Summary
In dit protocol wordt een methode van murineeilandisolatie en transplantatie in het inguinal onderhuids wit vetweefsel beschreven. Geïsoleerde synogenische murine eilandjes worden getransplanteerd in een murine ontvanger met behulp van een kelder membraan hydrogel. De bloedsuikerspiegel van de ontvangers wordt gecontroleerd en de histologieanalyse van de levensperie-transplantaties wordt uitgevoerd.
Abstract
Alvleeskliereilandje transplantatie is een gevestigde therapeutische behandeling voor type 1 diabetes. De niercapsule is de meest gebruikte site voor eilandjetransplantatie in knaagdiermodellen. De strakke niercapsule beperkt echter de transplantatie van voldoende eilandjes bij grote dieren en mensen. Het inguinal onderhuidse witte vetweefsel (ISWAT), een nieuwe onderhuidse ruimte, bleek een potentieel waardevolle locatie voor eilandjetransplantatie. Deze site heeft een betere bloedtoevoer dan andere onderhuidse ruimtes. Bovendien, de ISWAT herbergt een grotere eilandje massa dan de niercapsule, en transplantatie in het is eenvoudig. Dit manuscript beschrijft de procedure van muiseilandjeisolatie en transplantatie op de ISWAT-site van synogene diabetische muisontvangers. Met behulp van dit protocol, murine pancreaseilandjes werden geïsoleerd door standaard collagenase spijsvertering en een kelder membraan matrix hydrogel werd gebruikt voor de vaststelling van de gezuiverde eilandjes in de ISWAT site. De bloedsuikerspiegel van de ontvangende muizen werden gedurende meer dan 100 dagen gecontroleerd. Eilandjegrafts werden op dag 100 na transplantatie teruggevonden voor histologische analyse. Het protocol voor eilandjestransplantatie op de ISWAT-site die in dit manuscript wordt beschreven, is eenvoudig en effectief.
Introduction
De wereldwijde incidentie en prevalentie van type 1 diabetes mellitus (T1DM) nemen snel toe, volgens de statistische gegevens van de International Diabetes Federation (IDF)1. Eilandjestransplantatie is een van de meest veelbelovende benaderingen voor de behandeling van T1DM4. Aangezien de grote doorbraak in klinische eilandjetransplantatie met behulp van het Edmonton protocol2 werd gemeld, functioneert het overleven van eilandjes bij T1DM-ontvangers na 5 jaar nu ongeveer 50%3.
In het verleden werden verschillende transplantatielocaties onderzocht, zoals de lever, niercapsule, milt, intramusculaire regio, onderhuidse ruimte, beenmerg en een omental zakje voor experimentele eilandjetransplantatie5,6,7. Sommige van de bovenstaande sites zijn getest in klinische instellingen8. Hoewel eilandjetransplantatie in de lever de meest gebruikte methode blijft in klinische toepassing op dit moment9,zijn er verschillende belangrijke problemen aan te pakken bij het gebruik van deze site. Bijvoorbeeld, hoe vroeg verlies van de getransplanteerde eilandjes veroorzaakt door de instant bloed gemedieerde ontstekingsreactie (IBMIR) en slechte oxygenatietoevoer10,11 te verminderen en hoe de eilandjegrafts terug te halen indien nodig, omdat ze diffuus lokaliseren in de lever. De niercapsule kan een ideale plek zijn voor knaagdierontvangers. De strakke niercapsule beperkt echter de transplantatie van voldoende allogene eilandjes bij de mens, hoewel het beter geschikt kan zijn voor eilandje xenotransplantatie als gevolg van de sterk gezuiverde varkenseilandletpreparaten die klinisch worden gebruikt5,12. Daarom is de zoektocht naar een meer geschikte site voor eilandjetransplantatie in volle gang.
De onderhuidse ruimte kan worden gebruikt als een klinisch toepasbare locatie voor eilandjetransplantatie vanwege de toegankelijkheid ervan. De efficiëntie van eilandjetransplantatie in de onderhuidse ruimte is echter extreem laag, waardoor een relatief groot aantal eilandjes nodig is om hyperglykemie te keren13. Onlangs vond een Japans onderzoeksteam de ISWAT, een nieuwe onderhuidse site superieur voor eilandjetransplantatie in een murine model in vergelijking met de lever14. De ISWAT bevat de epigastrische slagader en ader, dus de rijke bloedtoevoer kan zorgen voor het revascularisatie van het levene ent. In dit manuscript stellen we een eenvoudige implantatiemethode voor met behulp van een keldermembraanmatrixhydrogel om synogenische urineeilandjes in de ISWAT te fixeren. Dit protocol blijkt effectief voor eilandjetransplantatie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle procedures in dit protocol volgden de principes van dierenwelzijn van de Ethics Review Committee van Shenzhen Second People's Hospital. Islet graft ontvangers en donoren waren 8- tot 10-week oude C57BL / 6 mannelijke muizen gekocht van het Medisch Dier Centrum van de provincie Guangdong. De procedure van het oogsten, isoleren, cultuur of toediening van de geoogste cellen werd uitgevoerd in aseptische omstandigheden.
1. Voorbereiding van het aantal van de hoogte
- Bereid een collageentype V-werkoplossing voor. Weeg collageentype V af en los op met de buffer van D-Hank tot een eindconcentratie van 1 mg/mL, filter met behulp van een 0,22 μm spuitgestuurde filterunit en een 60 mL-spuit en precool in ijs. Voor elke donorontvanger is een volume van 5 mL vereist.
- Euthanaser een 10 weken oude C57BL/6 mannelijke muis (23 ± 2 g) door cervicale dislocatie en spuit het externe deel van de muis met 75% ethanol gedurende een paar seconden. Vul ondertussen een 5 mL-spuit met collageenachtige oplossing en verander de spuitnaald met een buigende stomppuntige perfusienaald (32 G).
- Zet de donormuis in de supine positie op een ijszak onder de ontleden de scope, snijd een dwarse opening met behulp van rechte puntige oogheelkundige schaar in de huid van de schaamstreek, en volledig snijden de huid naar het hoofd. Open vervolgens de buik volledig via een V-incisie van het schaamgebied naar het xiphoid-proces.
- Stel de galblaas en de gehele lengte van de gemeenschappelijke galkanaal door het herpositioneren van de lever. Klem vervolgens de duodenale opening van de gemeenschappelijke galbuis met een vasculaire klem en snijd een kleine opening in de galblaas.
OPMERKING: Optimale naaldplaatsing is belangrijk om terugstroom in de lever en galblaas te voorkomen. - Cannulate de gemeenschappelijke galkanaal van de galblaas opening met behulp van de perfusie naald in stap 1.2, dan injecteren ~ 2 mL van collageen oplossing in de alvleesklier. Daarna, scheiden de geperfundeerde alvleesklier van de darmen, maag, en milt met behulp van twee paar niet-invasieve microtweezers, en zet het in een 50 mL conische buis op ijs.
LET OP: Herhaal het proces voor alle donormuizen. Drie achtereenvolgens geperfundeerde alvleesklieren (niet meer dan 40 min uit elkaar) kunnen worden gecombineerd tot een 50 mL conische buis voorgevuld met 3 mL collageenoplossing voor elke alvleesklier. - Voeg 100 μL DNase I (10 mg/mL) per alvleesklier toe aan de conische buizen van 50 mL en verteer de alvleesklieren in een waterbad bij 37 °C door de conische buizen 3-5 min te schudden.
OPMERKING: Schud de buizen krachtig 40x in 10 s intervallen om het weefsel te distantiëren voorafgaand aan de spijsvertering in het waterbad, en schud vervolgens matig de buizen tijdens de spijsvertering. - Voeg stopoplossing (2,5 mg/mL BSA-HBSS-oplossing) toe tot een eindvolume van 50 mL om de spijsvertering te blokkeren en centrifugeer de buizen tot een snelheid van 750 x g bij 4 °C en stop snel.
- Giet de supernatant af en was de pellets 2x door zachtjes op te schorten in 15-25 mL BSA-HBSS. Pulse centrifugeer de buis met dezelfde snelheidscondities als beschreven in stap 1.7 voor 1 min.
- Giet de supernatant af en bundel de pellets van de drie conische buizen in een kegelbuis van 50 mL. Resuspend de pellets in een totaal volume van 10 mL histopaque-1119. Meng homogeen, en geleidelijk voeg 5 mL histopaque-1077 en 5 mL HBSS door pipetteren langzaam langs de zijkant van de buis.
- Draai de monsters in de centrifuge op 750 x g bij 4 °C gedurende 10 min zonder remmen.
- De eilandjes uit de HBSS/histopaque-1077-interface aanzuigen in een conische buis van 50 mL met behulp van een bbeseurpipet van 5 mL, BSA-HBSS toevoegen aan een eindvolume van 50 mL en pulscentrifuge bij 750 x g bij 4 °C.
- Giet de supernatant af en was de eilandjes met 30 mL BSA-HBSS. Centrifugeer gedurende 1 min bij 750 x g bij 4 °C.
- Resuspend de eilandjes met behulp van 30 mL kweekmedium (10% FBS-1%P/S-CMRL-1066) per buis en giet in een lichtdichte kweekschaal met een diameter van 10 cm. Onder een stereomicroscoop, met behulp van 200 μL gel-loading pipet tips, kies de eilandjes uit de oplossing op basis van hun morfologie (dat wil zeggen, sferoïdaal, wit). Zet in een onbehandelde celkweekschotel met 10 mL kweekmedium.
LET OP: Een tweede handpicking kan worden uitgevoerd als de zuiverheid van de eerste gezuiverde eilandjes niet optimaal is na de eerste picking. - Controleer de zuiverheid van de met de hand geplukte eilandjes door dithizone vlekken onder een lichtmicroscoop en detecteer de levensvatbaarheid van eilandjes door fluoresceindiacetaat (FDA)-propidiumjodide (PI) kleuring onder een fluorescerende microscoop.
- Kweek de geïsoleerde eilandjes in kweekmedium (zoals in stap 1.13) in een incubator bij 37 °C, 95% lucht-5% CO2 voor transplantatie.
2. ISWAT-eilandjestransplantatie
- Induceren van diabetes bij de 8 weken oude mannelijke C57BL/6 muizen (22 ± 2 g) door een enkele injectie van streptozotocine (STZ). Op dag -4, snel de muizen voor ~ 4-6 uur, dan bereiden een 2% STZ oplossing met behulp van 0,1 M citrate buffer (pH 4.4). Weeg, bretel opnieuw in buffer en injecteer de muizen intraperitoneally bij een dosis van 180 mg/kg.
OPMERKING: STZ-oplossing moet voor gebruik vers worden bereid en bedekt met aluminiumfolie vanwege de lichtgevoeligheid. Het moet onmiddellijk worden gebruikt, omdat het activiteit binnen 15-20 min zal verliezen. - Doorboor de staartaderen van de Door STZ geïnjecteerde muizen om rond 10 uur van dag -1 en dag 0 wat bloed te verzamelen en meet de niet-vastende bloedglucosespiegel met behulp van een teststrip en een basisbloedglucosebewakingsinstrument. De muizen zullen worden gebruikt als ontvangers van eilandjetransplantatie als de bloedsuikerspiegel van de 2 opeenvolgende testdagen beide ten minste 20 mmol/l zijn.
- Weeg en markeer op dag 0 alle ontvangende muizen. Verdoven elke ontvanger door het injecteren van 60 mg/kg pentobarbital natrium intraperitoneally.
OPMERKING: Toeeensknijpen om de diepte van anesthesie te controleren. Als de ontvanger muis heeft geen opnamereflex, het niveau van anesthesie is genoeg voor een operatie. Zo niet, toedienen een extra 10 mg/kg pentobarbital natrium. Het gebruikte pentobarbitalnatrium werd verdund in steriele fysiologische zoutlijn bij een concentratie van 2% (m/v). - Haal de hydrogel uit een vriezer van -20 °C en houd deze op ijs om ontdooien mogelijk te maken. De hydrogel is vloeibaar bij 4-10 °C en zal stollen bij een hogere temperatuur.
- Kies ~450-500 eilandequivalenten (IEQ) voor elke ontvanger in een steriele centrifugebuis van 1,5 mL onder de stereomicroscoop (zoals in stap 1.13) met 200 μL kweekmedium en blijf op ijs tot ze klaar zijn voor transplantatie.
- Wattenstaafje het linkeringuinale gebied van de ontvanger met behulp van 75% ethanol. Plaats het in de supine positie en bevestig de vier ledematen met behulp van chirurgische tape. Scheer het haar rond de chirurgische site met elektrische tondeuses en wattenstaafje het gebied met Iodophor.
- Maak een verticale huidincisie in dit gebied met behulp van de oogheelkundige schaar en niet-invasieve microtweezers, identificeer de inferieure epigastrische slagader en ader in de ISWAT en creëer een klein zakje boven de bloedvaten.
- Draai de eilandjesbuis voor 30 s op 200 x g en verwijder de supernatant zoveel mogelijk. Aanzuiging 20 μL volledig ontdooide hydrogel en laad het in de buis met de eilandjes. Zet de eilandjes voorzichtig op en vermijd bellen.
- Lever het volledige mengsel van het islet-hydrogel in de buis in de zak (stap 2.7) van de ontvanger met een pipettip van 200 μL.
OPMERKING: Dit proces vereist twee technici, een voor het oppakken van de randen van de zak met behulp van niet-invasieve microtweezers, en de andere voor het leveren van het levenmeemengsel in de zak. - Voeg 20 μL cefalosporine (~5-10 mg) toe aan de transplantatieplaats nadat het eilandje-hydrogelmengsel volledig is gestold en gebruik vervolgens een 5-0 chirurgische hechting om de spier en huid te sluiten met de continue hechtingsmethode.
LET OP: De hydrogel heeft ongeveer 3 min nodig om te stollen vanwege de lichaamstemperatuur. - Plaats de ontvanger in een schone kooi en warm te houden met behulp van een thermische pad. Houd de bewaking totdat de ontvanger volledig herstelt en autonoom begint te bewegen. Dan toedienen 0,03 mg/ml Buprenorfine met steriele fysiologische zoutzout intraperitoneally, volgens 0,1 mg/Kg dosis.
- Herhaal stap 2.3–2.11 voor elke muis van de ontvanger.
- Meet de niet-vastende bloedsuikerspiegel van de ontvangende muizen (zoals in stap 2.2) 3-4x per week voor de eerste maand, en 1x per week daarna.
- Aan het einde van de follow-up (100 dagen na transplantatie), onder anesthesie (uitgevoerd zoals in stap 2.3) accijns de ISWAT met het transplantaat van de ontvangers na de steriele stappen beschreven in stap 2.6. Fix het weefsel in formaline en paraformaldehyde volgens de histologische protocollen voor hematoxyline en eosine (H&E) kleuring en immunofluorescentie van insuline en glucagon.
- Voeg cefalosporine toe en sluit de incisie van de ontvangers zoals in stap 2.10 en bereid je voor op herstel zoals in stap 2.11.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
In dit protocol worden twee procedures ingevoerd: murineeilandvoorbereiding en eilandjestransplantatie op de ISWAT-site. In de eerste procedure, na het doornemen en verteren met type V collagenase oplossing, zuiveren met Histopaque-1119 en Histopaque-1077 en een extra stap met het plukken van de hand, zullen de geïsoleerde murineeilandjes voldoende zuiver zijn voor transplantatie (zoals weergegeven in figuur 1) en de geïsoleerde eilandjes die een hoge levensvatbaarheid hebben, zullen worden gebruikt voor transplantatie (zoals weergegeven in figuur 2). In de tweede procedure is diabetes-inductie met STZ-chemische stof van cruciaal belang. De optimale dosis STZ is afhankelijk van de stam en leeftijd van de muis, en succesvolle inductie van diabetes wordt bepaald door niet-snelle bloedsuikerspiegel van meer dan 16,7 mmol/L op hetzelfde moment op twee opeenvolgende dagen. De diabetische muizen kunnen overleven zonder eilandjetransplantatie voor enkele weken. De water-enten moeten volledig worden gemengd met hydrogel voordat ze worden getransplanteerd in de ISWAT-site, en een paar minuten moeten passeren om de grafts in de IWSAT te laten worden bevestigd (figuur 3). Bij transplantatie in de ISWAT, het aantal ziektetjes grafts omgekeerd hyperglykemie voor ongeveer een maand, en het lichaamsgewicht van de ontvangende muizen geleidelijk toegenomen(figuur 4). Op 100 dagen na transplantatie werden de eilandjesgeënten teruggevonden voor histologische analyse (figuur 5). Zoals blijkt uit figuur 4, steeg het niet-vastende bloed om ~ 10 uur op de testdagen snel nadat de grafts werden verwijderd. H&E kleuring toonde aan dat de levene enten intact bleven. Insuline en glucagon immunofluorescentie kleuring toonden de getransplanteerde eilandjes functioneerde goed(figuur 5).
Figuur 1: Alvleesklierperfusie en vertering en eilandjezuivering. (A) Het proces van alvleesklier perfusie (A1–A6). (B) Het eindpunt van de spijsvertering van de alvleesklier, met deeltjes opgehangen. (C) Gezuiverde eilandjes waargenomen onder de lichtmicroscoop. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 2: Zuiverheid en levensvatbaarheid van gezuiverde eilandjes. (A) De zuiverheid van het iset bepaald door dithizonevlekken. Islet levensvatbaarheid beoordeeld door FDA-PI dubbele vlekken. (B) Licht microscopie beeld van eilandjes. (C) FDA kleuring toont levensvatbare cellen in het groen. (D) PI fluorescentie rood geeft dode cellen. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 3: Eilandjestransplantatie. (A) Scheer het haar na anesthesie op de transplantatieplaats met een scheerblad en bevestig de ledematen van de ontvanger in de opwaartse positie in de buik met chirurgische tape. (B) Na laparotomie wordt de ISWAT-transplantatiesite blootgesteld. (C) Eilandjes gemengd in hydrogel worden langzaam getransplanteerd in de ISWAT site. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 4: Bloedglucoseniveaus en lichaamsgewicht natransplantatie. Niet-vastende bloedsuikerspiegel (rode lijn) en lichaamsgewichten (blauwe lijn) van de ontvangende muizen getransplanteerd met synogenische eilandjes (n = 7). De zwarte pijl geeft aan dat de grafts 100 dagen na transplantatie zijn verwijderd. Sommige variaties in de bloedsuikerspiegel vergelijken van de verschillende ontvangers werd waargenomen, als gevolg van verschillen in de kwaliteit van het aantal gevallen en functie. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 5: Histologie en immunofluorescentie. Graft secties werden gekleurd met H & E, DAPI (kernen), anti-muis insuline antilichaam, en anti-muis glucagon antilichaam. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Alvleeskliereilandjetransplantatie is een veelbelovende therapie voor de behandeling van T1DM. Het effect van deze therapie wordt beïnvloed door vele factoren en het kiezen van een optimale plaats voor het implanteren van het aantal bezoekers is uiterst belangrijk. De ideale anatomische plaats voor eilandjetransplantatie moet de volgende kenmerken hebben: toegankelijkheid voor eenvoudige transplantatie,biopsie en procedures voor het ophalen van grafts; verminderde complicaties; hoge slagingspercentage van de bloedglucose controle; en overleving op lange termijn van de levenden15,16.
Ons team beschreef eerder een protocol voor eilandjetransplantatie in het omentum in een murine model17. In het omentum werd op een later tijdstip een normale bloedglucose bereikt in vergelijking met eilandjetransplantatie onder de niercapsule. Als gevolg hiervan werden andere sites voor het implanteren van eilandjes onderzocht.
De ISWAT werd gemeld als een alternatieve site voor de lever, omdat het minder eilandjes nodig heeft om hyperglykemie van de ontvangers te keren in vergelijking met transplantatie aan de lever14. Bovendien, het transplanteren van de eilandjes is eenvoudig, net als het visualiseren en ophalen van de grafts14. In onze studie hebben ontvangende muizen hyperglykemie verminderd binnen een maand na eilandjetransplantatie, wat suggereert dat de ISWAT langer nodig heeft dan de niercapsule om voldoende insuline te produceren. Deze resultaten geven dus aan dat de ISWAT-site geen betere voorwaarden biedt voor de verspreiding van zuurstof, voedingsstoffen en voor revascularisatie van het transplantaat.
Hoge zuiverheid en activiteit van geïsoleerde eilandjes zijn van vitaal belang om hyperglykemie van diabetische ontvangers in de allo-eilandje transplantatie instelling te keren, en eilandje isolatie protocollen zijn niet hetzelfde onder de verschillende onderzoekers18,19,20. Spijsvertering tijd is zeer cruciaal voor het verkrijgen van hoge kwaliteit eilandjes. In onze ervaring mag het niet meer dan 5 min. Geïsoleerde eilandjes kunnen 's nachts gekweekt worden in een 37 °C incubator om herstel van de mechanische stress van de spijsverteringsprocedure mogelijk te maken21.
De hydrogel hier gebruikt is een kelder membraan matrix die laminine, collageen IV, en groeifactoren17bevat. Het stolt wanneer het de lichaamstemperatuur bereikt en helpt de levenden grafts in de ISWAT-site te houden. Hoewel het niet giftig is voor de eilandjes, of de aanwezigheid van de hydrogel de eilandjeen engraftment beïnvloedt moet nog worden bepaald.
De ISWAT is een nieuwe onderhuidse ruimte voor eilandjestransplantatie in knaagdiermodellen en mogelijk voor klinisch gebruik. Voor volledige evaluatie zijn aanvullende studies met grotere preklinische modellen voor zoogdieren vereist.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs melden geen belangenconflicten.
Acknowledgments
Dit werk werd ondersteund door subsidies van national key R&D Program of China (2017YFC103704)Special Funds for the Construction of High Level Hospitals in Guangdong Province (2019), Sanming Project of Medicine in Shenzhen (SZSM201412020), Fund for High Level Medische Discipline Bouw van Shenzhen (2016031638), Shenzhen Foundation of Science and Technology (JCJY20160229204849975, GJHZ20170314171357556), Shenzhen Foundation of Health and Family Planning Commission (SZXJ2017021SZXJ2018059), Medisch Scientific Research Foundation van de Chinese provincie Guangdong (A2019218), China Postdoctoral Science Foundation (2018M633218).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.22 μm Syringe-driven Filter Unit | Merck Millipore | SLHV033RB | |
| 1.5 mL centrifuge tube | Axygen | MCT-150-C | |
| 5 mL Pasteur pipette | JingAn Biological, China | J00085 | |
| 5 mL syringe | Szboon, China | 20170829 | |
| 50 mL conical tube | Corning | 430829 | |
| 5-0 surgical suture | sh-Jinhuan, China | CR537 | |
| 60 mL syringe | Szboon, China | 20170623 | |
| 75% Ethanol | LIRCON, China | 9180527 | |
| Alexa Fluor 488 donkey anti-mouse IgG(H+L) | Invitrogen | A21202 | Dilution (1:200) |
| anti-mouse Glucagon antibody | Abcam | ab10988 | Dilution (1:100) |
| anti-mouse insulin antibody | Cell Signaling Technology | 3014s | Dilution (1:100) |
| blunt-pointed perfusion needle | Oloey, China | 005 | 32G, yellow |
| BSA | Meilune, China | MB4219 | |
| C57BL/6 Mice | Medical Animal Center of Guangdong Province | 8~10 weeks | |
| cell culture dish | BIOFIL, China | TCD000100 | General,Non-treated,87.8 mm diameter |
| centrifuge | Thermo Scientific | ST16R | |
| cephalosporin | Lukang medical, China | 150303 | |
| CMRL-1066 | Sigma-Aldrich | C0422 | |
| Codos Pet Clipper | Szcodos, China | CP-8000 | |
| collagenase Type V | Sigma | C9262 | |
| DAPI | Thermo Fisher | D1306 | |
| D-hank's buffer | Coolaber, China | PM5140-10 | |
| dithizone | Sigma-Aldrich | D5130 | |
| Dnase I | Sigma-Aldrich | D4263 | |
| Eosin staining media | Beyotime Biotech, China | C0109 | |
| FBS | GE Healthcare Life Sciences | SH30084 | |
| fluorescein diacetate (FDA) | Thermo Fisher | F1303 | |
| fluorescent microscope | Leica | DMIL | |
| gel-loading pipet tips | Corning | CLS4884 | |
| HBSS | Coolaber, China | PM5150-10 | |
| hematoxylin staining media | Cell Signaling Technology | 14166S | |
| HISTOPAQUE-1077 | Sigma-Aldrich | RNBG0522 | |
| HISTOPAQUE-1119 | Sigma-Aldrich | RNBG0536 | |
| Hydrogel | BD Biosciences | 356234 | Basement Membrane Matrix |
| Iodophor | LIRCON, China | 5190313 | |
| light-tight culture dish | DVS, China | AN-5058548 | self-made, glass dish sprayed with black paint |
| Medical Adhesive Tape | Cofoe, China | K12001 | |
| non-invasive microtweezers | RWD Life Science | F11033-11 and F12016-15 | |
| One Touch ultraeasy Basic blood glucose monitoring system | Johnson & Johnson | 33391713 | |
| ophthalmic scissors | RWD Life Science | S12012-12 and S11001-08 | |
| P/S (penicillin / streptomycin) | Gibco | 15140-122 | |
| pentobarbital sodium | Sigma-Aldrich | P-010 | |
| Propidium iodide | Sigma-Aldrich | P4864 | |
| STZ (streptozotocin) | Sigma-Aldrich | S0130 | |
| Test Strip | GenUltimate | 100-50 | |
| TRITC-conjugated Goat anti-Rabbit IgG(H+L) | proteintech | SA00007-2 | Dilution (1:200) |
| vascular clamp | RWD Life Science | R31006-04 |
References
- Cho, N. H., et al. IDF Diabetes Atlas: Global estimates of diabetes prevalence for 2017 and projections for 2045. Diabetes Research and Clinical Practice. 138, 271-281 (2018).
- Shapiro, A. M., et al. Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen. New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).
- McCall, M., Shapiro, A. M. Update on islet transplantation. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2 (7), 007823 (2012).
- Pathak, V., Pathak, N. M., O'Neill, C. L., Guduric-Fuchs, J., Medina, R. J. Therapies for Type 1 Diabetes: Current Scenario and Future Perspectives. Clinical Medicine Insights: Endocrinology and Diabetes. 12, 1179551419844521 (2019).
- Bottino, R., Knoll, M. F., Knoll, C. A., Bertera, S., Trucco, M. M. The Future of Islet Transplantation Is Now. Frontiers in Medicine (Lausanne). 5, 202 (2018).
- Stokes, R. A., et al. Transplantation sites for human and murine islets. Diabetologia. 60 (10), 1961-1971 (2017).
- van der Windt, D. J., Echeverri, G. J., Ijzermans, J. N., Cooper, D. K. The choice of anatomical site for islet transplantation. Cell Transplantation. 17 (9), 1005-1014 (2008).
- Addison, P., Fatakhova, K., Rodriguez Rilo, H. L. Considerations for an Alternative Site of Islet Cell Transplantation. Journal of Diabetes Science and Technology. , (2019).
- Pepper, A. R., Bruni, A., Shapiro, A. M. J. Clinical islet transplantation: is the future finally now. Current Opinion in Organ Transplantation. 23 (4), 428-439 (2018).
- Bellin, M. D., et al. Similar islet function in islet allotransplant and autotransplant recipients, despite lower islet mass in autotransplants. Transplantation. 91 (3), 367-372 (2011).
- Bruni, A., Gala-Lopez, B., Pepper, A. R., Abualhassan, N. S., Shapiro, A. J. Islet cell transplantation for the treatment of type 1 diabetes: recent advances and future challenges. Diabetes, Metabolic Syndrome and Obesity: Targets and Therapy. 7, 211-223 (2014).
- Smood, B., Bottino, R., Hara, H., Cooper, D. K. C. Is the renal subcapsular space the preferred site for clinical porcine islet xenotransplantation? Review article. International Journal of Surgery and Medicine. 69, 100-107 (2019).
- Luan, N. M., Iwata, H. Long-term allogeneic islet graft survival in prevascularized subcutaneous sites without immunosuppressive treatment. American Journal of Transplantation. 14 (7), 1533-1542 (2014).
- Yasunami, Y., et al. A Novel Subcutaneous Site of Islet Transplantation Superior to the Liver. Transplantation. 102 (6), 945-952 (2018).
- Rajab, A. Islet transplantation: alternative sites. Current Diabetes Reports. 10 (5), 332-337 (2010).
- Ekser, B., Vagefi, P. A. Search for the best site in islet xenotransplantation. International Journal of Surgery and Medicine. 70, 106-107 (2019).
- Lu, Y., et al. A Method for Islet Transplantation to the Omentum in Mouse. Journal of Visualized Experiments. (143), e57160 (2019).
- Neuman, J. C., Truchan, N. A., Joseph, J. W., Kimple, M. E. A method for mouse pancreatic islet isolation and intracellular cAMP determination. Journal of Visualized Experiments. (88), e50374 (2014).
- Zmuda, E. J., Powell, C. A., Hai, T. A method for murine islet isolation and subcapsular kidney transplantation. Journal of Visualized Experiments. (50), e2096 (2011).
- Khatri, R., Hussmann, B., Rawat, D., Gurol, A. O., Linn, T. Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model. Journal of Visualized Experiments. (135), e57559 (2018).
- Carter, J. D., Dula, S. B., Corbin, K. L., Wu, R., Nunemaker, C. S. A practical guide to rodent islet isolation and assessment. Biological Procedures Online. 11, 3-31 (2009).
