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Neuroscience

Un enfoque quirúrgico revisado para inducir hidrops endoifáticos en el cerdo de Guinea

Published: June 4, 2020 doi: 10.3791/60597

Summary

Este artículo demuestra un enfoque extradural para destruir el saco endolymático del conejillo de indias y lesionar el conducto endolyméptico con un pico fino con el fin de inducir hidrópidos endolymfáticos experimentales.

Abstract

Los hidrops endolymphatic son un agrandamiento de los medios de Scala que se asocia más a menudo con la enfermedad de Meniere, aunque los mecanismos fisiofisológicos siguen sin estar claros. Con el fin de estudiar adecuadamente los atributos de los hidrops endolymphatic, como los orígenes de la pérdida auditiva de baja frecuencia, se necesita un modelo confiable. El conejillo de indias es un buen modelo porque se oye en las regiones de baja frecuencia que se ven malteadas por hidrópidos endolífáticos. Investigaciones anteriores han demostrado que los hidrópsos endolymphatic pueden ser inducidos quirúrgicamente a través de enfoques intradurales o extradurales que implican la perforación en el conducto y saco endolymphatic. Sin embargo, se desconociba si era posible crear un modelo de hidrops endolymphatic utilizando un enfoque extradural que evitara perforaciones peligrosas en el conducto y saco endolymphatic. El objetivo de este estudio fue demostrar un enfoque extradural revisado para inducir hidrops endolymfágicos experimentales a los 30 días postoperatoriamente al destruir el saco endolymphatic e lesionar el conducto endolymofático con una selección fina. El tamaño de la muestra consistía en siete conejillos de indias. Se realizaron mediciones funcionales de la audición y posteriormente se cosecharon huesos temporales para su análisis histológico. El enfoque tuvo una tasa de éxito del 86% en el logro de hidrops endolymphatic. El riesgo de fuga de líquido cefalorraquídeo fue mínimo. En la muestra no se produjeron muertes perioperatorias ni lesiones en el canal semicircular posterior. El método presentado demuestra una forma segura y confiable de inducir hidrops endolymphatic en un punto de tiempo relativamente rápido de 30 días. Las implicaciones clínicas son que el método presentado proporciona un modelo confiable para explorar más a fondo los orígenes de la pérdida auditiva de baja frecuencia que se pueden asociar hidrops endolymphatic.

Introduction

Los hidrópsos endolífaméticos son una ampliación de los medios scala. La presencia de hidrops endolymphatic se puede medir utilizando el área transversal de los medios scala. Se cree que los hidrops endolymépticos clínicos pueden estar asociados con la pérdida auditiva neurosensorial de baja frecuencia, como la observada en la enfermedad de Meniere. Sin embargo, el origen de la pérdida auditiva sigue sin estar claro. Para estudiar adecuadamente los orígenes de la pérdida auditiva de baja frecuencia asociada con los hidrops endolymphatic, se necesita un modelo confiable.

En 1965, Kimura y Schuknecht describieron cómo inducir hidrops endolymofáticos en el conejillo de indias utilizando un enfoque intradural1. Su técnica implicaba el uso de un enfoque de fosa craneal posterior para acceder al opérculo y a la fosa subarcuata. Los pasos consistieron en incitar a la dura, retraer el cerebelo con una almohadilla de algodón empapada de solución de Ringer, y taladrar a través del conducto endolinfático y la parte intermedia del saco endolinfático. Luego se colocó cera ósea en el opérculo para separar el conducto endolymphatic del saco endolímfático distal. El defecto de craneotomía se cerró colocando polvo de gelatina absorbible (por ejemplo, Gelfoam) y reaproxiomando los músculos superpuestos. La evidencia histológica de hidrops endoifáticos se encontró consistentemente en los días postoperatorios 1, 3, 7, 14, 21 y 30, lo que demuestra que el enfoque intradural era un método confiable para inducir hidrópsos endolymofáticos confirmados histológicamente. Usando el mismo enfoque intradural que Kimura y Schuknecht, pero con diferentes puntos de tiempo, Salt y DeMott confirmaron que los medios scala en el segundo giro de la cóclea se ampliaron significativamente en el día 4 y más alláde 2. Si bien la morbilidad real de inducir una fuga de líquido cefalorraquídeo (LCR) utilizando el enfoque intradural de Kimura y Schuknecht no se notificó en el estudio original, la presencia de una fuga de LCR podría aumentar el riesgo de meningitis. Se ha sugerido que la pérdida de líquido cefalorreo podría dar lugar a una salida de perilómpo, lo que resulta en una expansión temporal simultánea del volumen endolymphatic en el conejillo de indias3. Un enfoque extradural para inducir hidrops endolymphatic sería una opción más segura.

En 1989, Andrews y Bohmer describieron dos enfoques quirúrgicos extradurales para alcanzar el saco endolymphatic y el conducto, a través de un enfoque de fossa craneal medio o enfoque de fossa craneal posterior, para borrar el saco endolymphatic4. Describieron la eliminación del opérculo con un taladro de diamante, y luego ya sea perforando la porción intermedia del saco endolymphatic o usando una selección fina para interrumpir el saco endolymphatic y el conducto. En 1993, Lee, Wright y Meyerhoff describieron un enfoque similar, que incluyó la perforación a través del saco endoifático y el conducto, pero difería en que también obstruyeron simultáneamente el acueducto coclear5. Demostraron la presencia de hidrops endolymphatic, evaluados a través de la histología, a las cuatro semanas después de destruir el saco endolymphatic y obstruir el acueducto coclear. Megerian et al. fue el primero en publicar un artículo en vídeo que demuestra una obliteración extradural del saco endoifático y el conducto que implicó la perforación directamente en la porción medial del opérculo para entrar en el saco endolymofático y el conducto6. Demostraron evidencia histológica de hidrops endolymphatic en un conejillo de indias sacrificado a las 28 semanas después de la cirugía, así como pérdida de audición en la región de 16 kHz6. Se desconoció si fue posible inducir hidrópsos endolymfáticos confirmados histológicamente y pérdida auditiva de baja frecuencia en un punto temprano utilizando enfoques extradurales.

El objetivo general de este informe es demostrar un enfoque extradural para inducir hidrops endolymfásicos experimentales a los 30 días después de la operación al destruir el saco endolymphatic e lesionar el conducto endolymofático con una selección fina. La razón de ser del uso de esta técnica es la ventaja de evitar la necesidad de perforar el hueso temporal petroso, eliminando así el riesgo de lesionar accidentalmente la dura y causar una fuga de líquido cefalorreo, mitigando la posibilidad de lesionar el canal semicircular posterior, y reduciendo el riesgo de lesión en el seno sigmoide.

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Protocol

Todos los procedimientos enumerados inmediatamente a continuación en la sección Protocolo se llevaron a cabo como se describe en los protocolos aprobados por la Universidad de Washington en el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de St. Louis.

1. Inducción Anestésica y Monitoreo de Signos Vitales

NOTA: Este estudio utilizó conejillos de indias pigmentados de cepa DE NIH obtenidos de una colonia de cría interna.

  1. Use conejillos de indias de ambos sexos, con un peso mínimo de 350 g.
  2. Coloque el conejillo de indias en una isolette de calentamiento neonatal y dé una mezcla de ketamina/xilazina por vía intraperitoneal (50 mg/kg de ketamina y 10 mg/kg de xilazina) para la anestesia por inducción. Observe el conejillo de indias hasta que pierda el reflejo de la desenlace del pie.
  3. Una vez que se produce la pérdida de reflejos de pellizcos de los pies, afeita el cuello y la cabeza posteriores del conejillo de indias con una recortadora de cabello típicamente anunciada para uso humano.
  4. Inyectar un bolo subcutáneo de 12 ml de solución de Ringer lactada en la parte posterior del animal.
  5. Coloque el conejillo de indias supino en una almohadilla de calentamiento con las piernas levantadas y coloque 27,5 G de aguja de mariposa intraperitonealmente. Compruebe que la aguja de la mariposa está en la posición correcta en el espacio intraperitoneal, asegurándose de que sólo se aspira aire. Si se aspira sangre o líquido, existe preocupación por el parto en el sistema vascular o intestinal. La aguja de mariposa se utiliza para la administración repetida de anestesia.
  6. Voltee el conejillo de indias a la posición propensa y fije la cabeza a un soporte estereotáctico.
  7. Asegure un oxímetro de pulso al pie. Si usa conejillos de indias pigmentados, las patas pigmentadas pueden prevenir la saturación de oxígeno de lectura. Por lo tanto, coloque el oxímetro de pulso en cualquier pata que no esté pigmentada.
  8. Inserte una sonda de temperatura rectal para controlar la temperatura corporal. La sonda rectal es parte de un sistema de manta de calentamiento que mantiene la temperatura corporal a 38 oC. No encienda la manta de calentamiento hasta que la sonda rectal esté en su lugar para evitar el sobrecalentamiento de la manta de calentamiento. Si tiene dificultad para colocar la sonda rectal, se puede colocar junto al cuerpo del conejillo de indias.
  9. Aplique lubricante en ambos ojos del conejillo de indias para evitar abrasiones corneales.
  10. Administrar oxígeno suplementario según sea necesario a través de un tubo de goma situado cerca de la nariz para mantener los niveles de saturación de oxígeno por encima del 90%.
  11. Dar enrofloxacino 0,5 mg/kg por vía subcutánea como profilaxis antibiótica.
  12. Dar 0,25 mg/kg de bupivacaína con 1:100.000 epinefrina por vía subcutánea en el lugar de la incisión prevista para la anestesia local y los efectos vasoconstrictivos.
  13. Proporcionar anestesia de mantenimiento cada 20 minutos durante 4 ciclos y luego sólo según sea necesario basado en signos vitales. Monitoree rutinariamente la profundidad de la anestesia por temperatura corporal, frecuencia de respiración, saturación de oxígeno y frecuencia cardíaca.
  14. Monitoree los signos vitales cada 15 minutos (temperatura, frecuencia respiratoria, frecuencia cardíaca y saturación de oxígeno).

2. Preparación Quirúrgica

  1. Una vez que la cabeza del conejillo de indias esté colocada de forma segura en un soporte estereotáctico, coloque un trozo de cinta adhesiva sobre la parte posterior para proporcionar una tensión adecuada a lo largo de la piel que sobresuciona el occipucio. Fije los extremos de la cinta al soporte estereotáctico.
  2. Preparad la piel sobre el occipucio y el cuello posterior con solución de yodo y 70% de etanol de forma estéril tres veces.
  3. En este punto, utilice precauciones estériles e instrumentos autoclaves. Coloque cortinas estériles sobre el conejillo de indias.

3. Procedimiento quirúrgico

  1. Usando una hoja de 15, haz una pequeña incisión de línea media a lo largo del occipucio posterior extendiéndose hacia el cuello posterior. Una vez debajo de la piel, usa tijeras de iris para separar los músculos cervicales posteriores derecho del hueso occipital. Si se produce algún sangrado durante el corte de los músculos, controle aplicando presión con una bola de algodón estéril.
  2. Usando una combinación de una rebaba de diamante de #3 mm, #2 mm y #1 mm con una succión de 5-0 y riego estéril, realizar una craneotomía que está delimitada por la cresta occipital externa, cresta lamboidal, la línea de sutura occipitomastoidea, y el margen dorsal del foramen magnum.
    1. Coloque suavemente un pequeño trozo de bola de algodón humedecido con solución salina debajo del hueso mientras separa el hueso occipital de la dura.
  3. Esquelizar el seno sigmoide con una rebaba de diamante de #0,5 mm y retirar cuidadosamente el hueso superándolo.
  4. Una vez expuesto el seno sigmoide, retraiga suavemente el seno sigmoide medialmente usando una bola de algodón y cambie a usar una succión 3-0.
  5. Identificar el opérculo como una estructura similar a una hendidura que se encuentra dentro del hueso temporal petroso. La fosa subarcuato estará situada superiormente y el seno sigmoide será medial para ello. La porción extraesseosa del saco endolymphatic se visualiza entonces como un saco claro que entra en el opérculo y se une a la dura sobre el seno sigmoideo. El opérculo tiene forma ovalada, aproximadamente de 3 a 4 mm por 1,5 a 2 mm. Sin embargo, como se ve desde el punto de vista quirúrgico, el opérculo aparece como una hendidura aproximada de 1 mm. La parte visible del saco desde la vista quirúrgica es aproximadamente del mismo tamaño que la parte visible del opérculo, si no más pequeña.
  6. Aplicar una retracción suave al seno sigmoide medialmente para visualizar claramente la porción extraesseosa del saco endolymphatic y aumentar la tensión entre las porciones extraosseosas e intraosseosas del saco endolymphatic.
    1. Utilice un pico en ángulo fino para eliminar suavemente la parte intermedia del saco endolymphatic. Es fundamental que el proceso de expulsión no deje ninguna conexión visible entre la dura y el opérculo; luego coloque un pico fino dentro del opérculo para raspar ampliamente a lo largo del interior del hueso para herirlo.
    2. Gire la selección fina en la dirección del conducto endolymphatic y interrumpa ciegamente el revestimiento. En este punto puede ocurrir algún sangrado de un vaso dentro del opérculo. Se puede controlar con un pequeño trozo de algodón.
  7. Seque el opérculo vacío con un pequeño trozo de algodón. Usando la succión 3-0 según sea necesario para mantener el algodón seco.
  8. Obtener polvo óseo mediante el uso de una pequeña cureta para raspar a lo largo de la porción escamosa del hueso temporal. Empaca generosamente el opérculo con polvo óseo. Use una bola de algodón y succión para mantener el área seca mientras la empaca con polvo óseo.
  9. Aplique cera ósea en el opérculo para sellarla. Asegúrese de que no haya exceso de cera ósea desalojada en el cráneo.
  10. Use cera ósea para cubrir el defecto del cráneo.
  11. Aproximadamente los músculos cervicales posteriores con 4-0 sutura trenzada, absorbible de forma interrumpida.
  12. Realice un cierre subcuticular con una sutura trenzada y absorbible 4-0.

4. Cuidado post-procedimiento

  1. Retire el conejillo de indias del soporte estereotáctico personalizado y transfiera a una isolette de calentamiento.
  2. Dar 2 mg/kg de Atipamezol y 24 ml de solución de Ringer lactada (por vía subcutánea lejos de la incisión). Dar solución de Ringer lactato debido a los efectos diuréticos de la xilazina. Administrar 0,2 mg/kg de meloxicam por vía subcutánea para la cobertura analgésica postoperatoria.
  3. Obtener signos vitales cada 15 minutos hasta que el conejillo de indias salga completamente de la anestesia.
  4. Dar un bolo de líquido adicional de 12 ml de solución de Ringer lactada aproximadamente 2 horas desde el final de la cirugía durante el período de recuperación.
  5. Una vez que el conejillo de indias esté alerta, ambulante, anulando y teniendo deposiciones, devuelva el conejillo de indias a la instalación animal. Se necesitan aproximadamente de 2 a 4 horas para que el conejillo de indias salga completamente de la anestesia.
  6. Monitoree los conejillos de indias dos veces al día durante los tres primeros días postoperatorios. Si se observan signos de malestar, administre 0,2 mg/kg de meloxicam por vía subcutánea cada 24 horas según sea necesario. Alternativamente, la buprenorfina (0,05 mg/kg) se puede administrar por vía subcutánea si los síntomas no están suficientemente gestionados por meloxicam.
  7. Dar un bolo líquido de 12 ml de solución de Ringer lactada por vía subcutánea dos veces al día durante un máximo de tres días hasta que el conejillo de indias alcance el peso preoperatorio. Si el conejillo de indias alcanza su peso preoperatorio antes del tercer día postoperatorio, entonces detenga los bolos líquidos. Si el conejillo de indias continúa perdiendo peso después de los primeros tres días, utilice un batido nutricional suplemento típicamente anunciado para el consumo humano mezclado con pellets de comida de conejillo de indias triturados.
  8. Monitoree los conejillos de indias semanalmente hasta su punto final.

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Representative Results

El método presentado utilizó un enfoque extradural para destruir el saco endolymphatic y lesionar el conducto endolymphatic con un fino pico en siete conejillos de indias que consta de dos machos y cinco hembras. La duración media de la cirugía fue de 2 horas desde la incisión hasta el cierre. El tiempo total de perforación osciló entre 5-10 minutos. Se necesitaban hasta 4 horas para que el conejillo de indias emergiera completamente de la anestesia. No hubo muertes intraoperatorias ni postoperatorias en la muestra. No hubo lesiones en el canal semicircular posterior o dura en ninguno de los conejillos de indias. La lesión en el seno sigmoide ocurrió en un conejillo de indias (excluido del análisis de datos).

Los conejillos de indias se sometieron a un segundo procedimiento el día del sacrificio (día postoperatorio 30) para realizar mediciones de la función auditiva que incluían la forma de onda superpuesta del nervio auditivo (ANOW) y los potenciales de acción compuesta coclear (CAP). Se realizaron mediciones ANOW y CAP, y se realizaron análisis, utilizando métodos descritos anteriormente7,8,,9. El ANOW es una medición puramente neuronal que se origina a partir de la excitación neuronal en la mitad coclear apical7,8,9. Después de las pruebas de la función auditiva, las orejas fueron inmediatamente cosechadas y preparadas para el análisis histológico utilizando métodos descritos previamente10. La preparación histológica exitosa se completó en seis orejas, pero una oreja mostró lágrimas en la membrana del Reisner. El oído con lágrimas fue eliminado del análisis histológico, pero mantenido en el análisis fisiológico. El área transversal de los medios scala se midió utilizando ImageJ11. El análisis histológico de los huesos temporales reveló hidrops endolymphatic en seis de los siete conejillos de indias a lo largo de la cóclea derecha en comparación con la cóclea izquierda (Figura 1). En la Figura 1,el área transversal de los medios scala en el operado, la oreja derecha (roja) se agranda en comparación con el contralateral, oído izquierdo (azul), que demuestra hidrópsos endolymphatic en el oído derecho. El área transversal de los medios scala a través de cada giro también se cuantificó y se comparó con los conejillos de indias de control (Figura 2). Las medidas de un oído no se incluyeron en la Figura 2 debido a un problema de preparación histológica que hizo que la membrana del Reisner se desgarrara. Los conejillos de indias de control se habían sometido a una cirugía falsa (en la que se identificaron los sacos endolisfáticos pero no se molestaron) o no se habían sometido a ninguna cirugía que no fuera la necesaria para realizar medidas de la función auditiva. En comparación con el control, el área transversal fue generalmente más grande en oídos que sobrevivieron 30 días después de la destrucción del saco endolymphatic (Figura 2). Los umbrales de ANOW (1 kHz) se incrementaron en seis de siete conejillos de indias que demostraron hidrops endoifáticos en comparación con los conejillos de indias de control, lo que demuestra la presencia de pérdida auditiva de baja frecuencia (Figura 3). La onda 1 de la respuesta del tronco encefálica auditiva, o el potencial de acción compuesto coclear (CAP), los umbrales estaban dentro del rango normal a frecuencias superiores a 8 kHz en seis de los siete conejillos de indias (Figura 3).

Figure 1
Figura 1: Imágenes histológicas de un corte modiolar medio de cóclea de conejillo de indias. Este conejillo de indias sobrevivió 30 días después de la destrucción del saco endolymphatic usando un enfoque extradural. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Área transversal de los medios scala en función de la longitud coclear. Las medidas de seis de siete orejas individuales están en rojo. Las líneas discontinuas grises representan la desviación estándar de las medidas de las orejas de control. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: Mediciones de la función auditiva (ANOW y CAP) medidas en el día postoperatorio 30. Las medidas de ANOW son de 1 kHz y se adoptaron medidas de la PAC >1 kHz. Las medidas de las orejas individuales están en rojo. Las líneas discontinuas grises representan la desviación estándar n.o 1 de los umbrales para los conejillos de indias de control. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

El método extradural presentado tuvo una tasa de éxito del 86% en el logro de hidrópsos endolymfáticos y pérdida auditiva de baja frecuencia confirmada histológicamente. El método logró de forma fiable evidencia histológica de hidrops endolymphatic en el día postoperatorio 30, consistente con estudios previos que utilizaron un enfoque intradural2. La importancia del método con respecto a los métodos existentes es que no se requiere una fuga de líquido cefalote de riesgo, eliminando así una posible variable de confusión que se ha sugerido que dé lugar a una expansión temporal y compensatoria del volumen endoifático3. En general, el método demuestra una forma rápida, segura y confiable de inducir hidrops endolymfágicos experimentales.

El método presentado tiene varias fortalezas en comparación con estudios previos. En primer lugar, el enfoque fue extradural, minimizando la morbilidad potencial y los efectos confusos de una fuga de líquido cefaculo. En segundo lugar, mediante el uso de un pico fino en lugar de un taladro para eliminar el saco endolymphatic y lesionar el conducto endolymphatic, el método evita cualquier posible lesión en el canal semicircular posterior. Un paso crítico es garantizar que no haya una conexión visible entre la dura y el opérculo. En tercer lugar, utilizando una selección fina en el hueso temporal en lugar de un taladro, el método minimizó el potencial de trauma acústico causado por la perforación en el hueso temporal petrous. Por último, el método proporciona un protocolo animal perioperatorio optimizado para garantizar una rápida recuperación y un curso postoperatorio exitoso de los conejillos de indias. Una limitación del método es el uso de ketamina/xilazina, que puede superarse mediante el uso de un dispositivo estereotaxico que permite la administración de isoflurano.

Las implicaciones científicas de los resultados son el desarrollo de una manera segura y confiable de inducir hidrops endolymphatic en un punto de tiempo relativamente rápido de 30 días. Las implicaciones clínicas son que el método proporciona un modelo confiable de hidrops endolymphatic con el fin de explorar más a fondo los orígenes de la pérdida auditiva de baja frecuencia asociada. Las aplicaciones futuras del método se utilizarán para seguir estudiando el origen de la pérdida auditiva de baja frecuencia asociada con los hidrops endoifáticos. En conclusión, el método presentado es un enfoque occipital y extradural modificado que implica la eliminación del saco endoifático e lesionar el conducto endolymphatic con una selección fina para inducir hidrópsos endolymofáticos experimentales a los 30 días postoperatorios en el conejillo de indias.

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Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

Agradecemos a Shannon M. Lefler por su ayuda con las cifras y la Tabla de Materiales. La investigación reportada en esta publicación fue apoyada por el Instituto Nacional de Sordera y Otros Trastornos de la Comunicación dentro de los Institutos Nacionales de Salud, a través de la beca de capacitación "Desarrollo de Médicos/Investigadores en Otor en Curso Académico", número de premio T32DC000022 (C.V.V.) y por R01 DC014997 (J.T.L). El contenido es responsabilidad exclusiva de los autores y no representa necesariamente las opiniones oficiales de los Institutos Nacionales de Salud.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
12 mL syringe Henke-Sass Wolf 5100-X00V0
1 mL and 3 mL syringe BD Precision(Ordered from Fischer Sci) 14-826-87 15859152
27.5 butterfly gauge needle Terumo Surflo Winged Infusion Set, Terumo Corporation, Japan) (Ordered from McKesson) 448407
4-0 suture McKesson 1034507
4 x 4 gauze sponges Dukal (Ordered form McKesson) 374454
60 mL syringe Fisher Sci 22-031-375
Anspach otologic drill Anspach SC2100
atipamezole Zoetis 107204-6
autoclave Fisher sci 15-103-0508
autoclave bags McKesson 524881
bayonet separator Olympus AL 130564
bupivicaine auro Medics Pharma 555150-169-10
clear sterile drape 3M 1020
cotton balls Fisherbrand (ordered from Fisher Sci) 22-456-885
cotton swabs McKesson 508716
diamond burrs #3, #2, #1, and #0.5 mm Anspach QD8-3SD; QD8-2SD; QD8-1SD; QD8-05SD
diaper pad McKesson 945330
disposable 15 blade Swann-Morton 0305
enrofloxacin Hospira 0409-4888-01
epinephrine McKesson 63739-0456
eye ointment Dechra Vet Products 17033-211-38
Freer elevator Grace Medical 215100FX
gelfoam Pfizer (Ordered from McKesson) 82830
hair trimmers Oster Power Pro Cordless (ordered from Amazon) 078400-020-000
iodine scrub Purdue Pharma (ordered from mcKesson) 521243
iris scissors Olympus CL-542114
ketamine Henry Schein Animal Health 55853
lactated ringers B. Braun Medical (ordered from McKesson) 186662
lancet knife by Rosen Grace Medical 151100FX referred to as curette in the text
lubricant Milex (ordered from Cooper Surgical) MX5030
masking tape 3M (ordered from fisher sci 19047259
metal rectangle basin Amazon B07NQDBC6T
needle holder Olympus CR 213015-ENT
needles: 27 gage, 18 gauge BD Precision(Ordered from Fischer Sci) 14-826-48 14-826-5D
neonatal warming isollete Air Borne Life Support Systems 731-1800
operating microscope Carl Zeiss OPMI pico
oxygen tank AirGas OX USP200
pulse ox CapnoTrue (Ordered from Medacx) M-3090112001
rectal probe with heating blanket Harvard Apparatus probe: PY2 50-7217 Heating Blanket: PY2 50-7214
red body holder Lichtenhan Lab N/A In-house product
right angle Olympus BV-230337
rosen needle Olympus AM-130566 customized, it is the instrument I use to tear the sac
rubber tubing for O2 administration Fisher Sci 14-171-104
saran wrap Fisher Sci NC9617977
stereotactic head holder WUSTL Instrument Machine Shop N/A In-house product
sterile drapes Cardinal Health 7553
suction tube by Baron Grace Medical 034903FX 034905FX #3 and #5 Suction
tissue forceps adson brown Grace Medical 325112FX
Weitlander retractor Olympus Grace Medical BL200011 100313FX
xylazine Akorn 59399-110-20

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References

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  4. Andrews, J. C., Bohmer, A. The surgical approach to the endolymphatic sac and the cochlear aqueduct in the guinea pig. American Journal of Otolaryngology. 10 (1), 61-66 (1989).
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  11. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).

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Un enfoque quirúrgico revisado para inducir hidrops endoifáticos en el cerdo de Guinea
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Valenzuela, C. V., Lee, C., Buchman, More

Valenzuela, C. V., Lee, C., Buchman, C. A., Lichtenhan, J. T. A Revised Surgical Approach to Induce Endolymphatic Hydrops in the Guinea Pig. J. Vis. Exp. (160), e60597, doi:10.3791/60597 (2020).

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