Summary
Эта статья демонстрирует экстрадуральный подход, чтобы уничтожить морской свинки эндофолфатического мешка и травмировать эндофолхатический проток с тонкой забрать для того, чтобы вызвать экспериментальные эндофолфатических гидропов.
Abstract
Эндополхатические гидропы является расширение моль сми, что чаще всего связано с болезнью Меньера, хотя патофизиологический механизм (ы) остаются неясными. Для того, чтобы адекватно изучить атрибуты эндофолфатических гидропов, такие как происхождение низкочастотной потери слуха, необходима надежная модель. Морская свинка является хорошей моделью, потому что она слышит в низкочастотных регионах, которые, как предполагается, пострадавших от эндофолфатических гидропов. Предыдущие исследования показали, что эндолимфатические гидропы могут быть индуцированы хирургическим путем с помощью внутридуральных или экстрадуральных подходов, которые включают бурение на эндолимфатических протоков и мешка. Однако удалось ли создать модель эндофолфатических гидропов с использованием экстрадурального подхода, избежав которого опасное бурение на эндофолфатическом протоке и мешке, неизвестно. Цель этого исследования состояла в том, чтобы продемонстрировать пересмотренный экстрадуральный подход, чтобы вызвать экспериментальные эндофолфатические гидропы на 30 дней после операции, уничтожив эндомфатический мешок и ранив эндолимфатический проток с тонкой киркой. Размер образца состоял из семи морских свинок. Были проведены функциональные измерения слуха, и височные кости были впоследствии собраны для гистологического анализа. Уровень успеха этого подхода составил 86% в достижении эндополфатических гидропов. Риск утечки спинномозговой жидкости был минимальным. В пробе не было случаев смерти или травм в задней полукруглой канализации. Представленный метод демонстрирует безопасный и надежный способ индацилимтических гидропов в относительно быстрое время 30 дней. Клинические последствия в том, что представленный метод обеспечивает надежную модель для дальнейшего изучения происхождения низкочастотной потери слуха, которые могут быть связаны эндофолфатических гидропов.
Introduction
Эндополхатические гидропы – это расширение сcala-носителей. Наличие эндофолфатических гидропов можно измерить с помощью поперечной области scala-носителей. Считается, что клинические эндофолфатические гидропы могут быть связаны с низкочастотной сенсоневральной потерей слуха, как, например, при болезни Меньера. Но происхождение (ы) потери слуха остаются неясными. Для адекватного изучения происхождения низкочастотной потери слуха, связанной с эндофолфатическими гидропсами, необходима надежная модель.
В 1965 году Кимура и Шукнехт описали, как вызвать эндофолфатические гидропы у морской свинки с помощью внутриуральского подхода1. Их техника включала использование заднего черепного подхода ямки для доступа к оперкулуму и субаркуатной фоссе. Шаги включали в себя прорезывание дюра, втягивание мозжечка с раствором Ringer, пропитанной ватным тампоном, и бурение по эндополмхатическим протоку и промежуточной части эндолимфатического мешка. Кость воска затем был помещен в оперкулум, чтобы отделить эндофолфатический проток от дистального эндофолфатического мешка. Дефект краниотомии был закрыт путем размещения абсорбируемого желатина порошка (например, Gelfoam) и повторного приближения надлежащих мышц. Гистологические свидетельства эндофолфатических гидропов были последовательно найдены в послеоперационные дни 1, 3, 7, 14, 21 и 30, демонстрируя, что внутридуральный подход является надежным методом, чтобы вызвать гистологически подтвержденные эндофолфатические гидропы. Используя тот же внутридуральный подход, как Кимура и Schuknecht, но с различными точками времени, Соль и DeMott подтвердил, что скала сми во втором повороте улиты был значительно увеличен на 4 день и за2. В то время как фактическая заболеваемость индуцирования спинномозговой жидкости (CSF) утечки с использованием Кимура и Schuknecht в интрадуральный подход не сообщалось в первоначальном исследовании, наличие утечки CSF может увеличить риск менингита. Было высказано предположение, что потеря CSF может привести к оттоку perilymph, в результате чего одновременное временное расширение эндополхического объема в морской свинки3. Более безопасным вариантом был бы экстрадуральный подход к индуцированию эндополфатических гидропов.
В 1989 году Эндрюс и Бомер описал два экстрадуральных хирургических подходов для достижения эндомфитратический мешок и проток, либо через средний черепа ямсы подход или задний черепного ямсы подход, чтобы уничтожить эндолимфатический мешок4. Они описали удаление оперкулума с помощью алмазной дрели, а затем либо сверлить промежуточную часть эндолимфатического мешка, либо использовать тонкий выбор, чтобы нарушить эндофолфатический мешок и проток. В 1993 году Ли, Райт и Мейерхофф описали аналогичный подход, который включал бурение через эндофолфатический мешок и проток, но отличался тем, что они также одновременно препятствовали кохлеарному акведуку5. Они продемонстрировали наличие эндолимфатических гидропов, оцениваемых по гистологии, через четыре недели после уничтожения эндофолфатического мешка и препятствования кохлеаческому акведуку. Megerian et al. был первым, кто опубликовал видеостатьу, демонстрирующую экстрадуральную облитерацию эндолимфатического мешка и протока, в котором участвовалбурение непосредственно на медиальной части оперкулума, чтобы войти в эндомфитратический мешок и проток6. Они продемонстрировали гистологические доказательства эндофолфатических гидропов в морской свинке, принесенных в жертву через 28 недель после операции, а также потерю слуха в районе 16 кГц6. Удалось ли вызвать гистологически подтвержденные эндофолфатические гидропы и низкочастотную потерю слуха на раннем этапе с помощью экстрадуральных подходов, неизвестно.
Общая цель настоящего доклада заключается в том, чтобы продемонстрировать экстрадуральный подход, чтобы вызвать экспериментальные эндофолфатических гидропов на 30 дней после операции, уничтожив эндомфатический мешок и ранив эндолимфатического протока с тонкой киркой. Обоснование использования этого метода является преимуществом избегая необходимости сверлить на перус височной кости, тем самым устраняя риск случайно травмы дюры и вызывая утечку CSF, смягчая возможность ранения заднего полукруглого канала, и снижение риска повреждения сигмоидной синусовой.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все процедуры, перечисленные непосредственно ниже в разделе Протокола, были проведены, как описано в протоколах, утвержденных Вашингтонским университетом в Сент-Луисе, Комитет по институциональному уходу и использованию животных.
1. Анестетикинд индукции и мониторинга жизненных признаков
ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании использовались пигментированные свинки NIH-strain, полученные из колонии разведения в доме.
- Используйте морских свинок обоих полов весом не менее 350 г.
- Поместите морскую свинку в неонатальную согревающую изолет и дайте смесь кетамина/ксилазина интраперитонеально (50 мг/кг кетамина и 10 мг/кг ксилазина) для индукционной анестезии. Наблюдайте за морской свинкой до тех пор, пока она не потеряет рефлекс на носик-щепотку.
- После потери ног-щепотка рефлексы происходит, брить заднюю шею и голову морской свинки с триммером волос обычно рекламируются для использования человеком.
- Введите подкожный болюс в 12 мл раствора лактированного Ringer в заднюю часть животного.
- Поместите морской свинки на согревающую площадку с поднятыми ногами и поместите 27,5 G иглы бабочки intraperitoneally. Убедитесь, что игла бабочки находится в правильном положении в интраперитонеальном пространстве, обеспечивая только воздух аспирируется. Если кровь или жидкость аспирированы, есть опасения для доставки в сосудистой или кишечной системы. Игла бабочки используется для повторного введения анестезии.
- Переверните морскую свинку в положение лежаи и закрепите голову стереотаксическому держателю.
- Закрепите пульс оксиметрора к ноге. При использовании пигментированных морских свинок, пигментированные лапы могут предотвратить чтение насыщения кислородом. Поэтому поместите оксиметр пульса на любую лапу, которая не пигментирована.
- Вставьте ректальный зонд температуры для мониторинга температуры тела. Ректальный зонд является частью системы нагревания одеяла, которая поддерживает температуру тела на уровне 38 градусов по Цельсию. Не включайте нагревательное одеяло до тех пор, пока ректальное зонд не будет на месте, чтобы избежать перегрева нагревающего одеяла. При возникли трудности с размещением ректального зонда, он может быть заложен рядом с телом морской свинки.
- Нанесите смазку на оба глаза морской свинки, чтобы предотвратить ссадины роговицы.
- Администрирование дополнительного кислорода по мере необходимости через резиновые трубки, расположенные рядом с носом для поддержания уровня насыщения кислородом выше 90%.
- Дайте энрофлоксацин 0,5 мг/кг подкожно в качестве антибиотикопрофилактики.
- Дайте 0,25 мг/кг бупивакаин с 1:100,000 эпинефрин подкожно на предполагаемом участке разреза для местной анестезии и сосудосуживающих эффектов.
- Обеспечить техническое обслуживание анестезии каждые 20 минут в течение 4 циклов, а затем только по мере необходимости на основе жизненно важных признаков. Регулярно контролировать глубину анестезии по температуре тела, частоте дыхания, насыщению кислородом и частоте сердечных приступов.
- Мониторинг жизненно важных признаков каждые 15 минут (температура, частота дыхания, частота сердечных приступов и насыщение кислородом).
2. Хирургическая подготовка
- После того, как голова морской свинки находится надежно в стереотаксическом держатель, место кусок липкой ленты на спине, чтобы обеспечить адекватное напряжение вдоль кожи над occiput. Закрепите концы ленты стереотаксическому держателю.
- Либерально prep кожа над occiput и задней шеей с раствором йода и 70% этанолом в стерильной способе 3 времени.
- На данный момент используйте стерильные меры предосторожности и автоматические инструменты. Поместите стерильные шторы над морской свинкой.
3. Хирургическая процедура
- Используя 15 лезвие, сделать небольшой, средней линии разреза вдоль задней occiput распространяется вниз в заднюю шею. Оказавшись под кожей, используйте ножницы радужной оболочки глаза, чтобы отделить правые задние мышцы шейки матки от затылочной кости. Если любое кровотечение происходит при резке мышц, контроль, применяя давление с стерильным ватным тампоном.
-
Используя комбинацию #3 мм, #2 мм и #1 мм алмазного заусенка с 5-0 всасывающим и стерильным орошением, выполните краниотомию, которая ограничена внешним затылочным гребнем, ламбочным хребтом, линией кашитомастом шва и песчаной маржой кадаста.
- Аккуратно поместите небольшой кусочек солен-увлажненной ватного шарика под кость, отделяя затылочной кости от дюры.
- Скелетизируйте сигмоидный синус с бриллиантовым заусенцев #0,5 мм и аккуратно удалите костную кость, лежащую на ней.
- После того, как sigmoid синус подвергается, осторожно отказаться от sigmoid синус медиально с помощью ватного шарика и переключиться на использование 3-0 всасывания.
- Определите оперкулум как щель, как структура, которая находится в височной кости. Субаркуат фосса будет расположен превосходно и sigmoid синус будет медиальным к нему. Вне-osseous часть эндофолфатического мешка после этого визуализирована как ясный мешок входя operculum и прикреплено к dura над sigmoid sinus. Оперкулум овальной формы, примерно от 3 до 4 мм на 1,5 до 2 мм. Однако, как видно из хирургического зрения, оперкулум выглядит как приблизительное 1 мм щель. Видимая часть мешка с хирургического зрения примерно такого же размера, как видимая часть оперкулума, если не меньше.
-
Применить нежное опровержение на sigmoid синус медиально для того, чтобы четко визуализировать вне-osseous часть эндолимфатического мешка и увеличить напряжение между экстраоссиозными и интраоссеозными частями эндофолфатического мешка.
- Используйте тонкий угловой выбор, чтобы аккуратно вычеркнить промежуточную часть эндолимфатического мешка. Крайне важно, чтобы процесс высвобости не оставил видимой связи между дурой и оперкулумом; затем поместите штраф забрать внутри operculum широко царапать вдоль внутренней части кости, чтобы ранить его.
- Поверните тонкий выбор в направлении эндофолфатического протока и слепо нарушить подкладку. В этот момент некоторые кровотечения могут произойти из сосуда в operculum. Управлять им можно небольшим куском хлопка.
- Высушите пустой оперкулум небольшим кусочком хлопка. Использование 3-0 всасывания по мере необходимости, чтобы сохранить хлопок сухим.
- Получить костной пыли с помощью небольшой кюретт, чтобы царапать вдоль сквомозной части височной кости. Щедро упаковать оперкулум с костной пылью. Используйте ватный тампон и всасывание для того чтобы держать зону сухую пока упаковывая его с пылью косточки.
- Нанесите костной воск на оперкулум, чтобы запечатать его. Убедитесь, что нет избыточного костного воска выбили в череп.
- Используйте костный воск, чтобы покрыть дефект черепа.
- Приблизительные задние мышцы шейки матки с 4-0 плетеные, усваиваемые шов в прерванном моды.
- Выполните подкатное замыкание с помощью 4-0 плетеный, абсорбируемый шов.
4. Постпроцедурный уход
- Удалите морскую свинку из пользовательского стереотаксического держателя и перенесите на согревающую изолитку.
- Дайте 2 мг/кг Атипамезола и 24 мл раствора лактированного Рингера (подкожно вдали от разреза). Дайте раствор лактированного Ringer из-за мочегонного эффекта ксилазина. Администрирование 0,2 мг/кг мелоксикама подкожно для послеоперационного обезболивательного покрытия.
- Получай жизненно важные признаки каждые 15 минут, пока морская свинка полностью не выйдет из анестезии.
- Дайте дополнительный 12 мл жидкости болюс раствора лактированного Ringer около 2 часов с конца операции в период восстановления.
- После того, как морская свинка начеку, амбулаторно, аннулирования, и с дефекации, вернуть морскую свинку на животное объекта. Приблизительно от 2 до 4 часов необходимы для морской свинки выйти вполне от анестезии.
- Мониторинг морских свинок два раза в день в течение первых трех послеоперационных дней. Если признаки дискомфорта наблюдаются, вводят 0,2 мг/кг мелоксикама подкожно каждые 24 часа по мере необходимости. Кроме того, бупренорфин (0,05 мг/кг) может вводиться подкожно, если симптомы недостаточно управляются мелоксикамом.
- Дайте 12 мл жидкости болюс раствора лактированного Ringer подкожно два раза в день в течение трех дней, пока морская свинка достигает дооперационного веса. Если морская свинка достигает своего предоперационного веса до третьего послеоперационного дня, то остановить жидкости boluses. Если морская свинка продолжает терять вес после первых трех дней, использовать дополнение питания встряхнуть обычно рекламируется для потребления человеком смешивается с дробленой морской свинки пищевых гранул.
- Мониторинг морских свинок еженедельно до их конца.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Представленный метод использовал экстрадуральный подход, чтобы уничтожить эндолимфатический мешок и ранить эндолимфатический проток с тонкой выбрать в семи морских свинок, состоящий из двух самцов и пяти самок. Средняя продолжительность операции составила 2 часа от разреза до закрытия. Общее время сверла варьировало от 5-10 минут. До 4 часов требовалось для того, чтобы морская свинка полностью вышла из наркоза. В пробе не было внутриоперационной или послеоперационной смерти. Ни в одной из морских свинок не было ранено задней полукруглой канал или дюра. Повреждение сигмоидной синусы произошло в одной морской свинки (исключены из анализа данных).
Морские свинки прошли вторую процедуру в день жертвоприношения (послеоперационный день 30), чтобы сделать измерения слуховой функции, которые включали слуховой нерв перекрытый волной (ANOW) и кохлеарных соединений потенциала действий (CAPs). Были проведены измерения ANOW и CAP, проведены анализы с использованиемметодов,описанных ранее7,8,,9. ANOW является чисто нейронных измерений, которые происходят от нервного возбуждения в apical кохлеарных половина7,8,9. После тестов слуховой функции, уши были немедленно собраны и подготовлены для гистологического анализа с использованием методов, ранее описанных10. Успешная гистологическая подготовка была завершена в шести ушах, но одно ухо показало слезы в мембране Райзнера. Ухо со слезами было исключено из гистологического анализа, но хранится в физиологическом анализе. Поперечная область scala-носителей была измерена с помощью ImageJ11. Гистологический анализ височных костей выявил эндополматические гидропы в шести из семи морских свинок по всей правой улии по сравнению с левой уликой(рисунок 1). На рисунке 1, секла медиа поперечной секционной области на эксплуатируемых, правое ухо (красный) увеличивается по сравнению с контралатеральной, левое ухо (синий), демонстрируя эндополхатические гидропы в правом ухе. Поперечная область scala средств массовой информации через каждый поворот был также количественно и по сравнению с контролем морских свинок (Рисунок 2). Меры от одного уха не были включены в рисунок 2 из-за гистологической проблемы подготовки, что вызвало мембрану Райзнера разорвать. Контроль морских свинок либо подверглись фиктивной хирургии (в которой эндофолфатические мешки были выявлены, но не нарушены) или не подверглись какой-либо операции, кроме того, что необходимо сделать слуховой функции мер. По сравнению с контролем, поперечная область, как правило, больше в ушах выживших 30 дней после уничтожения эндолимфатического мешка(рисунок 2). Пороговые значения ANOW (1 кГц) были увеличены в шести из семи морских свинок, которые продемонстрировали эндополфатических гидропов по сравнению с контролем морских свинок, демонстрируя наличие низкочастотной потери слуха (Рисунок 3). Волна 1 из слуховой реакции ствола мозга, или потенциал кохлеарного соединения действия (CAP), пороги были в пределах нормального диапазона на частотах выше 8 кГц в шести из семи морских свинок (Рисунок 3).
Рисунок 1: Гистологические изображения средней модиолярной разреза улиной морской свинки. Эта морская свинка выжила через 30 дней после уничтожения эндолимфатического мешка с использованием экстрадурального подхода. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Поперечная область scala носителей как функция кохлеарной длины. Меры от шести из семи отдельных ушей в красном цвете. Серые линии, разбитые, представляют собой стандартное отклонение мер от ушей Управления. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 3: Измерения слуховых функций (ANOW и CAPs), измеренные в послеоперационный день 30. ANOW меры 1 кГц и CAP меры были сделаны Меры из отдельных ушей в красном цвете. Серые линии, натисированные на 1 строку, представляют собой стандартное отклонение порогов для морских свинок Control. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Представленный экстрадуральный метод имел коэффициент успеха 86% в достижении гистологически подтвержденных эндофолфатических гидропов и низкочастотной потере слуха. Метод надежно достиг гистологических доказательств эндополфатических гидропов к послеоперационному дню 30, в соответствии с предыдущими исследованиями, которые использовали внутривоенный подход2. Значение метода в отношении существующих методов является то, что утечка CSF не требуется, таким образом, удаление потенциальной путаницы переменной, которая была предложена, чтобы привести к компенсационным, временное расширение эндофолфатический том3. В целом, метод демонстрирует быстрый, безопасный и надежный способ индуцировать экспериментальные эндополфатические гидропы.
Представленный метод имеет несколько сильных сторон по сравнению с предыдущими исследованиями. Во-первых, этот подход был экстрадуальным, снижая потенциальные последствия заболеваемости и запутанные последствия утечки CSF. Во-вторых, с помощью тонкого выбора вместо сверла, чтобы вывести эндомфийтический мешок и ранить эндолимфатический проток, метод позволяет избежать любых потенциальных повреждений заднего полукруглого канала. Важным шагом является отсутствие видимой связи между дурой и оперкулумом. В-третьих, используя тонкий выбор в височной кости вместо сверла, метод свел к минимуму потенциал для акустической травмы, вызванной бурением на височной кости. Наконец, метод обеспечивает оптимизированный периоперационный протокол для животных для обеспечения быстрого восстановления и успешного послеоперационного курса морских свинок. Ограничением метода является использование кетамина/ксилазина, который может быть преодолен с помощью стереотаксического устройства, которое позволяет осуществлять доставку изолюран.
Научными последствиями полученных результатов являются разработка безопасного и надежного способа индейлологических гидропов в относительно быстрое время 30 дней. Клинические последствия в том, что метод обеспечивает надежную модель эндофолфатических гидропов для дальнейшего изучения происхождения связанных с этим низкочастотной потери слуха. Будущие применения метода будут использованы для дальнейшего изучения происхождения (ы) низкочастотной потери слуха, связанной с эндофолфатическими гидропсами. В заключение, представленный метод является модифицированным затылочным, экстрадуральный подход, который включает в себя уничтожение энлифолфатического мешка и ранения эндофолфатического протока с тонкой выбрать, чтобы вызвать экспериментальные эндофолфатических гидропов на 30 дней после операции в морской свинке.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Мы благодарим Шеннон М. Лефлер за помощь с цифрами и таблицематериалов. Исследования, о которых сообщается в этой публикации, были поддержаны Национальным институтом глухоты и других коммуникационных расстройств в рамках Национальных институтов здравоохранения, через "Развитие клиники / исследователей в академическом ЛОР" учебный грант, награда номер T32DC000022 (C.V.V.) и R01 DC014997 (J.T.L). Содержание является исключительно ответственностью авторов и не обязательно отражает официальные взгляды Национальных институтов здравоохранения.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 12 mL syringe | Henke-Sass Wolf | 5100-X00V0 | |
| 1 mL and 3 mL syringe | BD Precision(Ordered from Fischer Sci) | 14-826-87 15859152 | |
| 27.5 butterfly gauge needle | Terumo Surflo Winged Infusion Set, Terumo Corporation, Japan) (Ordered from McKesson) | 448407 | |
| 4-0 suture | McKesson | 1034507 | |
| 4 x 4 gauze sponges | Dukal (Ordered form McKesson) | 374454 | |
| 60 mL syringe | Fisher Sci | 22-031-375 | |
| Anspach otologic drill | Anspach | SC2100 | |
| atipamezole | Zoetis | 107204-6 | |
| autoclave | Fisher sci | 15-103-0508 | |
| autoclave bags | McKesson | 524881 | |
| bayonet separator | Olympus | AL 130564 | |
| bupivicaine | auro Medics Pharma | 555150-169-10 | |
| clear sterile drape | 3M | 1020 | |
| cotton balls | Fisherbrand (ordered from Fisher Sci) | 22-456-885 | |
| cotton swabs | McKesson | 508716 | |
| diamond burrs #3, #2, #1, and #0.5 mm | Anspach | QD8-3SD; QD8-2SD; QD8-1SD; QD8-05SD | |
| diaper pad | McKesson | 945330 | |
| disposable 15 blade | Swann-Morton | 0305 | |
| enrofloxacin | Hospira | 0409-4888-01 | |
| epinephrine | McKesson | 63739-0456 | |
| eye ointment | Dechra Vet Products | 17033-211-38 | |
| Freer elevator | Grace Medical | 215100FX | |
| gelfoam | Pfizer (Ordered from McKesson) | 82830 | |
| hair trimmers | Oster Power Pro Cordless (ordered from Amazon) | 078400-020-000 | |
| iodine scrub | Purdue Pharma (ordered from mcKesson) | 521243 | |
| iris scissors | Olympus | CL-542114 | |
| ketamine | Henry Schein Animal Health | 55853 | |
| lactated ringers | B. Braun Medical (ordered from McKesson) | 186662 | |
| lancet knife by Rosen | Grace Medical | 151100FX | referred to as curette in the text |
| lubricant | Milex (ordered from Cooper Surgical) | MX5030 | |
| masking tape | 3M (ordered from fisher sci | 19047259 | |
| metal rectangle basin | Amazon | B07NQDBC6T | |
| needle holder | Olympus | CR 213015-ENT | |
| needles: 27 gage, 18 gauge | BD Precision(Ordered from Fischer Sci) | 14-826-48 14-826-5D | |
| neonatal warming isollete | Air Borne Life Support Systems | 731-1800 | |
| operating microscope | Carl Zeiss | OPMI pico | |
| oxygen tank | AirGas | OX USP200 | |
| pulse ox | CapnoTrue (Ordered from Medacx) | M-3090112001 | |
| rectal probe with heating blanket | Harvard Apparatus | probe: PY2 50-7217 Heating Blanket: PY2 50-7214 | |
| red body holder | Lichtenhan Lab | N/A | In-house product |
| right angle | Olympus | BV-230337 | |
| rosen needle | Olympus | AM-130566 | customized, it is the instrument I use to tear the sac |
| rubber tubing for O2 administration | Fisher Sci | 14-171-104 | |
| saran wrap | Fisher Sci | NC9617977 | |
| stereotactic head holder | WUSTL Instrument Machine Shop | N/A | In-house product |
| sterile drapes | Cardinal Health | 7553 | |
| suction tube by Baron | Grace Medical | 034903FX 034905FX | #3 and #5 Suction |
| tissue forceps adson brown | Grace Medical | 325112FX | |
| Weitlander retractor | Olympus Grace Medical | BL200011 100313FX | |
| xylazine | Akorn | 59399-110-20 |
References
- Kimura, R. S., Schuknecht, H. F. Membranous Hydrops in the Inner Ear of the Guinea Pig after Obliteration of the Endolymphatic Sac. Pract oto-rhino-laryng. 27, 343-354 (1965).
- Salt, A. N., DeMott, J. Time course of endolymph volume increase in experimental hydrops measured in vivo with an ionic volume marker. Hearing Research. 74 (1-2), 165-172 (1994).
- Walsted, A., Garbarsch, C., Michaels, L. Effect of craniotomy and cerebrospinal fluid loss on the inner ear. An experimental study. Acta Oto-Laryngologica. 114 (6), 626-631 (1994).
- Andrews, J. C., Bohmer, A. The surgical approach to the endolymphatic sac and the cochlear aqueduct in the guinea pig. American Journal of Otolaryngology. 10 (1), 61-66 (1989).
- Lee, J. R., Wright, C. G., Meyerhoff, W. L. Modified occipital approach to the endolymphatic sac and cochlear aqueduct of the guinea pig. American Journal of Otolaryngology. 14 (2), 165-169 (1993).
- Megerian, C. A., et al. Surgical induction of endolymphatic hydrops by obliteration of the endolymphatic duct. Journal of Visualized Experiments. (35), (2010).
- Lichtenhan, J. T., Cooper, N. P., Guinan, J. J. Jr A new auditory threshold estimation technique for low frequencies: proof of concept. Ear and Hearing. 34 (1), 42-51 (2013).
- Lichtenhan, J. T., Hartsock, J., Dornhoffer, J. R., Donovan, K. M., Salt, A. N. Drug delivery into the cochlear apex: Improved control to sequentially affect finely spaced regions along the entire length of the cochlear spiral. Journal of Neuroscience Methods. 273, 201-209 (2016).
- Lichtenhan, J. T., Hartsock, J. J., Gill, R. M., Guinan, J. J. Jr, Salt, A. N. The auditory nerve overlapped waveform (ANOW) originates in the cochlear apex. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 15 (3), 395-411 (2014).
- Lichtenhan, J. T., Hirose, K., Buchman, C. A., Duncan, R. K., Salt, A. N. Direct administration of 2-Hydroxypropyl-Beta-Cyclodextrin into guinea pig cochleae: Effects on physiological and histological measurements. PloS One. 12 (4), e0175236 (2017).
- Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
