Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Filamentöz Mantarların Canlı Hücre Görüntülemesi İçin Membran ve Hücre Duvarı Seçici Floresan Boyaların Uygulanması

Published: November 28, 2019 doi: 10.3791/60613
Automatic Translation
1, 1
1Department of Microbiology, University of Innsbruck

Summary

Hayati floresan boyalar modern mantar hücre biyolojisinde canlı hücre görüntüleme analizleri için gerekli araçlardır. Bu yazıda, filamentöz mantarlarda plazma membran dinamiği, endo-/eksositoz ve hücre duvarı morfogenezinin izlenmesi için kurulmuş ve daha az bilinen floresan boyaların uygulanması ayrıntılı olarak anlatılır.

Abstract

Mantar hücrelerinde organel dinamiğinin canlı hücre görüntüleme analizleri için membran ve hücre duvarı seçici floresan boyaların uygulanması 20 yıl önce başlamış ve o zamandan beri ipliksi mantar anlayışımıza büyük katkıda bulunmaya devam etmektedir. Yaşam tarzı. Bu kağıt iki membran boyalar FM 1-43 ve FM 4-64 ve dört hücreli duvar lekeleri Calcofluor Beyaz M2R, Solophenyl Flavine 7GFE 500, Pontamine Fast Scarlet 48 ve Kongo Kırmızı kullanımı için pratik bir kılavuz sağlar. Odak noktası, eser içermeyen boyama, ortak görüntüleme özellikleri ve kantitatif değerlendirmeyi tespit etmek için düşük doz uygulamasıdır. Sunulan yöntemler, açıklanan şekillerde hazırlanabilen tüm ipliksi mantar örnekleri için geçerlidir. Temel boyama yaklaşımları, farklı yetiştirme koşulları gerektirebilecek türlere adaptasyonlar için başlangıç noktası olarak hizmet verebilir. İlk olarak, biyofiziksel ve biyokimyasal özellikleri anlayış gerçekten hayati floresan lekeler olarak bu boyalar kullanmak için gerekli olduğu gibi gözden geçirilir. İkinci olarak, floresan canlı hücre görüntüleme için çeşitli mantar örnek türlerinin hazırlanması ayrıntılı adım adım protokolleri sunulmaktadır. Son olarak, örnek deneyler farklı yaklaşımları göstermektedir: (1) genetik mutantlarda endositozun spatio-temporal organizasyonundaki kusurları belirlemek, (2) GFP etiketli hedef proteinlerin ortak ve farklı eş lokalizasyonunu karşılaştırmalı olarak karakterize etmek endositik yol, (3) genetik mutant morfogenetik hücre duvarı defektleri tanımlamak ve (4) gerçek zamanlı olarak hücre duvarı biyogenezi izlemek.

Introduction

Yirmi yıl önce, hangi hyphal morfogenez ve altta yatan moleküler hücre biyolojisi filamentöz mantarlar görselleştirilmiş olabilir şekilde membran seçici floresan Fei Mao boya FM 4-641uygulanması ile devrim oldu . Daha sonra, mantar hücre duvar dinamiklerinin hayati floresan belirteci olarak kitin bağlayıcı boya Calcofluor Beyaz yararıgerçekleştirildi 2. O zamandan beri, hem boyalar hem de bunların varyantları mantarlarda organel dinamiklerinin canlı hücre görüntüleme analizlerinin doğal bir parçası haline gelmiştir ve ipliksi mantar yaşam tarzına benzeri görülmemiş içgörüler sağlamaya devam etmektedir. Bu yazıda, filamentöz mantarlarda plazma membran dinamiği, endo- ve eksositoz ve hücre duvarı morfogenezi nin izlenmesi için kurulmuş ve daha az bilinen floresan boyaların uygulanması ayrıntılı olarak anlatılır. Endositon izleme tahlilleri, endositon genel çalışması ile ilgili çeşitli hücre biyolojik soruların ele alınmasını sağlar3. Bunun için FM boya ilavesi üzerine lekeli bölmelerin lokalizasyonu, hızı ve devamı zaman atlamalı mikroskopi ile kaydedilir ve test edilen mantar suşları arasında nicel olarak karşılaştırılır4. Hücre duvar boyaları hücrenin dış sınırını çizgive polarize hiphal uç büyüme 2 dahil olmak üzere morfogenetik olayların izlenmesine izin,hiphal dallanma5, hyphal füzyon6,7 ve septum oluşumu8. Ayrıca lokalize hücre duvarı birikiminin sayısallaştırılmasını ve hücre duvarı biyogenezi sırasında kusurların belirlenmesini kolaylaştırın9. Herhangi bir floresan belirteç biyokimyasal ve biyofiziksel özellikleri ayrıntılı bilgi onun başarılı in vivo uygulaması için temel bir ön koşul olduğundan, bu özellikleri ilk bu makalede özellikli altı boyalar için özetlenmiştir.

Membran selektif boyalar
FM (Fei Mao) styryl boyalar geçemeyen ama biyolojik membranların lipid çift katmanlı dış broşür ile geri dönülmez küçük amfilikmoleküller10. Onlar sulu çözeltide hemen hemen floresan olmayan, ancak plazma membran entegrasyonu üzerine yoğun floresan hale, mükemmel sinyal-to-gürültü üreten (S / N)-oranları11. Bu özellikler onları ideal plazma membran ve hücre içi organel dinamikleri görselleştirmek için uygun hale, endo izleme de dahil olmak üzere- ve eksoz12. Yeşil floresan FM 1-43 ve kırmızı floresan FM 4-64 bu amaçlar için en yaygın olarak kullanılan iki floresan membran belirteçleridir. SynaptoGreen C4 ve SynaptoRed C2, sırasıyla FM 1-43 ve FM 4-64 yerine birbirinin yerine kullanılabilen alternatif tedarikçilerden gelen jenerik moleküllerdir.

Styryl boyalar üç önemli yapısal bölgeden oluşur: (1) boyanın lipid çift katmanlı içine yerleştirilmesini kolaylaştıran lipophilic kuyruk, (2) boyanın spektral özelliklerini belirleyen ve bir ila üç çift bağ ile birbirine bağlanmış iki aromatik halkadan oluşan florofor çekirdeği ve (3) boyanın membrandan tam olarak takılmasını ve permeasyonunu engelleyen pozitif yüklü hidrofilik kafadan oluşur (Şekil 1A).

Uzun lipophilic kuyruk, yüksek boya hidrofobiklik ve böylece membrana yakınlık bağlayıcı, ama alt su çözünürlüğü ve membran de-boyama oranı. Sonuç olarak, farklı FM boya çeşitleri farklı boyama dinamiği ve desenleri üretir. C4 kuyruklu FM 1-43'ün yüksek hidrofobikliği, equimolar konsantrasyonlarda uygulandığında plazma zarlarında ve iç organellerde daha hızlı bir şekilde daha güçlü ve daha kararlı floresan sinyali sağlar 4-64 kısa C2 kuyruklu FM 4-64'ten daha hızlıdır (Şekil 2).

Daha da önemlisi, her iki FM boyasının11'in insaedilen sabit ve yüksek ilişkilendirme/ayrışma oranları, her bir boya molekülü 13'ün ortalama tutma süreleri13'ün membran işlevinin lokalize bozulması olasılığını azaltır, örneğin membran akışkanlığının modifikasyonu veya membran proteinlerinin zorunlu kalıcı etkileşimi yoluyla. Bu moleküllerin hayati boyalar olarak kullanılabilmesinin en önemli nedeni muhtemelen budur. Bununla birlikte, 50 μM üzerindeki FM boya konsantrasyonları mantar ve bitkihücreleri2,14için toksiktir ve BY-2 tütün protoplastlarından elde edilen kanıtlar 20'den fazla mM FM boyanın plazma membran doygunluğu14'e yol gösterdiğini göstermektedir. Bu nedenle, özellikle mükemmel görüntüleme gibi az 2-5 μM15,16ile elde edilmiş olduğu göz önüne alındığında, bu sınırı aşmamak tavsiye edilir.

Özellikle, FM boyalarının spektral özellikleri belirli membran mikroortamına bağlı olarak büyük ölçüde değişir (gözden14). Genel olarak, saf çözücü çözeltilerde FM boyalarının uyarma ve emisyon spektrumları (genellikle ürün bilgilerinde belirtildiği gibi) hücresel ortamlardan önemli ölçüde farklıdır ve çoğu durumda canlı hücre görüntüleme ayarlarını seçmek için doğrudan danışılamaz. Örneğin FM 1-43 ve FM 4-64'ün uyarma/emisyon maksimması, metanoldeki çözümlerine göre mantar membranlarına bağlandığında sırasıyla 37/46 nm ve 43/64 nm ile mavi ye kaydırılır hale gelir (Tablo 1).

FM 4-64 ve FM 1-43'ün plazma zarını, endo-/exositozisin ve spitzenkörper ve mitokondri dahil organel dinamiklerinin izlenmesi için temel leri, daha önce2,4,17,18,19filamentöz mantar türlerinin geniş bir yelpazesi için kapsamlı bir şekilde belgelenmiştir. Çeşitli ipliksi mantar türlerinde çalışan her iki FM boyası için önerilen görüntüleme ayarları Şekil 1B'degösterilmiştir. Ancak, mevcut ekipmanın veya kültür ortamı, pH veya sıcaklık gibi belirli hücresel ve deneysel koşulların teknik sınırlamaları bazı adaptasyonlar gerektirebilir. Neyse ki, FM boyalar geniş bir spektral aralıkta çalışır ve çok iyi görüntüleme sonuçları heyecan verici FM 1-43 ile elde edilir 514 nm veya FM 4-64 ile 488 nm. Sonuç olarak, her örnek türü ve amaçlanan uygulama için en uygun görüntüleme ayarları ayrı ayrı belirlenmelidir.

Stoke'un 135 nm'den fazla FM 4-64'ün yer değiştirmesi, yeşil ışık yayan floroforlarla mükemmel, eşzamanlı ortak görüntüleme sağlar; bu sık sık plazma membran ve endositik yol9,20göre yeşil floresan protein (GFP) etiketli füzyon proteinlerin hücre içi lokalizasyon dinamikleri değerlendirmek için yararlanılır.

Hücre duvarı seçici boyalar
Calcofluor White M2R (CFW), ayrıca Floresan Parlatıcı 28 olarak pazarlanan, muhtemelen bakterilerin hücre duvarları leke için kullanılan en iyi bilinen floresan boya, mantar, yosun, yüksek bitki ve böcekler. Başlangıçta kağıt, tekstil ve deterjan sektöründe optik beyazlatma ajan olarak kullanılan, mantar enfeksiyonlarıklinik tanı için faydaları erken gerçekleştirildi21,22. CFW geri dönüşümsüz olarak yeni doğan kitin zincirine müdahale ettiği için hücre duvarı biyogenezi sırasında normal kitin mikrofibril montajını bozar ve hücre duvarı stresi oluşturur23. Bu sırayla glukan ve chitin synthase aktivasyonu 24 ,25sonucu olarak yerelolarak yükseltilmiş hücre duvarı birikimine yol açan bir hücre duvarı hasar onarım mekanizması tetikler . Bu fenomen hücre duvar polimerlerine uygun şekilde bağlanarak çalışan herhangi bir boya ile oluşabilir, konsantrasyona bağlıdır ve en çok misel in en verimli büyümesini ve dolayısıyla en hassas kısımlarını temsil eden hyphal uçlarında fark edilir (Şekil 3). Hücre duvarı hasarına yanıt veren moleküler makinenin kapsamlı bir özeti son zamanlarda26sağlanmıştır.

Fototoksisite ile birlikte aşırı boya hyphal kompartmanlarının hızlı hücre lizisine yol açabilir(Film 1). Bununla birlikte, yabani tip "hayati" olan boya konsantrasyonlarına karşı artan duyarlılık, işlevsiz mutantların hücre duvarı biyosentezindeki kusurları belirlemek için kullanılabilir9. CFW ve Kongo Kırmızısı (CR) için, Direct Red 28 olarak da bilinen ve mantar ve böcekler için α ve β-kitin spesifik hücre duvarı lekesi olarak kullanılan başka bir tekstil renklendiricisi27,28, chitin sintazları kuvvetle indükleyen eşik konsantrasyonları > 60 μM CFW ve > 70 μM CR, sırasıyla, konsantrasyonları <15 μM ya boya değiştirmek veya mantar büyümesini inhibe etmedi29,30,31. Hickey ve ark. CFW için bu eşik konsantrasyonu 25 μM2yerleştirilir. Bu nedenle, boya konsantrasyonları ≤ 5 μM strese bağlı eserler dışlamak ve gerçekten "hayati floresan boyalar"2,32olarak bu moleküllerin kullanılmasını sağlamak için kullanılması tavsiye edilir. Bu eşit Solophenyl Flavine 7GFE 500 (SPF) ve Pontamine Fast Scarlet 4B (PFS), Direct Yellow 86 ve Direct Red 23, sırasıyla, mantar için uygulama daha on yıl önce 33 önce ilk kez bildirilmiştir diğer iki yararlı hücreli duvar boyaları eşanlamlı için geçerlidir33. Ama onların olağanüstü spektral özellikleri rağmen34,35, her iki boya kullanımı o zamandan beri çok sınırlı olmuştur36,37. Daha önce 1,5 μM CFW2için gösterildiği gibi, 2 μM SPF çok yüksek zamansal çözünürlük(Film 2)ile yerel koşullar altında hücre duvarı dinamikleri çözmek için yeterlidir. Aynı sonuçlar 2 μM CR veya PFS ile elde edilebilir.

Bu dört boya, CFW, SPF, PFS ve CR birlikte, modern floresan mikroskoplarda kullanılan neredeyse tam görünür emisyon ışık spektrumu (400-700 nm) kapsayan bir dizi hücre duvarı seçici floresan belirteçleri içerir (Şekil 4). Hücre duvarı polimerlerine bağlanma üzerine floresan yoğunluğundaki önemli artış dört polimerin de doğasında vardır ve mükemmel S/N oranları oluşturur. Bu sırayla boya konsantrasyonları ve uyarma ışık yoğunluğu çok düşük tutmak için izin verir ve "düşük doz" canlı hücre görüntüleme tekniği2olarak hücre duvarı boyama gerçekleştirmek için izin verir. Bu hücre duvar boyaları plazma zarı geçirimsiz olduğundan, aynı anda canlı/ölü lekeleri olarak işlev görürler. Özellikle, onların son derece geniş emisyon ışık spektrumları nedeniyle, diğer floroforlar ile CFW ve SPF co-görüntüleme özellikleri ile ilgili bazı sınırlamalar dikkatle dikkate alınması gerekir.

Protocol

1. Mantar örneklerinin hazırlanması

  1. Mantar öncesi kültürler
    1. Trichoderma atroviride veya Vogel'in Minimal Medium (VMM) için trichoderma atroviride veya Vogel's Minimal Medium (VMM) nörospora crassa için patates dekstroz agar (PDA) gibi uygun bir katı agar orta üzerinde istenilen zorlanma aşılamak. Transformant suşları ile çalışırken uygun bir seçim işaretçisi ekleyin.
    2. Organizmanın en uygun sıcaklığında ön kültürü kuluçkaya yatırın. Örneğin, T. atroviride atroviride atroviride atroviride atroviride at. 30 °C'de N. crassa, ve 12 h/12 h ışık/karanlık döngüleri bir sporulating misel gelişmiş ama henüz plaka kenarına ulaşmadı kadar. Standart boyutta petri kabı (9.2 cm Ø), bu 4-6 gün ortalama vahşi tip T. atroviride alır, N. crassa yabani türü ortalama 3-4 gün sonra bu aşamaya ulaşır.
  2. Mantar kolonilerinin yetiştirilmesi
    1. Steril bir neşter kullanarak, pre-kültür koloni kenarından sporulating olmayan misel taşıyan küçük bir 3 mm x 3 mm agar blok kesti.
    2. Deneysel kültürü aşılamak için taze bir katı orta plaka nın ortasına agar blok yerleştirin.
    3. Deneysel kültürü, araştırılması amaçlanan gelişim aşamasına göre kuluçkaya yatırın. Örneğin, yabani tip T. atroviride PDA üzerinde yaklaşık 2 cm çapında koloniler geliştirmek için karanlıkta 20-22 saat gerektirir, yabani tip N. crassa vmm üzerinde karanlıkta 30 °C'de 30 °C'de 14-16 h kuluçka dan sonra yaklaşık 4 cm koloni çaplarına ulaşır.
      NOT: Karanlıkta kuluçka otofloresans alabilen pigmentlerin oluşumunu önler. Orta arka plan floresanını deneysel kültürden ortadan kaldırmak için, agar'ı şeffaf bir katılaştırıcı maddenin %1,5 w/v'u (Malzeme Tablosunabakınız) ve tanımlanmış en az ortama sahip herhangi bir karmaşık ortamla değiştirin.
  3. Katı çimlenme kültürlerinin yetiştirilmesi
    1. Kültür öncesi plakadan konidial sporları hasat etmek ve ortaya çıkan spor süspansiyonunu 15 mL'lik vidalı bir tüpte toplamak için 5 mL steril fizyolojik tuz çözeltisi (%0,9 w/v NaCl) kullanın.
    2. Spor süspansiyonu güçlü girdaplarla iyice karıştırın ve daha sonra 1 cm x 5 cm'lik steril filtre kumaşının üzerine süzün (Malzeme Tablosunabakın) 1 mL'lik pipet ucuna (önceden monte edilmiş ve otoklavlanmış) taze steril bir boruya doldurulmuş.
    3. Bir hücre sayma odası ile spor yoğunluğunu belirleyin ve fizyolojik tuz çözeltisi ile 1 x 107 hücre/mL spor süspansiyonu hazırlayın.
      NOT: Spor süspansiyonu 4 °C'de iki haftaya kadar tutulabilir.
    4. 20 mL katı orta boy standart boy Petri kabı (9,2 cm Ø) hazırlayın ve üzerine 15-20 steril cam boncuk (3 mm Ø) ekleyin.
    5. Pipet 200 μL spor süspansiyonorta plaka üzerine ve eşit nazik sallayarak tüm plaka boyunca hücreleri dağıtmak. Yeniden kullanmak için% 70 etanol ile bir beher içine cam boncuk toplamak.
    6. Deneysel kültürü, araştırılması amaçlanan gelişim aşamasına göre kuluçkaya yatırın. Örneğin, T. atroviride yabani türü PDA üzerinde conidial germlings geliştirmek için karanlıkta 25 °C'de 5-6 saat gerektirir, N. crassa yabani türü vmm üzerinde karanlıkta 30 °C'de 30 °C'de kuluçka 3-4 saat sonra conidial mikroplar gelişir.
      NOT: Herhangi bir orta arka plan floresanını deneysel kültürden ortadan kaldırmak için, agar'ı şeffaf bir katılaştırıcı maddenin %1,5 w/v'u ve tanımlanmış bir minimal ortama sahip herhangi bir karmaşık ortamı değiştirin.
  4. Sıvı mikrop kültürlerin ekimi
    1. 8 kuyulu bir mikro-slaytın her kuyusuna 190 μL likit kültür ortamı doldurun.
    2. 1 x 107 hücre/mL spor çözeltisinin 10 μL'sini ekleyin (1.4.1-1.4.3 adımlarında hazırlanır) ve birkaç kez yavaşça yukarı ve aşağı borular oluşturarak karıştırın. Ortaya çıkan toplam hücre sayısı kuyu başına 1 x 10 5'tir.
    3. Deneysel kültürü, araştırılması amaçlanan gelişim aşamasına göre kuluçkaya yatırın. Örneğin, yabani tip T. atroviride patates dekstroz suyu (PDB) içinde conidial germlings geliştirmek için karanlıkta 25 °C'de 5-6 saat gerektirir, yabani tip N. crassa ise sıvı VMM karanlıkta 30 °C'de 30 °C'de kuluçka 3-4 saat sonra conidial mikroplar geliştirir.

2. Boya çalışma çözümlerinin hazırlanması

  1. Her boyanın tam çözünürlüğünü garanti etmek için, uygun miktarda (Tablo 1'deki tam ağırlıkları görün) %100DMSO'ya ekleyerek dimetil sülfoksitte (DMSO) 2 mM stok çözeltisi hazırlayın ve girdap ile iyice karıştırın.
    DİkKAT: DMSO'yu septumla kapatılmış bir şişeden aldığınızdan emin olun; şeffaf bir sıvı olmalıdır. Hava ile temas üzerine, DMSO kahverengi döner -muhtemelen iz kirlerinin oksidasyonu nedeniyle-ve olumsuz hücre büyümesini veya boya boyama etkileyebilir.
  2. Filtre, stok çözeltisini 0,2 μm şırınga membran filtresinden taze steril 1,5 mL reaksiyon tüpüne sterilize edin. Boya beyazlatma en aza indirmek için, alüminyum folyo tüp sarın.
    NOT: Boya stok çözeltisi, erime/donma döngülerini önlemek için daha küçük hacimlerde kullanılabilir ve 4 °C'de birkaç ay bekletilebilir.
  3. 198 μL steril distile suyun 198°L'inde 2 μL boya çözeltisini temiz steril 1,5 mL reaksiyon tüpünde eriterek 20 μM sulu boya çözeltisi hazırlayın. Boya beyazlatma en aza indirmek için, alüminyum folyo tüp sarın.
    NOT: Boya çalışma çözeltisi deney gününde taze olarak hazırlanmalıdır.
  4. Numune montajı sırasında (bkz. bölüm 3), boya çalışma çözeltisi standart olarak 1:10 oranında seyreltilecek ve son boya konsantrasyonu 2 μM ve %0,1 w/v son DMSO konsantrasyonu elde edilecektir.
    NOT: Boya çözeltisi ile montaj sıvısı arasındaki hacim oranını değiştirerek farklı seyreltme faktörlerinin seçilmesi, istenilen son boya konsantrasyonunu kolayca adapte etmenizi sağlar.
    DİkKAT: Boya veya DMSO toksisitesi nedeniyle istenmeyen etkileri önlemek için, seyreltme faktörü 5 μM boya ve% 0.4 w / v DMSO maksimum son konsantrasyonları neden 1:4 altına düşmemelidir. Daha yüksek boya konsantrasyonları hızlı bir şekilde sistemi doygunlaştırır ve güvenilir sinyal miktarını önlerken, %0,5'ten fazla w/v (≥ 62,5 mM) DMSO hücre gelişimini bozabilir38.

3. Mikroskopi için numune hazırlama

  1. Ters agar blok yöntemiile mantar kolonilerinden (adım 1.2) veya katı çimlenme kültürlerinden (adım 1.3) montaj örnekleri.
    1. Temiz 24 mm x 60 mm cam kapak kaymasını (#1 = 0,13-0,16 mm kalınlıkta) hazır tutun ve 18 μL sıvı minimum ortam (VMM veya M9) veya fizyolojik tuz çözeltisini merkeze ekleyin.
    2. 18°L'lik sıvıya 20°M boya çözeltisinin 2 μL'sini ekleyin ve hava kabarcıklarının üretimini önlerken birkaç kez yukarı ve aşağı borular oluşturarak iyice karıştırın.
      NOT: Birkaç numune ile çalışırken, deney boyunca eşit boya konsantrasyonu sağlamak için herkes için sıvı boya çözeltisinin ana karışımını hazırlamaları tavsiye edilir.
    3. Temiz bir neşter ile koloninin veya katı mikrop kültürünün çevresinden 15 mm x 15 mm'lik bir numune kesip orta damlanın yanına dikey olarak yerleştirin.
    4. Bloğun üst kenarını desteklemek için neşter ve bloğun arka tarafını yerinde tutmak için bir parmak kullanarak, misel veya mikropları sıvının üzerine taşıyan tarafı yavaşça indirin. Örnek artık mikroskop aşamasına aktarılmaya hazır.
      DİkKAT: Hücreler üzerindeki mekanik stresi en aza indirmek ve numune ile kapak kaymaları arasında sıkışmış hava kabarcıklarını önlemek için bunu yavaş ve dikkatli bir şekilde yapmak esastır.
  2. 1.4 adımdan sıvı mikrop kültürleri monte edin.
    NOT: En uygun şekilde, odacıklı mikro-kuyu slaytlarında sıvı mikromling kültürleri doğrudan transfer edilebilir ve mikroskop aşamasında daha fazla manipüle edilebilir.
    1. 200 μL sıvı ortama 22 μL boya çözeltisi ekleyin ve standart son konsantrasyonlarda 2 μM boya ve %0,1 w/v DMSO elde edin.
      NOT: Sıvı mikrop kültürleri floresan boyalar (veya inhibitörler gibi diğer kimyasallar) de kayıt sırasında, deneyin istenilen herhangi bir zaman noktasında eklenebilir büyük bir avantaja sahiptir. Bu durumda, hücreleri rahatsız etmemek için sıvı damlalarını çok yavaş yönetmek için özel bakım alınmalıdır. Sistem titreşimleri ve Brown hareketi zaten bazı hücre hareketi tanıtmak olabilir.

4. Canlı hücre mikroskopisi

  1. Temel görüntü edinme ayarlarını ayarlayın. Aşağıdaki görüntü edinme ayarları, tek tek hyphae boyama dinamikleri yakalamak için izin verir ve aşağıdaki tahlillerin her ikisi için de geçerlidir
    1. Cihazın tam çıkış gücünün %20'si kadar %5-10 lazer gücü uygulayın.
    2. Yüksek sayısal diyafram ≥ ile Bir Plan Apo 60x-63x gliserol veya su daldırma hedefi kullanın.
    3. 1024 x 256 piksel görüntü boyutu ayarlayarak ve 2-3 optik zum faktörü kullanarak görüntü edinme alanını hiphae'nin anahattıyla sınırlandırın.
    4. 400 Hz ile çift yönlü tarama kullanın.
    5. En hassas dedektörün kazancını %100'e ayarlayın.
    6. Zaman atlama kaydı için, boya ağartma veya fotoğraf stresi üretmeden makul zamansal çözünürlük sağlamak için her 15 s bir kare ile görüntü edinimi başlatın.
    7. 3B kayıt için, makul uzamsal çözünürlük sağlamak için hiphae ve uzay optik bölümleri 1 μm arayla sınırına üst ve alt mekansal sınırı ayarlayın.
      NOT: Hyphae'nin hızlı büyümesi nedeniyle, Z eksenindeki yüksek uzamsal çözünürlük genellikle X/Y ekseninde veya başka bir şekilde yüksek zamansal çözünürlük için feda edilmiştir. Sadece çok modern confokal lazer tarama mikroskoplar her iki talebi karşılamak için yeterince hızlı.
  2. Endositon alımı tahlilleri
    1. Mikroskopi sisteminde bulunan FM 1-43 ve/veya FM 4-64 için en iyi uyarma/emisyon ayarlarını belirlemek ve buna göre ayarlamak için Şekil 1 ve Tablo 1'e başvurun.
      NOT: Önerilen 2 μM konsantrasyonu ile plazma zarına FM boyasının eklenmesi normal sağlıklı hücrelerde anında gerçekleşir. İlk plazma zarından tübüler vakuollerde boya görünümüne kadar tüm süreç genellikle oda sıcaklığında 30-45 dakika içinde tamamlanır. FM boya konsantrasyonu arttırmak S/N oranını artırır ve böylece daha yüksek kontrastlı görüntüler üretir. Bununla birlikte, organel boyamanın kronolojik ardışık atasını ayırt etmeyi zorlaştırarak etiketleme işlemini de hızlandırır.
    2. Yukarıdaki önerilen temel görüntü edinme ayarlarını kullanarak görüntü kaydını başlatın ve sonuçları değerlendirin.
    3. Denemenin odaklandığı plazma zarı veya endositon dinamiği nin yönünü yakalamak için gereken mekansal ve zamansal çözünürlüğe görüntü kazanım ayarlarını optimize edin.
    4. Örneğin, X/Y'de çok hızlı dinamikleri yakalamak için, genel görüntü boyutunu, görüntüyalnızca bir odak düzlemini küçültün ve tarama hızını 1 fps'ye yükseltin. Z ekseninde daha yüksek çözünürlük için X/Y çözünürlüğünü azaltın, görüntü boyutunu küçültün ve optik kesitler arasındaki mesafeyi 0,5 μm'ye düşürün.
  3. Hücre duvarı dinamiği
    1. Mikroskopi sisteminde bulunan uygulanan hücre duvar boyası için en iyi uyarma/emisyon ayarlarını belirlemek ve buna göre ayarlamak için Şekil 4 ve Tablo 1'e başvurun.
      NOT: Geniş emisyon spektrumları nedeniyle, CFW ve SPF, ağırlıklı olarak GFP olmak üzere diğer floroforlarla eşzamanlı eş zamanlı görüntüleme için uygun değildir. Bazı kısıtlamalar bile bu boyalar ile sıralı görüntüleme yaklaşımları için geçerlidir, ve böylece ayrı ayrı optimize edilmesi gerekir.
    2. Yukarıdaki önerilen temel görüntü edinme ayarlarını kullanarak görüntü kaydını başlatın ve sonuçları değerlendirin.
      NOT: Önerilen 2 μM konsantrasyonu ile, hücre duvarına boya eklenmesi mutlaka anlık değil, makul derecede hızlıdır. Septum oluşumunun tüm süreci, örneğin, oda sıcaklığında yaklaşık 5-7 dakika oda sıcaklığında20ortalama alır. Hücre duvar boyası konsantrasyonu artırmak S / N-oranı nı artırır ve böylece daha hızlı yüksek kontrast görüntüleri üretir. Ancak, aynı zamanda hızla indüklenen hücre duvarı hasar onarım nedeniyle eserler tanıttı.
    3. Görüntü edinme ayarlarını, bölüm 4.2.3'te belirtildiği gibi, deneyin odaklandığı hücre duvarı morfogenezinin yönünü yakalamak için gereken mekansal ve zamansal çözünürlüğe optimize edin.

Representative Results

Nicel görüntü analizi
Hücresel süreçleri "sadece" görselleştirmenin yanı sıra, canlı hücre görüntülemesi kaydedilen verilerden nicel bilgiler elde etmenizi sağlar. Genel olarak, nicel görüntü analizi olan uygun tartışma bu makalenin kapsamı çok ötesinde karmaşık bir konudur, dolayısıyla, okuyucu özel ders kitapları ve makaleler39,40,41sevk edilir. Bununla birlikte, aşağıdaki örnek verilerle ilişkili bazı temel yönergeler sağlanmaktadır. Görüntü nicelemesine izin vermek için birkaç önemli önkoşul karşılanmalıdır: (1) floresan boyaların tanımlanmış molariteleri doğru göreli karşılaştırmasağlamak için tüm numunelere uygulanmalıdır; (2) görüntü edinme ayarları emisyon ışık dedektörleri asla doymuş asla bir şekilde ayarlanmalıdır, aksi takdirde maksimum yoğunlukları kesilir; (3) görüntü edinme ayarları tutarlı bir deneysel set sırasında sabit kalmalıdır, aksi takdirde yapay yoğunluk değişiklikleri tanıtılır; (4) görüntü verileri, tüm enstrüman ayarlarını içeren meta bilgilerle birlikte bilgi kaybız bir dosya biçiminde kaydedilmelidir; ve (5) görüntü analizi, istenen nicel bilgileri ayıklamak için gereken en az sayıda işlem sonrası adımla sınırlandırılmalıdır.

Genellikle, kaydedilen sinyallerin mutlak niceliklenmesine olanak sağlayacak tanımlanmış standartlar canlı hücrede mevcut değildir. Bu nedenle, en basit haliyle, nicel görüntü analizi, aynı görüntüdeki piksel yoğunluklarının veya aynı ayarlarla kaydedilen farklı görüntüler arasındaki göreli karşılaştırmasına dayanır. Üreticinin mikroskop kontrol yazılımı normalde görüntü sonrası işleme ve nicel analiz için temel araçları içerir veya görüntü bölümleme, eşik, oran görüntüleme, vb için ek fonksiyonlar ile yükseltilebilir. ImageJ (https://imagej.net; https://imagej.nih.gov/ij/), buzlu (http://icy.bioimageanalysis.org/), CMEIAS Biyoimage Bilişimi (http://cme.msu.edu/cmeias/) ve Wimasis (https://www.wimasis.com/en/) dahil olmak üzere çeşitli görüntüleme veri türleri için farklı şekilde uygun olan çeşitli açık kaynak görüntü işleme platformları mevcuttur.

Sunulan örnek veriler ImageJ platformu kullanılarak işlendi ve analiz edildi. Kısaca, hücredeki hyphal uç apeksi veya septa gibi belirli bölgeler, büyükçe alan seçim araçlarıyla işaretlenir ve içerdiği tüm piksellerin yoğunluğu uygulanan "ölçüm aracı" yazılımıyla okunur. Kontrollerden ve deney numunelerinden elde edilen yoğunluk verileri, matematiksel olarak analiz edilerek grafik olarak hazırlanan bir elektronik tablo dosyasına aktarılır. Daha fazla bilgi atıf orijinal yayınlarda bulunabilir.

Örnek veri 1: FM 4-64 alım tahlilleri
Mantar örnekleri koloniler (adım 1.2) olarak eklenmiş ve ters agar blok yöntemi (adım 3.1) ile monte edilmiştir. FM 4-64'ün son konsantrasyonu 1.67 μM idi. Görüntüleme ayarları: HCX PL APO 63x/1.3 NA gliserol daldırma hedefi ters konfokal lazer tarama mikroskobunda (Bkz. Malzeme Tablosu); FM 4-64 uyarma 488 nm ve emisyon 600-700 nm; 150 dk. FM 4-64 alımı için her dakika bir kare gen delemesi ve gen aşırı ifade mutantlar endositoz spatio-temporal organizasyon kusurları tespit etti Mantar özgü Sur7-aile protein 2 (Sfp2) T. atroviride9 (Şekil 5).

Örnek veri 2: Endositik bölmelere yönelik floresan füzyon proteinlerinin FM 4-64 birlikte boyanması
Mantar örnekleri koloniler (adım 1.2) olarak eklenmiş ve ters agar blok yöntemi (adım 3.1) ile monte edilmiştir. FM 4-64'ün son konsantrasyonu 2 μM idi. Görüntüleme ayarları: CFI Plan Apo VC 60x/1.2 NA XC su daldırma hedefi ters konfokal lazer tarama mikroskobu nda (Bkz. Malzeme Tablosu); GFP uyarma 488 nm ve emisyon 500-530 nm, FM 4-64 uyarma 488 nm ve emisyon 600-700 nm ve parlak alan ile iletilen ışık dedektörü ile, hepsi aynı anda; 15 dakikaya kadar her 15 s. FM4-64 co-boyama için her 15 s. iki gelişmiş yeşil floresan protein (EGFP) etiketli transmembran proteinleri Sfp2 ve Gpr1 T. atroviride endositik yol (Şekil 6, Film 3, Film 4) ile ilgili olarak kullanılmıştır.

Örnek veri 3: Morfogenetik farklılıkların belirlenmesi için FM 4-64 ortak boyama
Mantar örnekleri koloniler (adım 1.2) olarak eklenmiş ve ters agar blok yöntemi (adım 3.1) ile monte edilmiştir. FM 4-64'ün son konsantrasyonu 2 μM idi. Görüntüleme ayarları: Ters konfokal lazer tarama mikroskobunda Plan Apochromat 63x/1.4 NA yağ daldırma hedefi (Bkz. Malzeme Tablosu); GFP uyarma 488 nm ve emisyon 505-550 nm, FM 4-62 uyarma 488 nm ve emisyon 574-691 nm ve parlak alan ile iletilen ışık dedektörü ile, hepsi aynı anda; 15 dakikaya kadar her 8,5 s'de bir kare. FM4-64 co-boyama floresan olarak etiketlenmiş BUD-6 polarizomkompleks proteinin subselliler lokalizasyon dinamikleri ile ilişkilendirilmesine izin verilen bud-6 polarizom kompleks proteini, örneğin septa ve polarize hipüf uç büyümesinin oluşumu gibi, ve n. crassa'nın vahşi tipi ve mutant suşları arasındaki subsella organizasyonu ve hiphal mimarisindeki belirgin farklılıklar (Şekil 7, Film 5).

Örnek veri 4: Hücre duvarı boyama morfogenetik farklılıkları ortaya çıkarır
Mantar örnekleri koloniler (adım 1.2) olarak eklenmiş ve ters agar blok yöntemi (adım 3.1) ile monte edilmiştir. 2 μM CFW, 20 μM SPF ve 100 μM CR son konsantrasyonlar kullanıldı. Görüntüleme ayarları: CFI Plan Apo VC 60x/1.2 NA XC su daldırma hedefi ters bir konfokal lazer tarama mikroskobu (Malzeme Tablosubakınız); CFW ve SPF uyarma 405 nm ve emisyon 430-470 nm, CR uyarma 543 nm ve emisyon 580-620 nm. HÜCRE duvar polimerleri ile CFW, SPF ve CR farklı etkileşim özellikleri Δsfp2 mutant ve T. atroviride9yabani türü suşu arasındaki morfogenetik farklılıkları vurgulamak . Yüksek boya konsantrasyonları tarafından neden hücre duvarı stresi artan vahşi türüne göre mutant daha hızlı ve daha belirgin oluşur. Buna ek olarak, aynı görüntüler hiphal çapı ve her iki suş arasındaki septal mesafe ile ilgili morfogenetik farklılıkları ölçmek için izin(Şekil 8).

Örnek veri 5: Hücre duvarı biyosentezinin gerçek zamanlı izlenmesi
Mikroplar 8 kuyulu odalı mikro slaytlarda (adım 3.2) sıvı kültür (adım 1.4) olarak yetiştirildi. Son CFW konsantrasyonu 0.12 μM. Görüntüleme ayarları: CFI Plan Apo VC 60x/1.2 NA XC su daldırma hedefi ters bir konfokal lazer tarama mikroskobu; CFW uyarma 405 nm ve emisyon 420-470 nm; 35 dk kadar her 20 sin için bir kare. Çok düşük CFW konsantrasyonu boya molekülleri ile hücre duvarının doygunluğu önler ve hücre duvarı biyosentezinin kantitatif gerçek zamanlı izlenmesini sağlar. Bu, yeni hücre duvar malzemesinin birikiminin tek düze olmadığını, ancak N. crassa'da mikrop füzyonundan önce bir hücre nin hücre eki üzerine göreli yer değiştirmesinden kaynaklanan lokalize fiziksel gerilmelere çok hızlı bir şekilde yanıt verdiğini ortaya koymaktadır (Şekil 9, Film 6).

Figure 1
Şekil 1: FM boyalarının biyokimyasal ve biyofiziksel özellikleri. (A) FM 1-43/SynaptoGreen C4 ve FM 4-64/SynaptoRed C2 kimyasal yapıları. (B) Her iki FM boyasının emilimi ve emisyon spektrumları, filamentöz mantarlarda membrana bağlı boyalar için en uygun görüntüleme ayarlarıyla kaplanmış: 445-495 nm mavi ışık % 100-80 verimlilikle FM 1-43'ü heyecanlandıracak, 488 nm argon lazer ise %91 verimlilikle boyayı heyecanlandıracaktır. Membran bağlanması üzerine mavi kayma (*) nedeniyle, FM 1-43 emisyonunun optimum algılama aralığı 520-590 nm arasındadır. Benzer şekilde, mantarlarda FM 4-64 için en uygun görüntüleme ayarları 471-541 nm (%100-80 verimlilik) bir polikromatik uyarma ışık kaynağı veya 514 nm (%99 verimlilik) bir Argon lazer kullanırken ve emisyon ışığı algılama için 650-750 nm kullanırken. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 2
Şekil 2: FM 1-43 ve FM 4-64 eşzamanlı ortak görüntüleme. Her iki boyanın equimolar karışımı, 10 μM'lik son konsantrasyonu sağlayan N. crassa'nın sıvı mikrop kültürüne eklendi. Boya ilavesi sonrası 25 dk olan FM 1-43 plazma zarını lekeledi ve iç membranlarda birikti, güçlü lekeli mitokondri de dahil olmak üzere (m) ama büyük ölçüde vacuoler membranlar hariç (v), ve fm 4-64 göre sekiz kat daha güçlü (ortalama floresan yoğunlukları 176-21, sırasıyla), kimin düşük hidrofobiklik / yüksek hidrofilisite plazma membran uzun bir konut süresi ne kadar giden içlenme hızını yavaşlatır. Ölçek çubuğu = 10 μm. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 3
Şekil 3: Hücre duvarı stresine bağlı hücre duvarı polimerlerinin uç tepe noktasında ki birikimi genellikle hücre otolizgerektirir. Sitoplazmik GFP'yi ifade eden T. atrovirid hyphae 10 μM Solofenyl Flavine 7GFE 500 (SPF) ile boyandı ve montaj sırasında hemen görüntülendi. Non-stresli hyphae (a), apeks ve ilerleyen otolikaz biraz artmış glukan / chitin birikimi ile hyphae vurguladı (b), ve belirgin apikal glukan / chitin kapağı ile ağır vurguladı hyphae (yıldız) ve terminal otolikaz (c) GFP floresans ve vacuolization toplam kaybı ile belirgin. Ölçek çubuğu = 10 μm. Tam zamanlı kurs dizisi için Film 1'e bakın. Bu üç hyphae gerçekten yan yana bulunan olduğunu unutmayın. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 4
Şekil 4: Hücre duvarı selektif boyaların biyokimyasal ve biyofiziksel özellikleri. Verilen kimyasal özellikler her boyanın sodyum tuzlarıdır. Emme ve emisyon spektrumları hücresel ortamlardakilere karşılık gelir. Endike monokromatik lazer uyarma çizgileri (renkli olarak yazılmış), epifloresan mikroskoplar için geçerli polikromatik uyarma aralıkları ve emisyon ışığı algılama aralıkları ipliksi mantarlarda görüntüleme için tavsiye edilen lerdir. Her ikisi de eşit derecede iyi çalıştığında iki lazer uyarma hattı endikedir. (*) Hücre duvara bağlı PFS emisyon spektrumu önemli ölçüde daha kırmızı daha önce belirtilen33daha kaydırılmış , ancak, daha önce kullanılan daha düşük boya konsantrasyonları ile çok iyi S / N-oranları ile sonuçlanan. CR tam spektrum şu anda mevcut değildir, bu nedenle Nil Kırmızı (CAS No: 7385-67-3) en yakın maç olarak gösterilir. CR'nin spektral özellikleri hakkında ayrıntılı bilgi başka bir yerde bulunabilir42. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 5
Şekil 5: FM4-64 endositik alımı üzerinde Sfp2 etkisi. FM boya alımının art arda üç önemli aşaması vahşi tipte (wt) kolayca ayırt edilebilir. Evre I: özel plazma membran boyama, evre II: endositik veziküllerde FM boyasının ilk görünümü ve iii. Eşdeğer boyama desenleri görünüşlerinin en erken zaman noktasında gösterilir. T. atroviride yabani türüile karşılaştırıldığında, endocytosis biraz sfp2 aşırı ifade mutant hızlandırılır (OEsfp2), boya alımı önemli ölçüde sfp2 silme mutant geciktirilir ise (Δsfp2). Örneğin, plazma membran içine boya alımı OEsfp2 anında oluşur ama vahşi tip 2 dakika sürer; ve plazma membranından FM boyasının komple içselleştirilmesi Δsfp2'yegöre OEsfp2'de 10 kat daha hızlı gerçekleşir. Ölçek çubukları = 5 μm. Figür, Creative Commons Lisansı (https://creativecommons.org/licenses/by/4.0/) ile anlaşmalı olarak Atanasova ve ark.9'dan çoğaltılır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 6
Şekil 6: EGFP etiketli membran proteinlerinin FM 4-64 ile birlikte boyanması, T. atroviridefarklı hücre altı lokalizasyon dinamiklerinin farklılaşmasını kolaylaştırır. (A) Dört transmembran etki alanı proteini Sfp2, plazma zarı ve septa, Spitzenkörper (Spk; ok) ve tahmin edilebilir tübüler vakuoller de dahil olmak üzere FM4-64 etiketli organeller ile birlikte lokalize olur. (B) GPCR benzeri yedi transmembran protein Gpr1, Fm4-64 ile sfp2 ile aynı organellere eş lokalize olur, Spk. Ölçek çubukları hariç, 10 μm. Tam zamanlı kurs sekansları için Film 3 ve Film 4'e bakın. Bu rakam Creative Commons Lisansı ile aynı şekilde Atanasova ve ark.9'dan değiştirilmiştir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 7
Şekil 7: FM 4-64 boyama Δtomurcuk-6 mutantını yabani tipten ayırır ve septal halkada BUD-6'yı lokalize eder. (A) FM 4-64 N. crassa yabani tip hyphae boyama (oklar septa gösterir; ok başları Spk gösterir). (B) Septa ve Spk ,tomurcuk-6yok . Ölçek çubukları, 50 μm. (C ve D) Yabani tip (C) ve •tomurcuk-6 (D) hyphal apeks ve subapex yakın çekim. Spk (ok ucu) yabani tipte ayırt eder, ancaktomurcuk-6değildir. Braketler ,tomurcuk-6'dakurulmayan nükleer dışlama bölgesini gösterir. Ölçek çubukları = 5 μm. (E) BUD-6-GFP alımı plazma membran invaginasyonu (ok başları) ve eşlik eden septal daralma öncesinde incipient septasyon bölgesine. Ölçek çubukları = 5 μm. Tam zaman ders sekansları için Film 5a ve Film 5b'ye bakın. Şekil Creative Commons Lisansı ile anlaşma lı Lichius ve ark.16 değişiklikler ile çoğaltılmıştır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 8
Şekil 8: Sfp2 delemesi hücre duvarı materyalinin biriktirme modelini değiştirir ve T. atroviride'in hiphal morfogenezini etkiler. (A) CFW ve SPF boyama δsfp2 (oklar) yabani türü (wt) ile karşılaştırıldığında artan hücre duvarı birikimi ortaya koymaktadır. CR boyama sadece Δsfp2 (ok başları) geniş uç şişmeneden olur. Ölçek çubukları = 10 μm. (B) Δsfp2'deki morfogenetik bozukluklar önemli ölçüde azaltılmış septal mesafeler içerir (Δsfp2 = 26.0 μm, yabani tip = 85 μm; n = 60; ANOVA Pr < 2−16) ve daha küçük hyphal çapları (,sfp2 = 5.6 μm, yabani tip = 12.6 μm; n = 100; ANOVA Pr < 2−16). (C) Uç apex subapeksi ile karşılaştırıldığında artan boya floresansı. Ölçek çubuğu = 5 μm. (D) Yoğunluk kodlu 3B yüzey çizimi (C). (E) Δsfp2 ve yabani tipteki göreceli floresan yoğunluklarının ölçülmesi (n = 55). Figür, Creative Commons Lisansı ile anlaşmalı olarak Atanasova ve ark.9'dan çoğaltılmıştır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 9
Şekil 9: Hücre duvarı biyosentezinin gerçek zamanlı izlenmesi. (A) Conidial anastomoz tüpü (CAT) N. crassamikroplar arasında füzyon . Fiziksel temas, germling tork tepkisi (21-28 dk) ile belirginleşir. Yoğunluk renk kodlu CFW floresansı, az (koyu mavi) ve yoğun (sarı) hücre duvarı birikimi olan bölgeleri gösterir. Başlangıçta lekelenmemiş homing ucu (ok ucu), uç temas üzerine yeni hücre duvarı malzeme mevduat ve en büyük fiziksel stres (ok) yaşıyor alanda. Ölçek çubuğu = 5 μm. Tam zamanlı kurs dizisi için Film 6'ya bakın. Şekil38'den izinle çoğaltılır. (B) Floresan yoğunluklarının ölçüldüğü dört dairesel bölgeyi gösteren (A) projeksiyonu. Ölçek çubuğu = 5 μm. (C) Fiziksel strese yanıt olarak lokalize hücre duvarı biyosentezinde hızlı artış gösteren belirtilen bölgelerin çizimi (CAT 1, ok). Mikrop tüpünde (GT) ve spor gövdesinde (konidiyum), hücre duvarı biyosentezi sürekli olarak artar. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Movie 1
Film 1: Boya kaynaklı hücre duvarı stresi. Sitoplazmik GFP (macenta) ifade eden T. atrovirid hiphae'ye 10 μM SPF (camgöbeği) eklendi. Geniş uç boyama hemen oluşur, 2 dakika içinde hyphal bölmelerinin hızlı lysis takip; GFP floresan ortadan kaybolması ile belirgin. Bu Filmi indirmek için lütfen tıklayınız.

Movie 2
Film 2: Hayati SPF boyama. 2 μM SPF (siyan) uç apex hücre duvarı stres artefakt neden olmadan yüksek mekansal ve zamansal çözünürlük ile T. atroviride hyphae uç büyüme izlemek için izin verir. Bu Filmi indirmek için lütfen tıklayınız.

Movie 3
Film 3: FM 4-64 sfp2-GFP eş boyama. 1.67 μM FM 4-64 (kırmızı) ile Sfp2-mEGFP (yeşil) ifade eden T. atroviridin co-boyama endositik yol ile membran proteinörtüşen ve farklı lokalizasyonu ortaya koymaktadır. Bu Filmi indirmek için lütfen tıklayınız.

Movie 4
Film 4: FM 4-64 gpr1-GFP ortak boyama. 1.67 μM FM 4-64 (kırmızı) ile Gpr1-mEGFP (yeşil) ifade eden T. atroviridin ortak boyama endositik yol ile membran proteininin örtüşen ve belirgin lokalizasyon ortaya koymaktadır. Bu Filmi indirmek için lütfen tıklayınız.

Movie 5
Film 5: FM 4-64 BUD-6-GFP eş boyama. (5a) 2 μM FM 4-64 (kırmızı) ile BUD-6-GFP (yeşil) ifade N. crassa co-boyama ilişkili plazma membran invaginasyonuna göre septum oluşumu sırasında BUD-6 dinamikleri izleme sağlar. (5b) Kırpılmış ve birleştirme görüntüsü (5a). Movie 5a'yı indirmek için lütfen tıklayınız
Film 5b indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Movie 6
Film 6: Hücre duvarı biyosentezinin gerçek zamanlı izlenmesi. MAK-1-GFP (yeşil) ifade eden N. crassa mikroplar, CAT aracılı mikrop füzyonu sırasında lokalize hücre duvarı biyogeneziortaya çıkarmak için 0,12 μM CFW (mavi) ile birlikte boyanmıştır. SPF veya CR'nin sırasıyla GFP için sıralı ve eşzamanlı eş görüntüleme boyaları olarak daha iyi seçenekler olduğunu gösteren, CFW sinyalinin GFP kanallarına taşma payı olduğunu unutmayın. Bu Filmi indirmek için lütfen tıklayınız.

Tablo 1: Membran ve hücre duvarı seçici floresan boyaların özellikleri. * = azaltılmış saflık/boya içeriği için düzeltilen mg/mL değerleri tüm çözeltilerde eşitlik sağlar; n.i.a. = kullanılabilir bilgi yok. Bu tabloyu indirmek için lütfen buraya tıklayınız.

Discussion

Bu makale, 2000'li yılların başında filamentöz mantarlar için hayati organel belirteçleri olarak çeşitli floresan boyaların kullanımını kuran çığır açan çalışmalar devam ediyor2,4,43, ve FM boyaları ve seçilen hücre duvar boyaları fotofizik ve hücre biyolojik özelliklerini daha önce daha ayrıntılı olarak tartışmak için çalışır. Özellikle zar doygunluğu veya hücre duvarı hasarı gibi istenmeyen hücresel etkiler açısından, belirli boya konsantrasyonlarının üzerinde meydana gelir. Daha önce hücresel düzeyde toksik olmayan olarak kabul edilen şey artık moleküler düzeyde toksik olarak kabul edilir. Bu etkiler çok ince ve organel veya hücre davranışı bariz değişiklikler ile doğrudan belirgin olmasa da, görselleştirme dışında boya uygulaması herhangi bir olası girişim yerli moleküler fonksiyonun araştırılması için en aza indirilmelidir. Neyse ki, silikon çığ fotodiyot dedektörleri (Si-APDs)44 veya Airyscan alan dedektörü45gibi modern dedektörlerin geliştirilmiş hassasiyet ve kuantum verimliliği, eskisinden daha düşük boya miktarları kullanımını kolaylaştırmak. Makalenin bir diğer önemli amacı diğer floroforlar ile bu boyaların ortak görüntüleme özellikleri örneklemekiçin, en önemlisi, biyolojide en sık kullanılan floresan protein olarak GFP olanlar. Bu, floresan füzyon proteinlerinin hücre altı lokalizasyon dinamiklerini mantar hücre duvarı, plazma zarı veya endo ve eksositoz yolu vb. ile ilişkilendirmeyi amaçlayan görüntüleme deneylerinin tasarımına yardımcı olmalıdır.

Doğal ve stressen koşullar altında görüntüleme, güvenilir verilerin elde edilmesi nde anahtar dır. Kültür ortamı ve numune hazırlama ile ilgili bazı pratik hususlar, herhangi bir örnek için mümkün olan en yüksek S/N oranına sahip sağlıklı, stressiz hücrelerin esersiz, uzun süreli gözlemine olanak tanıyan en uygun koşulları bulmak için bir başlangıç noktası sağlamayı amaçlamaktadır. Güvenilir ve anlamlı görüntüleme sonuçlarına ulaşmanın evrensel bir yolu yoktur. Numunenin biyolojik varyasyonunun, mikroskobikin öznelliğinin ve beklentilerinin yanı sıra görüntü sonrası işlemenin sırasıyla veri toplama ve yorumlama üzerinde önemli bir etkisi olduğu yaklaşımına doğaldır. Bu nedenle, mikroskobik canlının pratik deneyimi, araştırılan mantarın hücre biyolojisi hakkındaki samimi bilgisi ve laboratuvar ortamında mümkün olduğunca 'doğal' ve mümkün olduğunca rahatsız edilmeyen koşullar yaratmak için usta örnek hazırlanması, incelenen hücresel fenomenleri doğru bir şekilde yansıtan görüntüleme verilerinin elde edilmesi ve değerlendirilmesi için çok önemlidir. Başparmak bir kural olarak, floresan boyalar istenmeyen yan etkilerin oluşumu, ince ve böylece plazma membran veya hücre duvarı yeniden modelleme stres yanıt yollarının görünür olmayan aktivasyon hücre otoliz basit sitotoksik indüksiyon arasında değişen, sadece güvenli düşük boya konsantrasyonları uygulanarak önlenebilir ≤2 μM.

Floresan boyaların uygulanması basittir, ancak özellikleri kötü karakterizedir. Floresan boyalar kullanmanın önemli bir gücü deneysel protokollerin preparatif basitliğidir. Mantarın yetiştirilmesi ve örneklemesi, boyanın eklenmesi ve mikroskop aşamasına monte edilebistir (pratik olarak) basittir. Uyarma ve emisyon dalga boyları, maruz kalma süreleri, zaman kursu ayarları vb. gibi temel görüntüleme ayarlarının ayarlanması, mikroskobun basit biyofiziksel kurallarına ve kullanılan floresan boyaların hücrelerin içindeki biyolojik kurallarına uyar. Tablo 1, deney için en uygun boya veya boya kombinasyonunun tanımlanmasını desteklemeyi amaçlamaktadır. Ayrıca, floresan boyalar makul fiyatlı, güvenilir yüksek kalite ile hazır ve böylece son derece tekrarlanabilir uygulama sağlamak.

Membran veya hücre duvarı seçici floresan boyalar kullanarak iki önemli kısıtlamalar (genellikle) onların hassas boyama özellikleri sınırlı bilgi, çoğu durumda organel ve moleküler düzeyde non-spesifik olan, ve konsantrasyona bağlı istenmeyen yan etkileri. FM boyalar endo- ve eksozis katılan lipid bilayers için spesifiktir. Ancak, tam olarak hangi hücre altı organelleri test edilen koşullar altında art arda etiketlenir hale hemen belirgin değildir ve farklı FM boya türevlerinin karşılaştırılması nı gerektirir, ve ek organel özgü belirteçleri ile co-etiketleme. FM 1-43'ün mitokondriyal membranlar için tercihi, FM 4-64'e göre bir örnektir. Hücre duvarı seçici boyalar mantar hücre duvarının üç ana polimerler için değişen özgüllük görüntüler. CFW'nin β-glukanlar ve kitinler için spesifik olmayan bir leke olduğu düşünülmektedir, SPF β-1,4-glukanlar için en seçici olduğu düşünülmektedir ve CR'nin α- ve β-kitinler için son derece seçici olduğu düşünülmektedir. PfS'nin mantar hücre duvarı polisakkaritlerine bağlanma özgüllüğü hakkında bilgi şu anda mevcut değildir. Araştırılan mantar türlerinde belirli bir boya konsantrasyonunda hangi mantar hücreli duvar polimerinin en etkili şekilde etiketlendiği oranı kolayca cevaplanmaz ve diğer organizmalarda veya diğer mantar türlerinde in vitro veya in vivo elde edilen detaylı ölçümlerin uygulanması çok dikkatli bir şekilde düşünülmelidir. Ne yazık ki, bu bilgiler seyrek ve son derece literatürde dağınık35,42,46. Özellikle mantarlarda öne çıkan boyaların kesin boyama özelliklerine dair yeni bilgiler sağlamak için önceki çalışmalarda 33'ü takip edecek daha yeni kayıtlar şu anda mevcut değildir.

Görüntüleme kontrolleri boyama desenleri ve hücresel yanıtları doğru değerlendirmek için gereklidir. Muhtemelen en zor kısmı, ancak, o kadar iyi membran ve hücre duvarı seçici floresan boyalar, hücresel mimari veya hiphal büyüme deseni değişiklikler in subsellüler lokalizasyonu nda kaydedilen değişiklikler sadece ve güvenle deneysel tedavinin amaçlanan etkileri ile ilgili olabilir mantar hücre biyolojisi bilmektir. Bunun için, herhangi bir yeni canlı hücre görüntüleme deneyyanında iyi kontroller olması çok önemlidir. Bunlar, arka plan otofloresanve dedektör gürültüsünü elde edilen görüntüden dışlamak ve mutantlarla çalışırken morfolojik bir karşılaştırıcıya sahip olmak için negatif görüntüleme kontrolü olarak tedavi edilmemiş yabani türü içerir. Ayrıca, pozitif görüntüleme kontrolü, örneğin sitoplazmada GFP veya RFP'yi ifade eden bir suş veya başka bir iyi bilinen floresan belirteç proteini, uyarma ışık yoğunluğunu gerekli minimuma ayarlamak ve hücre canlılığı kontrolüne sahip olmak için gereklidir. Bu kontroller ayarlandıktan sonra, floresan boyaların kullanımı sadece görselleştirme görevleri ile sınırlı değildir, ancak konsantrasyona bağlı boyama dinamikleri ve konsantrasyona bağlı yan etkiler analitik olarak kullanılabilir; örneğin, hücre duvarı biyosentezinin gerçek zamanlı olarak kantitatif olarak izlenmesi veya mutanta özgü fenotiplerin duyarlılık tasimi47olarak tanımlanması için.

Gelecekteki gelişmiş uygulamalar boya boyama özelliklerinin ayrıntılı fonksiyonel analizlerine bağlıdır. Devam eden önemli bir sorun, filamentöz mantarlarda membran ve hücre duvarı seçici floresan boyaların hücre altı dinamiklerinin fonksiyonel değerlendirmesini ilerletmek için nicel görüntü analizlerini daha da geliştirmek ve otomatikleştirmektir. Bunun için, bilinen organel ve hücre duvarı polimer belirteçleri ile bilinen organel ve hücre duvarı polimer belirteçleri ile bu boyaların kapsamlı, nicel ko-lokalizasyon çalışmaları belirli taşıma yolları eksik mutant suşları ile birlikte ya da belirli yapısal bileşenleri eksikliği ilk gereklidir. FM boyaları ile karşılaştırmalı analizler için çeşitli endositoz belirteçleri mevcuttur48,49, ve mantarhücre duvar boyaları hala kötü karakterize bağlayıcı özellikleri ile ilgili olarak, floresan etiketli glukan özgü antikorların uygulanması50 bu sorunu çözmek için bir olasılık sağlayabilir.

Disclosures

Yazarlar hiçbir rakip mali çıkarları ve ifşa etmek için hiçbir şey olduğunu beyan.

Acknowledgments

Teşekkür Tirol Bilim Fonu (TWF) AL hibe #256524 sağlamak için, Viyana Bilim ve Teknoloji Fonu (WWTF) SZ hibe #LS13-086 sağlamak için ve Açık erişim yayın desteklemek için Innsbruck Üniversitesi Yayın Fonu nedeniyle vardır. Yazarlar ayrıca Leica TCS SP5 II konfokal lazer tarama mikroskobu sağlamak için Innsbruck Üniversitesi Zooloji Bölümü teşekkür ederiz.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
BRAND cell counting chamber Merck BR718005 Thoma format
Calcofluor White M2R Merck/Sigma-Aldrich F3543 cell wall dye
CFI Plan Apo VC 60x/1.2 NA XC WI Nikon MRD07602 water immersion objective
CFI Plan Apo VC 60x/1.2 NA XC WI Nikon MRD07602 water immersion objective
Congo Red Merck/Sigma-Aldrich C6277 cell wall dye
Dimethyl sulfoxide VWR 8,36,73,230 organic solvent
Eclipse TE2000-E with C1 scanning unit Nikon custom configuration inverted laser scanning confocal microscope used to acquire example data 2 and 4
Eclipse TE2000-U with Bio-Rad Radiance 2100 scannig unit Nikon custom configuration inverted laser scanning confocal microscope used to acquire example data 5
FM 1-43 Merck/Sigma-Aldrich S6814 membrane dye
FM 4-64 Merck/Sigma-Aldrich S6689 membrane dye
Glass beads Rettberg 1340691030 3 mm glass beads
Glass cover slips Thermo Fisher Scientific BB02400600A113MNT0 24 x 60 # 1 glass cover slips
HCX PL APO 63x/1.3 NA Glyc Leica 15506353 glycerol immersion objective
LSM 510 Meta Zeiss custom configuration inverted laser scanning confocal microscope used to acquire example data 3
M9 Minimal Medium Merck/Sigma-Aldrich M6030 generic fungal growth medium
Micro-slide 8-well ibidi 80826 ibiTreat #1.5 polymer coverslip
Miracloth Merck/Millipore 475855-1R polyester filtration material
Petri dish Sarstedt 8,21,472 92 x 16 mm culture dish w/o cams
Phytagel Merck/Sigma-Aldrich P8169 transparent gelling agent
Plan Apochromat 63x/1.4 NA Oil DIC Zeiss 440762-9904-000 oil immersion objective
Pontamine Fast Scarlet 4B Merck/Sigma-Aldrich 212490 cell wall dye
Potato Dextrose Agar (PDA) BD Difco 213400 fungal growth medium for T. atroviride
Potato Dextrose Broth (PDB) BD Difco 254920 fungal growth medium for T. atroviride
Reaction tube Sarstedt 72,706 1.5 mL SafeSeal tube
Scalpel B.Braun 5518016 Cutfix sterile scalpel #23
Screw cap tube Sarstedt 6,25,54,502 15 mL polypropylene tube
Solophenyl Flavine 7GFE 500 CIBA 1485385V6 cell wall dye
SynaptoGreen C4 Biotum 70020 membrane dye
SynaptoRed C2 Biotum 70021 membrane dye
Syringe membrane filter Thermo Fisher Scientific 723-9945 0.45 µm SFCA syringe filter
TCS SP5 II Leica custom configuration inverted laser scanning confocal microscope used to acquire example data 1
Vogel's Minimal Medium (VMM) FGSC Fungal Genetics Stock Centre fungal growth medium for N. crassa

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Read, N. D., Fischer, S., Parton, R. M. Imaging Spitzenkörper, pH and calcium dynamics in growing fungal hyphae. Pesticide Science. 54 (2), 179-181 (1998).
  2. Hickey, P. C., Swift, S. R., Roca, M. G., Read, N. D. Live-cell imaging of filamentous fungi using vital fluorescent dyes and confocal microscopy. Microbial Imaging. , Elsevier. 63-87 (2004).
  3. Jelínková, A., et al. Probing plant membranes with FM dyes: tracking, dragging or blocking. The Plant Journal. 61 (5), 883-892 (2010).
  4. Fischer-Parton, S., et al. Confocal microscopy of FM4-64 as a tool for analysing endocytosis and vesicle trafficking in living fungal hyphae. Journal of Microscopy. 198 (3), 246-259 (2000).
  5. Harris, S. D. Branching of fungal hyphae: regulation, mechanisms and comparison with other branching systems. Mycologia. 100 (6), 823-832 (2008).
  6. Roca, M. G., Arlt, J., Jeffree, C. E., Read, N. D. Cell biology of conidial anastomosis tubes in Neurospora crassa. Eukaryotic Cell. 4 (5), 911-919 (2005).
  7. Becker, Y., et al. The fungal cell-wall integrity MAPK cascade is crucial for hyphal network formation and maintenance of restrictive growth of Epichloë festucae in symbiosis with Lolium perenne. Molecular Plant-Microbe Interactions. 28 (1), 69-85 (2015).
  8. Justa-Schuch, D., Heilig, Y., Richthammer, C., Seiler, S. Septum formation is regulated by the RHO4-specific exchange factors BUD3 and RGF3 and by the landmark protein BUD4 in Neurospora crassa. Molecular Microbiology. 76 (1), 220-235 (2010).
  9. Atanasova, L., et al. The Gpr1-regulated Sur7 family protein Sfp2 is required for hyphal growth and cell wall stability in the mycoparasite Trichoderma atroviride. Scientific Reports. 8 (1), 12064 (2018).
  10. Betz, W. J., Mao, F., Bewick, G. S. Activity-dependent fluorescent staining and destaining of living vertebrate motor nerve terminals. Journal of Neuroscience. 12 (2), 363-375 (1992).
  11. Wu, Y., Yeh, F. L., Mao, F., Chapman, E. R. Biophysical characterization of styryl dye-membrane interactions. Biophysical Journal. 97 (1), 101-109 (2009).
  12. Betz, W. J., Mao, F., B, S. C. Imaging exocytosis and endocytosis. Current Opinion in Neurobiology. 6, 365-371 (1996).
  13. Hoopmann, P., Rizzoli, S. O., Betz, W. J. Imaging synaptic vesicle recycling by staining and destaining vesicles with FM dyes. Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (1), 77-83 (2012).
  14. Bolte, S., et al. FM-dyes as experimental probes for dissecting vesicle trafficking in living plant cells. Journal of Microscopy. 214, Pt 2 159-173 (2004).
  15. Riquelme, M., et al. Spitzenkorper localization and intracellular traffic of green fluorescent protein-labeled CHS-3 and CHS-6 chitin synthases in living hyphae of Neurospora crassa. Eukayotic Cell. 6 (10), 1853-1864 (2007).
  16. Lichius, A., Yáñez-Gutiérrez, M. E., Read, N. D., Castro-Longoria, E. Comparative live-cell imaging analyses of SPA-2, BUD-6 and BNI-1 in Neurospora crassa reveal novel features of the filamentous fungal polarisome. PloS one. 7 (1), 30372 (2012).
  17. Peñalva, M. A. Tracing the endocytic pathway of Aspergillus nidulans with FM4-64. Fungal Genetics and Biology. 42 (12), 963-975 (2005).
  18. Dijksterhuis, J., Molenaar, D. Vesicle trafficking via the Spitzenkörper during hyphal tip growth in Rhizoctonia solani. Antonie van Leeuwenhoek. 103 (4), 921-931 (2013).
  19. Hickey, P. C., Read, N. D. Imaging living cells of Aspergillus in vitro. Medical Mycology. 47, 110-119 (2009).
  20. Delgado-Álvarez, D. L., Bartnicki-García, S., Seiler, S., Mouriño-Pérez, R. R. Septum development in Neurospora crassa: the septal actomyosin tangle. PLoS One. 9 (5), 96744 (2014).
  21. Hageage, G. J., Harrington, B. J. Use of Calcofluor White in clinical mycology. Laboratory Medicine. 15 (2), 109-112 (1984).
  22. Monheit, J. E., Cowan, D. F., Moore, D. G. Rapid detection of fungi in tissues using Calcofluor White and fluorescence microscopy. Archives of Pathology and Laboratory. 108 (8), 616-618 (1984).
  23. Herth, W., Schnepf, E. The fluorochrome Calcofluor White binds oriented to structural polysaccharide fibrils. Protoplasma. 105 (1-2), 129-133 (1980).
  24. Elorza, M. V., Rico, H., Sentandreu, R. Calcofluor White alters the assembly of chitin fibrils in Saccharomyces cerevisiae and Candida albicans cells. Journal of General Microbiology. 129 (5), 1577-1582 (1983).
  25. Lagorce, A., et al. Genome-wide analysis of the response to cell wall mutations in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Journal of Biological Chemistry. 278 (22), 20345-20357 (2003).
  26. Sanz, A. B., García, R., Rodríguez-Peña, J. M., Arroyo, J. The CWI Pathway: regulation of the transcriptional adaptive response to cell wall stress in yeast. Journal of Fungi. 4 (1), (2017).
  27. Slifkin, M., Cumbie, R. Congo Red as a fluorochrome for the rapid detection of fungi. Journal of Clinical Microbiology. 26 (5), 827-830 (1988).
  28. Michels, J., Büntzow, M. Assessment of Congo Red as a fluorescence marker for the exoskeleton of small crustaceans and the cuticle of polychaetes. Journal of Microscopy. 238 (2), 95-101 (2010).
  29. Pancaldi, S., Poli, F., Dall'Olio, G., Vannini, G. L. Morphological anomalies induced by Congo Red in Aspergillus niger. Archives of Microbiology. 137 (3), 185-187 (1984).
  30. Roncero, C., Durán, A. Effect of Calcofluor White and Congo Red on fungal cell wall morphogenesis: in vivo activation of chitin polymerization. Journal of Bacteriology. 163 (3), 1180-1185 (1985).
  31. Kopeck, M., Gabriel, M. The influence of Congo Red on the cell wall and (1,3)- β-d-glucan microfibril biogenesis in Saccharomyces cerevisiae. Archives of Microbiology. 158 (2), 115-126 (1992).
  32. Heilmann, C. J., et al. Surface stress induces a conserved cell wall stress response in the pathogenic fungus Candida albicans. Eukayotic Cell. 12 (2), 254-264 (2013).
  33. Hoch, H. C., Galvani, C. D., Szarowski, D. H., Turner, J. N. Two new fluorescent dyes applicable for visualization of fungal cell walls. Mycologia. 97 (3), 580-588 (2005).
  34. Liesche, J., Ziomkiewicz, I., Schulz, A. Super-resolution imaging with Pontamine Fast Scarlet 4BS enables direct visualization of cellulose orientation and cell connection architecture in onion epidermis cells. BMC Plant Biology. 13, 226 (2013).
  35. Ursache, R., Andersen, T. G., Marhavý, P., Geldner, N. A protocol for combining fluorescent proteins with histological stains for diverse cell wall components. The Plant Journal. 93 (2), 399-412 (2018).
  36. Knight, N. L., Sutherland, M. W. A rapid differential staining technique for Fusarium pseudograminearum in cereal tissues during crown rot infections. Plant Pathology. 60 (6), 1140-1143 (2011).
  37. Fajardo-Somera, R. A., et al. Dissecting the function of the different chitin synthases in vegetative growth and sexual development in Neurospora crassa. Fungal Genetics and Biology. 75, 30-45 (2015).
  38. Lichius, A. Cell Fusion in Neurospora crassa. , The University of Edinburgh. Edinburgh (UK). Doctor of Philosophy (Ph.D.) (2010).
  39. Chen, W., Li, W., Dong, X., Pei, J. A Review of Biological Image Analysis. Current Bioinformatisc. 13 (4), 337-343 (2018).
  40. Live cell imaging: A laboratory manual. Goldman, R. D., Swedlow, J., Spector, D. L. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. (2010).
  41. Eliceiri, K. W., et al. Biological imaging software tools. Nature methods. 9 (7), 697-710 (2012).
  42. Zemanek, G., Jagusiak, A., Chłopaś, K., Piekarska, B., Stopa, B. Congo Red fluorescence upon binding to macromolecules - a possible explanation for the enhanced intensity. Bio-Algorithms and Med-Systems. 13 (2), 1187 (2017).
  43. Hickey, P. C., Jacobson, D. J., Read, N. D., Louise Glass, N. Live-cell imaging of vegetative hyphal fusion in Neurospora crassa. Fungal Genetics and Biology. 37 (1), 109-119 (2002).
  44. Hamamatsu Si APD - high sensitivity photodiodes having an internal gain mechanism: Avalanche photodiode selection guide 2019. , Available from: https://www.hamamatsu.com/resources/pdf/ssd/si_apd_kapd0001e.pdf (2019).
  45. Huff, J. The Airyscan detector from ZEISS: confocal imaging with improved signal-to-noise ratio and super-resolution. Nature Methods. 12, 1205 (2015).
  46. Thomas, J., Idris, N. A., Collings, D. A. Pontamine Fast Scarlet 4B bifluorescence and measurements of cellulose microfibril angles. Journal of Microscopy. 268 (1), 13-27 (2017).
  47. Ram, A. F. J., Klis, F. M. Identification of fungal cell wall mutants using susceptibility assays based on Calcofluor White and Congo Red. Nature Protocols. 1 (5), 2253-2256 (2006).
  48. Toshima, J. Y., et al. Spatial dynamics of receptor-mediated endocytic trafficking in budding yeast revealed by using fluorescent alpha-factor derivatives. Proceedings of the National Academy of Science of the USA. 103 (15), 5793-5798 (2006).
  49. Kilaru, S., Schuster, M., Latz, M., Guo, M., Steinberg, G. Fluorescent markers of the endocytic pathway in Zymoseptoria tritici. Fungal Genetics and Biology. 79, 150-157 (2015).
  50. Fu, C., Tanaka, A., Free, S. J. Neurospora crassa 1,3-α-glucan synthase, AGS-1, is required for cell wall biosynthesis during macroconidia development. Microbiology. 160, Pt 8 1618-1627 (2014).

Tags

Biyoloji Sayı 153 floresan vital boyalar canlı hücre görüntüleme filamentöz mantarlar Trichoderma atroviride Neurospora crassa hücre duvarı boyama plazma membran boyama endositon izleme konfokal lazer tarama mikroskopisi kantitatif görüntü analizleri
Filamentöz Mantarların Canlı Hücre Görüntülemesi İçin Membran ve Hücre Duvarı Seçici Floresan Boyaların Uygulanması
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lichius, A., Zeilinger, S.… More

Lichius, A., Zeilinger, S. Application of Membrane and Cell Wall Selective Fluorescent Dyes for Live-Cell Imaging of Filamentous Fungi. J. Vis. Exp. (153), e60613, doi:10.3791/60613 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter