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Medicine

Avaliação da autoregulação do fluxo sanguíneo cerebral no rato usando fluimetria de laser

Published: January 19, 2020 doi: 10.3791/60540
* These authors contributed equally

Summary

Este artigo demonstra o uso de fluimetria laser Doppler para avaliar a capacidade da circulação cerebral para autoregular seu fluxo sanguíneo durante reduções na pressão arterial.

Abstract

Ao investigar os mecanismos do corpo para regular o fluxo sanguíneo cerebral, uma medida relativa do fluxo sanguíneo microcirculatório pode ser obtida usando fluimetria laser Doppler (LDF). Este papel demonstra uma preparação fechada do crânio que permita que a circulação sanguínea cerebral seja avaliada sem penetrar o crânio ou instalar uma câmara ou uma janela cerebral. Para avaliar os mecanismos de autoregulação, um modelo de redução controlada da pressão arterial por meio de hemorragia graduada pode ser utilizado ao mesmo tempo em que emprega o LDF. Isso permite o rastreamento em tempo real das alterações relativas no fluxo sanguíneo em resposta às reduções na pressão arterial produzida pela retirada do volume sanguíneo circulante. Esse paradigma é uma abordagem valiosa para estudar a autoregulação do fluxo sanguíneo cerebral durante reduções na pressão arterial e, com pequenas modificações no protocolo, também é valiosa como modelo experimental de choque hemorrágico. Além de avaliar as respostas autoregulatórias, ldf pode ser usado para monitorar o fluxo sanguíneo cortical ao investigar metabólico, miogênico, endotélico, humoral, ou mecanismos neurais que regulam o fluxo sanguíneo cerebral e o impacto de vários intervenções e condições patológicas no fluxo sanguíneo cerebral.

Introduction

Os mecanismos de autoregulação na circulação cerebral desempenham um papel crucial na manutenção da homeostase e da função normal no cérebro. A autoregulação do fluxo sanguíneo cerebral é afetada por múltiplos fatores, incluindo frequência cardíaca, velocidade arterial, pressão de perfusão, diâmetro das artérias de resistência cerebral e resistência microcirculatória, que desempenham um papel na manutenção da constante do fluxo sanguíneo cerebral total no cérebro sobre a faixa fisiológica das pressões sanguíneas sistêmicas. Quando a pressão arterial aumenta, esses mecanismos restringem as artérias e artérias de resistência para evitar aumentos perigosos na pressão intracraniana. Quando a pressão arterial diminui, os mecanismos de controle local dilatam as artérias para manter a perfusão do tecido e o parto O2. Várias condições patológicas, como hipercapnia, lesão cerebral hipóxica traumática ou global, e microangiopatia diabética1,2,3,4,5, 6podem perturbar a capacidade do cérebro de autoregular seu fluxo sanguíneo. Por exemplo, a hipertensão crônica desloca a faixa autoreguladora efetiva em direção a pressões mais altas7,8,9,e uma dieta de alto teor de sal (HS) não só interfere com a dilatação normal dependente do endotelio na microcirculação cerebral10,mas também prejudica a capacidade dos mecanismos autoreguladores na circulação cerebral de dilatar e manter a perfusão de tecidoquando a pressão arterial é reduzida11. A autoregulação cerebral também é prejudicada em ratos sensíveis ao sal de Dahl quando são alimentados com uma dieta HS12.

Durante as reduções na pressão arterial, a dilatação das artérias e arterioles da resistência cerebral retorna inicialmente o fluxo sanguíneo cerebral para controlar valores apesar da pressão reduzida da perfusão. Como a pressão arterial é reduzida ainda mais, o fluxo sanguíneo cerebral permanece constante na pressão mais baixa (fase de platô da resposta autoreguladora) até que a vasculatura não possa mais dilatar para manter o fluxo sanguíneo com pressão mais baixa. A menor pressão em que um órgão pode manter o fluxo sanguíneo normal é denominada o limite inferior da autoregulação (LLA). Em pressões abaixo do LLA, o fluxo sanguíneo cerebral diminui significativamente a partir de valores de repouso e diminui de forma linear com cada redução na pressão de perfusão arterial13,14. Uma mudança ascendente no LLA, como observado na hipertensão7,8,9,pode aumentar o risco e a gravidade da lesão isquêmica durante as condições em que a pressão de perfusão arterial é reduzida (por exemplo, infarto do miocárdio, acidente vascular cerebral isquêmico ou choque circulatório).

LDF provou ser uma abordagem extremamente valiosa para avaliar o fluxo sanguíneo na microcirculação uma variedade de circunstâncias, incluindo a autoregulação do fluxo sanguíneo na circulação cerebral11,14,15. Além de avaliar as respostas autoreguladoras, ldf pode ser usado para monitorar o fluxo sanguíneo cortical ao investigar metabólico, miogênico, endotelial, humoral, ou mecanismos neurais que regulam o fluxo sanguíneo cerebral e o impacto de várias intervenções experimentais e condições patológicas no fluxo sanguíneo cerebral10,16,17,18,19,20,21.

LDF mede a mudança na luz laser refletida em resposta ao número e velocidade de partículas em movimento - neste caso, os glóbulos vermelhos (RBC). Para estudos de autoregulação vascular cerebral, a pressão arterial arterial é alterada pela infusão de um agonista alfa-adrenergic para aumentar a pressão arterial (porque a circulação cerebral em si é insensível aos agonistas vasoconstrictor alfa-adrenergic)12,15 ou através de retirada de volume sanguíneo controlado para reduzir a pressão arterial11,14. No presente estudo, ldf é utilizado para demonstrar os efeitos das reduções graduadas na pressão arterial sobre a auto-regulação cerebral em um rato saudável. Embora métodos de crânio aberto e fechado tenham sido descritos na literatura22,23,24,25,o presente artigo demonstra uma preparação fechada do crânio, permitindo que o fluxo sanguíneo cerebral seja avaliado sem penetrar no crânio ou instalar uma câmara ou janela cerebral.

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Protocol

O Medical College of Wisconsin Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) aprovou todos os protocolos descritos neste artigo e todos os procedimentos estão em conformidade com o National Institutes of Health (NIH) Office of Laboratory Animal Welfare (OLAW) Regulamentos.

1. Animais experimentais e preparação para gravação

  1. Use 8-12 semanas de idade, ratos Sprague-Dawley masculinos pesando 250-300 g. Para estes experimentos, alimentar ratos uma dieta padrão composta por 0,4% NaCl, 200 g/kg de casein, 3 g/kg DL-methionine, 497,77 g/kg de sacarose, 150 g/kg de amido de milho, 50 g/kg de óleo de milho, 50 g/kg de celulose, 2 g/kg de bitartrate choline, 35 g/kg de mixagem mineral e 10 vitamina/kg mix.
  2. Registre a pressão arterial e as leituras de LDF usando software de aquisição de dados ou qualquer método de gravação comparável.
  3. Anexe o transdutor de pressão arterial a um canal do sistema de gravação e a sonda LDF ao outro canal do sistema de gravação.
  4. Antes da medição, calibrar a sonda Laser Doppler para definir um padrão de motilidade e garantir que o flowmeter Doppler laser está fornecendo uma saída constante.
  5. Prepare equipamentos adicionais necessários para a cirurgia preparatória e para o experimento: um microscópio de dissecação, um ventilador de roedores, um monitor de CO2 das marés finais, um instrumento estereotipado para corrigir a cabeça do rato em posição e um micromanipulador para localizar a sonda LDF sobre a microcirculação pial e mantê-la em uma posição constante.

2. Preparação cirúrgica

  1. Pese o rato e anestesiao o animal em uma câmara de indução com 3,5% isoflurano e 30% O2 suplemento.
  2. Retire o animal da câmara de indução e substitua uma máscara anestésica entregando isoflurane de 1,5-3% com um suplemento de 30% O2.
  3. Coloque o rato em um cobertor de água circulante mantido em 37 °C e verifique os reflexos com uma pitada de dedo do pé para garantir que haja um reflexo de retirada. Aplique a pomada oftalmotalmica estéril a ambos os olhos para impedir a dessecação da córnea.
  4. Raspe o topo do crânio, área do pescoço ventral e triângulos femorais. Retire qualquer cabelo solto dessas áreas e limpar com álcool.
  5. Coloque o rato em uma posição supina em uma almofada de aquecimento com uma bomba de água quente circulante para manter a temperatura corporal do animal em 37 °C e temporariamente fixá-lo para a almofada usando fita médica.
  6. Instale uma cânula traqueal (tubos de polietileno PE240) através de uma incisão ventral no pescoço, conforme descrito em outros lugares26.
  7. Anexar a cânula traqueal a um monitor de CO2 de maré final e o ventilador entregando isoflurane de 2,5-3,0% (dependendo do tamanho do animal) e um suplemento de inalação 30% O2. Certifique-se de que a taxa respiratória, o tempo inspirativo e o volume ventilatório minucioso sejam definidos e monitorados para garantir um CO2 de maré final expirado de aproximadamente 35 mmHg ao longo do experimento.
    NOTA: Isso geralmente é alcançado com uma taxa respiratória de aproximadamente 48-60 respirações/min, um volume de maré de 1,70-2,30 mL, e um tempo de inspiração de 0,50-0,60 s para um rato de 250-300 g.
  8. Preencha duas cânulas de polietileno PE50 com heparina 1 U/mL na solução isotônica na NaCl para prevenir a coagulação e manter a patência dos cateteres. Após o enchimento, bisvire a extremidade aberta de cada cânula com tesoura cirúrgica para facilitar a inserção na artéria.
  9. Cannulate as artérias femorais direita e esquerda, como descrito em outros lugares27 para permitir o monitoramento contínuo da pressão arterial em um cateter e retirada de sangue do outro cateter.
    1. Depois de separar cuidadosamente as artérias do tecido circundante um microscópio dissecando, ligaa a extremidade distal da artéria e coloque duas suturas adicionais ao redor das extremidades média e proximal da artéria sem apertar os nós.
    2. Use a sutura proximal como uma ligadura de elevação para evitar sangramento da artéria após a incisão para inserção de cânula (passo 2.11).
  10. Insira um fio em forma de V formado a partir de um clipe de papel a artéria, a fim de ocluir o navio até que a cânula esteja segura.
  11. um microscópio dissecando fazer uma pequena incisão na artéria femoral perto da ligadura distal usando tesoura Vannas. Insira a extremidade beveled da cânula na incisão e avance na artéria femoral. Aperte o nó na ligadura média para garantir a cânula no lugar para que ele não seja desalojado pela pressão arterial quando a ligadura de elevação ou clipe de papel é removido.
  12. Depois que a ligadura média é apertada, libere a tensão na ligadura de levantamento e/ou remova o grampo de papel, e aperte a ligadura proximal.
  13. Feche a incisão com suturas finas (3-0 seda) ou um grampo cirúrgico. Alternativamente, coloque uma gaze úmida sobre o local da incisão, dependendo do tamanho da incisão.

3. Desbaste do crânio para medidas de LDF

  1. Imediatamente após as cânulas estão no lugar, coloque o animal em uma posição sternal e proteger a cabeça em um dispositivo estereotaxico, tomando cuidado para não desalojar os cateteres ou tubo traqueal.
  2. Use uma tesoura cirúrgica para fazer uma incisão elíptica na pele que cobre o crânio. Use um cotonete para remover qualquer tecido conjuntivo, garantindo que o crânio esteja limpo e seco. Coloque um pequeno pedaço alongado e enrolado de papel de seda ao redor da incisão no couro cabeludo para parar qualquer sangramento.
  3. o microscópio de dissecação, use uma ferramenta Dremel ou uma broca dentária com uma broca de 2,15 mm pouco para diluir uma pequena área de osso (aproximadamente 0,5-1 cm, dependendo do tamanho do rato) na área parietal sobre o córtex somatossensorial esquerdo ou direito.
    CUIDADO: Diluir o osso lenta e cuidadosamente para evitar penetrar no crânio. Durante a realização desta etapa, a solução salina deve ser aplicada liberalmente para evitar que a área superaqueça.
  4. Uma vez que o crânio foi diluído e a área tem uma aparência rosa e/ou vasos sanguíneos são visualizados, cubra a área com óleo mineral e use um micromanipulador para posicionar a sonda Laser Doppler sobre a microcirculação cerebral exposta para que a ponta da sonda esteja apenas tocando o topo da piscina de óleo mineral (Figura 1).
    NOTA: É essencial tomar medidas ldf em uma área onde não há vibrações externas que interfiram com as leituras de Laser Doppler e que a sonda é fixada com segurança sobre a mesma área alvo ao longo do experimento.

4. Avaliação da autoregulação vascular cerebral

  1. Uma vez que a sonda LDF é fixada em posição, permitir um período de equilíbrio de 30-45 min antes de iniciar o experimento. Após o período de equilíbrio, medir a pressão arterial média (MAP) e o fluxo sanguíneo cerebral a laser (LCBF) a cada 30 s para 2 min e calcular em média os valores para obter os valores de base para a pressão arterial de premorrágica e LCBF.
  2. Para avaliar a autoregulação vascular cerebral em resposta à redução da pressão arterial, meda o LCBF e o MAP após sucessivas retiradas de 1,5 mL de sangue da artéria femoral11. Para manter a patente do cateter, certifique-se de que um volume de solução de heparina (100 U/mL em isotônica sorota) aproximadamente igual ao volume do cateter seja infundido após cada coleta de sangue.
    NOTA: Ao infundir a solução heparina para manter a patência do cateter, é importante combinar o volume da solução de heparina ao volume do cateter o mais próximo possível para impedir que o animal receba demasiada heparina, o que poderia causar indesejados Sangrando.
  3. Após cada retirada do volume de sangue, permita que o rato equilibre-se por 2 min, após o que o MAP e o LCBF são registrados a cada 30 s por 2 min. Repita as retiradas do volume sanguíneo até que o animal atinja um MAPA de aproximadamente 20 mmHg.
  4. Determine a faixa autoreguladora efetiva, identificando a gama de pressões sanguíneas do MAPA de premorrágica até o LLA (etapas 4,5 e 5,3, abaixo).
  5. Determine o LLA identificando a menor pressão na qual a LCBF ainda retorna para dentro de 20% do valor do controle de premorrágica após a retirada do volume sanguíneo, como descrito anteriormente11,28 ou identificando o ponto de interseção das linhas de regressão determinadas durante a fase de platô da autoregulação e abaixo do LLA, onde a LCBF diminui a cada retirada de sangue sucessiva (passo 5,3, abaixo).
    NOTA: Os critérios para definir o LLA e o platô autoregulador podem diferir entre laboratórios (por exemplo, Takada et al.28 vs. Jones et al.29),bem como procedimentos para reduzir a pressão arterial (por exemplo, a retirada de um volume específico de sangue vs. hemorragia controlada para atingir níveis específicos de pressão arterial)11.
  6. No final do experimento, eutanásia do animal acriação de um pneumotórax bilateral, enquanto um plano cirúrgico de anestesia, como aprovado pela IACUC.
  7. Os valores de LDF obtidos no tecido depois que o animal é euthanized fornecerão o valor de fluxo de linha de base zero para a configuração experimental.

5. Análise estatística

  1. Realizar análise de regressão linear para avaliar a correlação entre os valores do LDF e sua pressão arterial correspondente. Use as leituras basal do LDF obtidas depois que o animal é sacrificado para garantir que não houvesse sinal LDF inespecífico afetando as taxas de fluxo medidas.
  2. Calcule o LLA usando a interseção entre as linhas de regressão acima e abaixo do platô autoregulador. Para calcular o LLA usando este método, combinar as duas equações de regressão e resolver a equação resultante para a pressão arterial.
  3. Ao comparar diferentes grupos experimentais, use a análise linear de regressão para calcular as inclinações da relação ldf vs. pressão arterial acima e abaixo do LLA para cada animal e resumi-los como média ± SEM para os animais nesse grupo experimental.

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Representative Results

A Figura 2 resume os resultados de experimentos realizados em 10 ratos machos Sprague-Dawley alimentados com ração laboratorial padrão. Nesses experimentos, a LCBF média foi mantida dentro de 20% do valor da premorrágica após as três primeiras retiradas do volume sanguíneo, até que a pressão arterial média atingiu o LLA. As retiradas subseqüentes do volume de sangue em pressões abaixo do LLA causaram uma redução progressiva de LCBF, mostrando que a circulação cerebral era já não capaz de produzir um nível suficiente de vasodilation para manter constante sem circulação sanguínea cerebral nas pressões mais baixas da perfusão.

A Figura 3 resume a relação entre a pressão arterial média e a LCBF na fase do planalto (MAP >65 mmHg) e a fase decompensandoa (MAP <65 mmHg) da autoregulação da CBF. Em pressões dentro ou acima do LLA, não houve correlação significativa entre LCBF e pressão arterial (r2 = 0,0246; p = 0,3534), mostrando que a LCBF era independente da pressão arterial na faixa de planalto da curva autoreguladora. Abaixo do LLA, a relação LCBF/pressão arterial teve inclinação negativa e a LCBF foi significativamente correlacionada com a pressão arterial (r2 = 0,7907; p = 8,7 x 10-25).

Figure 1
Figura 1: Colocação da sonda laser Doppler sobre o crânio diluído de um rato anestesiado. Rato em aparelho estereotipado com uma sonda LDF posicionado sobre uma área diluída do crânio e mantido no lugar com um micromanipulador. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Figure 2
Figura 2: Autoregulação do fluxo sanguíneo cerebral em resposta a reduções induzidas por hemorragia na pressão arterial. A relação resumida entre a retirada do volume sanguíneo e(A)média de pressão arterial (MAP) e (B)fluxo sanguíneo cerebral a laser (LCBF) em ratos alimentados com uma dieta padrão e submetidos a retiradas seqüenciais de volume sanguíneo. Dados mostrados como média ± SEM para n = 6-10 após cada retirada do volume de sangue. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Figure 3
Figura 3: Relação entre a pressão arterial média e o fluxo sanguíneo cerebral a laser. A relação durante a fase de platô da resposta autoreguladora (n = 37 observações) e na fase decompensandoa da resposta (n = 70 observações) são mostradas, onde as pressões arteriais caíram abaixo do LLA (~65 mmHg). A LCBF foi altamente correlacionada com o MAP na fase decompensadora da autoregulação (r2 = 0,7907; p = 8,7 x 10-25),mas não durante a fase de platô da autoregulação (r2 = 0,0246; p = 0,3534). Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

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Discussion

Avaliação das respostas do fluxo sanguíneo de tecidos com flowmetria laser doppler (LDF). Como observado acima, o sinal LDF é proporcional ao número e velocidade das partículas em movimento, neste caso RBC, na microcirculação. As leituras de LDF em diferentes órgãos estão bem correlacionadas com o fluxo sanguíneo de órgãos inteiros avaliado por métodos estabelecidos, como medidores de fluxo eletromagnético e microesferas radioativas30 e são geralmente consistentes com estudos que avaliam a regulação do tom ativo nas preparações da artéria cannulada10,31,32,33,34 e preparações microcirculatórias in situ35,36.

Uma consideração ao realizar estudos de autoregulação cerebral e, possivelmente, autoregulação em outros leitos vasculares, é o efeito potencial da anestesia nas respostas autoregulatórias. Embora a autoregulação cerebral estivesse presente no presente estudo e em um estudo anterior do nosso grupo11 e consistente com os efeitos conhecidos de uma dieta de HS nas respostas vasodilatadoras das artérias de resistência cerebral31,32,37, o rat pi artérias alvoltais35 e as arterioles in situ da bolsa bochecha hamster36, anestesia isoflurane tem sido relatado para ter um efeito vasodilator forte38 e causar supressão cardiovascular 39. Isoflurane também foi relatado para causar uma perda de autoregulação vascular cerebral em camundongos40,41, então alguns investigadores usaram anestesia alfa-clorotolo ou sozinho41 ou em combinação com uretano42 para estudar autoregulação cerebral em seu lugar.

Os números e velocidades da RBC variam dentro de um leito microcirculatório, entre indivíduos e dentro de um assunto individual ao longo do tempo. Assim, o LDF não fornece um valor absoluto do fluxo sanguíneo dentro de um órgão ou sua microcirculação, entre diferentes órgãos, ou em diferentes regiões da microcirculação. Portanto, é essencial proteger firmemente a sonda LDF para que ela permaneça na mesma posição e não seja submetida a nenhuma vibração durante todo o experimento. Para avaliar com precisão as mudanças no fluxo sanguíneo cerebral, a cabeça do rato é posicionada em um instrumento estereotipado e a sonda LDF é mantida em um micromanipulador sobre uma área diluída do crânio para evitar artefatos de movimento e para manter a posição da sonda em relação à região que está sendo estudada (Figura 1). Qualquer movimento da sonda longe de seu local inicial produzirá um sinal determinado pelo fluxo sanguíneo em uma área diferente do tecido, impedindo comparações. Embora o LDF não forneça uma medida do fluxo sanguíneo absoluto, quando realizada corretamente, ainda é uma abordagem conveniente e valiosa para avaliar a regulação do fluxo sanguíneo no nível de todo o leito vascular30,e a magnitude dos aumentos ou diminuições relativas no fluxo de LDF em relação a um valor de controle pode ser comparada estatisticamente.

Autoregulação do fluxo sanguíneo cerebral. A circulação cerebral normalmente pode tolerar grandes mudanças na pressão arterial que causam vasoconstrição quando a pressão arterial é elevada e vasodilatação quando a pressão arterial é reduzida através de mecanismos de autoregulação. Estes mecanismos são crucialmente importantes para evitar aumentos perigosos na pressão intracraniana quando aumenta a pressão arterial sistêmica e para manter a perfusão de tecido adequada e fornecimento de oxigênio quando a pressão arterial diminui. Os experimentos atuais se concentraram na capacidade dos mecanismos de autoregulação para manter o fluxo sanguíneo cerebral constante como a pressão arterial é reduzida (ao invés da capacidade da circulação cerebral para manter o fluxo sanguíneo constante como MAP é aumentado), embora LDF é muito valioso e amplamente utilizado para os últimos estudos também. Outra aplicação valiosa deste projeto experimental é estudar o fluxo sanguíneo microvascular durante a hemorragia e em várias formas de choque circulatório43,44,45,46.

A autoregulação da LCBF durante reduções induzidas por hemorragia na pressão arterial é avaliada comparando o fluxo de LDF e o MAP medido 2 min após cada retirada sanguínea com o MAP de controle de premorrágica e a LCBF medida imediatamente antes da retirada do volume sanguíneo. Neste ponto, os mecanismos autoreguladores terão agido para dilatar a microvasculatura para manter o fluxo sanguíneo na menor pressão de perfusão. O LLA é identificado como o mapa mais baixo, onde os mecanismos de autoregulação ainda podem restaurar o fluxo sanguíneo, apesar da redução da pressão de perfusão. Em pressões arteriais abaixo do LLA, os mecanismos de autoregulador atingiram seu limite e não podem mais dilatar a vasculatura cerebral o suficiente para evitar novas reduções no fluxo sanguíneo cerebral. Depois que o LLA é passado, há uma redução significativa e progressiva em LCBF do valor da preemmorrágica que segue cada retirada do sangue para alcangar a pressão nova11. A eficácia da autoregulação vascular cerebral em resposta à redução da pressão arterial arterial é avaliada comparando a inclinação do LCBF versus a relação de pressão arterial antes e depois do LLA e a largura da fase de platô da autoregulação, definida como a faixa de pressão arterial entre o MAP da premormorrhage e o LLA. Por exemplo, um estudo recente que avalia o efeito de uma dieta de HS no autoregulation cerebral11 encontrou que a circulação sanguínea cerebral estêve mantida em um nível constante nos ratos alimentados com uma dieta do baixo sal (LS; 0.4% NaCl) durante reduções sustentadas na pressão arterial aos valores tão baixos quanto 40-50 mmHg. Este achado é consistente com estimativas anteriores do LLA em ratos saudáveis16,47. No entanto, a fase de platô da autoregulação do fluxo sanguíneo cerebral em ratos sprague-dawley normotensive alimentados a curto prazo (3 dias) e crônica (4 semanas) sal alto (HS; 4% NaCl) dieta diminuiu progressivamente com sucessivas reduções na pressão arterial, mostrando que a dieta HS elimina a fase de platô da regulação do fluxo sanguíneo que normalmente está presente em ratos normotensivos saudáveis e afeta negativamente a capacidade da circulação cerebral para manter a perfusão do tecido em face das reduções na pressão arterial11. A constatação de que a autoregulação do fluxo sanguíneo cerebral em resposta à redução da pressão arterial é prejudicada em ratos alimentados com uma dieta hs é consistente com os resultados de estudos que mostram que o aumento do sal na dieta prejudica o relaxamento das artérias de resistência31,32,33,34,37 e artérias35,36 de ratos normotensive e hamsters.

Além de fornecer insights valiosos sobre a capacidade da microcirculação de autoregular seu fluxo sanguíneo, as medições de LDF podem ser empregadas em uma ampla gama de aplicações que fornecem uma estimativa dinâmica do controle do fluxo sanguíneo que não está disponível com métodos convencionais, como microesferas e sondas de fluxo eletromagnético. Por exemplo, as medições da LDF são extremamente valiosas na avaliação da resposta da microcirculação a estímulos vasoativos, como infusão de ACh e administração de outros agentes vasoativos31,32,33,34,37, elevado pCO arterial elevado210, hipóxia17,48, acoplamento neurovascular em resposta a estímulos sensoriais21,49, funcional hiperemia no cérebro20,e avaliando as respostas do tecido ao estresse hiplérgico hemorrágico e vários tipos de choque circulatório43,44,45,46.

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Disclosures

Os autores não têm nada a divulgar.

Acknowledgments

Os autores expressam seus sinceros agradecimentos a Kaleigh Kozak, Megan Stumpf e Jack Bullis por sua excelente assistência na conclusão deste estudo e na preparação do manuscrito. Apoio ao Subsídio: NIH #R01-HL128242, #R21-OD018309 e #R21-OD024781.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
3-0 braided black silk suture Midwest Vet 193.73000.2
Arterial Pressure Transducer Merit Medical 041516504A
Automated Data Acquisition Systems (WINDAQ & BIOPAC system) DATAQ Instruments
Blood Pressure Display Unit Stoelting 50115
Circulating warm water pump Gaymar Industries T-pump
End-tidal CO2 monitor Stoelting Capstar-100
Heparin Sodium Midwest Vet 191.46720.3
Kimwipe Fisher Scientific 06-666A
Laser Doppler Flow Meter Perimed PeriFlux 5000 LDPM
Laser Doppler Refill Motility Standard Perimed PF1001
Polyethylene Tubing (PE240) (for trachea cannula) VWR 63018-828
Polyethylene Tubing (PE50) (for femoral catheters) VWR 63019-048
Rodent Ventilator Cwe/Stoelting SAR-830/P
Saline Midwest Vet 193.74504.3
Sprague-Dawley Outbred Rats Variable N/A Rats were ordered from various companies
Standard Rat Chow Dyets, Inc. 113755
Stereotaxic Instrument Cwe/Stoelting Clasic Lab Standard

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Avaliação da autoregulação do fluxo sanguíneo cerebral no rato usando fluimetria de laser
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Allen, L. A., Terashvili, M., Gifford, A., Lombard, J. H. Evaluation of Cerebral Blood Flow Autoregulation in the Rat Using Laser Doppler Flowmetry. J. Vis. Exp. (155), e60540, doi:10.3791/60540 (2020).

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