Summary
Aquí, presentamos protocolos detallados para la privación visual monocular y el análisis de plasticidad de dominio ocular, que son métodos importantes para estudiar los mecanismos neuronales de la plasticidad visual durante el período crítico y los efectos de genes específicos en desarrollo visual.
Abstract
La privación visual monocular es un excelente paradigma experimental para inducir la plasticidad de la respuesta cortical visual primaria. En general, la respuesta de la corteza al ojo contralateral a un estímulo es mucho más fuerte que la respuesta del ojo ipsilateral en el segmento binocular de la corteza visual primaria del ratón (V1). Durante el período crítico de los mamíferos, la sutura del ojo contralateral dará lugar a una rápida pérdida de capacidad de respuesta de las células V1 a la estimulación ocular contralateral. Con el desarrollo continuo de tecnologías transgénicas, cada vez más estudios utilizan ratones transgénicos como modelos experimentales para examinar los efectos de genes específicos en la plasticidad de la dominación ocular (OD). En este estudio, introducimos protocolos detallados para la privación visual monocular y calculamos el cambio en la plasticidad de la DoS en el ratón V1. Después de la privación monocular (MD) durante 4 días durante el período crítico, se miden las curvas de ajuste de orientación de cada neurona, y las curvas de afinación de la capa cuatro neuronas en V1 se comparan entre la estimulación de los ojos ipsilaterales y contralaterales. El índice de sesgo contralateral (CBI) se puede calcular utilizando la puntuación de DO ocular de cada célula para indicar el grado de plasticidad de la DoD. Esta técnica experimental es importante para estudiar los mecanismos neuronales de la plasticidad de la DoC durante el período crítico y para examinar las funciones de genes específicos en el desarrollo neuronal. La principal limitación es que el estudio agudo no puede investigar el cambio en la plasticidad neuronal del mismo ratón en un momento diferente.
Introduction
La privación visual monocular es un excelente paradigma experimental para examinar la plasticidad V1. Para estudiar la importancia de la experiencia visual en el desarrollo neuronal, David Hubel y Torsten Wiesel1,2 gatitos privados de visión normal en un ojo en varios momentos y durante diferentes períodos de tiempo. A continuación, observaron los cambios en la intensidad de respuesta en V1 para los ojos desfavorecidos y no desfavorecidos. Sus resultados mostraron un número anormalmente bajo de neuronas reaccionando al ojo que habíasido suturadas cerradas en los primeros tres meses. Sin embargo, las respuestas de las neuronas en los gatitos permanecieron idénticas en todos los aspectos a las de un ojo de gato adulto normal que fue suturado cerrado durante un año, y los gatitos no se recuperaron. El MD en gatos adultos no puede inducir plasticidad de la DO. Por lo tanto, el impacto de la experiencia visual en el cableado V1 es fuerte durante una fase breve y bien definida de desarrollo, antes y después de la cual los mismos estímulos tienen menos influencia. Tal fase de mayor susceptibilidad a la entrada visual se conoce como el período crítico en la corteza visual.
Aunque el ratón es un animal nocturno, las neuronas individuales en el ratón V1 tienen propiedades similares a las neuronas que se encuentran en los gatos3,4,5. En los últimos años, con el rápido desarrollo de la tecnología transgénica, un número cada vez mayor de estudios en neurociencia visual han utilizado ratones como modelo experimental6,7,8. En estudios visuales con ratones, los neurocientíficos utilizan mutantes y líneas de ratón noqueadas, que permiten controlar la composición genética de los ratones. Aunque los ratones V1 carecen de columnas OD, las neuronas individuales en la zona binocular V1 muestran propiedades significativas de La DoS. Por ejemplo, la mayoría de las células responden con más fuerza a la estimulación contralateral que a la estimulación ipsilateral. El cierre temporal de un ojo durante el período crítico induce un cambio significativo en la distribución del índice OD9,10,11. Por lo tanto, MD se puede utilizar para establecer un modelo de plasticidad de OD para investigar cómo los genes involucrados en trastornos del desarrollo neural influyen en la plasticidad cortical in vivo.
Aquí, introducimos un método experimental para MD y sugerimos un método comúnmente utilizado (grabación electrofisiológica) para analizar el cambio en la plasticidad de la DO durante la privación visual monocular. El método ha sido ampliamente utilizado en muchos laboratorios durante más de 20 años12,13,14,15,16. Hay otros métodos utilizados en la medición de la plasticidad De OD, como el potencial evocado visual crónico (VEP) que registra17,y las imágenes ópticas intrínsecas (IOI)18. La ventaja significativa de este método agudo es que es fácil de seguir, y los resultados son notablemente fiables.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
En este protocolo, los machos C57Bl/6 fueron obtenidos del Instituto de Animales de Laboratorio de la Academia de Ciencias Médicas de Sichuan y del Hospital Popular Provincial de Sichuan. Todos los procedimientos experimentales y de cuidado de animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Ciencia y Tecnología Electrónica de China.
1. Privación monocular (MD) en el día 28 postnatal en ratones
- Coloque las herramientas quirúrgicas, la aguja de sutura (0,25 mm de diámetro, diámetro de la cuerda 0,07 mm) y los hisopos de algodón en una caja de aluminio y autoclave a 120 oC durante 0,5 h. Esterilice la campana con 75% de etanol. Seque las herramientas quirúrgicas en un horno de secado.
- Preparar una solución de agarosa del 2%, ponerla en un baño de agua a 75 oC para evitar la solidificación.
- Utilice isoflurano mezclado con oxígeno para anestesiar al ratón (2% de inducción y 1,2–1,5% de mantenimiento). Fije el ratón en el aparato estereotaxico y utilice un dispositivo regulador de calor para mantener la temperatura corporal del ratón a 37 oC y evitar la hipotermia.
- Aplique una fina capa de pomada ocular a base de petróleo en ambos ojos.
- Bajo el microscopio anatómico con iluminación, sutura el párpado en un ojo. Haga pasar la aguja a través de ambos lados del párpado 2x(Figura 1A)y haga alrededor de cuatro puntos de sutura.
- Anudar el hilo 2–3x y luego recortar el hilo. Aplicar 3 ml de pegamento de secado instantáneo en el nudo para aumentar su estabilidad. A continuación, corte el hilo de sutura adicional.
- Proporcione una inyección intraperitoneal de buprenorfina (1 mg/kg) al ratón.
- Transfiera el ratón a una almohadilla de calentamiento para mantener su temperatura corporal a 37 oC y evitar la hipotermia y controlarla hasta que recupere la conciencia.
- Cuando el ratón esté completamente despierto, colóquelo en una jaula de sujeción separada.
- Revise los párpados diariamente para asegurarse de que permanezcan cerrados y no infectados. Excluya el ratón si se encuentra una abertura del párpado.
- Antes del registro electrofisiológico, utilice isoflurano mezclado con oxígeno para anestesiar al ratón (2% de inducción y 1,2-1,5% de mantenimiento).
- Retire los puntos con tijeras para los ojos para exponer el globo ocular. Recorte cuidadosamente los párpados.
- Enjuague el ojo con solución de lente y compruebe el ojo bajo un microscopio para mayor claridad. Excluya a los ratones con opacidades corneales o signos de infección.
2. Craniotomía en la región binocular del ratón V1 después de la privación monocular el 4o día
- Después de anestesiar el ratón, compruebe la profundidad de la anestesia por la falta de respuesta a un pellizco del dedo del dedo del dedo del tiempo.
- Coloque y fije el ratón en el aparato estereotaxico. Ajuste la altura de la barra del oído y la barra dental para mantener el cerebro plano y estable.
- Utilice una almohadilla de calentamiento para mantener la temperatura corporal.
- Aplique una pomada ocular a base de petróleo en la superficie de los ojos para mantenerlos húmedos.
- Retire el pelo de la cabeza del ratón para exponer su piel. Frote la piel con exfoliantes alternados de yodo y 70% etanol 3x.
- Incise un área de 8 x 8 mm de la piel entre las orejas para exponer el cráneo y extraer el tejido del cuero cabelludo. A continuación, retire el tejido conectivo que cubre con un 30% de peróxido de hidrógeno.
- Taladre un agujero de 1 x 1 mm en el cráneo por encima del cerebelo. Fije un pequeño tornillo óseo en el agujero como referencia.
- Realizar una pequeña craneotomía de 1 mm de diámetro en la región binocular V1 desde el hemisferio contralateral hasta el ojo desfavorecido(Figura 1B, A-P: lambda -0.51–lambda +1.67 mm; M-L: -2.6– -3.0 mm; D-V: 0-1 mm). Retire cuidadosamente el fragmento del cráneo sin lastimar el cerebro.
- Cubrir la superficie cortical expuesta con 75 ml de agarosa del 2% a 40 oC para evitar el secado.
- Fijar un electrodo de tungsteno en el marco estereotaxico. Coloque el electrodo de tungsteno verticalmente sobre la superficie de la corteza expuesta, la región binocular de V1, para asegurarse de que las células que se registran reaccionan a ambos ojos.
- Use hisopos de algodón para eliminar el gel para los ojos y aplique aceite de silicio en el ojo cada 2 h.
3. Estimulación visual y grabación electrofisiológica
- Enmascarar el ojo con placa de plástico no transparente. Coloque un monitor LCD a 23 cm del ojo del ratón.
- Reduzca la anestesia a 0.5–0.8% cuando el ratón esté completamente anestesiado.
- Avance el electrodo de microelectrodo lentamente con un micromanipulador hidráulico de aceite. Deténgalo cuando se observe una alta relación señal-ruido y el electrodo esté avanzado a la capa 4(Figura 1C,aproximadamente 250–450 m de profundidad). Asegúrese de que el factor de amplificación esté ajustado en 1.000, el filtro a 300–100 Hz y la frecuencia de muestreo en 40 Hz.
- Presentar una rejilla sinusoidal móvil de campo completo(Figura 1D, 12 direcciones, 100% de contraste, 2 Hz de frecuencia temporal, 0,04 ciclos por grado de frecuencia espacial) en el monitor LED.
- Mida la respuesta de la célula estimulando el ojo ipsilateral y contralateral por separado. Presente 3-5x total.
- Mida las respuestas de cinco a ocho células en cada penetración. Realizar de cuatro a seis penetraciones en cada ratón.
- Después de la grabación, ajuste el caudal de isoflurano al 5% o superior, continúe la exposición al isoflurano durante 1 min y, a continuación, realice la luxación cervical.
NOTA: Las penetraciones separadas se espaciaron al menos a 200 m de distancia en la zona binocular V1.
4. Clasificación de picos fuera de línea y análisis de datos
- Detecte picos cuando la señal sin procesar cruce un nivel de umbral. Alinee los picos capturados en el primer pico positivo o negativo. Utilice el software para detectar picos de diferentes células.
- Establezca dos cursores: uno para positivo y el otro para la desviación negativa. Establezca la plantilla de pico(Figura 2A). Establezca el área de plantilla con la variación más significativa entre las diferentes clases de picos.
- Utilice el análisis de componentes principales para separarlos en clústeres. Los métodos de agrupación en clústeres pueden variar entre diferentes laboratorios.
- Clasificar el pico de un límite mediante el algoritmo K-means.
- Correlacione la orientación con la velocidad de disparo del pico y trace las curvas de afinación de orientación para el ojo ipsilateral y contralateral.
- Calcular el índice OD para la unidad única, que representa la relación de resistencia de respuesta contralateral/ipsilateral:
donde Rcontra y Ripsi son la respuesta óptima de la célula para el ojo contralateral e ipsilateral, respectivamente, y Rspon es la actividad espontánea de la célula. - Asigne las puntuaciones de OD a 1–7 de la siguiente manera: de 1 a 0,75 a 1; 0,75 a 0,45 x 2; 0,45 a 0,15 x 3; 0,15 a 0,15 a 4; 0.15 a 0.45 a 5; 0,45 a 0,75 a 6; y de 0,75 a 1 x 7.
- Calcular el índice de sesgo contralateral (CBI):
donde N es el número de celda, y nx es igual al número de celda con puntuaciones OD iguales a x.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Los resultados experimentales descritos aquí permiten mediciones exitosas de plasticidad MD y OD a partir de un ratón desfavorecido y sin desfundado durante el período crítico (P19–P32). La Figura 1 muestra cómo realizar grabaciones de una sola unidad en la capa 4 de V1 de la zona binocular para comparar las respuestas en el ojo ipsilateral y contralateral 4 días después de MD. La Figura 2 muestra la clasificación de picos y las mediciones de ajuste de orientación para estimular los ojos ipsilaterales y contralaterales. Para la clasificación de picos, la plantilla de pico se estableció agrupando los pesos de componentes principales de los picos. Como ejemplo en (Figura 2A,B), la celda 01 y la celda 02 se clasificaron por clasificación de picos. Las curvas de afinación de orientación de unidades individuales se midieron mediante la estimulación de los ojos ipsilaterales y contralaterales. La Figura 2C,D muestra las curvas de ajuste de orientación de cuatro celdas de muestra, en las que dos son del ratón que se sometieron a MD y las otras del ratón que no lo hicieron. Nuestros resultados muestran que la tasa de disparo fue relativamente cercana estimulando el ojo contralateral e ipsilateral en el ratón 4 días después de que se realizó MD(Figura 2C). Sin embargo, la tasa de disparo obtenida estimulando el ojo contralateral fue mucho más fuerte que la obtenida estimulando el ojo ipsilateral en el ratón no desfavorecido(Figura 2D). La Figura 3A muestra la distribución de las puntuaciones de OD para todas las unidades y el índice CBI para un ratón que se sometió a MD (P28, 4 días después de MD). La Figura 3B muestra las puntuaciones OD para todas las unidades y el índice CBI de un ratón C57/BL6 no desfavorecido (P26, sin MD). El índice CBI es 0,38 para un ratón MD y 0,67 para otro sin MD.
Los resultados muestran que la respuesta de las neuronas V1 al ojo contralateral a un estímulo fue mucho más fuerte que la respuesta del ojo ipsilateral en el segmento binocular del ratón no desfavorecido. Sin embargo, 4 días después de MD en el período crítico, la respuesta de la mayoría de las neuronas a la estimulación al ojo contralateral fue relativamente cercana o más débil que la respuesta al ojo ipsilateral. Por lo tanto, las neuronas V1 en períodos críticos tienen plasticidad de La DoT significativa. MD altera la fuerza relativa de la respuesta de la célula estimulando el ojo contralateral e ipsilateral.
Figura 1: Esquema del experimento de privación visual. (A) Un esquema para suturar el párpado. La aguja pasa a través del párpado 2x y luego se hacen 2-3 nudos. Las imágenes 1–4 muestran la posición donde la aguja pasa a través del párpado. (B) Esquema de grabación en un ratón anestesiado y fijado a la cabeza. Una vista ampliada de V1 se muestra en el círculo gris, y la zona binocular se indica con gris oscuro. Los sitios de grabación dentro de la zona binocular se muestran con pequeños círculos. (C) El plano coronal del cerebro del ratón y los sitios de grabación se muestran en la capa 4 de V1. (D) Ilustraciones del estímulo visual de diferentes orientaciones. Doce orientaciones diferentes se utilizaron totalmente en cada medición. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Ilustraciones del procedimiento de análisis de datos. (A) Los picos se clasificaron utilizando un software comercial (ver Tabla de Materiales). La forma de onda en verde muestra la señal filtrada (0,3–10 kHz). Se ordenaron dos celdas a partir de los datos filtrados. (B) Ejemplo de la separación de la actividad de punción en un solo microelectrodo por clasificación de picos. El método de ordenación de picos es un componente principal del análisis. (C) Ajustes de orientación de dos células para responder a los estímulos contralaterales (línea sólida roja) e ipsilaterales (línea de puntos rojos) en un ratón privado de monocular (célula 01 y celda 02). (D) Ajuste de orientación de dos células para responder a los estímulos oculares contralaterales (línea sólida azul) e ipsilaterales (línea de puntos azules) en un ratón no desfavorecido (célula 03 y celda 04). La barra de error indica el error estándar de la media (SEM) en cada medición. La línea negra indica actividad espontánea. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Cambio en el índice OD por MD. Registramos la respuesta de la célula de la zona binocular en el cerebro contralateral estimulando los ojos ipsilaterales y contralaterales individualmente. Calculamos y añadimos el índice OD para las unidades individuales. (A) Distribución de las puntuaciones de OD para 38 neuronas registradas desde un ratón C57/BL6 que sufrió MD de P28–P32. (B) Distribución de puntuaciones de Do para 38 neuronas de un ratón C57/BL6 no desfavorecido. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Presentamos un protocolo detallado para MD y medición de la plasticidad OD mediante grabación de una sola unidad. Este protocolo es ampliamente utilizado en la neurociencia visual. Aunque el protocolo MD no es complicado, hay algunos procedimientos quirúrgicos críticos que deben seguirse cuidadosamente. En primer lugar, hay dos detalles importantes que garantizan la calidad de la costura. La sutura es lo suficientemente estable si los puntos se concentran en la parte medial del párpado. Por otra parte, se aplica 3 l de pegamento en la cabeza del nudo para aumentar la estabilidad del nudo para evitar la reapertura de los ojos. En segundo lugar, se deben tomar algunas medidas clave para mejorar la cicatrización de heridas y reducir el malestar. El método de sutura es muy importante para el protocolo. Estudios anteriores han demostrado que un patrón de sutura continua simple tiene los beneficios de una mejor cicatrización de heridas y un tiempo de sutura más corto19,20. El hilo debe ser delgado y estable para evitar causar una herida grande y reducir el malestar. Una aguja de sutura con un diámetro de aproximadamente 0,25 mm es adecuada para suturar y son necesarios de dos a tres nudos.
También hay algunos puntos clave a los que hay que prestar atención en la grabación. El control de la concentración anestésica es un factor importante en las grabaciones electrofisiológicas. En animales anestesiados, el experimento es muy fácil de controlar, y los resultados son altamente estables y fiables. Muchos estudios previos utilizaron el uretano como anestésico. Sin embargo, es difícil usar uretano para controlar la profundidad de la anestesia en ratones. En niveles más bajos, los ratones no están completamente anestesiados, y en niveles más altos, los ratones son propensos a la muerte. El isoflurano es más apropiado como anestésico en un estudio con ratones. Si bien es casi imposible obtener una buena actividad neuronal en el neocórtex de ratones que están recibiendo más del 1% de isofurano21,la mayoría de las neuronas V1 tienen buena actividad visual evocada en niveles más bajos de isoflurano. Por lo tanto, comenzar con una mayor concentración de isoflurano (1%) para anestesiar el ratón, y luego reducir el isoflurano (0,5–0,8%) cuando los ratones están completamente anestesiados. Además, alternar las mediciones desde el ojo desfavorecido y el ojo no desfavorecido puede garantizar la precisión de los resultados experimentales. No es apropiado medir la respuesta de un ojo muchas veces y luego medir el otro ojo, porque el electrodo puede moverse, y la intensidad de la respuesta de la célula puede cambiar durante las grabaciones a largo plazo. Además, este protocolo se dirige a las neuronas en la capa 4, que es la capa principal de thalamo-receptor en V1. Pero en ratones mayores, que exhiben plasticidad OD mediada principalmente por potenciación de ojos abiertos, es mejor registrar en las capas 2 o 3, que conservan la plasticidad más allá del período crítico. Por lo tanto, es importante determinar el laminador cortical en el registro.
Todavía hay algunas limitaciones en los métodos. El cálculo de un índice CBI relativamente preciso requiere 4-6 penetraciones y más de 30 unidades porque el registro de muy pocas muestras dará lugar a resultados inexactos. Pero no es fácil obtener más de 30 unidades de alta calidad de un solo ratón. Un mejor método es utilizar la grabación multiunidad, que puede proporcionar suficientes unidades en una sola medición. Además, la grabación VEP y el IOI también se pueden utilizar para medir la plasticidad OD17,18. El registro de una sola unidad implica la actividad de las neuronas individuales, mientras que el VEP implica el registro de la actividad de la suma de las neuronas cerca del electrodo. Pero los datos de grabación de una sola unidad no producen información sobre la sincronización entre las neuronas, mientras que las amplitudes VEP dependen de la sincronización temporal entre las neuronas22. Una rejilla de inversión se utiliza a menudo para la medición de VEP. La frecuencia de inversión más utilizada es de 3-4 Hz. Sin embargo, el valor exacto viene determinado por la frecuencia de actualización del equipo al presentar la rejilla. La plasticidad OD se mide comparando el promedio de amplitudes de VEP evocadas por el ojo desfavorecido y no desfavorecido. La técnica IOI puede detectar eficazmente la señal dependiente del nivel de oxígeno en sangre evocada por la estimulación contralateral e ipsilateral. Podría mostrar la plasticidad de la OD de un área grande en V1.
En resumen, el registro de una sola unidad y el IOI son adecuados para experimentos de anestesia aguda. En el futuro, las mediciones de plasticidad MD y OD en conjunto serán ampliamente utilizadas en el estudio de la plasticidad neuronal como método experimental.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.
Acknowledgments
Este estudio fue apoyado por la National Natural Science Foundation of China (81571770, 81771925, 81861128001).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 502 glue | M&G Chenguang Stationery Co., Ltd. | AWG97028 | |
| Acquizition card | National Instument | PCI-6250 | |
| Agarose | Biowest | G-10 | |
| Amplifier | A-M system | Model 1800 | |
| Atropine | Aladdin Bio-Chem Technology Co., Ltd | A135946-5 | |
| Brain Stereotaxic Apparatus | RWD Life Science Co.,Ltd | 68001 | |
| Cohan-Vannas spring scissors | Fine Science Tools | 15000-02 | |
| Contact Lenses Solutions | Beijing Dr. Lun Eye Care Products Co., Ltd. | GM17064 | |
| Cotton swabs | Henan Guangderun Medical Instruments Co.,Ltd | ||
| Fine needle holder | SuZhou Stronger Medical Instruments Co.,Ltd | CZQ1370 | |
| Forcep | 66 Vision Tech Co., Ltd. | 53320A | |
| Forcep | 66 Vision Tech Co., Ltd. | 53072 | |
| Forcep | 66 Vision Tech Co., Ltd. | #5 | |
| Heating pad | Stryker | TP 700 T | |
| Illuminator | Motic China Group Co., Ltd. | MLC-150C | |
| Isoflurane | RWD Life Science Co.,Ltd | R510-22 | |
| LCD monitor | Philips (China) Investment Co., Ltd. | 39PHF3251/T3 | |
| Microscope | SOPTOP | SZMT1 | |
| Noninvasive Vital Signs Monitor | Mouseox | ||
| Oil hydraulic micromanipulator | NARISHIGE International Ltd. | PC-5N06022 | |
| Petrolatum Eye Gel | Dezhou Yile Disinfection Technology Co., Ltd. | 17C801 | |
| Spike2 | Cambridge Electronic Design, Cambridge, UK | Spike2 Version 9 | |
| Surgical scissors | 66 Vision Tech Co., Ltd. | 54010 | |
| Surgical scissors | 66 Vision Tech Co., Ltd. | 54002 | |
| Suture Needle | Ningbo Medical Co.,Ltd | 3/8 arc 2.5*8 | |
| Tungsten Electrode | FHC, Inc | L504-01B | |
| Xylocaine | Huaqing |
References
- Hubel, D. H., Wiesel, T. N. Effects of monocular deprivation in kittens. Naunyn-Schmiedebergs Archiv für experimentelle Pathologie und Pharmakologie. 248 (6), 492-497 (1964).
- Daw, N. W., Fox, K., Sato, H., Czepita, D. Critical period for monocular deprivation in the cat visual cortex. Journal of Neurophysiology. 67 (1), 197-202 (1992).
- Guire, E. S., Lickey, M. E., Gordon, B. Critical period for the monocular deprivation effect in rats: assessment with sweep visually evoked potentials. Journal of Neurophysiology. 81 (1), 121-128 (1999).
- Wang, L., Sarnaik, R., Rangarajan, K. V., Liu, X., Cang, J. Visual receptive field properties of neurons in the superficial superior colliculus of the mouse. Journal of Neuroscience. 30 (49), 16573-16584 (2010).
- Niell, C. M. Cell Types, circuits, and receptive fields in the mouse visual cortex. Annual Review of Neuroscience. 38 (1), 413-431 (2015).
- Lee, S. H., et al. Activation of specific interneurons improves V1 feature selectivity and visual perception. Nature. 488 (8), 379-383 (2012).
- Cossell, L., et al. Functional organization of excitatory synaptic strength in primary visual cortex. Nature. 518 (2), 399-403 (2015).
- Lacaruso, M. F., Gasler, L. T., Hofer, S. B. Synaptic organization of visual space in primary visual cortex. Nature. 547 (7), 449-452 (2017).
- Metin, C., Godement, P., Imbert, M. The primary visual cortex in the mouse: Receptive field properties and functional organization. Experimental Brain Research. 69 (3), 594-612 (1988).
- Marshel, J. H., Garrett, M. E., Nauhaus, I., Callaway, E. M. Functional specialization of seven mouse visual cortical areas. Neuron. 72 (6), 1040-1054 (2011).
- Gordon, J. A., Stryker, M. P. Experience-dependent plasticity of binocular responses in the primary visual cortex of the mouse. The Journal of Neuroscience. 16 (10), 3274-3286 (1996).
- McGee, A. W., Yang, Y., Fischer, Q. S., Daw, N. W., Strittmatter, S. M. Experience-driven plasticity of visual cortex limited by myelin and Nogo receptor. Science. 309 (5744), 2222-2226 (2005).
- Sawtell, N. B., et al. NMDA receptor-dependent ocular dominance plasticity in adult visual cortex. Neuron. 38 (6), 977-985 (2003).
- Hofer, S. B., Mrsic-Flogel, T. D., Bonhoeffer, T., Hubener, M. Prior experience enhances plasticity in adult visual cortex. Nature Neuroscience. 9 (12), 127-132 (2006).
- Crozier, R. A., Wang, Y., Liu, C., Bear, M. F. Deprivation-induced synaptic depression by distinct mechanisms in different layers of mouse visual cortex. Proceedings of the National Academy of Sciences. 104 (4), 1383-1388 (2007).
- Tagawa, Y., Kanold, P. O., Majdan, M., Shatz, C. J. Multiple periods of functional ocular dominance plasticity in mouse visual cortex. Nature Neuroscience. 8 (3), 380-388 (2005).
- Lickey, M. E., Pham, T. A., Gordon, B. Swept contrast visual evoked potentials and their plasticity following monocular deprivation in mice. Vision Research. 44, 3381-3387 (2004).
- Cang, J., Kalatsky, V. A., Lowel, S., Stryker, M. P. Optical imaging of the intrinsic signal as a measure of cortical plasticity in the mouse. Vision Neuroscience. 22 (5), 685-691 (2005).
- Khan, I. U., et al. Evaluation of different suturing techniques for cystotomy closure in canines. Journal of Animal & Plant Sciences. 23 (4), 981-985 (2013).
- Weisman, D. L., Smeak, D. D., Birchard, S. J., Zweigart, S. L. Comparison of a continuous suture pattern with a simple interrupted pattern for enteric closure in dogs and cats: 83 cases (1991-1997). Journal of the American Veterinary Medical Association. 214 (10), 1507-1510 (1999).
- Heneghan, C. P. H., Thornton, C., Navaratnarajah, M., Jones, J. G. Effect of isoflurane on the auditory evoked response in man. BJA: British Journal of Anaesthesia. 59 (3), 277-282 (1987).
- Mitzdorf, U. Current source-density method and application in cat cerebral cortex: investigation of evoked potentials and EEG phenomenal. Physiological Reviews. 65 (1), 37-100 (1985).
