Summary
Dit artikel toont een extradurale benadering aan om de cavia endolymphatische zak uit te wissen en het endolymphatische kanaal te verwonden met een fijne pick om experimentele endolymphatische hydrops te induceren.
Abstract
Endolymphatische hydrops is een uitbreiding van scala media die meestal wordt geassocieerd met de ziekte van Meniere, hoewel de pathofysiologic mechanisme (s) onduidelijk blijven. Om de eigenschappen van endolymphatische hydrops, zoals de oorsprong van laagfrequente gehoorverlies, adequaat te bestuderen, is een betrouwbaar model nodig. De cavia is een goed model omdat het hoort in de laagfrequente gebieden die putatief worden beïnvloed door endolymphatische hydrops. Eerder onderzoek heeft aangetoond dat endolymphatische hydrops chirurgisch kunnen worden geïnduceerd via intradurale of extradurale benaderingen die boren op de endolymphatische buis en zak omvatten. Echter, of het mogelijk was om een endolymphatische hydrops model te creëren met behulp van een extradurale aanpak die gevaarlijke boringen op de endolymphatische buis en zak vermeden was onbekend. Het doel van deze studie was om een herziene extradurale benadering aan te tonen om experimentele endolymftische hydropen te induceren na 30 dagen postoperatief door de endolymphatische zak uit te roeien en het endolymfphatische kanaal te verwonden met een fijne pick. De steekproefgrootte bestond uit zeven cavia's. Functionele metingen van het gehoor werden gemaakt en temporele botten werden vervolgens geoogst voor histologische analyse. De aanpak had een slagingspercentage van 86% in het bereiken van endolymphatische hydrops. Het risico op hersenvochtlekkage was minimaal. Geen perioperatieve sterfgevallen of verwondingen aan het achterste halfronde kanaal opgetreden in het monster. De gepresenteerde methode toont een veilige en betrouwbare manier om endolymphatische hydrops te induceren op een relatief snel tijdstip van 30 dagen. De klinische implicaties zijn dat de gepresenteerde methode een betrouwbaar model biedt om de oorsprong van laagfrequente gehoorverlies dat kan worden geassocieerd endolymphatische hydrops verder te onderzoeken.
Introduction
Endolymphatische hydrops is een uitbreiding van scala media. De aanwezigheid van endolymfatische hydrops kan worden gemeten met behulp van het dwarsdoorsnedegebied van scalamedia. Er wordt gedacht dat klinische endolymphatische hydrops kunnen worden geassocieerd met laagfrequente sensorineural gehoorverlies, zoals die gezien bij de ziekte van Meniere. Maar de oorsprong(en) van het gehoorverlies blijven onduidelijk. Om de oorsprong van laagfrequente gehoorverlies in verband met endolymphatische hydrops adequaat te bestuderen, is een betrouwbaar model nodig.
In 1965 beschreven Kimura en Schuknecht hoe endolymphatische hydrops in het cavia te induceren met behulp van een intradurale benadering1. Hun techniek betrof het gebruik van een achterste craniale fossa benadering van toegang tot het operculum en subarcuate fossa. De stappen betrokken insnijden dura, het intrekken van de cerebellum met een Ringer oplossing doorweekt wattenschijfje, en boren over de endolymphatische buis en het tussengedeelte van de endolymphatische zak. Botwas werd vervolgens geplaatst in het operculum om de endolymphatische kanaal te scheiden van de distale endolymphatische zak. Het craniotomiedefect werd gedicht door het plaatsen van opneembaar gelatinepoeder (bijvoorbeeld Gelschuim) en het oogsten van de bovenlyserende spieren. Histologisch bewijs van endolymphatische hydrops werd consequent gevonden op postoperatieve dagen 1, 3, 7, 14, 21 en 30, waaruit bleek dat de intradurale benadering een betrouwbare methode was om histologisch bevestigde endolymfatische hydrops te induceren. Met dezelfde intradurale benadering als Kimura en Schuknecht, maar met verschillende tijdspunten, Salt en DeMott bevestigd dat scala media in de tweede beurt van het slakkenkastje aanzienlijk werd vergroot op dag 4 en na2. Hoewel de werkelijke morbiditeit van het induceren van een cerebrospinale vloeistof (CSF) lek met behulp van Kimura en Schuknecht's intradurale benadering niet werd gemeld in de oorspronkelijke studie, de aanwezigheid van een CSF lek kan het risico op meningitis verhogen. Er is gesuggereerd dat verlies van CSF zou kunnen leiden tot een uitstroom van perilymph, wat resulteert in een gelijktijdige tijdelijke uitbreiding van het endolymphatische volume in het cavia3. Een extradurale benadering van het opwekken van endolymphatische hydrops zou een veiligere optie zijn.
In 1989 beschreven Andrews en Bohmer twee extradurale chirurgische benaderingen om de endolymphatische zak en kanaal te bereiken, via een midden craniale fossa-benadering of achterste schedelfossa-benadering, om de endolymfatische zak 4 uit teroeien. Ze beschreven het verwijderen van het operculum met een diamant boor, en vervolgens ofwel boren uit het tussengedeelte van de endolymphatische zak of met behulp van een fijne pick om de endolymphatische zak en kanaal te verstoren. In 1993 beschreven Lee, Wright en Meyerhoff een soortgelijke aanpak, waaronder boren door de endolymphatische zak en buis, maar verschilden in die tijd dat ze tegelijkertijd het cochleair aquaduct5belemmerden. Ze toonden de aanwezigheid aan van endolymfatische hydrops, zoals beoordeeld via histologie, vier weken na het uitwrijveeren van de endolymphatische zak en het belemmeren van het cochleair aquaduct. Megerian et al. was de eerste die een videoartikel publiceerde waaruit een extradurale vernietiging van de endolymphatische zak en kanaal demonstreert die betrekking vigeerde om rechtstreeks op het mediale gedeelte van het operculum te boren om de endolymphatische zak en kanaal6binnen te gaan. Ze toonden histologisch bewijs van endolymphatische hydrops in een cavia geofferd op 28 weken na de operatie, evenals gehoorverlies in de 16 kHz regio6. Of het mogelijk was om histologisch bevestigde endolymfatische hydrops en laagfrequente gehoorverlies te induceren op een vroeg moment met behulp van extradurale benaderingen was onbekend.
Het algemene doel van dit rapport is om een extradurale aanpak aan te tonen om experimentele endolymftische hydrops te induceren na 30 dagen postoperatief door de endolymphatische zak uit te roeien en het endolymfphatische kanaal te verwonden met een fijne pick. De reden achter het gebruik van deze techniek is het voordeel van het vermijden van de noodzaak om te boren op de petrous temporele bot, waardoor het risico van per ongeluk verwonden van de dura en het veroorzaken van een CSF lek, het verminderen van de mogelijkheid van het verwonden van de achterste halfronde kanaal, en het verminderen van het risico van letsel aan de sigmoïde sinus.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle procedures die onmiddellijk hieronder in het protocol sectie werden uitgevoerd zoals beschreven in protocollen goedgekeurd door de Washington University in St. Louis Institutional Animal Care and Use Committee.
1. Verdoving en bewaking van vitale tekens
LET OP: Deze studie gebruikte gepigmenteerde NIH-stam cavia's verkregen uit een eigen fokkolonie.
- Gebruik cavia's van beide geslachten, met een gewicht van ten minste 350 g.
- Plaats de cavia in een neonatale verwarmende isolet en geef een ketamine/xylazinemengsel intraperitoneally (50 mg/kg ketamine en 10 mg/kg xylazine) voor inductieanesthesie. Let op de cavia totdat het verliest de teen-pinch reflex.
- Zodra verlies van teen-pinch reflexen optreedt, scheren de achterste nek en het hoofd van de cavia met een haartrimmer meestal geadverteerd voor menselijk gebruik.
- Injecteer een onderhuidse bolus van 12 mL lactated Ringer's oplossing in de achterkant van het dier.
- Plaats de cavia supine op een verwarmende pad met opgeheven benen en plaats 27.5 G vlindernaald intraperitoneally. Controleer of de vlindernaald zich in de juiste positie in de intraperitoneale ruimte bevindt door ervoor te zorgen dat alleen de lucht wordt aangezogen. Als bloed of vocht wordt aangezogen, is er bezorgdheid voor de levering in het vasculaire of darmstelsel. De vlindernaald wordt gebruikt voor herhaalde toediening van anesthesie.
- Draai de cavia om naar de gevoelige positie en zet het hoofd vast aan een stereotactische houder.
- Zet een pulsoximeter vast aan de voet. Bij gebruik van gepigmenteerde cavia's, gepigmenteerde poten kunnen voorkomen dat het lezen van zuurstofverzadiging. Plaats daarom de pulsoximeter op een poot die niet gepigmenteerd is.
- Plaats een rectale temperatuursonde om de lichaamstemperatuur te controleren. De rectale sonde maakt deel uit van een verwarmend dekensysteem dat de lichaamstemperatuur op 38 °C houdt. Zet de opwarmendeken niet aan totdat de rectale sonde op zijn plaats is om oververhitting van de opwarmende deken te voorkomen. Als u moeite heeft met het plaatsen van de rectale sonde, kan deze naast het lichaam van de cavia worden gelegd.
- Breng smeermiddel aan op beide ogen van het cavia om schaafwonden van hoornvlies te voorkomen.
- Beheer aanvullende zuurstof indien nodig via een rubberen buizen geplaatst in de buurt van de neus om zuurstofverzadiging niveaus boven 90%.
- Geef enrofloxacin 0,5 mg/kg onderhuids als antibioticaprofylaxe.
- Geef 0,25 mg/kg bupivacaine met 1:100.000 epinephrinum onderhuids op de verwachte incisieplaats voor lokale anesthesie en vasoconstrictieve effecten.
- Zorg voor onderhoud anesthesie elke 20 minuten voor 4 cycli en dan alleen als dat nodig is op basis van vitale functies. Controleer routinematig de diepte van anesthesie op lichaamstemperatuur, ademhalingssnelheid, zuurstofverzadiging en hartslag.
- Controleer vitale functies om de 15 minuten (temperatuur, ademhalingsfrequentie, hartslag en zuurstofverzadiging).
2. Chirurgische voorbereiding
- Zodra het hoofd van de cavia stevig in een stereotactische houder is geplaatst, plaatst u een stuk plakband over de rug om voldoende spanning langs de huid te bieden die de occiput overstijgen. Bevestig de uiteinden van de tape op de stereotactische houder.
- Royaal prep de huid boven de occiput en achterste nek met jodium oplossing en 70% ethanol in een steriele manier drie keer.
- Gebruik op dit punt steriele voorzorgsmaatregelen en autoclaved instrumenten. Plaats steriele gordijnen over de cavia.
3. Chirurgische ingreep
- Met behulp van een 15 mes, maak een kleine, middellijn incisie langs de achterste occiput uit te breiden naar beneden in de achterste nek. Eenmaal onder de huid, gebruik iris schaar om de rechter achterste cervicale spieren los te maken van de occipital bot. Als er bloedingen optreedt tijdens het snijden van de spieren, controle door het toepassen van druk met een steriele katoenen bal.
-
Met behulp van een combinatie van een #3 mm, #2 mm, en #1 mm diamant braam met een 5-0 zuiging en steriele irrigatie, voeren een craniotomie die wordt begrensd door de externe occipital kam, lamboïde nok, de occipitomastoid hechting lijn, en de dorsale marge van de foramen magnum.
- Plaats voorzichtig een klein stukje zoutbevochtigde katoenen bal onder het bot terwijl je het occipitale bot scheidt van de dura.
- Skeletonize de sigmoïde sinus met een #0,5 mm diamant braam en verwijder voorzichtig het bot boven het.
- Zodra de sigmoïde sinus is blootgesteld, trek voorzichtig de sigmoïde sinus medially met behulp van een katoenen bal en overschakelen naar het gebruik van een 3-0 zuigkracht.
- Identificeer het operculum als een spleet achtige structuur die zich in het petrous temporele bot bevindt. De subarcuate fossa zal zich superieur bevinden en de sigmoïde sinus zal er mediaal voor zijn. Het extra osseous gedeelte van de endolymphatische zak wordt vervolgens gevisualiseerd als een duidelijke zak die het operculum binnengaat en aan de dura die de sigmoïde sinus overdrijft. Het operculum is ovaal gevormd, ongeveer 3 tot 4 mm bij 1,5 tot 2 mm. Echter, zoals te zien is aan de chirurgische weergave, het operculum verschijnt als een geschatte 1 mm spleet. Het zichtbare gedeelte van de zak vanuit de chirurgische weergave is ongeveer even groot als het zichtbare gedeelte van het operculum, zo niet kleiner.
-
Breng zachte intrekking aan op de sigmoïde sinus medially om het extra osseous gedeelte van de endolymphatische zak duidelijk te visualiseren en de spanning tussen de extraosseous en intraosseous gedeelten van de endolymphatische zak te verhogen.
- Gebruik een fijne schuine pick om het tussenliggende gedeelte van de endolymphatische zak voorzichtig uit te wissen. Het is van cruciaal belang dat het ontlastingsproces geen zichtbare verbinding tussen de dura en het operculum achterlaat; plaats vervolgens een fijne pick in het operculum om breed schraap langs de binnenkant van het bot te verwonden.
- Draai de fijne pick in de richting van het endolymphatische kanaal en verstoor blindelings de voering. Op dit punt kan er bloedingen optreden uit een vat in het operculum. Het kan worden gecontroleerd met een klein stukje katoen.
- Droog het lege operculum met een klein stukje katoen. Met behulp van de 3-0 zuigkracht als dat nodig is om het katoen droog te houden.
- Verkrijg botstof met behulp van een kleine curette te schrapen langs de squamosale gedeelte van het tijdelijke bot. Verpak het operculum royaal met botstof. Gebruik een katoenen bal en zuigkracht om het gebied droog te houden tijdens het verpakken met botstof.
- Breng botwas aan op het operculum om het te verzegelen. Zorg ervoor dat er geen overtollige botwas loskomt in de schedel.
- Gebruik beenwax om het schedeldefect te bedekken.
- Bij benadering de achterste cervicale spieren met 4-0 gevlochten, absorbeerbare hechting op een onderbroken manier.
- Voer een onderhuidse sluiting uit met behulp van een 4-0 gevlochten, opneembare hechting.
4. Zorg na de procedure
- Verwijder het cavia uit de aangepaste stereotactische houder en breng over op een verwarmende isolet.
- Geef 2 mg/kg Atipamezole en 24 mL lactated Ringer's oplossing (onderhuids uit de buurt van de incisie). Geef de oplossing van lactated Ringer vanwege de diuretische effecten van xylazine. Beheer 0,2 mg/kg meloxicam onderhuids voor postoperatieve pijnstillende dekking.
- Verkrijg elke 15 minuten vitale functies totdat de cavia volledig uit anesthesie tevoorschijn komt.
- Geef een extra 12 mL vloeistof bolus van lactated Ringer's oplossing ongeveer 2 uur na het einde van de operatie tijdens de herstelperiode.
- Zodra de cavia alert is, ambulating, voiding, en met stoelgang, terug te keren met de cavia naar de dierenfaciliteit. Ongeveer 2 tot 4 uur zijn nodig voor de cavia om volledig te voorschijn komen uit anesthesie.
- Controleer cavia's twee keer per dag gedurende de eerste drie postoperatieve dagen. Als tekenen van ongemak worden waargenomen, toedien dan 0,2 mg/kg meloxicam onderhuids om de 24 uur indien nodig. Als alternatief kan buprenorfine (0,05 mg/kg) onderhuids worden toegediend als de symptomen niet voldoende worden beheerd door meloxicam.
- Geef een 12 mL vloeistof bolus van lactated Ringer oplossing onderhuids twee keer per dag gedurende maximaal drie dagen totdat de cavia het pre-operatieve gewicht bereikt. Als het cavia zijn preoperatieve gewicht bereikt voorafgaand aan de derde postoperatieve dag, stop dan vloeibare bolussen. Als de cavia blijft afvallen na de eerste drie dagen, gebruik maken van een supplement voeding schudden meestal geadverteerd voor menselijke consumptie gemengd met geplette cavia voedsel pellets.
- Monitor cavia's wekelijks tot hun eindpunt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De gepresenteerde methode gebruikte een extradurale benadering om de endolymphatische zak uit te wissen en het endolymphatische kanaal te verwonden met een fijne pick in zeven cavia's bestaande uit twee mannetjes en vijf vrouwtjes. De gemiddelde duur van de operatie was 2 uur van incisie tot sluiting. De totale boortijd varieerde van 5-10 minuten. Tot 4 uur was nodig voor de cavia volledig te voorschijn komen uit anesthesie. Er waren geen intraoperatieve of postoperatieve sterfgevallen in het monster. Er waren geen verwondingen aan het achterste halfronde kanaal of dura in een van de cavia's. Schade aan de sigmoïde sinus deed zich voor bij één cavia (uitgesloten van de gegevensanalyse).
De cavia's ondergingen een tweede procedure op de dag van het offer (postoperatieve dag 30) om auditieve functiemetingen te doen die de Auditieve Zenuw overlappelde Golfvorm (ANOW) en cochleaire samengestelde actie potentialen (CAPs) omvatten. Er werden ANOW- en GLB-metingen verricht en analyses uitgevoerd met methoden die eerder7,8,9zijnbeschreven . De ANOW is een puur neurale meting die voortkomt uit neurale excitatie in de apicale cochleaire helft7,8,9. Na de auditieve functietests werden de oren onmiddellijk geoogst en voorbereid op histologische analyse met behulp van eerder beschreven methoden10. Succesvolle histologische voorbereiding werd voltooid in zes oren, maar een oor toonde tranen in het membraan van de Reisner. Het oor met tranen werd geëlimineerd uit histologische analyse, maar bewaard in fysiologische analyse. Het dwarsdoorsnedegebied van scalamedia werd gemeten met ImageJ11. Histologische analyse van de temporele botten bleek endolymphatische hydrops in zes van de zeven cavia's in het juiste slakken ( in vergelijking met de linker cochlea (Figuur 1). In figuur 1wordt het doorsnedegebied van de Scala media op het bediende, rechteroor (rood) vergroot ten opzichte van het contralaterale, linkeroor (blauw), wat endolymphatische hydrops in het rechteroor aantoont. Het doorsnedegebied van scalamedia over elke beurt werd ook gekwantificeerd en vergeleken met controleproefkonijnen(figuur 2). Maatregelen van één oor werden niet opgenomen in figuur 2 vanwege een histologisch voorbereidingsprobleem waardoor het membraan van de Reisner scheurde. Controle cavia's hadden ofwel een schijnoperatie ondergaan (waarbij de endolymphatische zakjes werden geïdentificeerd, maar niet gestoord) of had geen andere operatie ondergaan dan nodig is om auditieve functie maatregelen te nemen. In vergelijking met de controle, de cross-sectionele gebied was over het algemeen groter in de oren overleven 30 dagen na vernietiging van de endolymphatische zak (Figuur 2). De ANOW-drempels (≤1 kHz) werden verhoogd in zes van de zeven cavia's die endolymphatische hydrops aantoonden in vergelijking met controleproefkonijnen, waaruit de aanwezigheid van laagfrequente gehoorverlies bleek (figuur 3). Golf 1 van de auditieve hersenstamrespons, of het cochleaire samengestelde werkingspotentieel (CAP), drempels lagen binnen het normale bereik bij frequenties boven 8 kHz bij zes van de zeven cavia's (figuur 3).
Figuur 1: Histologische beelden van een mid-modiolar cut van cavia slakken. Deze cavia overleefde 30 dagen na vernietiging van de endolymphatische zak met behulp van een extradurale benadering. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 2: Dwarsdoorsnedegebied van scalamedia als functie van cochleaire lengte. De maatregelen van zes van de zeven individuele oren zijn in rood. Grijze stippellijnen vertegenwoordigen ±1 standaarddeviatie van metingen van de Control-oren. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 3: Auditieve functiemetingen (ANOW en CAPs) gemeten op postoperatieve dag 30. ANOW-metingen zijn ≤1 kHz en er zijn CAP-maatregelen genomen >1 kHz. De maatregelen van individuele oren zijn in rood. Grijze stippellijnen vertegenwoordigen ±1 standaarddeviatie van drempelwaarden voor Controle-cavia's. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
De gepresenteerde extradurale methode had een slagingspercentage van 86% bij het bereiken van histologisch bevestigde endolymfatische hydrops en laagfrequente gehoorverlies. De methode bereikte betrouwbaar histologisch bewijs van endolymphatische hydrops op postoperatieve dag 30, in overeenstemming met eerdere studies die een intradurale benaderinggebruikten 2. Het belang van de methode met betrekking tot bestaande methoden is dat een CSF-lek niet nodig is, waardoor een potentiële verstorende variabele wordt verwijderd die wordt voorgesteld om te resulteren in een compenserende, tijdelijke uitbreiding van het endolymphatische volume3. Over het algemeen toont de methode een snelle, veilige en betrouwbare manier om experimentele endolymfatische hydrops te induceren.
De gepresenteerde methode heeft verschillende sterke punten in vergelijking met eerdere studies. Ten eerste was de aanpak extradural, waardoor de potentiële morbiditeit en verstorende effecten van een CSF-lek werden geminimaliseerd. Ten tweede, door het gebruik van een fijne pick in plaats van een boor om de endolymphatische zak te wissen en verwonden de endolymphatische buis, de methode vermijdt eventuele schade aan het achterste halfronde kanaal. Een cruciale stap is ervoor te zorgen dat er geen zichtbare verbinding is tussen de dura en het operculum. Ten derde, met behulp van een fijne pick in het temporele bot in plaats van een boor, de methode geminimaliseerd het potentieel voor akoestisch trauma veroorzaakt door boren op de petrous temporele bot. Ten slotte biedt de methode een geoptimaliseerd peri-operatief dierprotocol om een snel herstel en een succesvolle postoperatieve koers van de cavia's te garanderen. Een beperking van de methode is het gebruik van ketamine/xylazine, die kan worden overwonnen met behulp van een stereotaxic-apparaat dat isoflurane levering mogelijk maakt.
De wetenschappelijke implicaties van de resultaten zijn de ontwikkeling van een veilige en betrouwbare manier om endolymphatische hydrops te induceren op een relatief snel tijdstip van 30 dagen. De klinische implicaties zijn dat de methode een betrouwbaar model van endolymphatische hydrops biedt om de oorsprong van het bijbehorende laagfrequente gehoorverlies verder te onderzoeken. Toekomstige toepassingen van de methode zullen worden gebruikt om de oorsprong(en) van laagfrequente gehoorverlies in verband met endolymphatische hydrops verder te bestuderen. Tot slot is de gepresenteerde methode een gewijzigde occipitale, extradurale benadering waarbij de endolymphatische zak wordt uitgewist en het endolymphatische kanaal wordt verwond met een fijne pick om experimentele endolymfatische hydrops te induceren na 30 dagen postoperatief in het cavia.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Wij danken Shannon M. Lefler voor hulp bij cijfers en de Tabel van materialen. Onderzoek gemeld in deze publicatie werd ondersteund door het National Institute of Doofness and Other Communication Disorders binnen de National Institutes of Health, door de "Development of Clinician / Researchers in Academic ENT" opleiding subsidie, award nummer T32DC000022 (C.V.V.) en door R01 DC014997 (J.T.L). De inhoud valt uitsluitend onder de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet noodzakelijkerwijs de officiële standpunten van de National Institutes of Health.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 12 mL syringe | Henke-Sass Wolf | 5100-X00V0 | |
| 1 mL and 3 mL syringe | BD Precision(Ordered from Fischer Sci) | 14-826-87 15859152 | |
| 27.5 butterfly gauge needle | Terumo Surflo Winged Infusion Set, Terumo Corporation, Japan) (Ordered from McKesson) | 448407 | |
| 4-0 suture | McKesson | 1034507 | |
| 4 x 4 gauze sponges | Dukal (Ordered form McKesson) | 374454 | |
| 60 mL syringe | Fisher Sci | 22-031-375 | |
| Anspach otologic drill | Anspach | SC2100 | |
| atipamezole | Zoetis | 107204-6 | |
| autoclave | Fisher sci | 15-103-0508 | |
| autoclave bags | McKesson | 524881 | |
| bayonet separator | Olympus | AL 130564 | |
| bupivicaine | auro Medics Pharma | 555150-169-10 | |
| clear sterile drape | 3M | 1020 | |
| cotton balls | Fisherbrand (ordered from Fisher Sci) | 22-456-885 | |
| cotton swabs | McKesson | 508716 | |
| diamond burrs #3, #2, #1, and #0.5 mm | Anspach | QD8-3SD; QD8-2SD; QD8-1SD; QD8-05SD | |
| diaper pad | McKesson | 945330 | |
| disposable 15 blade | Swann-Morton | 0305 | |
| enrofloxacin | Hospira | 0409-4888-01 | |
| epinephrine | McKesson | 63739-0456 | |
| eye ointment | Dechra Vet Products | 17033-211-38 | |
| Freer elevator | Grace Medical | 215100FX | |
| gelfoam | Pfizer (Ordered from McKesson) | 82830 | |
| hair trimmers | Oster Power Pro Cordless (ordered from Amazon) | 078400-020-000 | |
| iodine scrub | Purdue Pharma (ordered from mcKesson) | 521243 | |
| iris scissors | Olympus | CL-542114 | |
| ketamine | Henry Schein Animal Health | 55853 | |
| lactated ringers | B. Braun Medical (ordered from McKesson) | 186662 | |
| lancet knife by Rosen | Grace Medical | 151100FX | referred to as curette in the text |
| lubricant | Milex (ordered from Cooper Surgical) | MX5030 | |
| masking tape | 3M (ordered from fisher sci | 19047259 | |
| metal rectangle basin | Amazon | B07NQDBC6T | |
| needle holder | Olympus | CR 213015-ENT | |
| needles: 27 gage, 18 gauge | BD Precision(Ordered from Fischer Sci) | 14-826-48 14-826-5D | |
| neonatal warming isollete | Air Borne Life Support Systems | 731-1800 | |
| operating microscope | Carl Zeiss | OPMI pico | |
| oxygen tank | AirGas | OX USP200 | |
| pulse ox | CapnoTrue (Ordered from Medacx) | M-3090112001 | |
| rectal probe with heating blanket | Harvard Apparatus | probe: PY2 50-7217 Heating Blanket: PY2 50-7214 | |
| red body holder | Lichtenhan Lab | N/A | In-house product |
| right angle | Olympus | BV-230337 | |
| rosen needle | Olympus | AM-130566 | customized, it is the instrument I use to tear the sac |
| rubber tubing for O2 administration | Fisher Sci | 14-171-104 | |
| saran wrap | Fisher Sci | NC9617977 | |
| stereotactic head holder | WUSTL Instrument Machine Shop | N/A | In-house product |
| sterile drapes | Cardinal Health | 7553 | |
| suction tube by Baron | Grace Medical | 034903FX 034905FX | #3 and #5 Suction |
| tissue forceps adson brown | Grace Medical | 325112FX | |
| Weitlander retractor | Olympus Grace Medical | BL200011 100313FX | |
| xylazine | Akorn | 59399-110-20 |
References
- Kimura, R. S., Schuknecht, H. F. Membranous Hydrops in the Inner Ear of the Guinea Pig after Obliteration of the Endolymphatic Sac. Pract oto-rhino-laryng. 27, 343-354 (1965).
- Salt, A. N., DeMott, J. Time course of endolymph volume increase in experimental hydrops measured in vivo with an ionic volume marker. Hearing Research. 74 (1-2), 165-172 (1994).
- Walsted, A., Garbarsch, C., Michaels, L. Effect of craniotomy and cerebrospinal fluid loss on the inner ear. An experimental study. Acta Oto-Laryngologica. 114 (6), 626-631 (1994).
- Andrews, J. C., Bohmer, A. The surgical approach to the endolymphatic sac and the cochlear aqueduct in the guinea pig. American Journal of Otolaryngology. 10 (1), 61-66 (1989).
- Lee, J. R., Wright, C. G., Meyerhoff, W. L. Modified occipital approach to the endolymphatic sac and cochlear aqueduct of the guinea pig. American Journal of Otolaryngology. 14 (2), 165-169 (1993).
- Megerian, C. A., et al. Surgical induction of endolymphatic hydrops by obliteration of the endolymphatic duct. Journal of Visualized Experiments. (35), (2010).
- Lichtenhan, J. T., Cooper, N. P., Guinan, J. J. Jr A new auditory threshold estimation technique for low frequencies: proof of concept. Ear and Hearing. 34 (1), 42-51 (2013).
- Lichtenhan, J. T., Hartsock, J., Dornhoffer, J. R., Donovan, K. M., Salt, A. N. Drug delivery into the cochlear apex: Improved control to sequentially affect finely spaced regions along the entire length of the cochlear spiral. Journal of Neuroscience Methods. 273, 201-209 (2016).
- Lichtenhan, J. T., Hartsock, J. J., Gill, R. M., Guinan, J. J. Jr, Salt, A. N. The auditory nerve overlapped waveform (ANOW) originates in the cochlear apex. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 15 (3), 395-411 (2014).
- Lichtenhan, J. T., Hirose, K., Buchman, C. A., Duncan, R. K., Salt, A. N. Direct administration of 2-Hydroxypropyl-Beta-Cyclodextrin into guinea pig cochleae: Effects on physiological and histological measurements. PloS One. 12 (4), e0175236 (2017).
- Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
