Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Koronar stamceller og løselige biomarkører i kardiovaskulær prognose etter koronar Angioplastikk

doi: 10.3791/60504 Published: January 28, 2020

Summary

Utvikling av store uønskede kardiovaskulære hendelser, som påvirker kardiovaskulær prognose etter koronar angioplastikk, påvirkes av omfanget av koronarskade og vaskulær reparasjon. Bruken av nye koronar cellulære og løselige biomarkører, reaktive for vaskulær skade og reparasjon, er nyttige for å forutsi utviklingen av MACEer og prognose.

Abstract

Store uønskede kardiovaskulære hendelser (MACEer) påvirker den kardiovaskulære prognosen til pasienter som gjennomgår koronar angioplastikk på grunn av koronar iskemisk skade. Omfanget av koronarskade og mekanismene for vaskulær reparasjon er faktorer som påvirker den fremtidige utviklingen av MACEer. Iboende vaskulære egenskaper som plakkegenskaper og koronarkompleksitet har vist prognostisk informasjon for MACEer. Imidlertid har bruken av intrakoronar sirkulerende biomarkører blitt postulert som en praktisk metode for tidlig identifisering og prognose av MACEer, da de tettere reflekterer dynamiske mekanismer som involverer koronarskade og reparasjon. Bestemmelse av koronar sirkulerende biomarkører under angioplastikk, for eksempel antall underpopulasjoner av mononukleære stamceller (MPCer) samt konsentrasjonen av løselige molekyler som reflekterer betennelse, cellevedheft og reparasjon, gir mulighet for vurdering av fremtidigutvikling og prognosen for MACEs 6 måneder etter koronar angioplastikk. Denne metoden fremheves av sin translasjonelle natur og bedre ytelse enn perifert blod sirkulerende biomarkører om prediksjon av MACEer og dens effekt på kardiovaskulær prognose, som kan brukes for risikostratifisering av pasienter med koronarsykdom gjennomgår angioplastikk.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Koronar angioplastikk og stenting representerer en redningsprosedyre for pasienter med koronarsykdom (CAD). Imidlertid kan store uønskede kardiovaskulære hendelser (MACEer), inkludert kardiovaskulær død, hjerteinfarkt, koronar restenose og episoder av angina eller dekompensere hjertesvikt, oppstå måneder etter koronarintervensjon, noe som fører til uplanlagte besøk på sykehuset. MACEer er vanlige over hele verden, og deres morbi-dødelighet er høy1.

Koronar iskemisk skade induserer tidlig vaskulær respons og nedsettende mekanismer som involverer mobilisering av MPCer på grunn av deres differensieringsevne og /eller angio-reparative potensial, samt produksjon av løselige molekyler som intercellulære adhesjonmolekyler (ICAMs), matrise metalloproteinases (MMPs), og reaktive oksygenarter, reflekterer celleadhesjon, vev remodeling, og oksidativt stress. Selv om iboende vaskulære funksjoner som plakk egenskaper og koronarkompleksitet har blitt brukt til å forutsi MACEer, noen studier har antydet at biomarkører knyttet til mekanismer for skade og reparasjon som forekommer i koronar endotelet kan være svært nyttig for tidlig identifisering og prognose av kardiovaskulære hendelser hos pasienter med CAD sendt til koronar angioplastikk2,3,4,5.

Kontinuerlig interesse for å forstå mekanismene underliggende CAD skade og reparasjon har motivert etterforskere til å studere intrakoronar sirkulerende biomarkører, fordi koronar prøvetaking nærmere gjenspeiler vaskulær skade og reparasjon6. Karakterisering av koronar biomarkører i menneskelige studier har vært knappe7,8,9. Derfor var formålet med den nåværende studien å beskrive en metode for å bestemme mengden koronar sirkulerende MPCer og løselige molekyler, noe som reflekterer både vaskulær skade og reparasjon, og for å vise om disse biomarkører er forbundet med MACEer og klinisk prognose av CAD-pasienter som gjennomgikk koronar angioplastikk. Denne metoden er basert på bruk av vaskulær-relaterte, sirkulerende MPCer og løselige molekyler oppnådd ved prøvetaking steder nærmest fartøyet skade. Det kan også være nyttig for kliniske studier for nedre lem iskemi, hjerneslag, vaskulitt, venøs trombose, og andre skader som involverer vaskulær skade og reparasjon.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Denne protokollen oppfyller de institusjonelle retningslinjene fra den menneskelige forskningsetikkkomiteen.

1. Koronar angiografi, ultralyd og blodprøvetaking

  1. Be om klinisk og demografisk informasjon ved baseline før koronarintervensjon. Samle individets data: alder, kjønn, nåværende røykestatus, kroppsmasseindeks (BMI), høyt blodtrykk, dyslipidemi, diabetes mellitus, medisiner og indikasjonen for gjeldende koronar angiografi.
  2. Utfør koronar angiografi gjennom hjertekateterisering ved hjelp av en radial tilnærming. Denne prosedyren bør utføres under en fluoroskopiguide i hemodynamikkrommet av ekspertkardiologer.
    MERK: Identifiser evaluerbare fartøy. For den nåværende studien ble evaluerbare fartøy definert som arterier med seksjoner som er større enn 1,5 mm og lumen stenose på mer enn 50%.
  3. Før det intravaskulære ultralydkateteret til området av interesse og ta bilder. Bruk riktig programvare for å lokalisere og måle det minste luminaltområdet.
  4. Bruk et koronarkateter for å samle 10 ml blod fra nærmeste sted til plakk.
  5. Etter pasientutskrivning kan du planlegge periodiske medisinske evalueringer for å følge opp studieendepunkter. Hvis telefonkontakt ikke er mulig eller et legebesøk er forsinket i mer enn 2 måneder, må du be en autorisert person (tidligere utformet) om å bekrefte studieendepunktene.
    MERK: Vurder noe av følgende en MACE: 1) kardiovaskulær død, 2) ny hjerteinfarkt, 3) ustabil angina ber om et uplanlagt medisinsk besøk innen 24 timer, 4) stent restenosis som demonstrert av koronar angiografi, 5) episoder av dekompensert hjertesvikt som krever klinisk oppmerksomhet.

2. Fastsettelse av sirkulerende MPCer (figur 2)

  1. Behandle blodet innen 1 t fra samlingen. Overfør 6 ml av det innsamlede blodet til et 15 ml konisk rør og fortynn 1:1 (v/v) med 1x fosfat bufret saltvann (PBS), pH = 7,4.
  2. Tilsett 2 ml tetthetgradient medium til tre reagensrør. Overfør forsiktig tre like volum aliquots av fortynnet blod til hvert reagensrør som inneholder tetthetgradientmediet.
    MERK: Det totale volumet av tetthetgradientmedium og fortynnet blod bør ikke overstige tre fjerdedeler av testrørets maksimale kapasitet.
  3. Sentrifuge på 1800 x g, 4 ° C for 30 min. Overfør båndet i grensesnittet mellom lagene til et nytt rør. Tilsett 2 ml PBS og sentrifuge ved 1800 x g, 4 °C i 6 min. Pelleten vil inneholde MPCene.
  4. Vask pelleten flere ganger. Aspirer av den forrige løsningen og forsiktig resuspendere cellepellet en fersk PBS. For påfølgende vasker, sentrifuge på 1800 x g, 4 ° C for 2 min. Gjenta prosessen 6x.
  5. Resuspender cellepelleten i 1 ml PBS. Bland 20 μL av cellesuspensjonen med 0,4 % trypanblå, fortynnet 1:1 (v/v). Påfør en dråpe på et hemocytometer og telle de ufargede cellene under et lett mikroskop.
  6. Fortsett til MPCer bestemmelse. Etikett 5 ml flyt cytometrirør og aliquot ut 1 x 106 celler per rør. Forbered de tilsvarende isotype-matchede kontrollantistoffene. Sentrifuge ved 1800 x g, 4 ° C i 6 min og kast supernatanten.
  7. Tilsett det primære antistoffet fortynnet i 100 μL av en antistoffinkubasjonsoppløsning bestående av 1x PBS (pH = 7,4), 2 mM etylendiaminttraeddiksyre (EDTA) og 0,05 % storfeserumalbumin (BSA). Resuspender i 10 s og inkubator i 20 min ved 4 °C, lysbeskyttet. Protokollen kan settes på pause på dette trinnet ved å feste lymfocytter i 4% paraformaldehyd i PBS og lagre prøver opp til 24 timer ved 4 °C.
    MERK: De endelige konsentrasjonene av de primære antistoffene som ble brukt i den nåværende protokollen var CD45 1:50, CD34 1:20, KDR 1:50, CD184 1:20, CD133 1:50.
  8. Sentrifuge ved 1800 x g, 4 ° C i 2 min og kast supernatanten. Resuspender i 500 μL av 1x PBS (pH = 7,4), 2 mM EDTA.
  9. Utfør flytcytometrianalyse. Bruk isotype-matchet kontrollantistoffer for å sette opp bakgrunnsfarging. Velg deretter lymfocytter spredt på FSC / SSC-plottet, prøver å utelukke gjenværende granulocytter, cellulær avfall og andre partikler, som vanligvis ligger i nedre, venstrefordelt i plottet. Slik distribusjon regnes som 100%.
  10. Bruk en port som inneholder et høyt antall celler med vanlig immunophenotype CD45+ og CD34+. For doble positive immunfenofotyper, bruk en port som tidligere identifiserer CD45+, CD34+, med tillegg av enten KDR (VEGFR-2)+, CD133+eller CD184+. Identifiser MPC-underpopulasjonene etter de spesifikke celleoverflatemarkørene. Rapporter som prosentandel av inngjerdede hendelser.
  11. Identifiser de viktigste underpopulasjonene av MPCer. I den nåværende studien de viktigste immunophenotypes var CD45+CD34+CD133+, CD45+CD34+CD184+, CD45+CD34+CD133+CD184+, CD45+CD34+KDR+, CD45+CD34 + CD34+KDR+CD133+ ,og CD45+CD34+KDR+CD184.
    MERK: Celleoverflatemarkørene som ble brukt var CD45 (lymfocytter), CD34 (endotel- og/eller vaskulære celler), KDR (VEGFR-2, membranmarkør for endotelceller), CD133 (endotelstamceller) og CD184 (hematopoietiske stamceller og endotelceller).

3. Fastsettelse av plasmaløselige biomarkører

  1. Bruk en enzymbundet immunosorbent analyse (ELISA) til å bestemme konsentrasjonen av SICAM-1 og MMP-9 (figur 3, øvre rad).
    1. Sentrifuge blodprøvene på 3000 x g, romtemperatur i 5 min og samle plasma.
    2. Merk standardene, prøverørene og kontrollrørene. Equilibrate de pre-belagte brønnene i analyseplaten ved å vaske 2x med vaskebufferen som følger med i ELISA-settet.
    3. Overfør standarder, prøver og kontroller til brønnene. Tetning og inkubator ved 37 °C i 90 min.
      MERK: Ikke la brønnene tørke helt.
    4. Kast innholdet og tilsett biotindeteksjonsantistoffet. Tetning og inkubator ved 37 °C i 60 min.
    5. Kast innholdet og vask 3x. Forsegle plakk og inkubator sekvensielt med streptavidin arbeidsløsning etterfulgt av tetramethylbenzidin substrat ved 37 °C i 30 min, lysbeskyttet. Vask 3x mellom inkubasjoner. Når fargen utvikler seg, legg til stoppløsningen, og les den optiske tetthetsabsorbansen i en mikroplate ELISA-leser.
  2. Bruk en immunomagnetisk multipleksinganalyse for å bestemme konsentrasjonen av tumornekrosefaktor alfa (TNFα) og interleukin 1 beta (IL-1β) (Figur 3, nedre rad).
    1. Merk standardene, prøverørene og kontrollrørene.
    2. Vortex de magnetiske perler hetteglass for 30 s. Overfør perlesuspensjonen til riktig størrelse rør, og deretter til brønnene i multiplexing analyseplaten. Periodisk virvlende unngår nedbør av perlene.
    3. Sett inn den håndholdte magnetplateskiven på en sikker plass. Vent 2 min til perlene akkumuleres på bunnen av hver brønn og inverter er raskt både den håndholdte magnetiske plateskiven og plateenheten, over en vask eller avfallsbeholder. Husk å bruke den håndholdte magnetplateskiven for å opprettholde perlene inne i brønnene.
    4. Tilsett 150 μL vaskebuffer i hver brønn og vent 30 s for å la perlene samle seg på bunnen. Kast innholdet som i trinn 3.2.3. Deretter legger du til 25 μL universell analysebuffer (følger av 25 μL forberedt standarder, prøver og kontroller.
    5. Forsegle platen og inkubatoren i minst 60 min ved romtemperatur, lysbeskyttet, med konstant risting på 500 o/min. Alternativt, inkuber over natten ved 4 ° C, lysbeskyttet, med konstant risting på 500 rpm hvis mulig.
    6. Vask 2x ved å legge til 150 μL vaskebuffer og vent 30 s. Kast innholdet ved å sette inn den håndholdte magnetplateskiven. Vent 2 min og snu over en vask eller avfallsbeholder.
    7. Inkubatorsekvensielt med 25 μL deteksjon antistoffblanding etterfulgt av 25 μL streptavidin-PE løsning ved romtemperatur i 30 min, forseglet og lysbeskyttet, med konstant risting ved 500 rpm. Vask 2x mellom inkubasjoner, som beskrevet i trinn 3.2.6.
    8. Få tak i avlesningene. Tilsett 120 μL lesebuffer. Forsegle platen og inkubatoren 5 min ved romtemperatur, lysbeskyttet, med konstant risting på 500 o/min. Kjør lesingen på en multipleksing analyseleser. Juster leseparametrene i henhold til hver analyte.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Koronar, venøs sinus og perifert blod ble samlet inn fra 52 pasienter som gjennomgikk koronarangiografi (figur 1) og viste en høy forekomst av hypertensjon og dyslipidemi. Ved klinisk oppfølging var 11 (21,1 %) MACE-er skjedde 6 måneder etter koronarangiografi: død (n = 1), angina som krever sykehusoppmøte (n = 6), hjerteinfarkt (n = 2), og/eller bevis på hjertesvikt (n = 4).

Den baseline koronar konsentrasjonen av de fleste MPCer var betydelig lavere hos pasienter som utviklet MACEs (Figur 4), med en større reduksjon i MPC underpopulasjoner CD34+CD133+ og CD45+CD34+CD133+CD184+. På samme måte hadde pasienter som utviklet MACE-er en økt baseline i koronarmengder av sICAM-1 og lavere MMP-9 (tabell 1).

Koronar MPCer (underpopulasjoner CD45+CD34+CD133+ og CD45+CD34+CD133+CD184+) og sICAM-1 (dichotomized av deres median verdier) viste prognostisk evne for MACE-fri overlevelse(Figur 5).

Vi karakteriserte videre dynamikken i oppløselige biomarkører under forskjellige forhold, fordi det er svært lite informasjon om koronar blodbestemmelse. Uttrykket av tumornekrosefaktor alfa (TNFα) viste variasjoner i henhold til tidspunktet for måling (pre- eller post-angioplastikk) og plasseringen av koronarprøvetaking basert på en sammenligning av forskjellige lumenområder ved samme koronararterie ved hjelp av intravaskulær ultralyd (figur 6).

Figure 1
Figur 1: Koronar angiografi og blodsamling. Bildet viser hjertekateterisering ved hjelp av en radial tilnærming, utført under en fluoroskopiguide i hemodynamikkrommet. Kardiologieksperter evaluerer koronarkarene under angiografi og samler koronarblod fra nærmeste sted til ateromplakkog/eller sinusblod gjennom et hjertekateter like før ballongangioplastikk. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2: Blodprøveforberedelse og MPCs bestemmelse ved flyt cytometri. (A) Tetthet gradient etter blod sentrifugering (blå pil = lymfocytter). (B) Samling av lymfocytterfasen. (C) Vasker med 1x PBS. (D) Sentrifugering. (E) Pellet formasjon nederst i reagensrøret. (F) Neubauer celle suspensjon belastning. (G) Lymfocyttcelleantall ved hjelp av lysmikroskopi. (H) Fastsettelse av celleunderpopulasjoner etter flytcytometri. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av dette tallet.

Figure 3
Figur 3: Immunassier for å bestemme blodløselige meklere. Øvre rad: Enzymbundet immunosorbent analyse (ELISA). Bildet viser hvordan informasjon fra kartprøvene (notatboken) ble overført til programvaren for å starte avlesningene etter prøveforberedelse, antistoffinkubasjon og vask. Den viser også gul fargeutvikling, enten i standardbrønnene (venstre kolonner i plakket) eller i testprøvene (høyre kolonner i plaketten). Nedre rad: Immuno-magnetisk multipleksing analyse. Etter prøveforberedelse, magnetisk bead-antistoffinkubasjon og vask, ble prøveinformasjonen overført til riktig immunomagnetisk multipleksinganalysesystemleserprogramvare, og en typisk standardkurve vises på skjermen. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av dette tallet.

Figure 4
Figur 4: Koronar sirkulerende mononukleære stamceller (MPCer). Figuren viser underpopulasjoner for opprinnelig plan %MPCer. (A) Representative avlesninger fra flyt cytometri. (B) Kvantifisering av %MPC-underpopulasjoner med flytcytometri, plottet i henhold til presentasjonen av MACEer (*) = signifikant forskjell, med p < 0,05. Dette tallet er endret fra Suárez-Cuenca et al.10. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av dette tallet.

Figure 5
Figur 5: Koronar sirkulerende mobilnettet (MPCer), oppløselige biomarkører og prognose. Figuren viser baseline koronar blodmengder (A) %MPC-underpopulasjoner bestemt av flytcytometri og (B) plasmakonsentrasjon av sICAM-1 bestemt av ELISA, begge plottet i henhold til presentasjonen av MACEer i løpet av 6 måneders oppfølging. Den blå linjen angir antall personer med risikoverdier for hver biomarkør, for eksempel lavere %MPCer eller høyere sICAM-1. sICAM-1 = løselig intercellulær adhesjonmolekyl 1. Dette tallet er endret fra Suárez-Cuenca, et al.10. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av dette tallet.

Figure 6
Figur 6: Forhold som bestemmer variabiliteten til koronar sirkulerende løselige biomarkører. Figuren viser endringer i intrakoronarkonsentrasjonen av tumornekrosefaktor alfa (TNFα), i henhold til tidspunktet for målingen (A:Pre-angioplastikk eller B: Post-angioplastikk) samt plasseringen av koronarprøvetaking (sammenligning mellom to koronarlumendiametre ved en 3,5 mm cutoff, målt ved intravaskulær ultralyd). (*) = p < 0,05 forskjell biomarkører oppnådd før- vs. post-angioplastikk, og forskjell på prøvetaking på steder av koronar lumen diametre ≤3,5 mm vs. > 3,5 mm. Dette tallet er endret fra Suárez-Cuenca et al.11. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av dette tallet.

Table 1
Tabell 1: Oppløselige biomarkører ved baseline. (*) indikerer p < 0,05 forskjell biomarkører fra koronar blod vs. perifer sirkulasjon. (**) indikerer p < 0,05, uten MACEer kontra med MACEer; en-tailed uavhengig T-test. Forkortelser: sICAM-1 = løselig intercellulær adhesjonsmolekyl 1; IL-1β = interleukin 1 beta; MMP-9 = matrise metalloproteinase 9.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Blodinnsamling fra den berørte koronararterien kan være vanskelig. Noen ganger er koronararterien knapt tilgjengelig. I dette tilfellet kan prøvetaking fra venøs sinus være et alternativ. Vi utførte valideringstester som sammenlignet sirkulerende biomarkører i koronararterie vs venøs sinus, uten signifikante forskjeller. Imidlertid ble ytelsen til sirkulerende biomarkører validert bare for koronarprøvetaking. Derfor gjenstår ytelsen til biomarkører hentet fra venøs sinus å bli utforsket.

Det er best å behandle prøvene for MPCer innen de første 3 h etter blodinnsamling. Derfor bør det etableres god kommunikasjon mellom kardiologiteamet og laboratorieforskerne. Under MPCs isolasjon bør det utvises forsiktighet ved deponering av blodprøver under tetthetgradientforberedelse når du vasker MPCenepellet. Til slutt, for enkelhets skyld, overfører vi alltid celler til et cytometrirør, legger til de primære antistoffene, fikser og lagrer cellene over natten ved 4 °C, og utfører flyten cytometri lesing dagen etter. Når det gjelder biomarkørrollen til sirkulerende MPCer, er det tatt viktige anstrengelser for å standardisere de mest klinisk nyttige immunfennotypene mellom stamceller12, men en begrensning av studien kan være det faktum at spesifikke underpopulasjoner av sirkulerende stamceller ikke har blitt fullt ut karakterisert for alle kliniske scenarier innen CAD eller andre vaskulære sykdommer. Derfor bør ulike sirkulerende stamcelleunderpopulasjoner undersøkes i hver studie.

Under bestemmelse av løselige markører noen generelle anbefalinger for ELISA og multiplexing analyser inkluderer bruk av en flerkanals pipette, deponering løsninger på bunnen av hver brønn uten å berøre sideveggene, og unngå tørking ut av brønner under analysen. Kontroller alltid prøvefordelingen i platen, spesielt for multipleksingsanalysen, for å unngå nedbør av de magnetiske perlene ved konstant virvlende. Sørg også for å sette bunnplaten inn i den håndholdte magnetplateskiven for å opprettholde de magnetiske perlene inne i brønnene, ellers vil prøvene gå tapt under vaskene.

Vi fant at koronar sirkulerende MPCer, hovedsakelig de fra hematopoietisk opprinnelse, samt sICAM-1 og MMP-9, var fremragende biomarkører for prediksjon og prognose av MACEer. Dette er i samsvar med forestillingen om at inflammatorisk respons og / eller vaskulærskade meklere stimulere homing signaler for MPC mobilisering og rekruttering, fremme lokale vev reparasjon4. Følgelig fant vi variasjoner i disse biomarkører i flere innstillinger. Endringer i forhold til angioplastikk og/eller plassering av koronarprøvetaking kan forklares med effekten av virkningen over aterromaplakket under angioplastikk, størrelsen på plakket, og frigjøring av løselige mediatorer som er beslaglagt i plaketten i koronarstrømmen11. Økt IL-1β har vært konsekvent involvert i utviklingen av plakk og kliniske komplikasjoner13.

Så vidt vi vet, er dette den første studien prospektivt evaluere rollen koronar sirkulerende MPCer og løselige meklere av vaskulær skade og reparasjon som prognostiske biomarkører i en populasjon med CAD sendt til koronar angioplastikk, inkludert karakterisering av endringer knyttet til angioplastikk, plassering av koronar prøvetaking, og sammenligning av koronar vs. perifer prøvetaking. Vi tror at metoden lett kan etableres på ethvert sykehus som utfører koronar angiografi. En begrensning er imidlertid at vi brukte denne metodikken hovedsakelig hos pasienter med kronisk stabil angina frigjort fra en legevaktavdeling.

Nåværende tradisjonelle metoder som brukes for MACEs prediksjon eller prognose i CAD har moderat prediktiv evne. Det har vært en økende interesse for å finne nye biomarkører basert på patofysiologimekanismer som er ansvarlige for reparasjon og regenerering som skjer etter CAD og angioplastikk. Slike biomarkører har vist lignende eller bedre prediktiv ytelse sammenlignet med tradisjonelle metoder3,4,5,14,15. Dermed tror vi at rollen som koronar sirkulerende MPCer og løselige meklere i å forutsi risikoen for MACEer vil bli utforsket videre i fremtidige prospektive studier.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Forfatterne takker støtte fra Institusjonelt program E015; og Fondo Sectorial FOSSIS-CONACYT, SALUD-2014-1-233947.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
BSA Roche 10735086001 Bovine Serum Albumin (BSA) as a buffering agent, stabilizer, standard and for blending.
Calibration Beads Miltenyi Biotec / MACS #130-093-607 MACQuant calibration beads are supplied in aqueous solution containing 0.05% sodium azide. 3.5 ml for up to 100 tests
CD133/1 (AC133)-PE Milteny Biotec / MACS #130-080-801 Antibody conjugated to R-Phycoerythrin in PBS/EDTA buffer
CD184 (CXCR4)-PE-VIO770 Miltenyi Biotec / MACS #130-103-798 Monoclonal, Isotype recombinant human IgG1, conjugated
CD309 (VEGFR-2/KDR)-APC Miltenyi Biotec / MACS #130-093-601 Antibody conjugated to R-Phycoerythrin in PBS/EDTA buffer
CD34-FITC Miltenyi Biotec / MACS #130-081-001 The monoclonal antibody clone AC136 detecs a class III epitope of the CD34
CD45- VioBlue Miltenyi Biotec / MACS #130-092-880 Monoclonal CD45 Antibody, human conjugated
Conical Tubes Thermo SCIENTIFIC #339651 15ml conical centrifuge tubes
Cytometry Tubes FALCON Corning Brand #352052 5 mL Polystyrene Round-Bottom Tube. 12x75 style. Sterile.
EDTA BIO-RAD #161-0729 Heavy metals, (as Pb) <10ppm, Fe <0.01%, As <1ppm, Insolubles <0.005%
Improved Neubauer Without brand Without catalog number Hemocytometer for cell counting. (range 0.1000mm, 0.0025mm2)
K2 EDTA Blood Collection Tubes BD Vacutainer #367863 Lilac plastic vacutainer tube (K2E) 10.8mg, 6 mL.
Lymphoprep Stemcell Technologies 01-63-12-002-A Sterile and checked on the presence of endotoxins. Density: 1.077±0.001g/mL
Paraformaldehyde SIGMA-ALDRICH #SZBF0920V Fixation of biological samples, (powder, 95%)
Pipette Transfer 1,3mL CRM Globe PF1016, PF1015 The transfer pipette is a tool that facilitates liquid transfer with greater accuracy.
Test Tubes KIMBLE CHASE 45060 13100 Heat-resistant test tubes. SIZE/CAP 13 x 100 mm

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Cassar, A., Holmes, D. R. Jr, Rihal, C. S., Gersh, B. J. Chronic coronary artery disease: diagnosis and management. Mayo Clinic Proceedings. 84, (12), 1130-1146 (2009).
  2. Regueiro, A., et al. Mobilization of endothelial progenitor cells in acute cardiovascular events in the PROCELL study: time-course after acute myocardial infarction and stroke. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 80, 146-155 (2015).
  3. Sen, S., McDonald, S. P., Coates, P. T., Bonder, C. S. Endothelial progenitor cells: novel biomarker and promising cell therapy for cardiovascular disease. Clinical Science (Lond). 120, (7), 263-283 (2011).
  4. Samman Tahhan, A., et al. Progenitor Cells and Clinical Outcomes in Patients With Acute Coronary Syndromes. Circulation Research. 122, (11), 1565-1575 (2018).
  5. Tomulić, V., Gobić, D., Lulić, D., Židan, D., Zaputović, L. Soluble adhesion molecules in patients with acute coronary syndrome after percutaneous coronary intervention with drug-coated balloon, drug-eluting stent or bare metal stent. Medical Hypotheses. 95, 20-23 (2016).
  6. Jaumdally, R., Varma, C., Macfadyen, R. J., Lip, G. Y. Coronary sinus blood sampling: an insight into local cardiac pathophysiology and treatment? European Heart Journal. 28, (8), 929-940 (2007).
  7. Kremastinos, D. T., et al. Intracoronary cyclic-GMP and cyclic-AMP during percutaneous transluminal coronary angioplasty. International Journal of Cardiology. 53, (3), 227-232 (1996).
  8. Karube, N., et al. Measurement of cytokine levels by coronary sinus blood sampling during cardiac surgery with cardiopulmonary bypass. American Society for Artificial Internal Organs Journal. 42, (5), M787-M791 (1996).
  9. Truong, Q. A., et al. Coronary sinus biomarker sampling compared to peripheral venous blood for predicting outcomes in patients with severe heart failure undergoing cardiac resynchronization therapy: the BIOCRT study. Heart Rhythm. 11, (12), 2167-2175 (2014).
  10. Suárez-Cuenca, J. A., et al. Coronary circulating mononuclear progenitor cells and soluble biomarkers in the cardiovascular prognosis after coronary angioplasty. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 23, (7), 4844-4849 (2019).
  11. Suárez-Cuenca, J. A., et al. Relation of Coronary Artery Lumen with Baseline, Post-angioplasty Coronary Circulating Pro-Inflammatory Cytokines in Patients with Coronary Artery Disease. Angiology Open Access. 7, 01 (2019).
  12. Schmidt-Lucke, C., et al. Quantification of circulating endothelial progenitor cells using the modified ISHAGE protocol. PLoS One. 5, (1), e13790 (2010).
  13. Moyer, C. F., Sajuthi, D., Tulli, H., Williams, J. K. Synthesis of IL-1 alpha and IL-1 beta by arterial cells in atherosclerosis. American Journal of Pathology. 138, (4), 951-960 (1991).
  14. Morales-Portano, J. D., et al. Echocardiographic measurements of epicardial adipose tissue and comparative ability to predict adverse cardiovascular outcomes in patients with coronary artery disease. International Journal of Cardiovascular Imaging. 34, (9), 1429-1437 (2018).
  15. Huang, X., et al. Endothelial progenitor cells correlated with oxidative stress after mild traumatic brain injury. Yonsei Medical Journal. 58, (5), 1012-1017 (2017).
Koronar stamceller og løselige biomarkører i kardiovaskulær prognose etter koronar Angioplastikk
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Suárez-Cuenca, J. A., Robledo-Nolasco, R., Alcántara-Meléndez, M. A., Díaz-Hernandez, L. J., Vera-Gómez, E., Hernández-Patricio, A., Sánchez-Díaz, K. S., Gutiérrez-Buendía, J. A., Contreras-Ramos, A., Ruíz-Hernández, A. S., Pérez-Cabeza de Vaca, R., Mondragón-Terán, P. Coronary Progenitor Cells and Soluble Biomarkers in Cardiovascular Prognosis after Coronary Angioplasty. J. Vis. Exp. (155), e60504, doi:10.3791/60504 (2020).More

Suárez-Cuenca, J. A., Robledo-Nolasco, R., Alcántara-Meléndez, M. A., Díaz-Hernandez, L. J., Vera-Gómez, E., Hernández-Patricio, A., Sánchez-Díaz, K. S., Gutiérrez-Buendía, J. A., Contreras-Ramos, A., Ruíz-Hernández, A. S., Pérez-Cabeza de Vaca, R., Mondragón-Terán, P. Coronary Progenitor Cells and Soluble Biomarkers in Cardiovascular Prognosis after Coronary Angioplasty. J. Vis. Exp. (155), e60504, doi:10.3791/60504 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter