 2,10 e 2,55 gradi, rispettivamente lungo l'asse a , b , b e c.

13. Soluzione struttura

  1. Utilizzare la struttura a raggi X di GCN4 (PDB: 4DMD)15 come modello di ricerca per la sostituzione molecolare utilizzando MRage21 in PHENIX22. La struttura 4DMD è stata definita in MRage come un "insieme", e la soluzione MRage ha costruito con successo la porzione di struttura corrispondente all'adattatore a bobina a dispone del terminale N di NEMO-EEAA, omologa al modello di ricerca, per entrambe le catene nel dimero.
    NOTA: disattivare la correzione anisotropia in PHASER o i dati verranno ulteriormente ridimensionati.
  2. Utilizzare i cicli successivi di Autobuild23 in PHENIX e la costruzione manuale (utilizzando le mappe 2Fo-Fc e Fo-Fc, in Coot24) per costruire il resto della struttura.
  3. Costruire manualmente i residui ancora mancanti nel modello sulla base delle mappe 2Fo-Fc e Fo-Fc, utilizzando Coot24.
    NOTA: L'ultima fase ha comportato la costruzione dei 4 residui di terminali N e 4 residui di terminali C per ogni monomero. Anche il posizionamento sidechain è stato regolato manualmente in base alle esigenze.
  4. Calcolare una mappa di omoglia composita utilizzando PHENIX e un'omissione del 10% della struttura.

14. Affinamento della struttura

  1. Perfezionare le strutture con PHENIX Refine. Eseguire i perfezionamenti iniziali rispetto ai pesi di solvente e stereochimica alla rinfusa, rilassando i vincoli RMSbond e RMSangle rispettivamente a 0,01 e 1,0. Continuare il perfezionamento su singoli fattori B, parametri TLS e occupanze.

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Representative Results

Clonazione, espressione e purificazione del dominio iKK-binding di NEMO.
Il protocollo è seguito in questo studio per ottenere la sequenza finale di NEMO-EEAA(Figura 1A), che produceva cristalli di qualità di diffrazione, che prevedeva l'espressione e la caratterizzazione di tutti i costrutti intermedi, inclusa l'aggiunta degli adattatori a bobina a N- e o C-terminus, le mutazioni C76A, C95S e le mutazioni E56A, E57A. Figura 1B mostra un gel SDS-PAGE di campioni raccolti durante la procedura di purificazione come descritto nello schema nella figura 1C. La proteina è sovraespressa in E. coli e appare come una banda approssimativamente al marcatore di peso 14 kDa MW sul gel SDS-PAGE (corsia 3, cellule raccolte al momento del raccolto e lised nel buffer campione di Laemmli integrato da 8 M di urea). La proteina appare pura dopo la prima colonna IMAC e visualizza un monomero e una banda didimera al livello dei marcatori 14 e 28 kDa MW sul gel SDS-PAGE (lane 9). La scissione TEV è praticamente completa seguendo il protocollo e la proteina si eluisce con il flusso attraverso la seconda colonna IMAC quasi interamente come un dimero, al previsto MW (band sotto 28 kDa). La cromatografia di esclusione delle dimensioni mostra un singolo picco di eluizione tra 60-65 mL e corrispondente nella nostra esperienza al dimero (Figura 1D). La bobina a bobina dimerica sempre eluisce prima del previsto su SEC a causa della forma allungata della bobina bobina e del conseguente grande raggio idrodinamico10. NEMO-EEAin in frazioni dal picco SEC appare ancora come un monomero e un dimero sul gel SDS-Page (lane 14-15). L'utilizzo di un concentratore di cellule agitate è importante per evitare l'aggregazione del campione possibile e la precipitazione sulla concentrazione.

Cristallizzazione di NEMO-EEAA
I cristalli iniziali sono stati ottenuti da uno schermo commerciale utilizzando PGA (vedi Tabella dei materiali),utilizzando 1,65 g/mL di NEMO-EEAA in 2 mM Tris, 100 mM NaCl, 2 mM DTT, pH 8.0. Lo screening fine ha prodotto cristalli in 0,1 M Tris pH 8,9, 5% PGA-LM, 3,6% PEG 20k (Figura 2A), che sono stati utilizzati per produrre uno stock di semi. I cristalli finali sono stati ottenuti con seeding in 0.1 M Tris pH 8.0, 5.8% PGA-LM, 5.45% PEG 20k (Figura 2B).

Raccolta dei dati e determinazione della struttura
I cristalli NEMO-EEAA soffrono di mosaicità e anisotropia. Cristalli formati nel gruppo di valori P 1 21 1 1, con una risoluzione dei dati variabile nell'asse a, b e c . Esempi di profili di diffrazione sono disponibili nella figura 3. I dati sono stati acquisiti presso la trave AMX (17-ID-1) di NSLS II, con una dimensione del fascio di 7 x 5 m2. La piccola dimensione del fascio era essenziale per concentrarsi sulla porzione desiderata del cristallo (Figura 2B) e garantire la qualità dei dati.

Il protocollo riuscito per la determinazione della struttura richiede il troncamento anisotropico dei dati utilizzando il server STARANISO27 (http://staraniso.globalphasing.org/cgi-bin/staraniso.cgi), seguito dalla graduale sostituzione molecolare utilizzando MRage21 all'interno di PHENIX22 e dalla struttura del dimeric GCN4 (PDB: 4DMD)15 come modello di ricerca. Nella soluzione di questa struttura è stato inizialmente tentato etichettando la methionina nativa con SeMet. Il segnale anomalo era troppo debole, probabilmente a causa della natura esposta solvente del Met95 nella forma non associata di NEMO (SeMet95 è stato utilizzato con successo per la graduale selezione della struttura NEMO / IKKK9).

L'analisi iniziale dei dati è stata tentata con il troncamento sferico dei dati a 2,3 . Questo set di dati non è stato gradualmente introdotto dalla sostituzione molecolare, ma è stata ottenuta una soluzione utilizzando MR-ROSETTA25 e la struttura di NEMO(44-111) in complesso con IKK(701-745) come modello di ricerca (PDB: 3BRV)9. Questo modello iniziale non poteva essere perfezionato con successo. Abbiamo utilizzato il diffrazione Anisotropy Server a UCLA26 per troncare ellitticamente i dati e per rimuovere l'anisotropia con il ridimensionamento anisotropico. Il nuovo set di dati elaborato potrebbe essere gradualmente sostituito dalla sostituzione molecolare. Per migliorare ulteriormente i dati, abbiamo impiegato il server STARANISO27 per il troncamento anisotropico dei dati e le ampiezza sono state corrette con un fattore di correzione anisotropico con stima bayesiana28. Questi dati, con conseguente aumento del numero di riflessioni univoche a 19.560, sono stati utilizzati per il perfezionamento della struttura. Omettere compose mappe dove calcolate con PHENIX, escludendo il 10% degli atomi alla volta, e confrontate con il modello di struttura finale, per confermare che la struttura non era di parte dal modello atomico. Il modello cristallografico è completo, fatta eccezione per il primo e l'ultimo residuo nella catena A del NEMO-EEAA, per la quale non è stata osservata alcuna densità di elettroni.

NEMO-EEAA è una bobina omo-dimeric, irregolare e parallela di lunghezza di 175 dollari. La regione regolare a bobina comprende la sequenza ideale dell'adattatore a bobina al N-terminus (residui 20-50) e i primi due heptad della sequenza corretta NEMO (residui 51-65). Una bobina a bobina regolare è presente anche al capolinea C, a partire dal residuo NEMO 97 e comprendendo l'adattatore a bobina ideale terminale C (Figura 4A). La parte centrale, che comprende i residui NEMO 66-98, mostra distanze interheliche maggiori (la spaziatura interchilenica va da un valore medio di 7,6 gradi nella struttura a bobina regolare fino a un massimo di 11,5 gradi nella regione irregolare) e un'interfaccia idrofobica discontinua rispetto a una bobina a bobina ideale. Questa regione di NEMO rappresenta anche l'interfaccia per l'associazione IKK e subisce un cambiamento conformazionale al momento della legatura del ligando. La struttura rilegata a IKK , conuna ntezza più aperta della bobina, per contenere il ligando con una spaziatura interelica maggiore da 1,0 a 2,2 gradi in questa regione (Figura 4B)12. Nella struttura apo i residui di Leu93, Met94, Lys96, Phe97 e Arg101 sono spostati verso il centro della bobina arrotolata per invadere la tasca di rilegatura del ligando (la distanza di C-Cz per Phe97 è più stretta di 2,9 gradi), con l'effetto complessivo di chiudere il grande fessura idrofobica che ospita il ligando nella struttura legata all'IK.

Figure 1
Figura 1: Purificazione del NEMO-EEAA. (A) Allineamento della sequenza di NEMO da Homo Sapiens, Musculus e Bos Bovis e l'ingegnerizzato NEMO-EEAA. La sequenza degli adattatori a bobina è sottolineata e le mutazioni sono evidenziate in arancione. (B) Gel SDS-PAGE delle frazioni raccolte durante l'espressione e la purificazione (etichettate e referenziate nel diagramma di flusso 1C). 10% acrilammide, buffer MES. (C) Un diagramma di flusso per la purificazione del NEMO-EEAA. (D) Profilo di esclusione delle dimensioni che indica il dimero del NEMO-EEAA (blu). In verde sono indicati i marcatori di peso molecolare (kDa). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2: Morfologia e dimensioni dei cristalli NEMO-EEAA. (A) Un cristallo di NEMO-EEAA proveniente dallo schermo iniziale a matrice rada, non seminato. Questo tipo di cristallo è stato utilizzato per la seeding per i successivi tentativi di cristallizzazione (0,1 M Tris pH 8,0, 5% PGA-LM, 3,6% PEG 20k; con una soluzione proteica in 2 mM Tris, 100 mM NaCl 2 mM DTT, pH 8.0). (B) Cristallo utilizzato per la raccolta dei dati (0,1 M Tris pH 8.0, 5.8% PGA-LM, 5.45% PEG 20k, con una soluzione proteica in 2 mM Tris, 100 mM NaCl 2 mM DTT, pH 8.0). L'area approssimativa utilizzata per la raccolta dei dati è cerchiata in rosso. La barra della scala per una lunghezza di 100 m è definita nella figura. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 3
Figura 3: Dati cristallografici ottenuti dai cristalli NEMO. (A) Profilo di diffrazione a raggi X del cristallo NEMO precoce: le striature allungate indicano mosaicità nel cristallo. (B) Profilo di diffrazione a raggi X di un cristallo NEMO-EEAottimizzato. L'anello di risoluzione viene disegnato con una risoluzione spaziale di 2,5 - Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 4
Figura 4: Struttura di NEMO non legato. (A) Il dimero NEMO-EEAA è mostrato come un nastro, azzurro - adattatori a bobina, blu - NEMO(51-112). (B) Sovrapposizione della struttura apo NEMO-EEAA (blu, PDB: 6MI3) e NEMO(44-111) dalla struttura rilegata a IKK (grigio, PDB: 3BRV, IKK ) non è visualizzata), indicata come nastri; le strutture sono allineate solo sulla catena A, regione 44-111. Questa cifra è stata modificata rispetto alla precedente pubblicazione12. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Discussion

I tentativi di cristallizzazione di NEMO in forma non associata non hanno avuto successo, inclusi i tentativi di utilizzo della proteina a lunghezza intera e diversi costrutti di troncamento che comprendono il dominio di legame IKK. La nostra caratterizzazione biofisica del dominio iKK-binding di NEMO (residui 44-111) da dichroismo circolare, spettroscopia NMR e anisotropia fluorescenza ha indicato che il costrutto, anche se in grado di legare IKK, esisteva in uno stato di scambio conformativo, non adatto per la cristallizzazione9,10. Il nostro approccio ha comportato la progettazione di un costrutto del dominio iKK-binding di NEMO che ha adottato una conformazione più stabile, piegata e nativa, eliminando la flessibilità che impediva la cristallizzazione. Gli adattatori ideali di dominio a bobina si fondevano con il n- e C-termini della sequenza NEMO(44-111) offrono il vantaggio di stabilizzare la dimerica piega a bobina del NEMO nativo e facilitare la cristallizzazione14. Il comportamento di una serie di costrutti proteici è stato monitorato ad ogni passo attraverso SDS-PAGE, cromatografia di esclusione delle dimensioni, dicroismo circolare, anisotropia a fluorescenza e spettroscopia NMR, come descritto in precedenza10,12. Nonostante il progressivo miglioramento di tutti i parametri desiderati, nessun costrutto ha prodotto cristalli di qualità di diffrazione fino a quando le mutazioni E56A, E57A sono stati introdotti. Le mutazioni sono state le mutazioni di impatto più elevato suggerite dal Surface Entropy Reduction Server SERp29 che non comportavano residui implicati in punti caldi di legame per IKK, come nella struttura complessa NEMO / IKK. Anche se altri costrutti che stabilizzano la struttura ordinata del dominio iKK-binding di NEMO attraverso il collegamento disulfide cisteina e il legame IKK , con alta affinità sono stati descritti30, il protocollo qui descritto rappresenta il primo approccio riuscito alla determinazione della struttura del dominio IKK-binding di NEMO nella forma non associata.

La produzione e la purificazione delle proteine hanno seguito procedure standard nel nostro laboratorio. Sulla lisi cellulare una parte considerevole della proteina è presente nella frazione insolubile, anche quando si coltivano le cellule dopo l'induzione a 18 gradi centigradi, quindi la proteina è stata solubile in 8 M di urea dopo lisi cellulare e prima della purificazione, e ripiegata mentre è legata al colonna IMAC. Il lavaggio esteso della proteina legata alla colonna sia in condizioni di denaturazione che dopo la ripiegamento sono fondamentali per un prodotto puro dopo la prima fase di purificazione. Il neMO-EEAA puro ha una maggiore tendenza a precipitare rispetto ai costrutti precedenti, ma è ancora sufficientemente solubile in condizioni di cristallizzazione.

Un passo critico nella determinazione della struttura è stato l'uso della seeding. In un approccio simile allo screening a matrice di microseed31, i semi di cristallo ottenuti durante lo screening della matrice sparse sono stati utilizzati in uno screening aggiuntivo delle condizioni, seguito da un giro di screening fine, al fine di determinare le condizioni di cristallizzazione finale. La maggior parte dei cristalli coltivati nelle condizioni finali mostra un'elevata mosaicità e non è adatta per la raccolta dei dati. I cristalli sono stati sottoposti a screening nel corso di diverse visite alla trave e la migliore qualità dei dati è stata ottenuta raccogliendo set di dati ai margini del cristallo, dove si era verificata la crescita più recente. Poiché la regione che mostrava uniformità del reticolo nelle immagini polarizzate incrociate era piccola, era strumentale avere accesso alla trave AMX a NSLS II, a causa delle piccole dimensioni del fascio.

Abbiamo determinato con successo la struttura del NEMO-EEAA mediante sostituzione molecolare utilizzando come modello di ricerca la struttura della dimeric coiled-coil di GCN415, mappata agli adattatori ideali a bobina fusa nei termini N e C della sequenza NEMO. La sostituzione molecolare ha avuto successo in quanto gli adattatori GCN4 mantengono la loro struttura nativa quando sono fusi in NEMO. Allo stesso tempo, potremmo verificare che NEMO mantenga la sua struttura simile nativa confrontando le porzioni non coinvolte nell'associazione IKK con la corrispondente regione della struttura nella struttura complessa NEMO / IKK. In alternativa, potrebbe essere possibile utilizzare la struttura di NEMO nel complesso NEMO / IK - IK - 3BRV)9 come modello di ricerca di sostituzione molecolare, concentrandosi sul monome B, che corrisponde alla catena che subisce il più piccolo cambiamento conformazionale al momento dell'legatura del ligando. Questa strategia ha mostrato un certo successo iniziale utilizzando il modulo MR-ROSETTA di PHENIX.

Infine, era essenziale per una determinazione della struttura di successo utilizzare tutti i dati disponibili nel set di dati, ricorrendo a un cut-off anisotropico dei dati di intensità fusa, come fornito dal server STARANISO27 o dal server Diffraction Anisotropy presso UCLA26.

Il ruolo essenziale svolto dal complesso NEMO/IKK nel percorso NF-kB lo rende un obiettivo desiderabile per la modulazione del percorso per l'intervento terapeutico. Le interazioni proteina-proteina, specialmente quando coinvolgono una grande interfaccia legante, sono difficili da inibire con piccoli peptidi o piccole molecole, e la progettazione di inibitori basati sulla struttura può offrire un vantaggio significativo. I costrutti del dominio iKK-binding di NEMO che abbiamo sviluppato superano i limiti del flessibile NEMO(44-111) per facilitare la cristallizzazione e la determinazione della struttura. Poiché il costrutto si cristallizza facilmente nella forma non associata, modelliamo che lo stesso protocollo può essere applicato con successo nella cristallizzazione del complesso di NEMO con inibitori di piccole molecole, per determinare una struttura che fornisca dettagli sulle modalità di legame e consenta ulteriori miglioramenti dei leganti.

Un'analisi dell'imballaggio dei cristalli nelle condizioni di cristallizzazione raggiunte in questo lavoro indica che la cocristallizzazione del ligando può essere preferita ai ligandi che si immergono nei cristalli apoproteici. Mentre l'imballaggio in cristallo fornisce un certo spazio intorno alla catena B del dimero (da 6 a 10 gradi alla catena più vicina) e su una faccia del sito di rilegatura del ligando (circa 13 nella regione hot-spot tra Phe82-Phe87), la tasca di rilegatura simmetrica è completamente occlusa da catene vicine, impedendo la legatura del ligando.

Le bobine a bobina sono presenti in proporzione significativa nel proteoma e sono essenziali nella loro funzione di distanziali molecolari, impalcature e nella comunicazione di cambiamenti conformazionali16. Nonostante la loro abbondanza e i ruoli rilevanti, ci sono relativamente poche strutture di proteine a bobina a lunghezza intera. L'uso di adattatori a bobina può aiutare nella stabilizzazione dei domini strutturali delle proteine coiliche, preservando la loro struttura nativa e facilitando la determinazione strutturale e la chiarificazione della loro funzione.

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Disclosures

Gli autori non dichiarano interessi concorrenti.

Acknowledgments

Ringraziamo il professor D. Madden, per molte discussioni utili durante questo progetto. Ringraziamo il prof. Ringraziamo il Dottor B. Guo per i plasmidi NEMO. Ringraziamo Christina R. Arnoldy, Tamar Basiashvili e Amy E. Kennedy per aver dimostrato la procedura. Ringraziamo il BioMT Crystallography Core Facility e i dipartimenti di Chimica e di Biochimica & Biologia Cellulare a Dartmouth per l'uso delle attrezzature di cristallografia e del personale BioMT per il loro supporto. Questa ricerca ha utilizzato la linea di fascio AMX del National Synchrotron Light Source II, un U.S. Department of Energy (DOE) Office of Science User Facility gestito per l'Ufficio DOE della Scienza dal Brookhaven National Laboratory sotto Contratto n. DE-SC0012704. Ringraziamo il personale di NSLS II per il loro sostegno. Questo lavoro è stato finanziato da NIH sovvenzioni R03AR066130, R01GM133844, R35GM128663 e P20GM113132, e un Munck-Pfefferkorn Novel and Interactive grant.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
20% w/v γ-PGA (Na+ form, LM) Molecular Dimensions MD2-100-150 For fine screen crystallization of NEMO-EEAA
3.5 kDa MWCO Dialysis Membrane Spectra/Por 132724 For dialysis removal of imidazole
Amicon Stirred Cell Millipose Sigma UFSC 05001 For protein concentration
Ammonium Chloride Millipore Sigma G8270 For minimal media labeling
Benzonase Nuclease Millipore Sigma 9025-65-4 For digestion of nucleic acid
BL21-CodonPlus (DE3)-RIL Competent Cells Agilent Technologies Model: 230245 TEV expression
CryoPro Hampton Research HR2-073 Cryo-protectants kit
D-Glucose (Dextrose) Millipore Sigma A9434 For minimal media labeling
Difco Terrific Broth ThermoFisher DF043817 For culture growth
Dithiothreitol > 99% Goldbio DTT25 For reduction of disulfides
E. coli: Rosetta 2 (DE3) Novagen 71400-3 Expression of unlabeled NEMO-EEAA
FORMULATOR Formulatrix Liquid handler/ screen builder
HCl – 1.0 M Solution Hampton Research HR2-581 For fine screen crystallization of NEMO-EEAA
HiLoad 16/600 Superdex 75 pg GE Healthcare 28989333 For size exclusion purification
HisTrap HP 5 mL column GE Healthcare 17524802 For purification of His-tagged NEMO-EEAA
HT 96 MIDAS Molecular Dimensions MD1-59 For sparse matrix screening of NEMO-EEAA
HT 96 Morpheous Molecular Dimensions MD1-46 For sparse matrix screening of NEMO-EEAA
Imidazole ThermoFisher 288-32-4 For elution from His-trap column
Isopropyl-beta-D-thiogalactoside Goldbio I2481C5 For induction of cultures
MRC2 crystallization plate Hampton Research HR3-083 Crystallization plate
NT8 - Drop Setter Formulatrix Crystallization
pET-16b Millipore Sigma 69662 For cloning of NEMO-EEAA
pET-45b Millipore Sigma 71327 For cloning of NEMO-EEAA
Phenylmethylsulfonyl fluoride ThermoFisher 36978 For inhibition of proteases
Polycarbonate Bottle for use in Ultracentrifuge Rotor Type 45 Ti Beckmann Coulter 339160 Ultracentrifuge bottle
Polyethylene Glycol 20,000 Hampton Research HR2-609 For fine screen crystallization of NEMO-EEAA
pRK793 (TEV) Addgene Plasmid 8827 For TEV production
QuikChange XL II Agilent Technologies 200522 Site directed mutagenesis
Required Cap Assembly: Beckmann Coulter 355623 Ultracenttrifuge bottle cap
ROCK IMAGER Formulatrix Crystallization Imager
Seed Bead Kit Hampton Research HR2-320 Seed generation
Sodium Chloride ≥ 99% Millipore Sigma S9888 For buffering of purification solutions
TCEP (Tris (2-Carboxyethyl) phosphine Hydrochloride) Goldbio TCEP1 Reducing agent
The Berkeley Screen Rigaku MD15-Berekely For sparse matrix screening of NEMO-EEAA
The PGA Screen Molecular Dimensions MD1-50 For fine screen crystallization of NEMO-EEAA
Tris – 1.0 M Solution Hampton Research HR2-589 For fine screen crystallization of NEMO-EEAA
Ultrapure Tris Buffer (powder format) Thermofisher 15504020 For buffering of purification solutions
Urea ThermoFisher 29700 For denaturation of NEMO-EEAA

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Produzione, cristallizzazione e determinazione della struttura del dominio iKK-binding di NEMO
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Barczewski, A. H., Ragusa, M. J.,… More

Barczewski, A. H., Ragusa, M. J., Mierke, D. F., Pellegrini, M. Production, Crystallization, and Structure Determination of the IKK-binding Domain of NEMO. J. Vis. Exp. (154), e60339, doi:10.3791/60339 (2019).

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