Summary
La rianimazione cardiopolmonare e la defibrillazione sono le uniche opzioni terapeutiche efficaci durante l'arresto cardiaco causato dalla fibrillazione ventricolare. Questo modello presenta un regime standardizzato per indurre, valutare e trattare questo stato fisiologico in un modello di porcellana, fornendo così un approccio clinico con varie opportunità per la raccolta e l'analisi dei dati.
Abstract
La rianimazione cardiopolmonare dopo l'arresto cardiaco, indipendentemente dalla sua origine, è un'emergenza medica regolarmente riscontrata negli ospedali e negli ambienti preclinici. Prove randomizzate prospettiche in soggetti umani sono difficili da progettare ed eticamente ambigue, il che si traduce in una mancanza di terapie basate su prove. Il modello presentato in questa relazione rappresenta una delle cause più comuni di arresti cardiaci, fibrillazione ventricolare, in un ambiente standardizzato in un grande modello animale. Ciò consente osservazioni riproducibili e vari interventi terapeutici in condizioni clinicamente accurate, facilitando così la generazione di prove migliori e, infine, il potenziale per un miglioramento del trattamento medico.
Introduction
Arresto cardiaco e rianimazione cardiopolmonare (CPR) si incontrano regolarmente emergenze mediche nei reparti ospedalieri e scenari preclinici di fornitori di emergenza1,2. Mentre ci sono stati ampi sforzi per caratterizzare il trattamento ottimale per questa situazione3,4,5,6, linee guida internazionali e raccomandazioni di esperti (ad esempio, ERC e ILCOR) di solito si basano su prove di basso grado a causa della mancanza di prove randomizzate prospettiche3,4,5,7,8,9. Ciò è in parte dovuto a ovvie riserve etiche riguardanti i protocolli di rianimazione randomizzati nelle prove umane10. Tuttavia, questo può anche indicare una mancanza di stretta aderenza al protocollo di fronte a una situazione pericolosa per la vita e stressante11,12. Il protocollo presentato in questa relazione mira a fornire un modello di rianimazione standardizzato in un ambiente clinico realistico, che genera dati preziosi e futuri pur essendo il più valido e accurato possibile senza la necessità di soggetti umani. Aderisce alle linee guida comuni di rianimazione, può essere facilmente applicato e consente alle ricerche di esaminare e caratterizzare vari aspetti e interventi in un ambiente critico ma controllato. Questo porterà a 1) una migliore comprensione dei meccanismi patologici alla base dell'arresto cardiaco e della fibrillazione ventricolare e 2) prove di qualità superiore al fine di ottimizzare le opzioni di trattamento e aumentare i tassi di sopravvivenza.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Gli esperimenti in questo protocollo sono stati approvati dal Comitato statale e istituzionale per la cura degli animali (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Germania; Presidente: Dr. Silvia Eisch-Wolf; approvazione n. G16-1-042). Gli esperimenti sono stati condotti in conformità con le linee guida DELL'INSE. Nel protocollo sono stati inclusi sette suini maschi anestesi (sus scrofa domestica) con un peso medio di 30 x 2 kg e 12-16 settimane di età.
1. Anestesia, intubazione e ventilazione meccanica13,14
- Mantenere gli animali nel loro ambiente normale il più a lungo possibile per ridurre al minimo lo stress. Trattenere il cibo 6 h prima dell'esperimento programmato per ridurre il rischio di aspirazione, ma non rifiutare l'accesso all'acqua.
- Sedati suini con iniezione combinata di ketamina (4 mg/kg) e azaperone (8 mg/kg) nel collo o nel muscolo gluteo con un ago (20 G) per l'iniezione intramuscolare. Lasciare gli animali indisturbati nelle loro stalle fino a quando la sedazione non si mette in (15-20 min).
SOPE': I guanti sono assolutamente necessari quando si maneggiano gli animali. - Trasportare gli animali sedati al laboratorio. Il tempo di trasporto non deve superare il tempo effettivo di sedazione (qui, 30-60 min).
- Monitorare la saturazione periferica dell'ossigeno (SpO2)con un sensore tagliato alla coda o all'orecchio.
- Disinfettare la pelle con un disinfettante alcolico prima dell'inserimento di un catetere della vena periferica (20 G) in una vena dell'orecchio. Spruzzare l'area, pulire 1x, spruzzare di nuovo e lasciare asciugare il disinfettante.
- Somministrare l'analgesia tramite iniezione endovenosa di fentanil (4 g/kg). Indurre l'anestesia con iniezione endovenosa di propofol (3 mg/kg)
- Mettere il maiale in posizione supina su una barella con un materasso sottovuoto e fissarlo con bende. Applicare il rilassante muscolare tramite iniezione endovenosa di atracurium (0,5 mg/kg)
- Avviare direttamente la ventilazione non invasiva con una maschera di ventilazione per cani (dimensioni 2). I parametri di ventilazione sono i seguenti: FiO2 (frazione di ossigeno inspiratorio) - 100%, frequenza respiratoria - 18-20 respiri/min, pressione inspirativa di picco - <20 cmH20, PEEP (pressione positiva end-expiratory) - 5 cmH20.
- Mantenere l'anestesia mediante infusione continua di fentanil (0,1-0,2 mgkg -1 h-1) e propofol (8-12 mg kg-1 h-1). Avviare un infuso continuo di soluzione di elettrolita bilanciata (5 kgL-1 h-1).
- Fissare le vie aeree tramite intubazione con un tubo endotracheale comune (ID 6-7) e un intromotore. Utilizzare un lagerione comune con un pannello Macintosh (dimensioni 4). Due persone sono necessarie per questo passo.
- Assicurarsi che una persona fissi la lingua all'esterno con un pezzo di tessuto e apra il muso con l'altra mano.
- Assicurarsi che la seconda persona esegua una lassacopia della laricensi di porcine. Quando l'epiglottide entra in vista, spostare il lastorazione ventralmente. L'epiglottide deve essere sollevata e le corde vocali saranno visibili.
NOTA: Se l'epiglottide non si muove ventralmente, si attacca alla palatina morbida e può essere mobilitata dalla punta del tubo.
- Assicurarsi che la seconda persona esegua una lassacopia della laricensi di porcine. Quando l'epiglottide entra in vista, spostare il lastorazione ventralmente. L'epiglottide deve essere sollevata e le corde vocali saranno visibili.
- Assicurarsi che una persona fissi la lingua all'esterno con un pezzo di tessuto e apra il muso con l'altra mano.
- Spostare il tubo con attenzione attraverso le corde vocali.
NOTA: Il punto più stretto della trachea non è a livello delle corde vocali, ma è subglottico. Se l'inserimento del tubo non è possibile, provare a ruotare il tubo in senso orario o utilizzare un tubo più piccolo. - Estrarre l'intromotore dal tubo. Utilizzare una siringa da 10 mL per bloccare il bracciale con 10 mL di aria. Controllare la pressione del bracciale con un gestore del polsino (30 cmH2O).
- Avviare la ventilazione meccanica dopo la connessione del tubo con un ventilatore (PEEP 5 cmH2O, volume di marea 8 mL/kg, FiO2 - 0,4, I:E [rapporto di ispirazione alla scadenza] - 1:2, frequenza respiratoria , variabile per ottenere un CO di marea finale2 di <6 kPa, di solito 20-30/min). Assicurarsi che la posizione del tubo sia corretta mediante espirazione regolare e periodica di anidride carbonica tramite capnografia.
- Controllare la ventilazione fronte/retro tramite auscultazione.
NOTA: In caso di posizionamento errato del tubo, uno stomaco pieno d'aria forma rapidamente un rigonfiamento chiaramente visibile attraverso la parete addominale. In questo caso, è necessaria la sostituzione immediata del tubo e l'inserimento di un tubo gastrico. Se l'intubazione non ha successo, tornare alla ventilazione della maschera e provare un tubo più piccolo o un migliore posizionamento del muso. - Mettere il tubo gastrico nello stomaco per evitare il reflusso e il vomito con due persone.
- Fissare la lingua esterna con un pezzo di tessuto e aprire il muso con l'altra mano.
- Assicurarsi che una seconda persona esegua una lassaccopia della lassa viscida porcina quindi visualizza l'esofago. Spingere il tubo gastrico all'interno dell'esofago con le pinze di una Magill fino a quando il liquido gastrico non viene drenato.
NOTA: la visualizzazione può essere difficile. In questo caso, sollevare il tubo con il lasciacquario ventralmente per aprire l'esofago.
- Assicurarsi che una seconda persona esegua una lassaccopia della lassa viscida porcina quindi visualizza l'esofago. Spingere il tubo gastrico all'interno dell'esofago con le pinze di una Magill fino a quando il liquido gastrico non viene drenato.
- Fissare la lingua esterna con un pezzo di tessuto e aprire il muso con l'altra mano.
2. Strumentazione
- Utilizzare le bende per tirare indietro le zampe posteriori per lisciare le pieghe nell'area femorale per la caterizzazione della nave.
- Preparare i seguenti materiali: siringhe (5 mL, 10 mL e 50 mL), ago Seldinger, guasti introducer (6 Fr, 8 Fr, 8 Fr), guidewire per le guaine, catetere venoso centrale con tre porte (7 Fr, 30 cm) con guidewire, monitoraggio dell'uscita cardiaca (Tabella dei materiali) e un catetere (5, 20 cm).
- Disinfettare l'area inguinale (vedere la fase 1.6). Ripetere questo processo 2x.
- Riempire tutti i cateteri con soluzione salina. Applicare il gel ad ultrasuoni sulla sonda ad ultrasuoni. Coprire l'area inguinale con un drappo sterile fenestrated.
- Scansiona i vasi femorali giusti con ultrasuoni e usa la tecnica doppler per identificare l'arteria e la vena15. Visualizza l'arteria femorale destra assialmente. Passare a una vista longitudinale dell'arteria ruotando la sonda di 90 gradi.
- Fora l'arteria femorale giusta sotto la visualizzazione ecografica con l'ago Seldinger sotto aspirazione permanente con la siringa da 5 mL.
NOTA: A nostro parere, la tecnica di Seldinger guidata dagli ultrasuoni è associata a una perdita di sangue e traumi tissutali significativamente inferiori rispetto ad altri metodi di accesso vascolare. - Confermare la posizione desiderata dell'ago osservando il sangue pulsante rosso brillante. Scollegare la siringa e inserire rapidamente il filo guida nell'arteria femorale destra.
- Visualizza l'asse longitudinale della vena femorale destra. Inserire l'ago Seldinger sotto aspirazione permanente con la siringa da 5 mL. Aspirare qualsiasi rosso scuro non-pulsante sangue venoso.
NOTA: Se la posizione corretta dell'ago nei diversi vasi non può essere confermata visivamente, prelevare campioni di sangue e analizzare il contenuto di gas sanguigno. Un alto livello di ossigeno è un buon segno per il sangue arterioso, mentre la bassa saturazione di ossigeno indica la posizione endovenosa. - Inserire il filo guida per il catetere venoso centrale nella vena femorale destra dopo aver scollegato la siringa. Ritirare l'ago Seldinger.
- Visualizza entrambi i vasi giusti usando gli ultrasuoni per controllare la corretta posizione del filo. Spingere la guaina dell'introdito arterioso (6 Fr) sopra il filo guida nell'arteria giusta e fissare la posizione con aspirazione al sangue.
NOTA: Posizionare la corona attraverso la pelle può essere difficile. Può essere utile eseguire una piccola incisione lungo il filo per facilitare un migliore posizionamento. - Usa la tecnica di Seldinger per posizionare la linea venosa centrale nella vena femorale destra. Aspirati tutte le porte e le sciolgono con soluzione salina.
- Eseguire la stessa procedura sul lato inguinale sinistro per inserire le altre guaine di introdusse nella tecnica di Seldinger nell'arteria femorale sinistra (8 Fr) e nella vena femorale (8 Fr).
- Collegare la giusta tala arteriosa e il catetere venoso centrale con due sistemi trasduttore per la misurazione dell'emodinamica invasiva. Posizionare entrambi i trasduttori a livello del cuore.
- Accendere i tessere ad albero di entrambi i trasduttori aperti all'atmosfera per calibrare il sistema su zero.
NOTA: È necessario evitare eventuali bolle d'aria e macchie di sangue nel sistema per generare valori plausibili. - Passare tutte le infusioni per mantenere l'anestesia dalla vena periferica a una linea venosa centrale. Prendere i valori di base (emodinamica, spirometria, e altra uscita dal monitor cardiaco; vedi sezione 3) dopo un recupero di 15 min.
- Avviare la fibrillazione ventricolare (cfr. sezione 4).
3. Uscita cardiaca del contorno a impulsi
- Inserire il catetere termodiale transpolmonare nella guaina dell'introduzione arteriosa destra.
NOTA: Nella medicina clinica, i cateteri termodiuto sono posizionati direttamente con la tecnica di Seldinger. Tuttavia, anche il posizionamento tramite una rottura dell'introformato è fattibile. Nel protocollo proposto, le fascie sono poste come un accesso vascolare standardizzato per la massima flessibilità nella strumentazione durante diversi esperimenti. - Collegare il catetere con il filo arterioso del sistema di controllo cardiaco. Commutare il trasduttore dell'arteriosa direttamente con la porta del monitor cardiaco e ricalibrare come descritto al punto 2.14. Collegare l'unità di misura venosa del sistema di controllo cardiaco con la rottura venosa sinistra.
NOTA: È necessario collegare le sonde venose e arteriose il più distanti possibile; in caso contrario, la misurazione sarà disturbata, perché l'applicazione di acqua fredda nel sistema venoso influenzerà la misurazione arteriosa. Maggiori dettagli su PiCCO2 sono stati forniti in precedenza16. - Accendere il sistema di monitoraggio cardiaco. Verificare che venga misurato un nuovo paziente. Immettere le dimensioni e il peso.
- Passare la categoria agli adulti. Immettere il nome e l'ID del protocollo. Fare clic su Esci.
- Impostare il volume di iniezione su 10 mL.
NOTA: il volume della soluzione di iniezione scelta può essere modificato nel software. Un volume più elevato rende i valori misurati più validi. Un piccolo volume è stato scelto per questo esperimento per evitare effetti di emodilizione. - Immettere la pressione venosa centrale.
- Aprire il tappo a tre vie per l'atmosfera.
- Fare clic su zero per la calibrazione del sistema. Fare clic su Esci.
- Calibrare la misurazione dell'uscita cardiaca continua.
- Fare clic su TD (termodiozione). Preparare una soluzione salina fisiologica con una temperatura di 4 gradi centigradi in una siringa da 10 mL. Fare clic su Start.
- Iniettare 10 mL di soluzione salina fredda in modo rapido e costante nell'unità di misura venosa. Attendere il completamento della misurazione e il sistema richiede una ripetizione.
- Ripetere il passaggio precedente fino al completamento di tre misurazioni. Il sistema calcolerà la media di tutti i parametri. Fare clic su Esci.
NOTA: le misurazioni inizieranno immediatamente dopo il completamento della calibrazione. Anche se le misurazioni di uscita cardiaca durante la RCP non vengono eseguite regolarmente, i risultati plausibili sono stati in grado di essere affermati dopo un'adeguata calibrazione17,18.
4. Fibrillazione ventricolare e rianimazione meccanica
- Posizionare gli elettrodi patch defibrillatore in posizione anteriore-posteriore sul busto. L'elettrodo posteriore deve essere posizionato sull'emitorace sinistra centrale.
NOTA: Utilizzare un rasoio per rimuovere i capelli in eccesso e lo sporco per facilitare la conduzione ottimale. - Collegare gli elettrodi a un defibrillatore e stabilire un ECG.
- Immobilizzare il maiale all'interno del materasso sottovuoto. Sgonfiare il materasso per prevenire movimenti indesiderati durante la RCP. Controllare la fissazione degli arti.
- Posizionare il dispositivo di compressione toracica (qui, LUCAS-2) intorno al petto e sotto il materasso sottovuoto secondo le raccomandazioni del produttore. Regolare il tampone di pressione sul terzo inferiore dello sterno in posizione mediana.
- Accendere il dispositivo di compressione toracica ("pulsante di accensione") e abbassare il pad di pressione a livello della pelle. Impostare la frequenza di compressione su 100/min, se non diversamente definito nel protocollo. Premere il pulsante Pausa per preparare il dispositivo di compressione per le compressioni toraciche.
- Inserire un catetere fibrillazione/pacing nella vena femorale sinistra attraverso la rientrata i.v.
- Gonfiare il bracciale del catetere con 1-2 mL d'aria. Spingere lentamente il bracciale gonfiato ulteriormente fino a quando non è posizionato accanto all'atrio destro (di solito circa una distanza di 50 cm).
- Collegare gli elettrodi del catetere a un generatore oscilloscopio/funzione adeguato. Regolare i parametri di fibrillazione in base ai valori desiderati (in questo caso, una corrente da 13,8 V con frequenze comprese tra 50-200 Hz).
- Attivare il generatore e monitorare le modifiche ECG. Spostare il catetere lentamente in avanti fino a quando non è possibile rilevare aritmie nell'ECG.
AVVISO: Impedire agli elettrodi separati alla fine del catetere di toccare la pelle umana o l'un l'altro per evitare cortocircuiti e situazioni potenzialmente letali. - Variare con attenzione la posizione del catetere fino a rilevare la fibrillazione ventricolare.
NOTA: Può essere difficile indurre subito la fibrillazione. Se si raggiunge una posizione in cui si possono vedere gli effetti ECG, cambiare la frequenza o accendere e spegnere ripetutamente il generatore a volte può essere utile. - Una volta confermata la fibrillazione ventricolare, spegnere il generatore, sgonfiare il palloncino e rimuovere il catetere della fibrillazione. Mantenere la fibrillazione con o senza ventilazione per tutto il tempo necessario.
- Avviare le compressioni toraciche meccaniche premendo il pulsante Riproduci sul dispositivo di compressione. Per interrompere le compressioni toraciche, premere il pulsante Pausa sul dispositivo di compressione.
- Analizzare i modelli ECG. Se la fibrillazione ventricolare persiste, preparare la defibrillazione.
- Attivare la modalità Manuale nel menu del defibrillatore. Regolare l'energia a 200 J bifasica.
- Premere il pulsante Carica. Attendere che il segnale acustico si acceda per indicare un valore di shock preparato. Avviare la scossa elettrica.
AVVISO: solo gli utenti esperti devono gestire defibrillatori e cateteri fibrillazione. Non devono essere avviati shock se vi è alcuna indicazione per i materiali difettosi o usurati. L'avvio di una scossa elettrica deve sempre essere annunciato chiaramente udibile da ogni persona nella stanza, e la persona che lancia la defibrillazione è responsabile di garantire che nessuno stia toccando l'animale o la barella prima di rilasciare lo shock.
NOTA: Qui è stato utilizzato il protocollo di rianimazione basato sulle linee guida (ad esempio, 2 min di compressioni toraciche, valutazione ECG, shock, 2 min di compressione toracica, somministrazione di adrenalina, ecc.). Per ulteriori informazioni, consultare le linee guida4.
- In caso di ritorno della circolazione spontanea (ROSC), interrompere le compressioni toraciche, continuare la ventilazione e applicare il monitoraggio come esteso e per tutto il tempo necessario.
NOTA: La somministrazione di farmaci anestetici può o non può essere interrotta durante la RCP, a seconda del protocollo. Se la sedazione non viene più disponibile, l'infusione deve essere riavviata al momento della conferma del ROSC. - Si raccomanda un approccio mirato per la guida della somministrazione di liquidi e catecholamine, nonché impostazioni respiratorie e di ventilazione standardizzate per prevenire il deterioramento cardiorespiratorio nella fase ROSC che porta a guasti sperimentali.
5. Fine dell'esperimento e eutanasia (nel caso di ROSC)
- Iniettare 0,5 mg di fentanil nella linea venosa centrale. Attendere 5 min. Iniettare 200 mg di propofol nella linea venosa centrale.
- Eutanasia l'animale con un'iniezione di cloruro di potassio di 40 mmol.
- Eseguire la rimozione/fissazione dell'organo o le analisi in base alle esigenze.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
L'arresto cardiaco è stato indotto in sette maiali. Il ritorno della circolazione spontanea dopo la RCP è stato ottenuto in quattro suini (57%) con una media di 3 x 1 defibrillazioni bifasiche. I suini sani e adeguatamente anestesisti devono rimanere in posizione supina senza brividi e segni di agitazione durante l'intero esperimento. La pressione sanguigna arteriosa media non deve scendere al di sotto di 50 mmHg prima dell'inizio della fibrillazione18. Per ottenere risultati ottimali, è possibile eseguire analisi dei gas sanguigni e tutti i valori, compresa la temperatura, devono essere normalizzati.
Se posizionato nella posizione giusta, il catetere di stimolazione dovrebbe iniziare a influenzare il ritmo cardiaco. Questo può provocare extrasisti, tachicardia e tutte le forme di aritmie ventricolari e supraventriculare. L'arresto cardiaco può essere assunto se 1) la lettura ECG mostra fibrillazione ventricolare e 2) nessuna uscita cardiaca o variazioni di pressione sono misurate dalla linea arteriosa (Figura 1). Se questo stato persiste con il generatore spento, la fibrillazione rischia di non placarsi spontaneamente più17.
Una volta avviate le compressioni toraciche, una generazione di uscita cardiaca sufficiente è indicata da una pressione arteriosa media di 30-50 mmHg. (Figura 1) Se aderenti alle linee guida di rianimazione, la somministrazione di adrenalina (1 mg) dovrebbe provocare un sostanziale aumento della pressione sanguigna entro 1 min.
ROSC è confermato da un drammatico aumento delle misurazioni espiratorie di biossido di carbonio (di solito aumentando da 10-20 mmHg durante l'arresto a 45 mmHg e oltre), dal ritmo cardiaco organizzato nell'ECG e dalla rispettiva emissione cardiaca come mostrato dalla misurazione arteriosa. Ipercapnia e un indice Horovitz in diminuzione (PaO2/FiO2) sono comunemente osservati dopo ROSC. Il ristabilimento della ventilazione meccanica controllata porta alla ricompensazione e a condizioni respiratorie stabili (Figura 2). Un tasso ROSC del 50%-70% può essere previsto a seconda del tempo tra l'arresto cardiaco e l'inizio delle compressioni toraciche.
Figura 1: Valori emodinamici tipici. (A) Monitoraggio della frequenza cardiaca durante lo studio (rappresentato come valori medi con barre di errore di deviazione standard [SD]). La frequenza cardiaca scende a zero all'arresto cardiaco (CA) ed è standardizzata durante la RCP secondo le specifiche del dispositivo di compressione toracica (qui, 100 bpm). La tachicardia è regolarmente visto dopo aver raggiunto ROSC, inizialmente a causa della somministrazione di adrenalina e compensazione dell'acidosi metabolica. Valori di solito normalizzare per un periodo di 1-2 h. (B) Valori medi di pressione sanguigna intra-arteriosa. All'arresto cardiaco (CA), la pressione non scende al di sotto di 10-20 mmHg, ma perde tutti i segni di una produzione effettiva. Durante la RCP, soprattutto prima della registrazione degli effetti vasopressori, sono indicate adeguate compressioni toraciche da valori di pressione compresi tra 30-50 mmHg. Dopo il ROS- ROSC, la noradrenalina potrebbe essere necessaria per coprire gli intervalli di bassa pressione sanguigna durante la ricompensazione metabolica. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Parametri di ossigenazione e decarboxylation durante e dopo la rianimazione. (A) Valori di pressione parziale arteriosa dell'anidride carbonica (PaCO2) durante e dopo la RCP (rappresentati come valori medi con barre di errore di deviazione standard). In base alla ventilazione basata sulle linee guida, non devono essere rilevate differenze significative. Un aumento dei livelli di CO2 direttamente dopo ROSC è prevedibile, ma dovrebbe normalizzarsi entro 1 h. (B) Valori tipici dell'indice Horovitz (pressione parziale arteriosa di ossigeno [PaO2]/frazione di ossigeno inspiratorio [FiO2]; raffigurati come valori medi con barre di errore SD). Durante la RCP, l'ossigenazione è spesso altamente compromessa, ma di solito recupera completamente dopo-ROSC durante i primi 2 h. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa cifra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Alcuni importanti problemi tecnici riguardanti l'anestesia in un modello di porcina sono stati precedentemente descritti dal nostro gruppo13,14. Questi includono la rigorosa evitamento di stress e dolore inutile per gli animali, possibili problemi anatomici durante la gestione delle vie aeree, e specifiche esigenze del personale19.
Inoltre, i benefici della cateterizzazione a ultrasuoni sono stati evidenziati in precedenza e rimangono l'approccio preferibile per prevenire danni vascolari durante la strumentazione. Tuttavia, solo gli utenti professionalmente formati dovrebbero lavorare con questa tecnica per produrre i suoi vantaggi20. Per questo modello sperimentale, va sottolineato che la movimentazione dei generatori di frequenza elettrica e dei defibrillatori deve essere gestita solo da personale specificamente addestrato o sotto la loro diretta supervisione. La mancata fornire competenze adeguate durante lo svolgimento di tali sperimentazioni può causare lesioni gravi e può essere pericolosa per la vita.
Il corretto posizionamento del catetere di ritmo e l'avvio della fibrillazione ventricolare possono rivelarsi difficili e possono richiedere il reinserimento del catetere o la variazione di frequenza. Quando si riposiziona o si rimuove il catetere, il palloncino deve essere sgonfiato prima per prevenire lesioni interne e danni al catetere stesso. Se si utilizzano variazioni di frequenza, il catetere deve essere posizionato vicino al miocardio per rilevare le variazioni ECG, quindi la frequenza deve essere lentamente modificata secondo le istruzioni del produttore. È importante sottolineare che il dispositivo di compressione toracica deve essere posizionato correttamente e il maiale deve essere immobilizzato correttamente (come mostrato nel video). Il riposizionamento durante la RCP può essere necessario, ma spesso porta a una rianimazione insufficiente. Anche se l'anatomia toracica e la struttura ossea differiscono rispetto agli esseri umani, i nostri studi hanno mostrato una generazione di perfusione sufficiente e tassi ROSC con un dispositivo di compressione posto sul terzo inferiore dello sterno in posizione mediana.
Modelli di porcina sono stati utilizzati con successo negli studi di cura critica per decenni17,21,22,23. Proprietà anatomiche e fisiologiche simili agli esseri umani consentono deduzioni ragionevolmente accurate per quanto riguarda le reazioni dei pazienti a determinati stimoli o situazioni cliniche. Il modello di rianimazione presentato è stato utilizzato e modificato in varie prove18,24,25,26. Fornisce un ambiente sperimentale che consente la valutazione dell'efficacia delle linee guida, poiché (a differenza dei modelli di rianimazione nei roditori) equivalgono a intervalli di compressione toracica, soglie di pressione sanguigna, valori di gas nel sangue ed energie di defibrillazione possono essere utilizzati rispettivamente per confronti umani, come raccomandato rispettivamente da ILCOR e CER. Ciò facilita progetti di studio comparabili e comprensibili a livello internazionale, generando così una maggiore qualità delle prove complessive. Il modello consente inoltre un'adeguata valutazione degli effetti farmacologici non solo qualitativamente, ma anche in modo dipendente dalla dose.
Ipotizzando la rianimazione basata sulle linee guida con intervalli di 2 min tra le defibrillazioni, i suini di solito raggiungono ROSC entro i primi quattro ammortizzatori o entro 8-10 min27. Un tasso ROSC del 50%-70% può essere previsto a seconda del tempo tra l'arresto cardiaco e l'inizio delle compressioni toraciche. Se non è possibile raggiungere tassi di ROSC accettabili o valori di pressione sanguigna adeguati, è possibile aggiungere la vasopressina (0,5 IU/kgBW) al regime terapeutico durante la RCP. Durante e subito dopo la RCP, lo scambio di gas polmonare è fortemente compromesso. Questo dipende in gran parte dalla modalità di ventilazione utilizzata durante le compressioni toraciche e può avere effetti a lungo termine sul danno dell'organo finale e l'infiammazione18,25,28. Inoltre, l'acidosi metabolica e il miocardio stordito possono portare a ipotensione persistente, soprattutto nel primo 1 h dopo ROSC. Questo può essere trattato con somministrazione di liquidi (20-30 mL/kgBW) e infusione continua di noradrenalina. Un'eccessiva acidosi può anche essere trattata con soluzione di bicarbonato di sodio dell'8,4% con un massimo di 4 mL/kgBW.
Questo protocollo sperimentale fornisce un ambiente standardizzato per la ricerca sulla rianimazione in cui gli aspetti degli effetti emodinamici di trattamenti specifici farmacologici, l'influenza delle modalità di ventilazione sui tassi di ROSC, i danni agli organi finali e le reazioni post-rianimazione possono essere analizzati e valutati in varie circostanze. Questo aiuterà a approfondire le conoscenze scientifiche sui meccanismi patofisiologici alla base della fibrillazione ventricolare e potrebbe portare a opzioni di trattamento più efficaci.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Il dispositivo LUCAS-2 è stato fornito incondizionatamente da Stryker/Physio-Control, Redmond, WA, USA per scopi di ricerca sperimentale. Nessun utente segnala conflitti di interesse.
Acknowledgments
Gli autori vogliono ringraziare Dagmar Dirvonskis per un eccellente supporto tecnico.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 M- Kaliumchlorid-Lösung 7,46% 20ml | Fresenius, Kabi Deutschland GmbH | potassium chloride | |
| Arterenol 1mg/ml 25 ml | Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH | norepinephrine | |
| Atracurium Hikma 50mg/5ml | Hikma Pharma GmbH, Martinsried | atracurium | |
| BD Discardit II Spritze 2,5,10,20 ml | Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain | syringe | |
| BD Luer Connecta | Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Schweden | 3-way-stopcock | |
| BD Microlance 3 20 G | Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain | canula | |
| CorPatch Easy Electrodes | CorPuls, Kaufering, Germany | defibrillator electrodes | |
| Corpuls 3 | Corpuls, Kaufering, Germany | defibrillator | |
| Datex Ohmeda S5 | GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland | hemodynamic monitor | |
| Engström Carestation | GE Heathcare, Madison USA | ventilator | |
| Fentanyl-Janssen 0,05mg/ml | Janssen-Cilag GmbH, Neuss | fentanyl | |
| Führungsstab, Durchmesser 4.3 | Rüsch | endotracheal tube introducer | |
| Incetomat-line 150 cm | Fresenius, Kabi Deutschland GmbH | perfusorline | |
| Ketamin-Hameln 50mg/ml | Hameln Pharmaceuticals GmbH | ketamine | |
| laryngoscope | Rüsch | laryngoscope | |
| logicath 7 Fr 3-lumen 30cm lang | Smith- Medical Deutschland GmbH | central venous catheter | |
| LUCAS-2 | Physio-Control/Stryker, Redmond, WA, USA | chest compression device | |
| Masimo Radical 7 | Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA | periphereal oxygen saturation | |
| Neofox Oxygen sensor 300 micron fiber | Ocean optics Largo, FL USA | ultrafast pO2-measurements | |
| Ölsäure reinst Ph. Eur NF C18H34O2 M0282,47g/mol Dichte 0,9 | Applichem GmbH Darmstadt, Deutschland | oleic acid | |
| Original Perfusor syringe 50ml Luer Lock | B.Braun Melsungen AG, Germany | perfusorsyringe | |
| Osypka pace, 110 cm | Osypka Medical GmbH, Rheinfelden-Herten, Germany | Pacing/fibrillation catheter | |
| PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm | Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA | PAC | |
| Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideport | Arrow international inc. Reading, PA, USA | introducer sheath | |
| Perfusor FM Braun | B.Braun Melsungen AG, Germany | syringe pump | |
| Propofol 2% 20mg/ml (50ml flasks) | Fresenius, Kabi Deutschland GmbH | propofol | |
| Radifocus Introducer II, 5-8 Fr | Terumo Corporation Tokio, Japan | introducer sheath | |
| Rüschelit Super Safety Clear >ID 6/ 6,5 /7,0 mm | Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia | endotracheal tube | |
| Seldinger Nadel mit Fixierflügel | Smith- Medical Deutschland GmbH | seldinger canula | |
| Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem | Sonosite Bothell, WA, USA | ultrasound | |
| Stainless Macintosh Größe 4 | Welsch Allyn69604 | blade for laryngoscope | |
| Stresnil 40mg/ml | Lilly Deutschland GmbH, Abteilung Elanco Animal Health | azaperone | |
| Vasofix Safety 22G-16G | B.Braun Melsungen AG, Germany | venous catheter | |
| Voltcraft Model 8202 | Voltcraft, Hirschau, Germany | oscilloscope/function generator |
References
- Grasner, J. T., et al. EuReCa ONE-27 Nations, ONE Europe, ONE Registry: A prospective one month analysis of out-of-hospital cardiac arrest outcomes in 27 countries in Europe. Resuscitation. 105, 188-195 (2016).
- Raffee, L. A., et al. Incidence, Characteristics, and Survival Trend of Cardiopulmonary Resuscitation Following In-hospital Compared to Out-of-hospital Cardiac Arrest in Northern Jordan. Indian Journal of Critical Care Medicine. 21 (7), 436-441 (2017).
- Brooks, S. C., et al. Part 6: Alternative Techniques and Ancillary Devices for Cardiopulmonary Resuscitation: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132 (18 Suppl 2), S436-S443 (2015).
- Callaway, C. W., et al. Part 4: Advanced Life Support: 2015 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations. Circulation. 132 (16 Suppl 1), S84-S145 (2015).
- Sandroni, C., Nolan, J. ERC 2010 guidelines for adult and pediatric resuscitation: summary of major changes. Minerva Anestesiology. 77 (2), 220-226 (2011).
- Tanaka, H., et al. Modifiable Factors Associated With Survival After Out-of-Hospital Cardiac Arrest in the Pan-Asian Resuscitation Outcomes Study. Annals of Emergency Medicine. , (2017).
- Kleinman, M. E., et al. Part 5: Adult Basic Life Support and Cardiopulmonary Resuscitation Quality: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132 (18 Suppl 2), S414-S435 (2015).
- Link, M. S., et al. Part 7: Adult Advanced Cardiovascular Life Support: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132 (18 Suppl 2), S444-S464 (2015).
- Olasveengen, T. M., et al. 2017 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations Summary. Circulation. 136 (23), e424-e440 (2017).
- Rubulotta, F., Rubulotta, G. Cardiopulmonary resuscitation and ethics. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 25 (4), 265-269 (2013).
- McInnes, A. D., et al. The first quantitative report of ventilation rate during in-hospital resuscitation of older children and adolescents. Resuscitation. 82 (8), 1025-1029 (2011).
- Maertens, V. L., et al. Patients with cardiac arrest are ventilated two times faster than guidelines recommend: an observational prehospital study using tracheal pressure measurement. Resuscitation. 84 (7), 921-926 (2013).
- Ziebart, A., et al. Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
- Kamuf, J., et al. Oleic Acid-Injection in Pigs As a Model for Acute Respiratory Distress Syndrome. Journal of Visualized Experiments. (140), (2018).
- Weiner, M. M., Geldard, P., Mittnacht, A. J. Ultrasound-guided vascular access: a comprehensive review. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesiology. 27 (2), 345-360 (2013).
- Mayer, J., Suttner, S. Cardiac output derived from arterial pressure waveform. Current Opinions in Anaesthesiology. 22 (6), 804-808 (2009).
- Hartmann, E. K., et al. Ventilation/perfusion ratios measured by multiple inert gas elimination during experimental cardiopulmonary resuscitation. Acta Anaesthesiologica Scandanivica. 58 (8), 1032-1039 (2014).
- Ruemmler, R., et al. Ultra-low tidal volume ventilation-A novel and effective ventilation strategy during experimental cardiopulmonary resuscitation. Resuscitation. 132, 56-62 (2018).
- Wani, T. M., et al. Upper airway in infants-a computed tomography-based analysis. Paediatric Anaesthesia. 27 (5), 501-505 (2017).
- Tuna Katircibasi, M., et al. Comparison of Ultrasound Guidance and Conventional Method for Common Femoral Artery Cannulation: A Prospective Study of 939 Patients. Acta Cardiol Sin. 34 (5), 394-398 (2018).
- Hartmann, E. K., et al. Correlation of thermodilution-derived extravascular lung water and ventilation/perfusion-compartments in a porcine model. Intensive Care Medicine. 39 (7), 1313-1317 (2013).
- Hartmann, E. K., et al. An inhaled tumor necrosis factor-alpha-derived TIP peptide improves the pulmonary function in experimental lung injury. Acta Anaesthesiol Scand. 57 (3), 334-341 (2013).
- Ziebart, A., et al. Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs. Respiratory Research. 15, 101 (2014).
- Tan, D., et al. Duration of cardiac arrest requires different ventilation volumes during cardiopulmonary resuscitation in a pig model. Journal of Clinical Monitoring and Computing. , (2019).
- Kill, C., et al. Mechanical ventilation during cardiopulmonary resuscitation with intermittent positive-pressure ventilation, bilevel ventilation, or chest compression synchronized ventilation in a pig model. Critical Care Medicine. 42 (2), e89-e95 (2014).
- Speer, T., et al. Mechanical Ventilation During Resuscitation: How Manual Chest Compressions Affect a Ventilator's Function. Advances in Therapy. 34 (10), 2333-2344 (2017).
- Kill, C., et al. Chest Compression Synchronized Ventilation versus Intermitted Positive Pressure Ventilation during Cardiopulmonary Resuscitation in a Pig Model. PLoS ONE. 10 (5), e0127759 (2015).
- Newell, C., Grier, S., Soar, J. Airway and ventilation management during cardiopulmonary resuscitation and after successful resuscitation. Critical Care. 22 (1), 190 (2018).
