Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Environment

Mikroalger dyrking og biomasse kvantifisering i en benk-skala Photobioreactor med etsende røyk gasser

Published: December 19, 2019 doi: 10.3791/60566

Summary

Benkvekter, axenic dyrking forenkler microalgal karakterisering og produktivitets optimering før påfølgende prosess oppskalering. Photobioreactors gir den nødvendige kontrollen for pålitelig og reproduserbar microalgal eksperimenter og kan tilpasses trygt dyrke mikroalger med etsende gasser (CO2, så2, no2) fra kommunale eller industrielle forbrennings utslipp.

Abstract

Photobioreactors er opplyste dyrking systemer for eksperimenter på phototrophic mikroorganismer. Disse systemene gir et sterilt miljø for microalgal dyrking med temperatur-, pH-og gass sammensetning og strømnings hastighetskontroll. På benk-skala, photobioreactors er fordelaktig for forskere som studerer microalgal egenskaper, produktivitet, og vekst optimalisering. Ved industrielle vekter kan photobioreactors opprettholde produktrenhet og forbedre produksjonseffektiviteten. Videoen beskriver utarbeidelse og bruk av en benk-skala photobioreactor for microalgal dyrking, inkludert sikker bruk av etsende gass innganger, og detaljer relevante biomasse målinger og biomasse produktivitet beregninger. Nærmere bestemt videoen illustrerer microalgal kultur lagring og forberedelser for inoculation, photobioreactor montering og sterilisering, biomasse konsentrasjon målinger, og en logistikk modell for microalgal biomasse produktivitet med rente beregninger inkludert maksimal og generell biomasse productivities. I tillegg, siden det er økende interesse for eksperimenter for å dyrke mikroalger ved hjelp av simulerte eller reelle avfalls gassutslipp, vil videoen dekke photobioreactor utstyr tilpasninger er nødvendig for å arbeide med korrosive gasser og diskutere sikker prøvetaking i slike scenarioer.

Introduction

Photobioreactors er nyttige for kontrollerte eksperimenter og dyrking av renere microalgal produkter enn det som kan oppnås ved åpne dammer. Microalgal dyrking i benk-skala photobioreactors støtter utvikling av grunnleggende kunnskaper som kan brukes til prosess skala opp. Små endringer i miljøforhold kan i betydelig grad endre mikrobiologisk eksperimenter og forvirre resultatene1. En steril prosess med temperatur-, pH-og gass ettergjæring kontroll er fordelaktig for å studere microalgal egenskaper og ytelse under varierte forhold. I tillegg kan kontrollen over input gasskonsentrasjoner, temperatur, skjærkraft fra miksing, og medium pH støtter ulike arter som ellers er utfordrende å dyrke. Photobioreactors kan kjøres som en satsvis prosess med kontinuerlig gass fôr og ettergjæring, eller som en chemostat Flow-through system med kontinuerlig gass fôr og ettergjæring pluss influent og avløp avløpsvann næringsstoffer innganger. Her demonstrerer vi den satsvise prosessen med kontinuerlig gass fôr og ettergjæring.

Bruken av photobioreactors løser flere microalgal dyrking og produksjons utfordringer. Feltet generelt sliter med bekymringer for forurensning av andre mikroorganismer, effektiv substrat utnyttelse (som er spesielt viktig i tilfelle av CO2 klimatiltak eller avløpsvannbehandling)2, pH-kontroll, belysning variasjon, og biomasse produktivitet3. Photobioreactors gjør det mulig for forskere å studere et bredt spekter av phototrophs i nøye kontrollerte satsvise systemer, der selv langsomme voksende arter er beskyttet mot rovdyr eller konkurrerende mikroorganismer4. Disse batch-systemer er også flinkere til å tilrettelegge større CO2 utnyttelse priser og biomasse produktivitet fordi de er lukkede systemer som er mer sannsynlig å være i likevekt med leverte gasser. Photobioreactor teknologi tilbyr også pH-kontroll, mangelen på noe som har hindret høy biomasse produktivitet i tidligere studier5. På benken skala, nivået av kontroll tilbys av photobioreactors er fordelaktig for forskere. Ved større industrielle vekter kan photobioreactors brukes til å opprettholde kommersiell bioprodukter renhet og forbedre produksjonseffektiviteten for nutraceutical, kosmetikk, mat eller fôr applikasjoner6.

Mikroalger er av stor interesse for biosequestration av CO2 fordi de raskt kan fikse co2 som biomasse karbon. Men de fleste menneskeskapte kildene til CO2 er forurenset med andre etsende og giftige gasser eller FORURENSNINGER (nox, såx, co, HG), avhengig av forbrenningsprosessen drivstoff kilde. Økende interesse for bærekraftig CO2 opptak har bedt om utvikling av photobioreactor teknologi for å behandle co2-rike utslipp, slik som de fra kullkraftverk (tabell 1). Dessverre er det iboende risiko for menneskelig og miljømessig eksponering for etsende og giftige forurensninger under forskning og oppskalering prosesser. Som sådan, beskriver sikker montering og drift av bioreaktorer ved hjelp av korroderende gasser er nødvendig og lærerikt.

Denne metoden er for bruk av en 2 L benk skala photobioreactor for vekst av mikroalger under nøye kontrollerte eksperimentelle forhold. Protokollen beskriver microalgal lagring, inokulum forberedelser, og photobioreactor oppsett og sterilisering. Utover grunnleggende drift, dette arbeidet beskriver microalgal biomasse målinger og biomasse produktivitet beregninger, og tilpasning av utstyr for microalgal dyrking med etsende gasser. Protokollen beskrevet nedenfor er hensiktsmessig for forskere som ønsker å utøve større eksperimentell kontroll, optimalisere microalgal vekstforhold, eller axenically kultur en rekke phototrophic mikrober. Denne metoden beskriver ikke egnede materialer for dyrking av mikrober som produserer eller forbruker brennbare gasser (f. eks CH4, H2, etc.) 7i.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. sikker bruk og prøvetaking av en photobioreactor sparged med etsende gasser

Merk: denne metoden beskriver ikke egnede prosedyrer for sikker prøvetaking av microalgal kulturer som produserer eller bruker svært brannfarlige gasser.

  1. Behandle giftig gass som en risiko for menneskers helse.
    Merk: per University of Iowa ' s Chemical hygiene plan, forfatterne jobbet med Universitetet brannsikkerhet koordinator og University Environmental Health & Safety Industrial hygiene Officer å utvikle en sikkerhetsprotokoll for å arbeide med giftige gasser.
  2. Sett opp et giftig gass overvåkingssystem med sensorer for hver av de giftige gassene som er i bruk. Kalibrer sensorene i henhold til produsentens instruksjoner. Bump test (sjekk for sensor og alarm funksjonalitet med kalibrering gasser) ofte, i henhold til produsentens instruksjoner. Finn gass monitoren like utenfor avtrekks panseret.
  3. Før du starter noen korrosive gass eksperimenter, må du varsle nærliggende personell om risiko-og alarmsystemet. Også varsle de aktuelle lokale utrykningspersonell. Post skilt på laboratorie innganger som spesifiserer hvilke farlige gasser som er i bruk.
    1. Be alt personell i nærheten om å evakuere hvis det oppdages giftig gass. Varsle laboratorie veiledere og beredskaps personell.
      Merk: i et strømbrudd, vil gass regulerings tårnet stoppe gass strømmen når den mister makten. Men hvis rommet oppvarming, ventilasjon, og Air condition (HVAC) system eller røyk hette gå ned uten strømbrudd, dette vil resultere i lekker giftig gass.
  4. Modellere mulig akkumulert konsentrasjon av giftige gasser i rommet hvis avtrekks panseret skulle svikte ved hjelp av American Industrial hygiene Association ' s (AIHA) matematiske modellering regneark IH MOD8 for hver gass.
    1. Få rom forsyning/avtrekksluft rate, Q, i m3 min-1 fra bygging HVAC vedlikehold personell eller HVAC tekniker. Beregn volum, V, av laboratoriet (L x W x H) i m3. Beregn utslipps raten for forurensende stoffer, G, av hver type giftig gass i mg min-1, med ligning 1 tilpasset fra den ideelle gass loven:
      Equation 11
      der P er brøkdelen av trykket som utøves av giftig gassen ved 1 ATM (ppm gass/106 ppm), Qgass er strømningshastigheten på gassen i L min-1, R er den universelle gass konstanten (0,082057 l · ATM · mol-1· K-1), T er temperaturen i K, og MW er gass ' molekylvekt i g mol-1.
    2. Bruk verdiene for V, Qog G for hver gass (beregnet i trinn 1.4.1) i "godt blandet rom modell med mulighet til å opphøre generasjon og MODELLROM PURGE" algoritme i IH mod regneark for å beregne akkumulert rom gasskonsentrasjoner for hver gass over en 1440 min (24 h) simulering periode. Sammenlign disse verdiene med eksponeringsgrensene (tabell 2)9.

2. utarbeidelse av microalgal inokulum

  1. Forbered Scenedesmus obliquus inokulum, eller andre microalgal arter valgt for photobioreactor, før starten av eksperimentet ved å overføre den fra lagring, enten embryo eller kultivert på agar medier.
    1. Tilsett 30 − 50 mL sterilt microalgal vekstmedium (trippel nitrogen fet basal medium [3N-BBM], tabell 3) til en steril (150 − 250 ml) riste kolbe avkortet med en skum propp.
      Merk: med mindre flasken er sparged, bare en femtedel av riste flasken volumet skal være okkupert av flytende Media.
    2. Bruk en biosafety kabinett for å opprettholde sterilitet når du overfører celler til en skrå eller riste kolbe. For kulturer på agar, bruk en steril løkke for å overføre mikroalger fra sin agar plate eller skrå til riste flasken. For embryo kulturer, gradvis tine embryo prøven og skyll bort kryoprotektant i henhold til den valgte protokollen10, legg deretter til cellene i riste flasken.
    3. Kultur celler i 3N-BBM ved 20 − 25 ° c under 16 h:8 h lys: mørk og risting ved 115 − 130 RPM.
    4. Spor microalgal vekst over tid ved bruk av optisk tetthet (OD) målinger (som i pkt. 5 og 6). La mikroalger nå sin eksplosive vekstfase (2 − 4 dager) før du overfører celler til photobioreactor.
      Merk: avhengig av målet for eksperimentet, kan cellene skylles av kultur medium (denne studien) og/eller konsentrert med flere sentrifugering trinn før inoculation av bioreactor.

3. oppsett og drift av photobioreactor

  1. Bruk photobioreactor (figur 1) til å kontrollere temperatur, pH, omrøring, gass strømningshastigheter og strømningshastigheter for inngangs løsningen.
    Merk: photobioreactor kan brukes til å kontrollere flyten av opptil fire forskjellige inngangs løsninger, ofte syre, base, skumdemper og substrat.
    1. Forbered 100 mL hver på 1 N NaOH og 1 N HCl og legg hver til en 250 mL input løsning flaske. Bruk sekundær avgrensning for disse løsningene.
    2. Lagre forbruksmålte inn dataløsninger i autoklaverbar avkortet flasker utstyrt med DIP-rør og en ventil rør med et sterilt inline luftfilter. Koble DIP-rørene til photobioreactor fire inngangsporter ved hjelp av autoklaverbar rør, og under photobioreactor drift, submerse de DIP-rørene i input-løsninger. Pass 1,6 mm innenfor dimeter (ID) autoklaverbar slange mellom inngangs løsningene og deres porter gjennom separate peristaltisk pumper som kan styres enten ved manuelt valgte strømningsrater eller ved tilbakemelding fra pH og skum-nivå sonder (i tilfelle av syre, base, og skumdemper løsninger).
  2. Kalibrer photobioreactor pH-meter før autoklavering.
    1. Koble pH-proben til det photobioreactor kontrolltårnet ved å feste sonden til forbindelseslinjen og vri for å låse. Bruk pH 4 og pH 7 buffere for å kalibrere pH-måleren. Vent til verdiene har stabilisert deg før du godtar verdien for pH-måleren.
    2. Koble pH-proben fra den pH-meters ledningen som kobler sonden til kontrolltårnet.
    3. Overflaten steriliseres med 70% etanol eller autoklav sonden med reaktoren. For å autoklav, cap pH sonde tett med aluminiumsfolie.
      Merk: Hvis sonden er autoklaveres, er det en risiko for korrosjon av sonden interiør fra damp skade. Denne capping metoden garanterer ikke fullstendig skade forebygging.
    4. Tilsett 10 mM 4-(2-hydroxyethyl) piperazin-1-ethanesulfonic acid (HEPES) buffer til kultur mediet for bedre kontroll pH.
  3. Sett inn og skru lukket kald finger og eksos kondensator på photobioreactor headplate.
  4. Sett inn den inoculation porten og Skru fast på plass. Legg en lengde på autoklaverbar slange til den delen av inoculation port over photobioreactor headplate. Før autoklavering av bioreactor, klem slangen lukket med en autoklaverbar slange klemme.
  5. Fest slange avkortet med sterile filtre til alle ubrukte photobioreactor porter.
  6. Koble syre og base input løsninger til photobioreactor inngangsportene via autoklaverbar slange. Tilsett 1,5 L av kultur medium.
  7. Autoklav reaktoren og tilhørende inngangs løsninger for 30 − 45 min ved 121 ° c i henhold til arbeidsvolum.
    Merk: Hvis kultur mediet er negativt påvirket av autoklavering, legger du til mediet etter autoklavering under sterile forhold i en laminær strømnings hette. Protokollen kan stanses midlertidig her.
    FORSIKTIG: reaktoren vil være varm etter fjerning fra autoklav.
  8. Fest pumpehjul motoren til pumpehjul akselen og stram til beslaget.
  9. Arranger LED lyspaneler symmetrisk utenfor bioreactor i henhold til belysning krav.
    1. Før autoklavering, måler og registrerer du lys intensiteten med en fotometer. Plasser belysningsstyrke sensoren inne i photobioreactor beholderen og sett sensoren mot lyskilden.
  10. Koble til opptil to gassflasker for å forsyne de simulerte kullkraftverk utslippene (tabell 1) til mikroalger i photobioreactor.
    Merk: gass konsentrasjonene som brukes i denne studien, rundet av kraftverket ved University of Iowa.
    1. Monter forbindelsene mellom gassflasken, gass regulerings tårnet og photobioreactor ettergjæring ring. Fest egnede regulatorer i stand til 20 PSI utløpstrykk til gassflaskene. Fest 6 mm ID trykk bestandig slange til regulator utløps slangen Barb og fest med en slange klemme. Fest den andre enden av trykk bestandig slange til gass regulerings tårnet gass inntak ved hjelp av en slange Barb til 6 mm stammen rask tilkobling montering sikret med en slange klemme. Koble 3,2 mm ID-slangen til gass regulerings tårnet ved hjelp av en annen 6 mm hurtig tilkoblings montering, og koble den andre enden av utløps slangen til den ettergjæring ring porten på photobioreactor headplate.
      Merk: for en andre input gass, Gjenta trinn 3.9.1, men bruk en T-formet slange Barb å konsolidere de to input gass linjer til en enkelt del av rør koblet til ettergjæring ring port.
    2. Sett utløpstrykket til 20 PSI på hver gass regulator og bruk bioreactor grensesnittet til å sette eksperimentelle gass strømningshastigheter.
      Merk: Beregn og rapporter volumet av luft under standard forhold per volum av væske per minutt (VVM); gass strømningshastigheten ved kultur volumet. Rapport i enheter av per miniute.
  11. Ved ettergjæring med mer enn én gass sylinder bekrefter du den med følgende CO2 -konsentrasjonen til photobioreactor med en co2 -sensor.
    1. Koble en programvare (f.eks. GasLab)-kompatibel CO2 -sensor til USB-porten på en datamaskin. Last ned den nyeste programvaren som tilsvarer CO2 sensor-modellen. Åpne programvaren og input sensor modell, måling tidsintervall, og varigheten av målingen data logging.
    2. Plasser CO2 -sensoren og det kombinerte gass strømnings røret (før røret kobles sammen med bioreactor) i et 100 − 250 ml, avkortet, ventilert fartøy (ekstern til bioreactor).
      Merk: i løpet av eksperimentet, kan de Headspace CO2 konsentrasjoner måles fra en av de ventilasjonsrør på photobioreactor headplate.
    3. Start CO2 konsentrasjon målinger på brukergrensesnittet og vente på målingene til likevekt.
    4. Bruk det photobioreactor brukergrensesnittet til å justere gass strømnings hastighetene fra hver tank til ønsket total strømningshastighet (0,1 L min-1) og co2 -konsentrasjon (12%) er oppnådd.
  12. I brukergrensesnittet for photobioreactor bruker du STIRR-funksjonen til å angi rotasjonshastigheten for pumpehjulet. Sikre det det blande rate er rask nok for kulturen medium å assimilere det sparged gassbobler.
    Merk: visse microalgal arter har svake celle strukturer og vil bli skadet eller sprukket av høy skjærkraft.

4. tilpasning av photobioreactor og eksperimentell oppsett for bruk av giftig gass

FORSIKTIG: korroderende gasser i ekte eller simulert røyk gass er etsende og giftige. Disse gassene utgjør alvorlig risiko ved innånding.
Merk: denne metoden beskriver ikke egnede materialer for sikker dyrking av mikrober som produserer eller forbruker svært brannfarlige gasser (dvs. metan, hydrogen, etc.).

  1. Erstatt messing, plast og standard slange komponenter med korrosjons bestandige materialer.
    1. Bruk rustfritt stål for pålitelig å motstå korrosjon fra sterke syrer dannet av reaksjonen mellom NOx eller såx og vann. Erstatt plast rask tilkobling beslag på gass inntak og uttak på gass-regulere tårnet med rustfritt stål rask tilkobling beslag. Bruk rustfritt stål regulatorer for gass sylindere inkludert utløps slangen Barb i stedet for messing.
    2. Bruk polytetrafluoretylen (PTFE) eller en naturlig etanol (EVA) slange for å motstå korrosjon fra NOx og såx gasser (henholdsvis) på forbindelsene mellom gassflasken til det gass regulerings tårnet og det gass regulerings tårnet til photobioreactor.
  2. Etter autoklavering monterer du photobioreactor og gassflaskene i en avtrekksvifte. Plasser photobioreactor på et bord inne i sekundær Oppbevaringen og plasser gassflasker i frittstående sylinder krage eller en sylinder rack.
  3. Etter initiering av gass strømmen, bruk en boble type væskelekkasje detektor for å se etter gasslekkasjer i alle forbindelser mellom gassflaskene og bioreactor. Bruk en vaskeflaske fylt med en 1:100 (v:v) fortynning av oppvasksåpe: vann for å dekke forbindelsen med en liten strøm av såpe løsning.
    Merk: lekkasjer vil bli indikert med bobler ved tilkoblingene.
  4. Når du initierer microalgal eksperimenter, begynner ettergjæring deretter justere pH før inoculation (som i standard photobioreactor eksperimenter).
    Merk: bufring av kultur mediet under etsende gass eksperimenter anbefales sterkt siden inngangs gassene er sterkt sure.
  5. Vaksinere photobioreactor ved å aspirating den tilberedte microalgal inokulum inn i en steril sprøyte, Monter sprøyten på slangen som er festet til inoculation porten, åpne den inoculation slange klemmen og deprimerende sprøyten.
  6. Kontroller Gas monitoren, gass sylinder trykket og photobioreactor to ganger daglig (og før prøvetaking) for forhøyede nivåer av giftig gass eller indikasjon av lekkasjer.
  7. Begrens avtrekks åpningen til en bredde som gjør at bioreactor og gass sylinder regulatorer kan nås. For å unngå innånding eksponerings risiko, sørg for at åpningen ikke utsettes personell over torso regionen.
  8. Drei gassylinder regulatorer til lukket stilling for å stanse gass strømmen til reaktoren. Lukk dekselet til avtrekks dekselet og la det være 5 minutter for at hetten skal evakuere de korroderende gassene før prøvetaking av photobioreactor kulturen.
  9. Prøve i avtrekks panseret enten ved å åpne en headplate port og bruke en steril serologisk Pipet eller tegne kultur i en sprøyte gjennom inoculation/prøvetaking porten. Sikre photobioreactor portene før du åpner gassflaskene og gjenopptar eksperimentet.

5. måle microalgal biomasse produktivitet

  1. Bruk en kalibrerings kurve for å forholde microalgal kultur OD750 målinger til tørkede microalgal biomasse konsentrasjoner.
    1. Forbered flere (minimum: 4, minimum arbeidsvolum: 500 mL) flasker med sterile microalgal medium og vaksinere med arten av interesse (f. eks S. obliquus i denne studien).
    2. Mål kulturen OD750 til veksten er eksponentiell, og raskt sacrificially prøve flaskene ved å filtrere kjente volumer (minimum 100 ml) av innholdet med en 0,45 μm filter membran kjent masse. Bruk dekket aluminium veie båter eller glass fartøy for å støtte biomasse og filtre som de er tørket.
    3. Massen av biomasse og filtre etter tørking i ca. 18 − 24 timer i en ovn mellom 80 − 100 ° c. For å verifisere fullstendig tørking, måler du på nytt etter ytterligere 2 − 3 t for å avgjøre om massen har stabilisert.
    4. Trekk filter massen fra den kombinerte biomasse og filter massen for å beregne biomasse massen.
    5. Plot kalibreringen kurve som målt OD750 mot biomasse konsentrasjon (massen av biomasse delt på volumet av filtrert kultur) og passer dataene med en lineær regresjon.

6. biomasse produktivitet modellering og rate beregninger

  1. Beregn konsentrasjons konsentrasjoner for biomasse fra OD750 målinger ved bruk av kalibreringskurven lineær regresjon (fastsatt i avsnitt 5).
  2. Fit batch microalgal vekst data fra lag til eksponentiell til stasjonær fase med en logistisk regresjon (ligning 2) i grafisk og statistikk programvare (tabell av materialer):
    Equation 22
    hvor L er kurven maksimale biomasse konsentrasjon verdi, k er den relative steepness av eksponentiell fase (time-1), xo er tiden for sigmoidal kurve midtpunktet, og x er tid.
    1. Angi logistikk ligningen ovenfor manuelt. Velg Tilpass en kurve med lineær regresjon i kategorien analyse i programvaren. Til venstre i boksen Parametere: ikke-lineær regresjon velger du Opprett ny ligning under den nye rullegardinlisten. Bruk standard eksplisitt ligning som lignings type, navngi den nye funksjonen, og Definer den nye funksjonen som Y = L/(1 + Exp (-k * (x-b))), der b representerer xo.
  3. Beregn den samlede biomasse produktiviteten til microalgal batch ved å dele forskjellen mellom den endelige og første biomasse konsentrasjoner av forskjellen mellom den endelige og første ganger.
  4. Beregn maksimal biomasse produktiviteten til microalgal batch fra den deriverte av ligningen 2 (ligning 3) ved sigmoid midtpunkt, når x = xo.
    Equation 33

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

En kalibrerings kurve for den grønne mikroalger, S. obliquus, høstet i eksponentiell fase, ble ETABLERT med OD750 og tørket biomasse konsentrasjoner (figur 2). Den lineære regresjon hadde en R2 -verdi på 0,9996.

En S. obliquus kultur ble startet i en 250 ml Erlenmeyer kolbe fra en kultur som er lagret på en nedkjølt agar plate. Microalga ble inokulert i 3N-BBM med 10 mM HEPES buffer og sparged med 2,2% CO2 i a 2 L photobioreactor med 1,5 L arbeidsvolum (0,07 VVM) (figur 1). Den satsvise jobben ble sporet via OD750; konsentrasjonen av biomasse ble beregnet ut fra kalibreringskurven, og deretter modellert med en logistikk kurve (Figur 3). Photobioreactor opprettholdt kulturen ved pH 6,8, 100 cm3 min-1 total gass strømningshastighet, kontinuerlig 280 mikromol m-2 s-1- belysning og 27 ° c. Den logistikk kurve passer biomasse konsentrasjon data fra lag til eksponentiell til stasjonær fase. Fra logistikk modellen, maksimal biomasse konsentrasjon under batch var 2070 ± 20 mg L-1, maksimal biomasse produktiviteten skjedde på 4,6 dag, og frekvensen av spesifikke biomasse produktiviteten var 1,0 d-1. Maksimal biomasse produktivitet, beregnet fra den deriverte av logistikk kurven på tidspunktet for maksimal vekst, var 532 ± 60 mg L-1 d-1.

Den godt blandet rommet modellen ble brukt til å beregne akkumulert konsentrasjon av NO2, så2, og co i tilfelle av røyk panseret svikt i 24 h. Disse verdiene ble sammenlignet med eksponeringsgrensene (tabell 2). For eksempel, i scenariet der 0,05 L min-1 av 400 ppm nr2 er utgitt i løpet av en feil i en røyk periode på 24 timer, den godt blandet rom modell med innganger beregnet G = 0,0377 mg min-1, Q = 0,0001 m3 min-1, V = 100 m3, og maksimal tid for simulering = 1440 min spår no2 akkumulering til 0,54 mg m-3 (0,29 ppm), som er over akseptabel kroniske eksponeringsgrense (amerikansk konferanse for statlige industrielle hygienists terskel grenseverdi [ ACGIH TLV]) og under den kortsiktige eksponeringsgrensen (STEL).

En lovende foreløpig rettssak med simulert flue gass oppnådde en større maksimal microalgal biomasse produktivitets rate (690 ± 70 mg L-1 d-1) enn 12% co2 og ultra-Zero Air (510 ± 40 mg l-1 d-1) (Figur 4). Før eksperimentet ble en gass Monitor kalibrert med CO, NO2, og så2. Det simulerte røyk gass eksperimentet ble utført uten risiko for personell eller skade på utstyr fra etsende gasser.

Figure 1
Figur 1: benk-Top-photobioreactor opplyst av rødt og blått LED-lys. Photobioreactor opererer som en 2 L batch reaktor med 1,5 L arbeidsvolum. Photobioreactor er kontinuerlig matet med gasser gjennom ettergjæring ringen og overflødig gassventiler gjennom portene i headplate. Tilpasset med tillatelse fra Molitor et al.5. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2: kalibreringskurven knyttet OD750 til S. obliquus celle tørr vekt. S. obliquus cellekultur lys absorpsjon ble målt ved 750 NM, da cellene ble filtrert og tørket for å få celle tørr vektmålinger. Gjengitt med tillatelse fra Molitor et al.5. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 3
Figur 3: S. obliquus vekst data på 2,2% co2 input modellert med en logistisk regresjon. Datapunktene representerer biomasse verdier som beregnes ut fra optiske tetthetsmålinger. Dataene har blitt modellert med en logistisk regresjon gjennom en minst kvadrater passe; Equation 4 der L = 1955 mg L-1, k = 1,154 d-1, og x0 = 3,317 d. R2 = 0,995. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 4
Figur 4: modellert S. obliquus vekst på 12% co2, med og uten ekstra simulert røyk gass komponenter. Biomasse målinger fra hver batch av mikroalger ble modellert med logistikk regresjoner. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Komponent Prosent
H2O 12,6 prosent
CO2 11,6 prosent
O2 5,8 prosent
Co 0,048 prosent
SO2 0,045 prosent
Nr.2 0,022 prosent
N2 69,9 prosent

Tabell 1: sammensetning av kullkraftverk utslipp. Disse mengdene var gjennomsnitt fra University of Iowa kraftverk utslipp data samlet inn på minutt intervaller over span av 10 t.

Giftig gass TWA Taket STEL NIOSH IDLH NIOSH REL ACGIH CDC beskrivelse
Co 35 ppm 200 ppm - 1 200 ppm 35 ppm 25 ppm Fargeløs, luktfri
SO2 2 ppm 100 ppm 5 ppm 100 ppm 2 ppm 2 ppm Fargeløs gass med en karakteristisk, irriterende, stikkende lukt
Nr.2 3 ppm 5 ppm 1 ppm 13 ppm 1 ppm 0,2 ppm Gulaktig-brun væske eller rødlig-brun gass (over 70 ° f) med en skarp, etsende lukt

Tabell 2: eksponeringsgrenser og beskrivelser for giftige gasser (co, so2, no2) i røyk gass. OSHA TWA: tids vektet gjennomsnitt (vanligvis 8 h periode), CEILING: verdi aldri å bli nådd, STEL: kortsiktig eksponeringsgrense (TWA over 15 min), NIOSH IDLH: fare for liv og helse, NIOSH REL: 15 min eksponeringsgrense, ACGIH TLV: akseptabel kronisk eksponeringsgrense, ingen dårlig effekt.

Sammensatte Mm
NaNO3 8,82 x 100
MgSO4· 7H2O 3,04 x 10-1
Nacl 4,28 x 10-1
K2HPO4 4,31 x 10-1
KH2PO4 1,29 x 100
CaCl2· 2h2O 1,70 x 10-1
ZnSO4· 7H2O 3,07 x 10-2
MnCl2· 4h2O 7,28 x 10-3
MoO3 4,93 x 10-3
CuSO4· 5h2O 6,29 x 10-3
Co (NO3)2· 6h2O 1,68 x 10-3
H3bo3 1,85 x 10-1
Edta 1,71 x 10-1
Koh 5,52 x 10-1
FeSO4· 7H2O 1,79 x 10-2
H24 (konsentrert) 1 x 10-3 μL

Tabell 3: sammensetning av trippel nitrogen-fet basal medium (3N-BBM). Mengden av nitrogen har blitt tredoblet fra den opprinnelige Bold ' s basal medium11.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Batch, axenic photobioreactor eksperimenter med regulert pH, temperatur, gass strømningshastighet, og gass konsentrasjon fremme meningsfulle resultater ved å eliminere forurensning av ikke-Target alger stammer og variasjon i kultur forhold. Nøyaktig ren kultur vekst Kinetics kan fås selv i nærvær av etsende gasser (CO2, så2, no2), som tjener som næringsstoffer, snu avgasser til et verdifullt produkt som dyrefôr.

Før begynnelsen noen microalgal eksperiment, den valgte microalga kulturen bør tas fra lagring og readapted til flytende kultur. Økende mikroalger i eksponentiell fase forbedrer sannsynligheten for at eksperimenter har tilsvarende innledende forhold og at mikroalger ikke stagnere i lag fasen etter inoculation.

Kalibrering kurver knyttet optisk tetthet og biomasse konsentrasjoner er spesielt viktig under studier av biomasse produktivitet. Høy microalgal biomasse produktivitet er en av de viktigste målene for microalgal industrien og, som sådan, er ofte en indikator på forskning suksess12. Derfor må nøyaktige beregninger av biomasse konsentrasjoner fra optiske tetthetsmålinger stamme fra arter-spesifikke, presise og nøyaktige kalibrering kurve data. For å unngå potensielle optiske forstyrrelser, er det viktig at målingene for kalibreringskurven og under eksperimentet gjøres i tilsvarende bakgrunns løsninger. I tillegg bør kalibreringskurven gjøres med målinger Hentet fra mikroalger i vekstfasen (e) mest representative for de i eksperimentene. Visse microalgal arter kan ha dramatiske forskjeller i Cellestørrelse under ulike vekstfaser som kan endre den optiske tettheten og oppfattet biomasse konsentrasjoner. Det bør bemerkes at biomasse produktivitet er relatert til, men ikke tilsvarer, vekstrate. Spesifikk vekst avhenger av antall celler (endring i celle tetthet over tid/celle tetthet) til stede, og spesifikk biomasse produktivitet avhenger av bulk massen av celler (endring i mg/L biomasse over tid per mg/L biomasse)13 til stede.

Når microalgal biomasse konsentrasjoner er modellert med en logistisk kurve, kan eksperimentelle resultater være meningsfullt sammenlignet med interpolere biomasse konsentrasjoner og nøyaktig beregning av biomasse productivities. Imidlertid bør forsiktighet tas når tolke disse eksperimentelle resultater; Det er upassende å sammenligne total og maksimal batch biomasse produktivitet. Mens maksimal biomasse produktivitets verdier er nyttige for å sammenligne satsvise resultater, total biomasse produktiviteten er misvisende uten ytterligere informasjon om eksperimentet varighet og microalgal vekstfaser. Disse kursene endres kontinuerlig under etterslep, Logg vekst og stasjonære faser.

Under eksperimenter med etsende gasser som er karakteristisk for kraftverk eller industrielle forbrennings utslipp, bør forsiktighet utvises for både menneskers helse og utstyr lang levetid. Standard deler må skiftes ut med mer robuste materialer, og forbruksvarer som slange skal inspiseres og skiftes oftere for å motstå korrosjon, forebygge lekkasjer og unngå menneskelig eksponering. Ekstra sikkerhetstiltak og risiko bevissthet er avgjørende for sikker og vellykket drift og prøvetaking. Metoden er ikke hensiktsmessig for brennbare gasser fordi det er potensial for gass akkumulering innenfor Headspace og utstyret er verken utformet for slike risikoer eller egnet for sikker tilpasning til slike forhold.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Dette materialet er basert på arbeid støttet av National Science Foundation Graduate Research Fellowship under Grant no. 1546595. Enhver mening, funn, og konklusjoner eller anbefalinger uttrykt i dette materialet er de av forfatterne og ikke nødvendigvis reflekterer synspunktene til National Science Foundation. Arbeidet ble også støttet av en University of Iowa graduate og Professional Student Government Research Grant, og University of Iowa Foundation, Allen S. Henry begavelse. Forskningen ble utført i W. M. Keck Phytotechnologies Laboratory. Forfatterne vil gjerne takke University of Iowa kraftverk staff, spesielt Merk Maxwell, for ekspertise og økonomisk støtte til simulert røykgassene. Forfatterne ønsker også å erkjenne Emily Moore for hennes hjelp med prøvetaking og analyse og Emily Greene for hennes hjelp og deltakelse i protokollen video.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Biostat A bioreactor Sartorius Stedim 2-liter bioreactor for microbial fermentation; designed to be autoclaved; pH, temperature, gas flow rate control
Bump test NO2 gas Grainger GAS34L-112-5 Calibration gas for MultiRAE gas detector
Bump test O2, CO, LEL gas Grainger GAS44ES-301A Calibration gas for MultiRAE gas detector
Bump test SO2 gas Grainger GAS34L-175-5 Calibration gas for MultiRAE gas detector
Corrosion resistant tubing for NO2 gas Swagelok SS-XT4TA4TA4-6 PTFE Core Hose Smooth Bore X Series—Fiber Braid and 304 SS Braid Reinforcement
Corrosion resistant tubing for SO2 gas QC Supply 120325 Reinforced Braided Natural EVA Tubing - 1/4" ID
cozIR 100% CO2 meter Gas Sensing Solutions Ltd. CM-0121 at CO2meter.com CO2 meter for concentrations up to 100%
cozIR 20% CO2 meter Gas Sensing Solutions Ltd. CM-0123 at CO2meter.com CO2 meter for concentrations up to 20%
Durapore Membrane Filter, 0.45 μm Millipore Sigma HVLP04700 Hydrophilic, plain white, 47 mm diameter, 0.45 μm pore size, PVFD membrane filters
Gas cylinder regulators Praxair PRS 40221331-660 Single-stage stainless steel regulator configured for 0-15 psi outlet assembly diaphragm valve with 1/4" MNPT threads, Stainless steel to resist corrosion from NOx and SOx
Gas cylinders Praxair Ulta-zero air, high purity CO2, or custom gas composition Dependent on study objectives
Gas monitoring and leak detection system RAE Systems by Honeywell MAB3000235E020 Pumped model that detects O2, SO2, NO2, CO, and LEL
GasLab software GasLab v2.0.8.14 Software for CO2 meter measurements and data logging
Hose barb Grainger Item # 3DTN3 Used to adapt regulators to tubing, Stainless steel to resist corrosion from NOx and SOx
K30 1% CO2 meter Senseair CM-0024 at CO2meter.com CO2 meter for concentrations less than 1%
LED grow panels Roleadro HY-MD-D169-S Red & blue LED light panels
Memosens dissolved oxygen probe Endress+ Hauser COS22D-19M6/0 Autoclavable (with precautions) dissolved oxygen probe for bioreactor
Memosens pH probe Endress+ Hauser CPS71D-7TB41 Autoclavable (with precautions) pH probe for bioreactor
Oven, Isotemp 500 Series Fisher Scientific 13246516GAQ Small oven for drying
Prism GraphPad software GraphPad Software Version 7.03 or 8.0.1 Graphing software for data organization, data analysis, and publication-quality graphs
Stem to hose barb fitting Swagelok SS-4-HC-A-6MTA Stainless Steel Hose Connector, 6 mm Tube Adapter, 1/4 in. Hose ID
Tubing, dilute acid/base transfer Allied Electronics and Automation 6678441 Silicone TP Process Tubing; 1.6mm Bore Size; 3000mm Long; Food Grade
Tubing, gas transfer Allied Electronics and Automation 6678444 Silicone TP Process Tubing; 3.2mm Bore Size; 3000mm Long; Food Grade

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Obom, K. M., Magno, A., Cummings, P. J. Operation of a Benchtop Bioreactor. Journal of Visualized Experiments. (79), e50582 (2013).
  2. Cheah, W. Y., Pau Loke, S., Chang, J. -S., Ling, T., Juan, J. C. Biosequestration of atmospheric CO2 and flue gas-containing CO2 by microalgae. Bioresource Technology. 184, 190-201 (2014).
  3. Xu, L., Weathers, P. J., Xiong, X. -R., Liu, C. -Z. Microalgal bioreactors: Challenges and opportunities. Engineering in Life Sciences. 9 (3), 178-189 (2009).
  4. Tsang, Y. F. Photobioreactors: Advancements, Applications and Research. , Nova Science Publishers, Inc. Hauppauge, NY. (2017).
  5. Molitor, H. R., Moore, E. J., Schnoor, J. L. Maximum CO2 Utilization by Nutritious Microalgae. ACS Sustainable Chemistry & Engineering. 7 (10), 9474-9479 (2019).
  6. Khan, M. I., Shin, J. H., Kim, J. D. The promising future of microalgae: current status, challenges, and optimization of a sustainable and renewable industry for biofuels, feed, and other products. Microbial Cell Factories. 17 (1), 36 (2018).
  7. Benemann, J. R. Hydrogen production by microalgae. Journal of Applied Phycology. 12 (3), 291-300 (2000).
  8. AIHA. IH MOD. , Available from: https://aiha.org/public-resources/consumer-resources/topics-of-interest/ih-apps-tools (2019).
  9. Centers for Disease Control and Prevention, Immediately Dangerous To Life or Health (IDLH) Values. The National Institute for Occupational Safety and Health. , Available from: https://www.cdc.gov/niosh/idlh/intridl4.html (2019).
  10. Nakanishi, K., Deuchi, K., Kuwano, K. Cryopreservation of four valuable strains of microalgae, including viability and characteristics during 15 of cryostorage. Journal of Applied Phycology. 24 (6), 1381-1385 (2012).
  11. Bischoff, H. W., Bold, H. C. Some soil algae from Enchanted Rock and related algal species. , University of Texas. Austin, Texas. (1963).
  12. Mata, T. M., Martins, A. A., Caetano, N. S. Microalgae for biodiesel production and other applications: A review. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 14 (1), 217-232 (2010).
  13. Wood, A. M., Everroad, R. C., Wingard, L. M. Measuring growth rates in microalgal cultures. Algal Culturing Techniques. Andersen, R. A. , Elsevier Academic Press. Burlington, MA. 270-272 (2005).

Tags

Environmental Sciences mikroalger dyrking photobioreactor axenic kulturer eksperimentell kontroll biomasse produktivitet tilpasning for etsende gass bruk
Mikroalger dyrking og biomasse kvantifisering i en benk-skala Photobioreactor med etsende røyk gasser
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Molitor, H. R., Williard, D. E.,More

Molitor, H. R., Williard, D. E., Schnoor, J. L. Microalgae Cultivation and Biomass Quantification in a Bench-Scale Photobioreactor with Corrosive Flue Gases. J. Vis. Exp. (154), e60566, doi:10.3791/60566 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter