Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Gestandaardiseerd model van ventriculaire fibrillatie en geavanceerde cardiale life support in Varkens

doi: 10.3791/60707 Published: January 30, 2020

Summary

Cardiopulmonale reanimatie en defibrillatie zijn de enige effectieve therapeutische opties tijdens een hartstilstand veroorzaakt door ventriculaire fibrillatie. Dit model presenteert een gestandaardiseerd regime om deze fysiologische toestand in een varkensmodel te induceren, te beoordelen en te behandelen, waardoor een klinische benadering wordt geboden met verschillende mogelijkheden voor het verzamelen en analyseren van gegevens.

Abstract

Cardiopulmonale reanimatie na een hartstilstand, onafhankelijk van de oorsprong, is een regelmatig aangetroffen medische noodsituatie in ziekenhuizen en preklinische instellingen. Prospectieve gerandomiseerde studies bij menselijke proefpersonen zijn moeilijk te ontwerpen en ethisch dubbelzinnig, wat resulteert in een gebrek aan evidence-based therapieën. Het model in dit rapport vertegenwoordigt een van de meest voorkomende oorzaken van hartstilstanden, ventriculaire fibrillatie, in een gestandaardiseerde omgeving in een groot diermodel. Dit maakt reproduceerbare observaties en verschillende therapeutische interventies onder klinisch nauwkeurige omstandigheden mogelijk, waardoor het genereren van beter bewijs en uiteindelijk het potentieel voor een betere medische behandeling wordt vergemakkelijkt.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Hartstilstand en cardiopulmonale reanimatie (REANIMATIE) worden regelmatig geconfronteerd met medische noodsituaties in het ziekenhuis afdelingen evenals preklinische spoedeisende hulp provider scenario's1,2. Hoewel er uitgebreide inspanningen zijn geleverd om de optimale behandeling voor deze situatie te karakteriseren3,4,5,6, vertrouwen internationale richtlijnen en aanbevelingen van deskundigen (bijvoorbeeld ERC en ILCOR) meestal op laagwaardig bewijsmateriaal als gevolg van het ontbreken van prospectieve gerandomiseerde proeven3,4,5,7,8,9. Dit is deels te wijten aan duidelijke ethische bedenkingen met betrekking tot gerandomiseerde reanimatie protocollen in menselijke proeven10. Dit kan echter ook wijzen op een gebrek aan strikte protocoltherapie wanneer geconfronteerd wordt met een levensbedreigende en stressvolle situatie11,12. Het protocol in dit rapport is bedoeld om een gestandaardiseerd reanimatiemodel te bieden in een realistische klinische omgeving, die waardevolle, prospectieve gegevens genereert terwijl ze zo geldig en nauwkeurig mogelijk zijn zonder menselijke proefpersonen. Het houdt zich aan gemeenschappelijke reanimatierichtlijnen, kan gemakkelijk worden toegepast en stelt onderzoeken in staat om verschillende aspecten en interventies in een kritieke maar gecontroleerde omgeving te onderzoeken en te karakteriseren. Dit zal leiden tot 1) een beter begrip van de pathologische mechanismen die ten grondslag liggen aan een hartstilstand en ventriculaire fibrillatie en 2) bewijs van hogere kwaliteit om de behandelingsopties te optimaliseren en de overlevingskansen te verhogen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

De experimenten in dit protocol zijn goedgekeurd door het Staats- en Institutioneel Comité voor dierenverzorging (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Duitsland; Voorzitter: Dr. Silvia Eisch-Wolf; goedkeuring nr. G16-1-042). De experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de ARRIVE-richtlijnen. Zeven verdoofde mannelijke varkens(sus scrofa domestica)met een gemiddelde gewicht van 30 ± 2 kg en 12-16 weken in leeftijd werden opgenomen in het protocol.

1. Anesthesie, intubatie en mechanische ventilatie13,14

  1. Houd dieren zo lang mogelijk in hun normale omgeving in stand om stress te minimaliseren. Houd voedsel 6 uur vóór het geplande experiment in om het risico van aspiratie te verminderen, maar weiger geen toegang tot het water.
  2. Verdoofde varkens met een gecombineerde injectie van ketamine (4 mg/kg) en azaperon (8 mg/kg) in de nek of bilspier met een naald (20 G) voor intramusculaire injectie. Laat de dieren ongestoord in hun stallen tot sedatie sets in (15-20 min).
    LET OP: Handschoenen zijn absoluut noodzakelijk bij het hanteren van dieren.
  3. Breng de verdoofde dieren naar het laboratorium. De transporttijd mag niet hoger zijn dan de effectieve sedatietijd (hier, 30-60 min).
  4. Controleer de perifere zuurstofverzadiging (SpO2)met een sensor die aan de staart of het oor is geknipt.
  5. Desinfecteer de huid met een alcoholisch ontsmettingsmiddel voordat een perifere aderkatheter (20 G) in een oorader wordt ingebracht. Spray het gebied, veeg 1x, spray opnieuw, en laat het ontsmettingsmiddel drogen.
  6. Toedienen van analgesie via intraveneuze injectie van fentanyl (4 μg/kg). Anesthesie opwekken met intraveneuze injectie van propofol (3 mg/kg)
  7. Plaats het varken in supine positie op een brancard met een vacuüm matras en bevestig het met verband. Breng spierverslapper aan via intraveneuze injectie van atracurium (0,5 mg/kg)
  8. Direct starten met niet-invasieve ventilatie met een hond ventilatiemasker (maat 2). Ventilatieparameters zijn als volgt: FiO2 (inspiratory oxygen fraction) = 100%, ademhalingssnelheid = 18-20 ademhalingen/min, piekinspiratoire druk = <20 cmH20, PEEP (positieve eind-expiratoire druk) = 5 cmH20.
  9. Zorg voor anesthesie via continue infusie van fentanyl (0,1-0,2 mgkg -1 h-1)en propofol (8-12 mg kg-1 h-1). Start een continue infusie van evenwichtige elektrolytoplossing (5 mL kg-1 h-1).
  10. Beveilig de luchtwegen via intubatie met een gemeenschappelijke endotracheale buis (ID 6-7) en een introducer. Gebruik een veelvoorkomende laryngoscoop met een Macintosh-blad (maat 4). Twee mensen zijn nodig voor deze stap.
    1. Zorg ervoor dat de ene persoon de tong buiten fixeert met een stukje weefsel en de snuit opent met de andere hand.
      1. Zorg ervoor dat de tweede persoon voert een laryngoscopie van de varkensstrottenhoofd. Wanneer de epiglottis in zicht komt, verplaats de laryngoscoop ventrally. De epiglottis moet worden opgeheven en de stembanden zullen zichtbaar zijn.
        LET OP: Als de epiglottis niet beweegt ventrally, zal het vasthouden aan de zachte palatine en kan worden gemobiliseerd door het puntje van de buis.
  11. Beweeg de buis voorzichtig door de stembanden.
    OPMERKING: Het smalste punt van de luchtpijp is niet op het niveau van de stembanden, maar is subglottisch. Als het inbrengen van de buis niet mogelijk is, probeert u de buis met de klok mee te draaien of een kleinere buis te gebruiken.
  12. Haal de introducer uit de buis. Gebruik een 10 mL spuit om manchet te blokkeren met 10 mL lucht. Bedien de manchetdruk met een manchetbeheerder (30 cmH2O).
  13. Start mechanische ventilatie na buisverbinding met een ventilator (PEEP = 5 cmH2O, getijdenvolume = 8 mL/kg, FiO2 = 0,4, E:E [inspiratie-vervaldatumverhouding] = 1:2, ademhalingssnelheid = variabel om een end-tidal CO2 van <6 kPa, meestal 20-30/min) te bereiken. Zorg ervoor dat de positie van de buis correct is door regelmatige en periodieke uitademing van kooldioxide via capnografie.
  14. Controleer dubbelzijdige ventilatie via auscultatie.
    OPMERKING: In het geval van onjuiste plaatsing van de buis vormt een met lucht gevulde maag snel een duidelijk zichtbare uitstulping door de buikwand. In dit geval is onmiddellijke vervanging van de buis en het inbrengen van een maagbuis noodzakelijk. Als intubatie niet succesvol is, schakel dan terug om ventilatie te maskeren en probeer een kleinere buis of een betere positionering van de snuit.
  15. Plaats maagbuis in de maag om reflux en braken met twee mensen te voorkomen.
    1. Bevestig de tong buiten met een stukje weefsel en open de snuit met de andere hand.
      1. Zorg ervoor dat een tweede persoon voert een laryngoscopie van de varkensstrottenhoofd dan visualiseert de slokdarm. Duw de maagbuis in de slokdarm met de tangen van een Magill tot maagvocht is afgevoerd.
        OPMERKING: Visualisatie kan moeilijk zijn. In dit geval, til de buis met de laryngoscoop ventrally om de slokdarm te openen.

2. Instrumentatie

  1. Gebruik verbanden om de achterpoten terug te trekken om de plooien in het dijbeengebied glad te strijken voor het katherisatie van het vat.
  2. Bereid de volgende materialen voor: spuiten (5 mL, 10 mL en 50 mL), Seldinger naald, inbrenghulzen (6 Fr, 8 Fr, 8 Fr), geleidingsdraden voor de omhulsels, centrale veneuze katheter met drie poorten (7 Fr, 30 cm) met geleidingsdraad, hartuitvoermonitor (Tabel met materialen) en een katheter (5 Fr, 20 cm).
  3. Desinfecteer het inguinale gebied (zie stap 1.6). Herhaal dit proces 2x.
  4. Vul alle katheters met zoutoplossing. Breng echografie gel op de echografie sonde. Bedek het inguinale gebied met een steriel gefedereerd drape.
  5. Scan de juiste dijbeenvaten met echografie en gebruik dopplertechniek om de slagader en ader te identificeren15. Visualiseer de rechter dijbeenslagader axiaal. Schakel over naar een longitudinale weergave van de arteria door de sonde 90° te draaien.
  6. Doorboor de rechter dijbeenslagader onder echografie visualisatie met de Seldinger naald onder permanente aspiratie met de 5 mL spuit.
    OPMERKING: Naar onze mening, de echografie geleide Seldinger's techniek wordt geassocieerd met aanzienlijk minder bloedverlies en weefsel trauma dan andere methoden van vasculaire toegang.
  7. Bevestig de gewenste naaldpositie door helder rood pulserend bloed te observeren. Koppel de spuit los en steek de geleidingsdraad snel in de rechter dijbeenslagader.
  8. Visualiseer de lengteas van de rechter dijbeenader. Plaats de Seldinger naald onder permanente aspiratie met de 5 mL spuit. Aanzuigen van een donkerrood niet-pulserende veneuze bloed.
    OPMERKING: Als de juiste positie van de naald in de verschillende bloedvaten niet visueel kan worden bevestigd, neem dan bloedmonsters en analyseer het bloedgasgehalte. Een hoog zuurstofniveau is een goed teken voor slagaderlijk bloed, terwijl een lage zuurstofverzadiging intraveneuze positie aangeeft.
  9. Steek de geleidingsdraad voor de centrale veneuze katheter in de rechter dijbeenader na het loskoppelen van de spuit. Trek de Seldinger naald in.
  10. Visualiseer beide juiste vaten met behulp van echografie om de juiste draadpositie te regelen. Duw de slagaderlijke inbrenger schede (6 Fr) over de geleidingsdraad in de rechterslagader en beveilig de positie met bloedaspiratie.
    OPMERKING: Het plaatsen van de schede door de huid kan moeilijk zijn. Het kan nuttig zijn om een kleine incisie langs de draad uit te voeren om een betere plaatsing te vergemakkelijken.
  11. Gebruik Seldinger's techniek om de centrale veneuze lijn in de juiste dijbeenader te positioneren. Aanzuigen alle poorten en spoel ze met zoutoplossing.
  12. Voer dezelfde procedure aan de linkerkant inguinal eerom de andere introducer omhulsels in seldinger's techniek in de linker dijbeenslagader (8 Fr) en femorale ader (8 Fr).
  13. Verbind de juiste arteriële introducer schede en de centrale veneuze katheter met twee transducersystemen voor het meten van invasieve hemodynamica. Plaats beide transducers op harthoogte.
  14. Schakel de boom-manier stopcocks van beide transducers open naar de atmosfeer om het systeem te kalibreren tot nul.
    OPMERKING: Het is noodzakelijk om luchtbellen en bloedvlekken in het systeem te vermijden om plausibele waarden te genereren.
  15. Schakel alle infusies voor het behoud van anesthesie van de perifere ader naar een centrale veneuze lijn. Neem basiswaarden (hemodynamica, spirometrie en andere output van de hartmonitor; zie sectie 3) na een herstel van 15 min.
  16. Start ventriculaire fibrillatie (zie punt 4).

3. Pulse contour cardiale output

  1. Voeg transpulmonalthermodilutiekatheter in de juiste arteriële inbrengeromhulsel.
    OPMERKING: In de klinische geneeskunde worden thermodilningkatheters direct geplaatst door de techniek van Seldinger. Plaatsing via een inbrenger schede is echter ook haalbaar. In het voorgestelde protocol worden omhulsels geplaatst als een gestandaardiseerde vasculaire toegang voor maximale flexibiliteit in instrumentatie in verschillende experimenten.
  2. Sluit de katheter aan op de arteriële draad van het hartmonitorsysteem. Schakel de arteriële transducer direct met de cardiale monitorpoort en kalibreren zoals beschreven in stap 2.14. Sluit de veneuze meeteenheid van het cardiale monitorsysteem aan met de linker veneuze inbrenghuls.
    OPMERKING: Het is noodzakelijk om de veneuze en slagaderlijke sondes zo ver mogelijk uit elkaar te verbinden; anders zal de meting worden verstoord, omdat de toepassing van koud water in het veneuze systeem de arteriële meting zal beïnvloeden. Meer details over PiCCO2 zijn eerder verstrekt16.
  3. Zet het hartmonitorsysteem aan. Bevestig dat een nieuwe patiënt wordt gemeten. Voer de grootte en het gewicht in.
  4. Schakel de categorie over naar volwassenen. Voer de protocolnaam en id in. Klik op Afsluiten.
  5. Stel het injectievolume in op 10 mL.
    OPMERKING: Het volume van de gekozen injectieoplossing kan worden gewijzigd in de software. Een hoger volume maakt de gemeten waarden meer geldig. Voor dit experiment werd gekozen voor een klein volume om hemodilution-effecten te voorkomen.
  6. Voer de centrale veneuze druk in.
  7. Open de drie-weg stopcock naar de atmosfeer.
  8. Klik op Nul voor systeemkalibratie. Klik op Afsluiten.
  9. Kalibreer de continue cardiale uitvoermeting.
    1. Klik op TD (thermodilutie). Bereid een fysiologische zoutoplossing voor met een temperatuur van 4 °C in een spuit van 10 mL. Klik op Start.
    2. Injecteer snel en gestaag 10 mL koude zoutoplossing in de veneuze meeteenheid. Wacht tot de meting is voltooid en het systeem om een herhaling vraagt.
    3. Herhaal de vorige stap totdat drie metingen zijn voltooid. Het systeem berekent het gemiddelde van alle parameters. Klik op Afsluiten.
      OPMERKING: De metingen starten onmiddellijk nadat de kalibratie is voltooid. Hoewel cardiale outputmetingen tijdens reanimatie niet regelmatig worden uitgevoerd, zijn plausibele resultaten kunnen worden bevestigd na een adequate kalibratie17,18.

4. Ventriculaire fibrillatie en mechanische reanimatie

  1. Plaats defibrillator patch elektroden in voorste-achterste positie op de romp. De achterste elektrode moet worden geplaatst op de centrale linker hemithorax.
    LET OP: Gebruik een scheermes om overtollig haar en vuil te verwijderen om een optimale geleiding te vergemakkelijken.
  2. Sluit de elektroden aan op een defibrillator en stel een ECG in.
  3. Immobiliseer het varken in de vacuümmatras. Leeglopen van de matras om ongewenste beweging te voorkomen tijdens de reanimatie. Controle fixatie van de ledematen.
  4. Plaats borstcompressie apparaat (hier, LUCAS-2) rond de borst en onder het vacuüm matras volgens de aanbevelingen van de fabrikant. Pas het drukkussen in de middenberm aan op het onderste derde deel van het borstbeen.
  5. Schakel borstcompressieapparaat ("power"-knop) in en verlaag het drukkussen naar het huidniveau. Stel de compressiefrequentie in op 100/min, zo niet anders gedefinieerd in het protocol. Druk op de knop Onderbreken om het compressieapparaat voor te bereiden op borstcompressies.
  6. Plaats een fibrillatie/pacing katheter in de linker dijbeenader via de infuusschede.
  7. Blaas de kathetermanchet op met 1-2 mL lucht. Duw de opgeblazen manchet langzaam verder totdat deze naast het rechteratrium (meestal ongeveer 50 cm afstand) wordt geplaatst.
  8. Sluit katheterelektroden aan op een adequate oscilloscoop/functiegenerator. Pas fibrillatieparameters aan de gewenste waarden aan (hier een 13,8 V-stroom met frequenties tussen 50-200 Hz).
  9. Schakel generator in en monitor ECG-wijzigingen. Beweeg de katheter langzaam naar voren totdat hartritmestoornissen kunnen worden gedetecteerd in de ECG.
    LET OP: Voorkom dat de afzonderlijke elektroden aan het einde van de katheter de menselijke huid of elkaar raken om kortsluiting en mogelijk levensbedreigende situaties te voorkomen.
  10. Varieer de katheterpositie voorzichtig totdat ventriculaire fibrillatie kan worden gedetecteerd.
    OPMERKING: Het kan moeilijk zijn om fibrillatie meteen te induceren. Als een positie wordt bereikt waarop ECG-effecten kunnen worden gezien, kan het wijzigen van de frequentie of het herhaaldelijk in- en uitschakelen van de generator soms nuttig zijn.
  11. Zodra ventriculaire fibrillatie is bevestigd, schakelt u de generator uit, leegloopt u de ballon en verwijdert u de fibrillatiekatheter. Houd fibrillatie zo lang als nodig met of zonder ventilatie.
  12. Start mechanische borstcompressies door op de play-knop op het compressieapparaat te drukken. Als u de compressie op de borst wilt onderbreken, drukt u op de knop Onderbreken op het compressieapparaat.
  13. Analyseer ECG-patronen. Als ventriculaire fibrillatie aanhoudt, bereid dan defibrillatie voor.
    1. Voer de handmatige modus in het defibrillatormenu in. Pas de energie aan op 200 J biphasic.
    2. Druk op de knop Laden. Wacht tot het akoestische signaal wordt ingeschakeld om een voorbereide schokwaarde aan te geven. Start een elektrische schok.
      LET OP: Alleen ervaren gebruikers moeten omgaan met defibrillators en fibrillatiekatheters. Er mogen geen schokken worden gestart als er aanwijzingen zijn voor defecte of versleten materialen. De initiatie van een elektrische schok moet altijd duidelijk hoorbaar worden aangekondigd voor elke persoon in de kamer, en de persoon die de defibrillatie lanceert, is verantwoordelijk om ervoor te zorgen dat niemand het dier of de brancard aanraakt voordat de schok wordt losgemaakt.
      OPMERKING: Hier werd op richtlijnen gebaseerd reanimatieprotocol gebruikt (d.w.z. 2 min borstcompressies, ECG-beoordeling, shock, 2 min borstcompressies, adrenalinetoediening, enz.). Raadpleeg voor meer informatie de richtsnoeren4.
  14. In het geval van terugkeer van spontane circulatie (ROSC), stop borstcompressies, zet de ventilatie voort en pas de bewaking zo uitgebreid en zo lang als nodig is toe.
    OPMERKING: Toediening van verdovende middelen kan al dan niet worden onderbroken tijdens de reanimatie, afhankelijk van het protocol. Als sedatie wordt stopgezet, moet de infusie opnieuw worden gestart na bevestigde ROSC.
  15. Een doelgerichte aanpak voor de begeleiding van vloeistof- en catecholaminetoediening en gestandaardiseerde ademhalings- en ventilatie-instellingen wordt aanbevolen om cardiorespiratoire verslechtering van de ROSC-fase die leidt tot experimenteel falen te voorkomen.

5. Einde van het experiment en euthanasie (in het geval van ROSC)

  1. Injecteer 0,5 mg fentanyl in de centrale veneuze lijn. Wacht 5 min. Injecteer 200 mg propofol in de centrale veneuze lijn.
  2. Euthanaser het dier met een 40 mmol kaliumchloride injectie.
  3. Voer indien nodig orgaanverwijdering/fixatie of analyses uit.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Bij zeven varkens werd een hartstilstand veroorzaakt. Terugkeer van spontane circulatie na reanimatie werd bereikt bij vier varkens (57%) met een gemiddelde van 3 ± 1 bifasische defibrillaties. Gezonde en voldoende verdoofde varkens moeten in supinepositie blijven zonder te rillen en tekenen van agitatie gedurende het hele experiment. Gemiddelde arteriële bloeddruk mag niet dalen tot onder de 50 mmHg voor de inleiding van fibrillatie18. Voor optimale resultaten kunnen bloedgasanalyses worden uitgevoerd en moeten alle waarden, inclusief temperatuur, worden genormaliseerd.

Als deze in de juiste positie wordt geplaatst, moet de pacingkatheter het hartritme gaan beïnvloeden. Dit kan resulteren in extrasystoles, tachycardie en alle vormen van ventriculaire en supraventriculaire aritmieën. Hartstilstand kan worden aangenomen als 1) de ECG-lezing toont ventriculaire fibrillatie en 2) geen cardiale output of drukvariaties worden gemeten door de arteriële lijn (figuur 1). Als deze toestand aanhoudt met de generator uitgeschakeld, fibrillatie is waarschijnlijk niet spontaan meer verdwijnen17.

Zodra borstcompressies zijn gestart, wordt voldoende hartoutputgeneratie aangegeven door een gemiddelde arteriële druk van 30-50 mmHg. (Figuur 1) Als zich aan de richtlijnen voor reanimatie houdt, moet de toediening van adrenaline (1 mg) resulteren in een aanzienlijke stijging van de bloeddruk binnen 1 min.

ROSC wordt bevestigd door een dramatische toename van expiratoire kooldioxidemetingen (meestal toevan 10-20 mmHg tijdens de arrestatie tot 45 mmHg en hoger), georganiseerd hartritme in de ECG, en de respectieve hartoutput zoals blijkt uit arteriële meting. Hypercapnie en een verminderde Horovitz index (PaO2/FiO2) worden vaak waargenomen na ROSC. Herstel van gecontroleerde mechanische ventilatie leidt tot herstel van de beademing en stabiele ademhalingsomstandigheden (figuur 2). Afhankelijk van de tijd tussen een hartstilstand en het begin van borstcompressies kan een ROSC-percentage van 50%-70% worden verwacht.

Figure 1
Figuur 1: Typische hemodynamische waarden. (A) Hartslagbewaking tijdens het proces (afgebeeld als gemiddelde waarden met standaarddeviatie [SD] foutbalken). Hartslag daalt tot nul bij een hartstilstand (CA) en is gestandaardiseerd tijdens reanimatie volgens de specificaties van de borstcompressie apparaat (hier, 100 bpm). Tachycardie wordt regelmatig gezien na het bereiken van ROSC, aanvankelijk als gevolg van adrenaline toediening en metabole acidose compensatie. Waarden normaliseren meestal over een periode van 1-2 uur. (B) Gemiddelde intra-arteriële bloeddrukwaarden. Bij een hartstilstand (CA) daalt de druk niet onder de 10-20 mmHg, maar verliest alle tekenen van effectieve output. Tijdens de reanimatie, vooral voordat vasopressoreffecten worden geregistreerd, worden voldoende borstcompressies aangegeven door drukwaarden tussen 30-50 mmHg. Post-ROSC, noradrenaline kan nodig zijn om lage bloeddruk intervallen te dekken tijdens metabole hercompensatie. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 2
Figuur 2: Oxygenatie- en decarboxylation parameters tijdens en na reanimatie. (A) Arteriële gedeeltelijke drukwaarden van kooldioxide (PaCO2)tijdens en na reanimatie (afgebeeld als gemiddelde waarden met standaarddeviatiefoutbalken). Volgens op richtlijnen gebaseerde ventilatie mogen geen significante verschillen worden gedetecteerd. Een verhoging van de CO2-niveaus direct na ROSC is te verwachten, maar moet normaliseren binnen 1 uur. (B) Typische waarden van Horovitz index (arteriële gedeeltelijke druk van zuurstof [PaO2]/inspiratory zuurstof fractie [FiO2]; afgebeeld als gemiddelde waarden met SD-fout balken). Tijdens de reanimatie is de oxygenatie vaak zeer aangetast, maar meestal volledig herstelt post-ROSC tijdens de eerste 2 uur. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Enkele belangrijke technische problemen met betrekking tot anesthesie in een varkensmodel zijn eerder beschreven door onze groep13,14. Deze omvatten het strikt vermijden van stress en onnodige pijn voor de dieren, mogelijke anatomische problemen tijdens het luchtwegbeheer en specifieke personeelseisen19.

Bovendien werden de voordelen van echografie-geleide katheterisatie eerder benadrukt en blijft de voorkeursbenadering om vasculaire schade tijdens instrumentatie te voorkomen. Echter, alleen professioneel opgeleide gebruikers moeten werken met deze techniek om de voordelen ervan te leveren20. Voor dit experimentele model moet worden benadrukt dat het hanteren van elektrische frequentiegeneratoren en defibrillators alleen mag worden behandeld door specifiek opgeleid personeel of onder hun directe supervisie. Het niet verstrekken van voldoende expertise tijdens het uitvoeren van dergelijke proeven kan leiden tot ernstig letsel en kan levensbedreigend zijn.

De juiste positionering van de pacingkatheter en het initiëren van ventriculaire fibrillatie kan moeilijk blijken en kan een herinbreng van de katheter of frequentievariatie vereisen. Bij het herpositioneren of verwijderen van de katheter moet de ballon eerst leeglopen om inwendige verwondingen en schade aan de katheter zelf te voorkomen. Als frequentievariaties worden gebruikt, moet de katheter in de buurt van het myocardium worden geplaatst om ECG-veranderingen te detecteren, dan moet de frequentie langzaam worden gewijzigd volgens de instructies van de fabrikant. Belangrijk is dat de borstcompressie-apparaat correct moet worden geplaatst en het varken moet goed worden geïmmobiliseerd (zoals in de video wordt weergegeven). Herpositionering tijdens reanimatie kan noodzakelijk zijn, maar leidt vaak tot onvoldoende reanimatie. Hoewel thoracale anatomie en botstructuur verschilt ten opzichte van mensen, toonden onze studies voldoende perfusiegeneratie en ROSC-snelheden aan met een compressieapparaat dat op het onderste derde van het borstbeen in mediane positie is geplaatst.

Varkensmodellen worden al tientallen jaren met succes gebruikt in kritische zorgstudies17,21,22,23. Vergelijkbare anatomische en fysiologische eigenschappen vergelijkbaar met de mens zorgen voor redelijk nauwkeurige aftrekposten met betrekking tot de reacties van patiënten op bepaalde stimuli of klinische situaties. Het gepresenteerde reanimatiemodel is gebruikt en aangepast in verschillende onderzoeken18,24,25,26. Het biedt een experimentele instelling die de evaluatie van de effectiviteit van de richtlijnen mogelijk maakt, omdat (in tegenstelling tot reanimatiemodellen bij knaagdieren) gelijke borstcompressieintervallen, bloeddrukdrempels, bloedgaswaarden en defibrillatie-energie kunnen worden gebruikt voor menselijke vergelijkingen zoals aanbevolen door respectievelijk ILCOR en ERC. Dit vergemakkelijkt internationaal vergelijkbare en begrijpelijke studieontwerpen, waardoor een hogere kwaliteit van het bewijs in het algemeen wordt. Het model maakt bovendien een adequate beoordeling van de drugseffecten mogelijk, niet alleen kwalitatief, maar ook op dosisafhankelijke wijze.

Uitgaande van op richtlijnen gebaseerde reanimatie met intervallen van 2 minuten tussen defibrillaties, bereiken varkens meestal ROSC binnen de eerste vier schokken of binnen 8-10 min27. Afhankelijk van de tijd tussen een hartstilstand en het begin van borstcompressies kan een ROSC-percentage van 50%-70% worden verwacht. Als aanvaardbare ROSC-tarieven of adequate bloeddrukwaarden niet kunnen worden bereikt, is het mogelijk om vasopressine (0,5 IU/kgBW) toe te voegen aan het therapieregime tijdens reanimatie. Tijdens en direct na reanimatie is de uitwisseling van longgas sterk aangetast. Dit is grotendeels afhankelijk van de ventilatiemodus die wordt gebruikt tijdens borstcompressies en kan langetermijneffecten hebben op schade aan het eindorgaan en ontsteking18,25,28. Bovendien kunnen metabole acidose en verdoofd myocardium leiden tot aanhoudende hypotensie, vooral in de eerste 1 uur na ROSC. Dit kan worden behandeld door vloeistoftoediening (20-30 mL/kgBW) en continue noradrenaline-infusie. Overmatige acidose kan ook worden behandeld met een natriumbicarbonaatoplossing van 8,4% met een maximum van 4 mL/kgBW.

Dit experimentele protocol biedt een gestandaardiseerde setting voor reanimatieonderzoek waarin de aspecten van hemodynamische effecten van specifieke medicamenteuze behandelingen, invloed van ventilatiemodi op ROSC-tarieven, schade aan het eindorgaan en reacties na reanimatie kunnen worden geanalyseerd en geëvalueerd onder verschillende omstandigheden. Dit zal verder wetenschappelijk inzicht in de pathofysiologische mechanismen onderliggende ventriculaire fibrillatie en kan leiden tot meer effectieve behandeling opties.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Het LUCAS-2 apparaat werd onvoorwaardelijk geleverd door Stryker/Physio-Control, Redmond, WA, USA voor experimenteel onderzoek. Geen auteurs melden belangenconflicten.

Acknowledgments

De auteurs willen Dagmar Dirvonskis bedanken voor uitstekende technische ondersteuning.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1 M- Kaliumchlorid-Lösung 7,46% 20ml Fresenius, Kabi Deutschland GmbH potassium chloride
Arterenol 1mg/ml 25 ml Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH norepinephrine
Atracurium Hikma 50mg/5ml Hikma Pharma GmbH, Martinsried atracurium
BD Discardit II Spritze 2,5,10,20 ml Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain syringe
BD Luer Connecta Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Schweden 3-way-stopcock
BD Microlance 3 20 G Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain canula
CorPatch Easy Electrodes CorPuls, Kaufering, Germany defibrillator electrodes
Corpuls 3 Corpuls, Kaufering, Germany defibrillator
Datex Ohmeda S5 GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland hemodynamic monitor
Engström Carestation GE Heathcare, Madison USA ventilator
Fentanyl-Janssen 0,05mg/ml Janssen-Cilag GmbH, Neuss fentanyl
Führungsstab, Durchmesser 4.3 Rüsch endotracheal tube introducer
Incetomat-line 150 cm Fresenius, Kabi Deutschland GmbH perfusorline
Ketamin-Hameln 50mg/ml Hameln Pharmaceuticals GmbH ketamine
laryngoscope Rüsch laryngoscope
logicath 7 Fr 3-lumen 30cm lang Smith- Medical Deutschland GmbH central venous catheter
LUCAS-2 Physio-Control/Stryker, Redmond, WA, USA chest compression device
Masimo Radical 7 Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA periphereal oxygen saturation
Neofox Oxygen sensor 300 micron fiber Ocean optics Largo, FL USA ultrafast pO2-measurements
Ölsäure reinst Ph. Eur NF C18H34O2 M0282,47g/mol Dichte 0,9 Applichem GmbH Darmstadt, Deutschland oleic acid
Original Perfusor syringe 50ml Luer Lock B.Braun Melsungen AG, Germany perfusorsyringe
Osypka pace, 110 cm Osypka Medical GmbH, Rheinfelden-Herten, Germany Pacing/fibrillation catheter
PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA PAC
Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideport Arrow international inc. Reading, PA, USA introducer sheath
Perfusor FM Braun B.Braun Melsungen AG, Germany syringe pump
Propofol 2% 20mg/ml (50ml flasks) Fresenius, Kabi Deutschland GmbH propofol
Radifocus Introducer II, 5-8 Fr Terumo Corporation Tokio, Japan introducer sheath
Rüschelit Super Safety Clear >ID 6/ 6,5 /7,0 mm Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia endotracheal tube
Seldinger Nadel mit Fixierflügel Smith- Medical Deutschland GmbH seldinger canula
Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem Sonosite Bothell, WA, USA ultrasound
Stainless Macintosh Größe 4 Welsch Allyn69604 blade for laryngoscope
Stresnil 40mg/ml Lilly Deutschland GmbH, Abteilung Elanco Animal Health azaperone
Vasofix Safety 22G-16G B.Braun Melsungen AG, Germany venous catheter
Voltcraft Model 8202 Voltcraft, Hirschau, Germany oscilloscope/function generator

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Grasner, J. T., et al. EuReCa ONE-27 Nations, ONE Europe, ONE Registry: A prospective one month analysis of out-of-hospital cardiac arrest outcomes in 27 countries in Europe. Resuscitation. 105, 188-195 (2016).
  2. Raffee, L. A., et al. Incidence, Characteristics, and Survival Trend of Cardiopulmonary Resuscitation Following In-hospital Compared to Out-of-hospital Cardiac Arrest in Northern Jordan. Indian Journal of Critical Care Medicine. 21, (7), 436-441 (2017).
  3. Brooks, S. C., et al. Part 6: Alternative Techniques and Ancillary Devices for Cardiopulmonary Resuscitation: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132, (18 Suppl 2), S436-S443 (2015).
  4. Callaway, C. W., et al. Part 4: Advanced Life Support: 2015 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations. Circulation. 132, (16 Suppl 1), S84-S145 (2015).
  5. Sandroni, C., Nolan, J. ERC 2010 guidelines for adult and pediatric resuscitation: summary of major changes. Minerva Anestesiology. 77, (2), 220-226 (2011).
  6. Tanaka, H., et al. Modifiable Factors Associated With Survival After Out-of-Hospital Cardiac Arrest in the Pan-Asian Resuscitation Outcomes Study. Annals of Emergency Medicine. (2017).
  7. Kleinman, M. E., et al. Part 5: Adult Basic Life Support and Cardiopulmonary Resuscitation Quality: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132, (18 Suppl 2), S414-S435 (2015).
  8. Link, M. S., et al. Part 7: Adult Advanced Cardiovascular Life Support: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132, (18 Suppl 2), S444-S464 (2015).
  9. Olasveengen, T. M., et al. 2017 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations Summary. Circulation. 136, (23), e424-e440 (2017).
  10. Rubulotta, F., Rubulotta, G. Cardiopulmonary resuscitation and ethics. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 25, (4), 265-269 (2013).
  11. McInnes, A. D., et al. The first quantitative report of ventilation rate during in-hospital resuscitation of older children and adolescents. Resuscitation. 82, (8), 1025-1029 (2011).
  12. Maertens, V. L., et al. Patients with cardiac arrest are ventilated two times faster than guidelines recommend: an observational prehospital study using tracheal pressure measurement. Resuscitation. 84, (7), 921-926 (2013).
  13. Ziebart, A., et al. Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
  14. Kamuf, J., et al. Oleic Acid-Injection in Pigs As a Model for Acute Respiratory Distress Syndrome. Journal of Visualized Experiments. (140), (2018).
  15. Weiner, M. M., Geldard, P., Mittnacht, A. J. Ultrasound-guided vascular access: a comprehensive review. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesiology. 27, (2), 345-360 (2013).
  16. Mayer, J., Suttner, S. Cardiac output derived from arterial pressure waveform. Current Opinions in Anaesthesiology. 22, (6), 804-808 (2009).
  17. Hartmann, E. K., et al. Ventilation/perfusion ratios measured by multiple inert gas elimination during experimental cardiopulmonary resuscitation. Acta Anaesthesiologica Scandanivica. 58, (8), 1032-1039 (2014).
  18. Ruemmler, R., et al. Ultra-low tidal volume ventilation-A novel and effective ventilation strategy during experimental cardiopulmonary resuscitation. Resuscitation. 132, 56-62 (2018).
  19. Wani, T. M., et al. Upper airway in infants-a computed tomography-based analysis. Paediatric Anaesthesia. 27, (5), 501-505 (2017).
  20. Tuna Katircibasi, M., et al. Comparison of Ultrasound Guidance and Conventional Method for Common Femoral Artery Cannulation: A Prospective Study of 939 Patients. Acta Cardiol Sin. 34, (5), 394-398 (2018).
  21. Hartmann, E. K., et al. Correlation of thermodilution-derived extravascular lung water and ventilation/perfusion-compartments in a porcine model. Intensive Care Medicine. 39, (7), 1313-1317 (2013).
  22. Hartmann, E. K., et al. An inhaled tumor necrosis factor-alpha-derived TIP peptide improves the pulmonary function in experimental lung injury. Acta Anaesthesiol Scand. 57, (3), 334-341 (2013).
  23. Ziebart, A., et al. Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs. Respiratory Research. 15, 101 (2014).
  24. Tan, D., et al. Duration of cardiac arrest requires different ventilation volumes during cardiopulmonary resuscitation in a pig model. Journal of Clinical Monitoring and Computing. (2019).
  25. Kill, C., et al. Mechanical ventilation during cardiopulmonary resuscitation with intermittent positive-pressure ventilation, bilevel ventilation, or chest compression synchronized ventilation in a pig model. Critical Care Medicine. 42, (2), e89-e95 (2014).
  26. Speer, T., et al. Mechanical Ventilation During Resuscitation: How Manual Chest Compressions Affect a Ventilator's Function. Advances in Therapy. 34, (10), 2333-2344 (2017).
  27. Kill, C., et al. Chest Compression Synchronized Ventilation versus Intermitted Positive Pressure Ventilation during Cardiopulmonary Resuscitation in a Pig Model. PLoS ONE. 10, (5), e0127759 (2015).
  28. Newell, C., Grier, S., Soar, J. Airway and ventilation management during cardiopulmonary resuscitation and after successful resuscitation. Critical Care. 22, (1), 190 (2018).
Gestandaardiseerd model van ventriculaire fibrillatie en geavanceerde cardiale life support in Varkens
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J. Vis. Exp. (155), e60707, doi:10.3791/60707 (2020).More

Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J. Vis. Exp. (155), e60707, doi:10.3791/60707 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter