Summary
ここで提示される、呼び起こされた、自発的な筋電図電位のin vivo年代順記録のための埋め込み型システムの製造のためのプロトコルである。このシステムは、神経損傷後の喉頭筋の再収縮の調査に適用される。
Abstract
筋電図(EMG)は、運動ユニットの電気刺激や自発的な活動に対する筋肉の反応を測定し、神経筋機能を評価する上で重要な役割を果たしています。神経損傷後の筋肉の再活性化状態を反映したEMG活性の慢性記録は、従来のEMG記録技術の侵襲的性質のために制限されている。この点で、埋め込み型システムは、長期、生体内EMG記録および神経刺激のために設計されている。それは喉頭筋の再収縮に関する研究で適用され、テストされている。このシステムは、1)2つの双極性電極神経カフで構成され、2つの神経のそれぞれを刺激するためのリード:再発喉頭神経(RLN)と上喉頭神経(SLN)の内部枝;2)2つのEMG記録電極と2つの喉頭筋のそれぞれのためのリード:後方のcricoarytenoid(PCA)筋肉およびチロオイテノイド横方性胆管状突起管合体(TA-LCA)筋複合体;3)接続ケーブルを使用して、外部の記録プリアンプと刺激装置に埋め込まれたすべてのリード端子を接続するスキンレセプタクル。ワイヤーリードはテフロンコーティング、マルチフィラメント、タイプ316ステンレス鋼です。それらはコイルされ、鉛破損および電極の移動を防ぐために目覚めの動物のボディの動きの間に伸ばすことができる。このシステムは無菌の外科の間に埋め込まれる。その後、ベースラインEMG記録は、RLNが筋リナーブを研究するために2回目の手術でトランセクトされる前に行われる。研究を通じて、麻酔動物で複数の生理学的セッションが行われ、喉頭筋の再活性化状態を反映する誘発および自発的なEMG活性を得る。システムは、研究の過程で感染のないコンパクトで、耐久性が高いです。この埋め込み型システムは、麻酔を受けた動物や自由に動く動物に長期記録や神経刺激が必要な研究のための信頼性の高いプラットフォームを提供することができます。
Introduction
EMG記録は、その神経の電気刺激またはその運動ユニットの自発的な発火によって活性化されたときに骨格筋によって生成される電気的活動を測定するための有用な技術である。EMG信号のモニタリングは、神経筋伝達および筋肉バイオメカニクス1の評価に使用することができる。EMG記録はまた、,神経損傷2、3、4、53後の筋肉再活性化の質と大きさ2を特徴づける上で重要な役割4を5果たしている。しかし、再焼入れの全期間にわたって複数のEMG記録は、侵襲的なアプローチでは達成できない。したがって、移植可能なデバイスは、神経筋,システム,,,66、7、8、9、10、11、12、137,で繰り返し、慢性刺激と記録のために設計され1112、13開発されています。8910本論文の目的は、喉頭から信頼性の高い時系列EMGデータを得るための安定系の製造および移植のためのプロトコルを説明することである。
このシステムは喉頭筋リナーブの研究にここで適用される。喉頭の簡単な概要は、向きのために提供されています(図1)。呼吸、ボイシング、気道保護の間の適切な筋肉の動きのために、感覚と運動部品の間の正確な調整が不可欠です。後喉頭に位置するPCA筋肉は、声帯の唯一の拉致被害者である。この筋肉は、吸入のための血嚢領域を増加させるインスピレーションの間に自発的に活性化されます。TA-LCA複合体は、ボーカルフォールドの主要な内転体です。この筋複合体を別の内転筋(すなわち、インターアリアテノイド筋)と共に活性化させ、振動および音の生成のために折り目を媒介し、嚥下中の気道保護のために折り畳みを閉じる。
さらに、運動ニューロン繊維は、RLNの外転筋および内転筋の両方を内在化する。また、運動ユニット構成14,15に基づいて、外転筋および内転筋を15区別することができる。PCA筋肉は、刺激運動ユニットの存在による高重症および/または低酸素状態16の間に増加した発火を示す。対照的に、喉頭粘膜内の感覚受容体の活性化を通じて反射的にグロティスを閉じる反射性グロティッククロージャ(RGC)運動ユニットは、TA-LCA筋肉複合体に存在する。上喉頭神経の内部枝(SLN)は、喉頭17に感覚受容体の受容器の受毒繊維を運ぶ。ボイシングは主に内転筋機能ですが、この高度に進化した喉頭行動には、外転筋と内転筋の両方の運動ユニットが関与しています。
図1:喉頭の解剖学この埋め込み型システムのコンポーネントも表示されます。SLN =上喉頭神経;RLN = 再発性喉頭神経;PCA = 後部コラリテノイド筋;TA-LCA = チロオイテノイド - 横方性のコラリテノイド筋複合体;DBS = 深い脳刺激。このフィギュアはワイリー27の許可を得て再現されています。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
RLNの損傷は、声帯麻痺(VFP)をもたらし、喉頭筋脱転症14、18、19,18,19による外転および付加機能の両方を損なう。その後、RLN神経線維の再生および筋肉の再収縮が一般的に起こる。しかし、再インナーブはランダムなプロセスであり、ほとんどの場合、誤った方向の不適切な筋肉の再接続をもたらす。これは、シンキネシスと呼ばれ、拉致被害者および内転筋の自発的な活性化に欠陥があり、声帯14、19、20、2119,の効果のない、14あるいは逆説的な動きを生じる。20,21シンキネシスでは、失われる重要な機能は、不十分な換気をもたらす、声の折り目の拉致です。1)ボトックス22、23または2)を用いた血栓性閉鎖を遮断して喉頭シンキネシスを治療する試みが進行中であるが、23埋め込み型ペースメーカー24,2525で血栓24性開口部を電気的に刺激するが、シンキネシス26を確実に予防する臨床介入はない。しかし、低周波での再活性化時のPCA筋肉の電気的コンディショニングは、適切な神経筋リコネクションを促進し、シンキネシスの発生を最小限に抑える証拠がある。基礎となるメカニズム2を解明するための研究が現在行われている。
本論文の焦点は、慢性神経刺激およびEMG記録のための簡単で安価な埋め込み型システムを説明することである。このシステムは、PCA筋肉の低周波電気的コンディショニングが、その後の再インナーブの特異性に及ぼす影響を調べるのに使用することができる。このシステムによって得られるEMG信号は、時間の経過とともに喉頭筋リナーブの質と量を反映することができる。
Protocol
この研究は、ヴァンダービルト大学の機関動物ケアおよび使用委員会(IACUC)によって承認され、実験動物のケアと使用のためのガイド(メリーランド州ベセスダ国立衛生研究所)に従って行われました。このシステムは5つの埋め込み可能な部品および1つの外付けケーブルを含んでいる。
1. 2つの双極RLN刺激電極の袖口、コイル状の鉛線およびターミナルピンのペアのそれぞれ
- 各カフリード線に、テフロンコーティング、マルチフィラメント、タイプ316ステンレス鋼線(絶縁直径0.0078"または0.198 mm)を使用してください。70cmの長さのワイヤーを切断し、コイル装置を使用して12cmの長いスプリングに巻き付けたり、プレハブのコイルリードを調達します。必要に応じて、スプリングを伸ばして、インプラント部位ごとに長さを増やします。コイル状のリードの端を3mmと10mmの長さでまっすぐに残し、それらを絶縁します。
- コイル状のリードの3mm端に金メッキ銅の女性ピンをはんだ付けします。
- 神経カフを準備するには、チューブのロールからシリコーンチューブ(OD = 0.156"、ID = 0.094"、またはOD = 3.96 mm、ID = 2.39 mm)の5mmセグメントを切断します。
- チューブに鉛を挿入するには、25 Gの皮下注射針を使用して、内側から1.5mmのチューブウォールを貫通し、内側の壁に近い中心から突き刺します。リードの10mm端を針先にバックフィルします。針を引き出して、絶縁部分をチューブに堆積させる。裸のワイヤー端をチューブの外側に曲げ、チューブへの入り口でリードにねじります。
注:手術用顕微鏡を使用して、これらの手順を実行します。プローブをチューブに配置して、内壁に対してワイヤをカーブさせることができます。目標は、神経への機械的損傷を危険にさらすことなく神経に刺激を与えることができるように、ワイヤーの裸の部分を配置することです。 - 同じ手順で、チューブの反対側の端から2番目のリード1.5mmを挿入します。最初の潜在顧客のポイントに合わせてエントリポイントを配置します。ワイヤーの裸の部分が最初のリードと反対の内壁の近くに堆積するように針で壁を突き刺します。
注:チューブを見下ろすと、2つの刺激電極は45°「V」形状を形成する必要があり、神経を一度にまたがり、陽極から陰極までの神経を通る電流送達を保証する。 - 湾曲したはさみを使用して、入り口の電極ポイントの向かいにあるチューブウォールにS字型のスリットを作ります。
注:袖口の螺旋状の唇は外科の間の電極の間の神経を合うために開くことができる。 - 6-0モノフィラメントの長さを挿入し、非吸収性縫合糸を両端のカフ壁に挿入し、湾曲したマイクロ外科用針を使用して、最終的に神経の周りのカフを固定します。
- 医療グレードタイプAシリコーンゲルを適用して、露出した裸のワイヤーをすべてカフの外に再絶縁します。
2. 2つの双極SLN刺激電極の袖口、コイル状の鉛線およびターミナルピンのペアのそれぞれ
- RLN刺激電極カフと同じ方法でSLN刺激電極カフを組み立てます。ただし、神経の直径が小さいため、小径(OD = 0.125"、ID = 0.062"、またはOD = 3.18 mm、ID = 1.57 mm)チューブを使用してください。
3. 2つのPCA筋肉EMG記録電極、それぞれコイルリード線と端子ピン
- ステップ1.1で行われたようにPCAの筋肉電極用のコイル状のリードを組み立てます。
- ステップ 1.2 で行われたようにリードに女性のピンをはんだ付けします。
- PCAの筋肉リードの10mm端を、袖口への針リード挿入のための同じ戦略を使用して、深部脳刺激(DBS)電極の先端に挿入します(ステップ1.4)。リードの端を曲げてフックを形成し、それをクリップして合計5mmの録音長を提供します。
注:本願では、PCA筋肉とその神経末端を再び、電気的コンディショニングにさらされる。刺激は、埋め込み型パルス発生器(IPG)によって生成され、DBS電極を介して喉頭筋に送達される(図1、インセット)。このシステムは、治療的な脳刺激(例えば、パーキンソン病)から適応される。DBS電極は筋肉質のポケットに挿入され、所定の位置に固定されます。筋肉の電気的なコンディショニングのための技術が必要でない場合、PCA EMG電極は、直接筋肉に挿入し、そのフックによって固定することができます。
4. 2つのTA-LCA筋肉複合体EMG記録電極、それぞれコイル状のリード線と端子ピン
- ステップ1.1で行われたようにTA-LCAの筋肉電極のためのコイル状の鉛を組み立てます。
- ステップ 1.2 で行われたようにリードに女性のピンをはんだ付けします。
- 5 mm x 10 mm の編み物ポリエステル移植片を物品切り出しします。20G皮下注射針でメッシュの中央に穴を開けます。穴の向こうに3mmのコイルが突き出た場合、リードの10mmの端を穴に入れます。6-0モノフィラメント、非吸収性縫合糸を使用してメッシュにリードを貼付します。
注:このメッシュは、電極を筋肉複合体の上にある甲状腺軟骨に固定するために使用されます。 - リードの端を曲げてフックを形成し、それをクリップして合計5mmの録音長を提供します。
5. 電極と外部機器の間の接続を接続するためのスキンレセプタクル
- 単一行のメスピンストライプコネクタを使用して、レセプタクルを作ります。ストリップから2個(それぞれ17.5mm)を切り取り、それぞれに8つのピン穴が含まれます。まず、サンドペーパーで各部分の外部表面を粗くし、ヒュームフードにフェノールと一緒に接着して二列コネクタを作ります。コネクタを60~80°Cの水に30分間ヒュームフードに入れ、接着剤の硬化を可能にします。
注:この二列アセンブリ形式は、左側電極と右側電極のピンホールの割り当てに便利です。 - ストリップから長さ25.6mmの部分を切って、コネクタのフェイスプレート(皮膚アンカー用のインプラント部位の外に突き出る部分)を作ります。フェースプレートの中央に5.4mm×17.4mmの長方形の穴をメスで切ります。
- 両面板の長方形の穴の内側に二重行コネクタを配置し、面板サーフェスが突き出さずにフラッシュされるまで配置します。コネクタが面板の長方形の穴に収まらない場合、穴はファイルでわずかに拡大できます。コネクタの穴は対称ではないため、大きな直径の穴を持つコネクタ エッジを面プレートに挿入します。
注:その結果、直径の小さい穴を持つコネクタの反対側の端に挿入されたメスのピンがスナップし、所定の位置にロックされます。 - フェノールを使用して、コネクタとフェースプレートを接着します。アセンブリを煙のフードに入れて60〜80°Cの水に30分間置き、接着剤の硬化を可能にします。
- フェイスプレートの各コーナーと、端から途中のフェイスプレートの両側に1.3mmの穴を開け、合計6つの穴を開けます。
注:これらの穴はインプラントの場所の最終的な皮の容器を縫合するために使用される。 - 編み込みポリエステル移植片の長さ15mmのチューブをカットして、フェースプレートの下のアセンブリを囲み、組み立てに適合性を高めます。チューブをアセンブリに固定するには、皮下注射針を使用して、3 つの等間隔の位置(それぞれ 3.8 mm 離れた位置)の壁を通してステンレス鋼線を長さに沿って通します。
- コネクタの各コーナーに等間隔のノッチを配置して、アセンブリ サーフェスに対してワイヤを固定します。各ワイヤの端をペンチでねじって、チューブをアセンブリにシンチしてスカートを形成します。
- レセプタクルの一方の端にあるポリエステルパッチに永久的なマークを付けます。
注:インプラント手術中にレセプタクルのロストラル端を識別するには、このマークを向きに使用します。ロストラルからコーダル方向では、2つの列(左側と右側)のそれぞれについて、次のピン電極の割り当ては、PCA EMG、TA-LCA EMG、空の穴、空の穴、RLNアノード、RLNカソード、SLNアノード、およびSLN陰極の次の通りでなければなりません。
6. 録音プリアンプと刺激装置への外部接続ケーブル
注:ケーブルは、神経刺激-EMG記録セッション(セクション8および10)の間に埋め込まれた皮膚レセプタクルと外部機器との間の接続を作るのに使用される。これは、皮膚容器内の女性のピンに挿入する男性のピンで終える12の絶縁されたワイヤーで構成されています。このケーブルは、EMGの記録プラグと神経刺激ワイヤーの2つの部分で構成されています。記録プラグは、刺激ピンから放射される高電圧刺激物から低電圧EMG信号を分離するために必要です。同じ理由で、スキンレセプタクルの各行に2つの穴が空いたまま、記録ピンと刺激ピンを分離します。
- EMGの録音プラグを作るためには、オスのストリップコネクタ(同じ長さと幅、メスコネクタの高さの半分)を使用します。2つの穴を含む2つの部分にカットします。同じアプローチでフェノール接着剤を使用して2つの部分を貼り付け、スキンレセプタクル内の二重列コネクタを作ります(ステップ5.1)。ケーブル内の4つのEMG記録ワイヤーを取り、彼らはストリップエッジを越えて突き出た先端で所定の位置にロックするまで、4つの穴のそれぞれに彼らの端末の男性のピンを挿入します。
- 骨セメントを使用してプラグの上部をシールし、ワイヤピン接合部を絶縁します。
- 男性のピンで終端ケーブルの残りの8本のワイヤーを使用して、女性のピンを介して神経刺激カフに個別に接続します。
7. 最初のインプラント手術
- 認可された農場から、1~2歳の20~25kgのイヌを受け取ります。無菌インプラント手術の前に動物を順応する。手術前に全ての機器をオートクレーブ。手術前に10~12時間食べ物を差し控える。
- 手術のために動物を準備します。
- 動物の頭と首を剃り、アルコールとベタジンスクラブ溶液で皮膚をきれいにします。2〜4mg/kgのタイルタミンとゾラゼパムの組み合わせの静脈注射によって動物を麻酔し、続いて挿管によって酸素中の3%のイソフルランが続きます。
- 動物を手術台の上に置き、熱パッドを付けて、上の位置に置き、動物を外科的にドレープします。動物の心拍数、呼吸数、体温、酸素飽和度を手術中に少なくとも15分ごとに監視し、適度な麻酔で生理学的安定性を確保します。
- 甲状腺ノッチからマニュリウムへの正中頸部切開を行います。食道から気管を解剖し、カリコイド軟骨の下の境界を露出させる。
- 刺激カフを両側SRNとLRNのそれぞれに配置します。
- 両側の甲状腺軟骨の前面に生検パンチ(直径4mm)で軟骨窓を作ります。両方の TA-LCA 筋肉複合体の横側面を公開します。.23G針を用いて、EMG記録電極をTA-LCAの筋複合体に挿入し、針の先端にバーブを挿入します。電極ポリエステルパッチを軟骨に縫合します。
- DBS電極を、そのコンパニオンフックワイヤーEMG記録電極とともに、PCAの筋肉の下の両側に置きます。内視鏡を使用して、刺激が各チャンネルの声帯外を生じさせるのを確認します。DBS電極を4-0非吸収性縫合糸でコリミド軟骨に固定します。
- 神経刺激-EMG記録電極のすべてのワイヤーリードを女性のピンを介してレセプタクルに挿入します。止まりから作られた挿入ツールで穴にピンを押します。レセプタクルの下面をシールして、骨セメントを使用してリードピン接合部を絶縁します。
- セメントが固まったら、皮膚を通して中線切開部の鼻の端にレセプタクルを置き、ポリエステルスカートを介して皮下組織に縫合します。フェイスプレートの穴を通過する縫合線によって、スキンエッジをレセプタクルに取り付けます。
注:止まりの1つの顎はカウンター・シンクの穴に導く端のスリットを有する。リード線は、スリットを通して穴に入れ、カウンターシンクをピンのヘッドに対して配置することができます。2番目の顎はレセプタクルの反対側に置かれます。止止めを絞ると、ピンがそれぞれのレセプタクルホールに押し込まれます。
- セメントが固まったら、皮膚を通して中線切開部の鼻の端にレセプタクルを置き、ポリエステルスカートを介して皮下組織に縫合します。フェイスプレートの穴を通過する縫合線によって、スキンエッジをレセプタクルに取り付けます。
- 左首を切開して、トラペジウスの筋肉を露出させる。移植可能なパルス発生器の配置のための筋肉下のポケットを作るために解剖を行います。各 DBS は、IPG に挿入するために首切開部に皮下に導く。
- 縫合糸ですべての外科的創傷を閉じます。手術から完全に回復するまで、動物を注意深く監視します。
- 術後鎮痛薬(例えば、ブプレノルフィン:0.01-0.02 mg/kg)を48時間まで日常的に投与し、抗生物質(例えば、セフポドーキシム:10mg/kg)を動物に少なくとも3日間経口投与する。その後、研究全体を通して動物を1人で飼育し、埋め込まれた装置の正常な創傷治癒および安定化を可能にするために10日間の運動を制限する。
注:皮膚の容器はティッシュ互換性がある防腐液と毎日きれいにされるべきである。さらに、ダミーのオスピンは、EMG記録セッション中を除いて、皮膚レセプタクルのメスピンに定期的に挿入する必要があります。この操縦は容器の破片の蓄積を避け、外的なケーブルとの有効な接続を可能にし、伝染を防ぐ。
8. ベースラインでの神経刺激-EMG記録セッション
注:これらのセッションは、インプラント手術後(セクション7)および神経切除手術(セクション9)の前に2x-3xを行い、両側性RLNがそのままのときにベースラインEMG信号を得る。標準的な神経刺激-EMG記録セッション(セクション8および10)中に次のプロトコルを適用します。
- 10-12時間の手順の前に食べ物を差し控え、タイルタミンとゾラゼパムの組み合わせで動物を麻酔します(静脈注射による初期負荷量2〜4mg/kg、i.v.ラインを介して1時間あたり0.4mg/ kgで維持します)。動物を熱パッドの上に置いて、supineの位置に置き、麻酔の適度な平面で動物を維持する。ステップ7.2で説明したように手順の間に動物の生命を監視する。
- 喉頭鏡を介してCCDビデオカメラを取り付けたゼロ度の硬い内視鏡を挿入して、喉頭の動きを喉ティスのレベルで視覚化します。
- ラボ刺激装置とEMGプリアンプに接続する外部ケーブルを、プラグとピンを介してスキンレセプタクルに接続します。プリアンプからの出力をデータ収集デバイスやオシロスコープに接続して、EMG信号を表示、記録、測定します。
- 刺激(単一の方形波パルス、0.1~0.5 msの持続時間、0.5~2.0 mA振幅)を左右のRRNにそれぞれ提供し、各条件下での両側TA-LCA複合体およびPCA筋肉からのEMG応答を記録します。
- 刺激(単一の方形波パルス、0.1~0.5 msの持続時間、0.5~2.0 mA振幅)をそれぞれ左右のSRNに提供し、各条件下での両側TA-LCA複合体およびPCA筋肉からのEMG応答を記録します。
- 動物の口を通して室内空気と混合したCO2を送達し、高カプニアを誘発し、動物の呼吸努力を増加させる。最大刺激モーターユニット募集が発生する1分に限定。このハイパーキャプニック状態下でTA-LCA複合体とPCA筋肉の自発的なEMG活動を記録します。.
- 麻酔から完全に回復するまで動物を監視し、施設に戻します。
9. 神経切除と吻当の第二の手術
- 最初の手術の10-14日後に2回目の手術を行います。手術前に10~12時間食べ物を差し控える。
- ステップ7.2に記載の技術を用いて、動物を麻酔し、殺菌中にバイタルをドレープし、監視する。
- 縫合糸を取り除き、可能な限り鈍い解剖によって正中線切開を再開する。解剖中の前の移植への損傷を避けてください。解剖を通じて二国間のRRNを公開する。7-0モノフィラメントを有する各神経を単離、経字および吻合、非吸収性縫合糸で両側喉頭麻痺を誘導する。
- 生殖不能生理生理とゲンタマイシン抗生物質で首切開を灌漑する。3-0吸収性縫合糸を使用して、筋肉および皮下組織を閉じます。3-0非吸収性モノフィラメント縫合糸で肌を閉じる。
- 手術から完全に回復するまで、動物を注意深く監視します。
- 鎮痛薬(例えば、ブプレノルフィン:0.01〜0.02 mg/kg)を、術後48時間まで日常的に提供する。抗生物質(例えば、セフポドキシム:10mg/kg)を動物に少なくとも3日間経口投与する。動物の運動を10日間制限して、正常な創傷治癒を可能にする。
10. 神経刺激-EMGの二国間RLN傷害に続く記録セッション
- これらのセッションは、最初の3か月間に週1回、その後隔週で行います。これらのセッションについては、セクション 8 で説明されているプロトコルに従ってください。
Representative Results
これらのコンポーネントの例を図2に示します。図2Aの左から右は、それぞれ神経刺激カフ、TA-LCA記録電極、PCA記録電極、および皮膚界面レセプタクルである。これらの成分の相対サイズは理解できる。スキンレセプタクル(図2B)には、各コイル状のワイヤの端にあるメスピン(図2D)が挿入される穴が2列あります。それらは注入の外科の間に表面の版(矢印)の反対側に挿入される。レセプタクルは、コネクタのサイドウォールに取り付けられたポリエステルスカート(図2C)を備えています。このスカートは結合ティッシュの浸透によって位置の容器を固定するように設計されている。各テフロンコーティングされたステンレス鋼EMGリード(図2E)は先端に絶縁(5mm)され、筋肉記録用のフック状電極を形成します。刺激の袖口は内袖口の壁に通される2つの電極を有する。それらは2mmの間隔(図2F)によって分離され、神経を横切る現在の送達を保障するために「V」形(図2G)を形成する。
図2:インプラントシステムの構成要素。(A)左から右へは神経刺激カフ、TA-LCA記録電極、PCA記録電極、および皮膚界面レセプタクルです。(B) 2列の穴を示すスキンレセプタクル。(C)コネクタ側壁に取り付けられたポリエステルスカートを示すレセプタクル。(D)Bに挿入される女性のピンを含むコイル状のワイヤー(E)テフロン被覆ステンレス鋼EMGリードは、先端に絶縁(5mm)され、筋肉記録用のフック状電極を形成する。(F)刺激カフは、2mmで分離された内側のカフの壁に対して通された2つの電極を有する。 (G)「V」は、神経を横切って電流を送達するために電極の形状形成を形成する。この図は、アクセス許可27で変更されています。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図 3は、埋め込まれたスキン レセプタクルと、外部機器からのケーブルがコンセントにどのように接続されているかを示しています。ダミーの男性ピン(図示せず)は、記録セッションの間に破片を防ぐためにレセプタクルのメスピンに挿入することに留意すべきである。
図 3: スキン レセプタクルとインターフェイス ケーブル。(A)ダミーの男性ピンのない前頸部に埋め込まれた皮膚容器が示されている。(B)この画像は、神経刺激-EMG記録セッション中に、外部機器からのケーブルの刺激ピンとEMG記録プラグ(矢印)がレセプタクルにどのようにインターフェースされているかを示しています。この図は、アクセス許可27で変更されています。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図 4は、RNS をそのまま使用したベースライン セッションの 1 つから EMG 記録を示しています。
図4:正常な内臓を伴う喉頭筋からのEMG記録。(A) RLN刺激が刺激アーティファクト(矢印)を生成し、続いて大きな誘発EMG電位を生じるPCA筋肉からの記録例。(B) SLN刺激が刺激アーティファクト(矢印)を生成するTA-LCA筋肉複合体の記録例。ここで表されるのは、短い待ち時間の単シナプス筋応答と(b)より長い待ち時間の多シナプスRGC応答である。(C) 正常なインスピレーションの間に PCA の筋肉から記録された自発的な EMG 活動のバースト (矢印).(D)CO2送達の過程における刺激性EMG活性の増加。この図は、アクセス許可27で変更されています。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
PCA筋肉(図4A)からの記録では、RLN刺激は刺激アーティファクト(矢印)を生成し、続いて大きな誘発EMG電位を生成する。最大RLN呼び起動応答は、運動ユニットの種類に関係なく、正常なインナレーションの全体的な大きさと、その後の神経内膜に続く再インナーブのレベルの良好な指標を提供する。RLNには、刺激性および反射性グロティッククロージャ(RGC)モーターユニットの神経線維が含まれているためです。RLN刺激は両方のタイプの単位を採用する。EMG運動ユニット活性を直流し、20ミリ秒の期間にわたって統合し、筋肉のインナーブの定量的尺度を得る。
TA-LCAの筋肉複合体(図4B)からの記録では、SLN刺激は刺激アーティファクト(矢印)を生成する。このアーティファクトの後に短遅延の単シナプス筋応答(a)と長い待ち時間の多シナプスRGC応答(b)が続きます。電位(a)は、この筋肉がSLNの近くの外部枝によって内面化されているため、コリコ甲状腺筋からの直接的な反応である。この枝の浮遊活性化は、一般に、RGC応答を活性化するために内部枝の神経カフ刺激の間に起こる。この筋肉は複合体の近くに位置しているので、Crico甲状腺電位はTA-LCA電極によって記録される。これまでの研究では、内部枝刺激によって誘発されるコリコ甲状腺電位は、SLNの外部枝を切除することによって選択的に消滅させることができることが示されている(Zealear、未発表の観察)。最大SLN誘発EMG応答は、RGC感覚運動経路を介したTA-LCA複合体の自然なインナレーションの大きさを反映しています。RLN神経痛症の前に、PCA筋肉のRGCインベーションはないので、この筋肉からSLN電位を検出すべきではありません。神経切開および修復後、SLN誘発電位は、PCA筋肉のTA-LCA複合体および不正確なRGC再インナーブの正しいRGC再インナーブの量を反映する。RGC活性は、RGC波形全体を捕捉するために20ミリ秒の期間にわたって整流および統合によって定量化される。
(図4C)では、自然なEMG活性のバースト(矢印)が正常なインスピレーションの間にPCA筋肉から記録される。この吸気性 EMG の活動は、CO2の配信の過程で増加します (図 4D)より遅いスイープ速度で示すように。自発的な PCA EMG 活性は、元の吸気モトニューロンによってこの筋肉の正常なインナーブの大きさのよい推定値を提供します。.TA-LCA複合体の吸入インレーションはないので、これらの筋肉から刺激電位を検出すべきではありません。これは、麻酔動物の最大の吸気努力でボーカルフォールドを誘拐することに関わるのは、吸気モーターユニットのみだからです。神経切除および修復後、自発的な吸入電体は、PCA筋肉の正しい再インナーブの大きさおよびTA-LCA複合体の誤った再インナーブの大きさを反映する。感動的なEMG活動の記録は、増幅され、修正され、8s期間にわたって統合されます。
Discussion
本論文では、喉頭神経刺激や喉頭筋からのEMG応答の長期にわたる記録に必要な新規、経済的、移植可能なシステムの製造に必要なステップについて述べている。プロトコルは単純で、ラットと同じくらい小さい動物で利用できるほどコンパクトなインプラントを作り出すことができる。重要な手順をいくつか強調する必要があります。まず、リード線は、鉛の絶縁解除、キンキングまたは破損を防ぐために、慎重かつ均一にコイル化する必要があります。コイル加工機が利用できない場合、プレハブのコイルリードは市販品で得ることができる。第二に、リード線をシリコンチューブに挿入して神経にまたがる「V」を形成する戦略は、カフ内の神経を通る電流送達を促進するために重要である。両方のリードがチューブの同じ側に配置されている場合、電極間の電流のシャントが発生する可能性があります。また、リードが管内壁に対して配置され、神経へのスライス損傷の可能性を避けることも重要です。
第三に、移植手術中に、喉頭神経は損傷を防ぐために慎重に解剖されるべきである。移植の後の段階で、レセプタクルにピンを挿入するとき、ピンの頭部の突然の曲がりの防止のために、その穴に合わせピンに力を加える必要があります。その後、骨セメントは、完全な絶縁とチャネル間のクロストークの防止のために、レセプタクル底部に十分に分配されるべきです。最後に、感染の予防は、時間の経過とともにインプラントシステムの完全性を確保するために重要です。それは、いくつかの操縦の組み合わせによって達成することができます:レセプタクルへのスカートの追加、抗生物質の投与、組織適合性防腐液による創傷および容器の毎日の洗浄、およびセッション間の破片をきれいに保つために容器の女性ピンにダミーの男性ピンを配置する。
プロトコルは、この犬の喉頭モデルで成功を証明されています。ただし、他のアプリケーションでは、いくつかの変更や代替の方法が考慮される場合があります。例えば、PCAおよびTA-LCA EMG電極の絶縁された感知先端は、ポリエステル移植片またはDBS電極のいずれかの外部手段によって筋肉に固定される。外部アンカーが不要または実行されるアプリケーションでは、電極のバーブ単独がアンカーとして機能することができます。このような場合、テフロンコート、ステンレス、モノフィラメント線は、その大きな引張強度を考慮してマルチフィラメント線に好適であり、組織においてより安定なバーブを提供する。しかしながら、マルチフィラメント線は破断を起こしにくい場合もあることに留意すべきである。皮膚レセプタクルの製造および組み立てに対する別の戦略は、生体適合性ポリマー(例えば、StratasysによるMED610)を使用して3Dプリントすることである。これにより、製造プロセスが簡素化される場合があります。
移植手術および動物の回復後、生理学的セッションはベースラインデータを得るためにまだ無傷でRLNで行われる。セッション中に、RLN刺激の後に喉頭筋からのEMGシグナルの不在が起こることがある。原因をトラブルシューティングするために(表1)、まず、ボーカルフォールドの動きが存在するかどうかを判断する必要があります。存在する場合、これは、神経がカフによって効果的に活性化されることを意味するが、EMGの鉛に問題がある。このような状況では、ユーザーは、EMG刺激アーティファクトをさらに見る必要があります。EMGアーティファクトが存在しない場合、プリアンプへのEMG入力に不連続性がある可能性があります。60サイクルのノイズも存在し、振幅が大きくなります。アーティファクトが大きい場合、刺激ピンから記録ピンへのシャントがチャネルプリアンプを飽和させ、EMG応答を消す原因となる場合があります。アーティファクトが正常である場合、EMGリードは筋肉から脱臼している可能性が高く、その活性を検出できません。一方、声の折り目の動きが存在しない場合、神経は活性化されていません。アーチファクトが存在しない場合、刺激回路に不連続性があり、神経活性化を防止する。人工物が正常に見える場合、インプラント手術中に神経が損傷したか、カフが神経から移動した可能性があります。同様の方法を使用して、SLN刺激中の EMG 信号の存在しない原因をトラブルシューティングできます。
| 刺激神経 | ターゲット筋肉 | イプシテラショナル・ボーカル・フォールド・ムーブメント | 刺激アーティファクト | 原因 |
| RLN | PCA および/または TA-LCA | はい | 不在(60サイクルノイズ存在) | EMG入力からプリアンプへの不連続性(例えば、鉛、ピン、ケーブル) |
| 大きな | レセプタクルでのスティムピンと録音ピンのクロストーク | |||
| 通常 | EMG電極の脱臼 | |||
| いいえ | 欠席 | 刺激回路における不連続性 | ||
| 通常 | 1. RLNの傷害;2. カフ脱臼 | |||
| Sln | TA-LCA | はい | 不在(60サイクルノイズ存在) | EMG入力からプリアンプへの不連続性(例えば、鉛、ピン、ケーブル) |
| 大きな | レセプタクルでのスティムピンと録音ピンのクロストーク | |||
| 通常 | EMG電極の脱臼 | |||
| いいえ | 欠席 | 刺激回路における不連続性 | ||
| 通常 | 1. SLN または RLN の傷害;2. カフ脱臼 |
表1:トラブルシューティングガイド
この技術の現在のアプリケーションには2つの小さな制限があることに言及する必要があります。まず、レセプタクルへの挿入中にメスのピンが突然曲がることがいくつかの例で起こった。幸いなことに、ピンはまっすぐにして穴に挿入することができます。ピンの損傷が修復不可能な場合は、鉛とそのコンポーネント全体を交換する必要があります。したがって、バックアップコンポーネントは手術前にすぐに入手できる必要があります。第2に、外科的移植を完了するのに要する時間は長い(〜10時間)である。長い期間は、この研究に必要な刺激および再コーディング成分の多数を部分的に反映する:4つの神経、4つの筋肉、レセプタクル、およびIPG。この技術を用いて必要な成分が少ない場合、移植時間は大幅に短縮されるべきである(例えば、ラット舌モデル28)。
この技術的アプローチでは、既存の方法よりも優れた機能がいくつか導入されています。リード線のコイリングは、このシステムの最も斬新で重要な特徴です。コイルリードは、彼らが提供する多くの利点にもかかわらず、非商業的な動物実験のために一般的に利用できません。コイル状の鉛は、移植中に所望の長さに拡張することができる。また、目覚めの中で伸び、移動動物は、移植後の電極先端またはワイヤー破損の転位を防止する。この機能は、インプラントの長寿と長期にわたる安定した神経刺激と筋肉の記録を保証します。さらに、レセプタクルの周りに組織適合スカートを追加すると、この異物への創傷の暴露を防止し、感染がない場合の正常な線維症および創傷治癒を促進する。このスカートのない以前の研究は、早期感染と実験の早期終了をもたらした。最後に、このインプラントシステムは密集した多チャネルであり、さまざまなサイズの動物モデルの多数の神経筋構造からの有効なデータ獲得を可能にする。
この技術的アプローチは、ラットモデルに適合し、正常に翻訳されています。この研究は、加齢ラットにおける舌の筋肉萎縮および機能不全を予防する電気的コンディショニングの効果を調査するために設計された。低光沢神経には、コンディショニング用のカフ電極と、EMG記録電極28を埋め込んだ舌を用いて移植した。この技術は、他の研究アプリケーションでも活用できます。イヌ喉頭における現在のプロトコルの延長として、選択的リナーブを促進する電気コンディショニングの効果は、現在、ウサギの顔の筋肉で研究されています。この研究は、ベル麻痺、一般的で衰弱した病状を有する患者における顔面シンキネシスの予防のための基礎を提供するかもしれない。この技術の最終的な潜在的な使用は、目を覚まし、自由に動く動物から刺激し、記録することです。現在、このようなデータは、目覚めから外部ケーブルを介して得られている、拘束されていないラット28。将来的には、この経済的なシステムは、遠隔記録刺激技術(例えば、テレメトリ)と組み合わせて、神経筋システムをワイヤレスで活性化またはプローブする可能性があります。
Disclosures
デビッド・ゼアラー博士は、さまざまな神経筋システムおよび動物モデル向けに、この埋め込み型神経刺激EMG技術を販売しています。
Acknowledgments
著者らは、研究を通じて動物ケアとデータ収集に貢献してくれたホンメイ・ウー博士に感謝している。エイミー・ナンナリー、ジェイミー・アドコック、フィル・ウィリアムズの無菌手術に感謝します。ヴァンダービルト大学動物ケア施設のスタッフの専門知識と献身は非常に貴重でした.この研究は、NIH助成金U01DC016033によって支援されました。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 20 G x 1" Gauge hypodermic needle | BD | 305175 | |
| 23 G x 1" Gauge hypodermic needle | BD | 305145 | |
| 25 G x 1" Gauge hypodermic needle | BD | 305125 | |
| 3-0 absorbable sutures, COATED VICRYL | Ethicon | J219H | |
| 3-0 monofilament, nonabsorbable sutures, Prolene | Ethicon | 8684G | |
| 4-0 monofilament, nonabsorbable sutures, Prolene | Ethicon | 8871H | |
| 6-0 monofilament, nonabsorbable taper needle suture, Prolene | Ethicon | 8805 | |
| 7-0 monofilament, nonabsorbable sutures, Prolene | Ethicon | M8735 | |
| Adhesive silicone solvent-Hexamethydisiloxane 98% | ACROS | code 194790100 | for dilution of modical adhesive silicone |
| Bone cement | Zimmer | 1102-16 | 20g powder 10 mL liquid |
| Buprenorphine (Buprenex, ampules of 1 mLl) | Reckitt Benckiser Healthcare (UK) Ltd | 12496-0757-1 | |
| CCD video camera attached to the endoscope | Sony | MCC500MD | |
| Cefpodoxime (Simplicef 100 mg tablets) | Zoetis | 5228 | |
| Data acquisition device , PowerLab 16/35 | ADInstruments, Inc | 5761-E | |
| Deep-brain stimulation (DBS) electrodes | Abbott | 6172ANS | |
| Digital oscilloscope | Tektronix | DPO71304SX | |
| Implantable pulse generator (IPG), Infinity | Abbott | 6660ANS | |
| Knitted polyester graft | Meadox Medical Inc | 92220 | 20 mm in diameter |
| Medical Grade Polyethylene Micro Tubing | Amazon.com | BB31695-PE/13-10 | OD 0.156", ID 0.094" |
| Metal female pin | Allied Electronics & Automation | 220-S02-100 | |
| Metal male pin | CDM electronics | 220-p02-1 | |
| Prefabricated coiled leads | Medical innovations Inc. | ||
| Silastic Laboratory Tubing | Cole-Parmer | 2415569 | OD 0.125", ID 0.062" |
| Silastic Medical Adhesive Silicone | Dow corning | Type A, 2 oz | |
| Stainless steel monofilament wire | The Harris Products Group | type 316 | 0.008" (coated), 0.005" (bare) |
| Sterile Disposable Biopsy Punch (4 mm) | Sklar Instruments | 96-1146 | |
| Strip connector | CDM electronics | 2.6 x 11.6 x 101.5 mm | single row, round, through hole |
| Teflon-coated multi-filament stainless steel wire | Medwire | Part 316, ss7/44T | |
| Tiletamine and Zolazepam combination, Telazol - 5 mL | Zoetis | 004866 | |
| Tissue-compatible antiseptic solution, Nolvasan - 1 Gallon | Zoetis | 540561 | |
| Zero-degree rigid endoscope | Karl Storz | 8712AA |
References
- Wikipedia contributors. Electromyography. Wikipedia, The Free Encyclopedia. , Available from: https://en.wikipedia.org/wiki/Electromyography (2019).
- Zealear, D. L., et al. Stimulation of denervated muscle promotes selective reinnervation, prevents synkinesis, and restores function. The Laryngoscope. 124 (5), 180-187 (2014).
- Gaweł, M. Electrodiagnostics: MUNE and MUNIX as methods of estimating the number of motor units - biomarkers in lower motor neurone disease. Neurologia i neurochirurgia polska. 53 (4), 251-257 (2019).
- Foerster, G., Mueller, A. H. Laryngeal EMG: Preferential damage of the posterior cricoarytenoid muscle branches especially in iatrogenic recurrent laryngeal nerve lesions. Laryngoscope. 128 (5), 1152-1156 (2018).
- Lin, R. J., Smith, L. J., Munin, M. C., Sridharan, S., Rosen, C. A. Innervation status in chronic vocal fold paralysis and implications for laryngeal reinnervation. Laryngoscope. 128 (7), 1628-1633 (2018).
- Koh, T. J., Leonard, T. R. An implantable electrical interface for in vivo studies of the neuromuscular system. Journal of Neuroscience Methods. 70 (1), 27-32 (1996).
- Grimonprez, A., et al. A Preclinical Study of Laryngeal Motor-Evoked Potentials as a Marker Vagus Nerve Activation. International Journal of Neural Systems. 25 (8), 1550034 (2015).
- Haidar, Y. M., et al. Selective recurrent laryngeal nerve stimulation using a penetrating electrode array in the feline model. The Laryngoscope. 128 (7), 1606-1614 (2018).
- Kneisz, L., Unger, E., Lanmüller, H., Mayr, W. In Vitro Testing of an Implantable Wireless Telemetry System for Long-Term Electromyography Recordings in Large Animals. Artificial Organs. 39 (10), 897-902 (2015).
- Inzelberg, L., Rand, D., Steinberg, S., David-Pur, M., Hanein, Y. A Wearable High-Resolution Facial Electromyography for Long Term Recordings in Freely Behaving Humans. Scientific Reports. 8 (1), (2018).
- Horn, K. M., Pong, M., Batni, S. R., Levy, S. M., Gibson, A. R. Functional specialization within the cat red nucleus. Journal of Neurophysiology. 87 (1), 469-477 (2002).
- Larson, C. R., Kistler, M. K. The relationship of periaqueductal gray neurons to vocalization and laryngeal EMG in the behaving monkey. Experimental Brain Research. 63 (3), 596-606 (1986).
- Zealear, D., Larson, C. A Microelectrode Study of Laryngeal Motoneurons in the Nucleus Ambiguus of the Awake Vocalizing Monkey. Vocal Fold Physiology Volume. 2, 229-238 (1988).
- Zealear, D. L., Billante, C. R. Neurophysiology of vocal fold paralysis. Otolaryngologic Clinics of North America. 37 (1), 1-23 (2004).
- Zealear, D. L., et al. Electrical Stimulation of a Denervated Muscle Promotes Selective Reinnervation by Native Over Foreign Motoneurons. Journal of Neurophysiology. 87 (4), 2195-2199 (2002).
- Insalaco, G., Kuna, S. T., Cibella, F., Villeponteaux, R. D. Thyroarytenoid muscle activity during hypoxia, hypercapnia, and voluntary hyperventilation in humans. Journal of Applied Physiology. 69 (1), 268-273 (1990).
- Ludlow, C. L., Van Pelt, F., Koda, J. Characteristics of Late Responses to Superior Laryngeal Nerve Stimulation in Humans. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 101 (2), 127-134 (1992).
- Li, Y., et al. Comparison of Ventilation and Voice Outcomes between Unilateral Laryngeal Pacing and Unilateral Cordotomy for the Treatment of Bilateral Vocal Fold Paralysis. ORL. 75 (2), 68-73 (2013).
- Mueller, A. H. Laryngeal pacing for bilateral vocal fold immobility. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 19 (6), 439-443 (2011).
- Crumley, R. L. Laryngeal Synkinesis Revisited. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 109 (4), 365-371 (2000).
- Hydman, J., Mattsson, P. Collateral reinnervation by the superior laryngeal nerve after recurrent laryngeal nerve injury. Muscle & Nerve. 38 (4), 1280-1289 (2008).
- Marie, J. P., Navarre, I., Lerosey, Y., Magnier, P., Dehesdin, D., Andrieu Guitrancourt, J. Bilateral laryngeal movement disorder and synkinesia: value of botulism toxin. Apropos of a case. Rev Laryngol Otol Rhinol (Bord). 119 (4), 261-264 (1998).
- Zealear, D. L., Billante, C. R., Sant’anna, G. D., Courey, M. S., Netterville, J. L. Electrically stimulated glottal opening combined with adductor muscle botox blockade restores both ventilation and voice in a patient with bilateral laryngeal paralysis. Annals of Otology, Rhinology and Laryngology. 111 (6), 500-506 (2002).
- Zealear, D. L., et al. Reanimation of the paralyzed human larynx with an implantable electrical stimulation device. Laryngoscope. 113 (7), 1149-1156 (2003).
- Mueller, A. H., et al. Laryngeal pacing via an implantable stimulator for the rehabilitation of subjects suffering from bilateral vocal fold paralysis: A prospective first-in-human study. Laryngoscope. 126 (8), 1810-1816 (2016).
- Li, Y., Garrett, G., Zealear, D. Current Treatment Options for Bilateral Vocal Fold Paralysis: A State-of-the-Art Review. Clinical and Experimental Otorhinolaryngology. 10 (3), 203-212 (2017).
- Li, Y., Huang, S., Zealear, D. An implantable system for In Vivo chronic electromyographic study in the larynx. Muscle & Nerve. 55 (5), 706-714 (2017).
- Connor, N. P., et al. Tongue muscle plasticity following hypoglossal nerve stimulation in aged rats. Muscle & Nerve. 47 (2), 230-240 (2013).
