Summary
A ressuscitação cardiopulmonar e a desfibrilação são as únicas opções terapêuticas eficazes durante a parada cardíaca causada pela fibrilação ventricular. Esse modelo apresenta um regime padronizado para induzir, avaliar e tratar esse estado fisiológico em um modelo suíno, proporcionando assim uma abordagem clínica com diversas oportunidades de coleta e análise de dados.
Abstract
A ressuscitação cardiopulmonar após a parada cardíaca, independente de sua origem, é uma emergência médica regularmente encontrada em hospitais, bem como ambientes pré-clínicos. Ensaios randomizados em potencial em seres humanos são difíceis de projetar e eticamente ambíguos, o que resulta em falta de terapias baseadas em evidências. O modelo apresentado neste relatório representa uma das causas mais comuns de paradas cardíacas, fibrilação ventricular, em um cenário padronizado em um grande modelo animal. Isso permite observações reprodutíveis e várias intervenções terapêuticas em condições clinicamente precisas, facilitando assim a geração de melhores evidências e, eventualmente, o potencial para um melhor tratamento médico.
Introduction
Parada cardíaca e ressuscitação cardiopulmonar (RCP) são regularmente encontradas emergências médicas em enfermarias hospitalares, bem como cenários pré-clínicos de emergência1,2. Embora tenha havido esforços extensivos para caracterizar o tratamento ideal para essa situação3,4,5,6, diretrizes internacionais e recomendações especializadas (por exemplo, ERC e ILCOR) geralmente dependem de evidências de baixo grau devido à falta de futuros ensaios randomizados3,4,5,7,8. Isso se deve, em parte, a óbvias reservas éticas sobre protocolos de ressuscitação randomizados em ensaios humanos10. No entanto, isso também pode apontar para a falta de adesão rigorosa ao protocolo quando confrontado com uma situação de risco de vida11,12. O protocolo apresentado neste relatório visa fornecer um modelo de ressuscitação padronizado em um ambiente clínico realista, que gera dados valiosos e prospectivos, sendo o mais válido e preciso possível sem a necessidade de sujeitos humanos. Adere às diretrizes comuns de ressuscitação, pode ser facilmente aplicado e permite que as pesquisas examinem e caracterizem vários aspectos e intervenções em um ambiente crítico, mas controlado. Isso levará a 1) uma melhor compreensão dos mecanismos patológicos subjacentes à parada cardíaca e fibrilação ventricular e 2) evidências de maior qualidade, a fim de otimizar as opções de tratamento e aumentar as taxas de sobrevivência.
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Protocol
Os experimentos neste protocolo foram aprovados pelo Comitê estadual e Institucional de Cuidados com animais (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Alemanha; Presidente: Dr. Silvia Eisch-Wolf; aprovação não. G16-1-042). Os experimentos foram realizados de acordo com as diretrizes da ARRIVE. Sete suínos machos anestesiados (sus scrofa domestica) com peso médio de 30 ± 2 kg e 12-16 semanas de idade foram incluídos no protocolo.
1. Anestesia, entubação e ventilação mecânica13,14
- Mantenha os animais em seu ambiente normal o maior tempo possível para minimizar o estresse. Retenha a comida 6h antes do experimento programado para reduzir o risco de aspiração, mas não recuse o acesso à água.
- Suínos sedados com injeção combinada de cetamina (4 mg/kg) e azaperone (8 mg/kg) no pescoço ou músculo glúteo com uma agulha (20 G) para injeção intramuscular. Deixe os animais imperturbáveis em seus estábulos até que a sedação se instale (15-20 min).
ATENÇÃO: Luvas são absolutamente necessárias ao manusear animais. - Transporte os animais sedados para o laboratório. O tempo de transporte não deve exceder o tempo efetivo de sedação (aqui, 30-60 min).
- Monitore a saturação de oxigênio periférico (SpO2) com um sensor cortado na cauda ou orelha.
- Desinfete a pele com um desinfetante alcoólico antes da inserção de um cateter de veia periférica (20 G) em uma veia da orelha. Pulverize a área, limpe 1x, borrife novamente, e deixe o desinfetante secar.
- Administrar analgesia através de injeção endovenosa de fentanil (4 μg/kg). Induzir anestesia com injeção intravenosa de propofol (3 mg/kg)
- Coloque o porco em posição de supina em uma maca com um colchão de vácuo e fixe-o com ataduras. Aplique relaxante muscular através de injeção endovenosa de atracurium (0,5 mg/kg)
- Inicie diretamente a ventilação não invasiva com uma máscara de ventilação do cão (tamanho 2). Os parâmetros de ventilação são os seguintes: FiO2 (fração de oxigênio inspirador) = 100%, taxa respiratória = 18-20 respirações/min, pico de pressão inspiradora = <20 cmH20, PEEP (pressão positiva end-expiratório) = 5 cmH20.
- Mantenha a anestesia através da infusão contínua de fentanil (0,1-0,2 mg kg-1 h-1) e propofol (8-12 mgkg-1 h-1). Inicie uma infusão contínua de solução de eletrólito balanceada (5 mL kg-1 h-1).
- Proteja as vias aéreas através de entubação com um tubo endotracário comum (ID 6-7) e um introdutor. Use um laringoscópio comum com uma lâmina Macintosh (tamanho 4). Duas pessoas são necessárias para este passo.
- Certifique-se de que uma pessoa fixa a língua lá fora com um pedaço de tecido e abra o focinho com a outra mão.
- Certifique-se de que a segunda pessoa realize uma laringoscopia da laringe porinina. Quando a epiglottis entrar em vista, mova o laringoscópio ventoralmente. A epiglottis deve ser levantada e as cordas vocais serão visíveis.
NOTA: Se a epiglottis não se mover à ventoral, ele vai grudar no palatino macio e pode ser mobilizado pela ponta do tubo.
- Certifique-se de que a segunda pessoa realize uma laringoscopia da laringe porinina. Quando a epiglottis entrar em vista, mova o laringoscópio ventoralmente. A epiglottis deve ser levantada e as cordas vocais serão visíveis.
- Certifique-se de que uma pessoa fixa a língua lá fora com um pedaço de tecido e abra o focinho com a outra mão.
- Mova o tubo cuidadosamente através das cordas vocais.
NOTA: O ponto mais estreito da traqueia não está no nível das cordas vocais, mas é subglotótico. Se a inserção do tubo não for possível, tente girar o tubo no sentido horário ou use um tubo menor. - Puxe o introdutor para fora do tubo. Use uma seringa de 10 mL para bloquear a braçadeira com 10 mL de ar. Controle a pressão da braçadeira com um gerente de punho (30 cmH2O).
- Inicie a ventilação mecânica após a conexão do tubo com um ventilador (PEEP = 5 cmH2O, volume de maré = 8 mL/kg, FiO2 = 0,4, I:E [relação inspiração para expiração] = 1:2, taxa respiratória = variável para alcançar um CO2 de maré final de <6 kPa, geralmente 20-30/min). Certifique-se de que a posição do tubo está correta por exalação regular e periódica de dióxido de carbono via capnografia.
- Verifique a ventilação dupla via auscultação.
NOTA: Em caso de colocação incorreta do tubo, um estômago cheio de ar rapidamente forma uma protuberância claramente visível através da parede abdominal. Neste caso, é necessária a substituição imediata da sonda e a inserção de uma sonda gástrica. Se a intubação não for bem sucedida, volte para a ventilação da máscara e experimente um tubo menor ou melhor posicionamento do focismo. - Coloque a sonda gástrica no estômago para evitar o refluxo e vomitar com duas pessoas.
- Conserte a língua lá fora com um pedaço de tecido e abra o focinho com a outra mão.
- Certifique-se de que uma segunda pessoa realize uma laringoscopia da laringe de suínos e visualize o esôfago. Empurre a sonda gástrica dentro do esôfago com os fórceps de Magill até que o fluido gástrico seja drenado.
NOTA: A visualização pode ser difícil. Neste caso, levante o tubo com o laringoscópio ventilado para abrir o esôfago.
- Certifique-se de que uma segunda pessoa realize uma laringoscopia da laringe de suínos e visualize o esôfago. Empurre a sonda gástrica dentro do esôfago com os fórceps de Magill até que o fluido gástrico seja drenado.
- Conserte a língua lá fora com um pedaço de tecido e abra o focinho com a outra mão.
2. Instrumentação
- Use ataduras para puxar para trás os retrovisões para suavizar as dobras na área femoral para caterização do vaso.
- Prepare os seguintes materiais: seringas (5 mL, 10 mL e 50 mL), agulha Seldinger, bainhas introdutoras (6 Fr, 8 Fr, 8 Fr), fios guiados para as bainhas, cateter venoso central com três portas (7 Fr, 30 cm) com fio guia, monitor de saída cardíaca(Tabela de Materiais)e um cateter (5 Fr, 20 cm).
- Desinfete a área inguinal (ver passo 1.6). Repita este processo 2x.
- Encha todos os cateteres com solução salina. Aplique gel de ultrassom na sonda de ultrassom. Cubra a área inguinal com uma cortina estéril fenestrated.
- Escaneie os vasos femorais certos com ultrassom e use técnica doppler para identificar a artéria e veia15. Visualize a artéria femoral certa axialmente. Mude para uma visão longitudinal da arteria girando a sonda 90°.
- Perfurar a artéria femoral certa visualização de ultrassom com a agulha Seldinger aspiração permanente com a seringa de 5 mL.
NOTA: Em nossa opinião, a técnica de Seldinger guiada por ultrassom está associada a significativamente menos perda sanguínea e trauma tecidual do que outros métodos de acesso vascular. - Confirme a posição da agulha desejada observando sangue pulsante vermelho brilhante. Desconecte a seringa e insira rapidamente o fio guia na artéria femoral certa.
- Visualize o eixo longitudinal da veia femoral direita. Insira a agulha Seldinger aspiração permanente com a seringa de 5 mL. Aspirar qualquer sangue venoso vermelho escuro.
NOTA: Se a posição correta da agulha nos diferentes vasos não puder ser confirmada visualmente, pegue amostras de sangue e analise o teor de gás sanguíneo. Um alto nível de oxigênio é um bom sinal para o sangue arterial, enquanto a saturação de oxigênio baixo indica posição endovenosa. - Insira o fio guia para o cateter venoso central na veia femoral direita depois de desconectar a seringa. Retraia a agulha seldinger.
- Visualize ambas as naves certas usando ultrassom para controlar a posição correta do fio. Empurre a bainha de introdutor arterial (6 Fr) sobre o fio guia para a artéria direita e proteja a posição com aspiração sanguínea.
NOTA: Colocar a bainha através da pele pode ser difícil. Pode ser útil realizar uma pequena incisão ao longo do fio para facilitar uma melhor colocação. - Use a técnica de Seldinger para posicionar a linha venosa central na veia femoral direita. Aspirar todas as portas e dar descarga com solução salina.
- Realize o mesmo procedimento no lado inguinal esquerdo para inserir as outras bainhas introdutoras na técnica de Seldinger na artéria femoral esquerda (8 Fr) e veia femoral (8 Fr).
- Conecte a bainha de introdutor arterial direito e o cateter venoso central com dois sistemas transdutores para medição da hemodinâmica invasiva. Posicione os dois transdutores no nível cardíaco.
- Ligue os para-galos de ambos os transdutores abertos à atmosfera para calibrar o sistema para zero.
NOTA: É necessário evitar que bolhas de ar e manchas de sangue no sistema gerem valores plausíveis. - Mude todas as infusões para manter anestesia da veia periférica para uma linha venosa central. Pegue valores básicos (hemodinâmica, espirometria e outras saídas do monitor cardíaco; veja a seção 3) após uma recuperação de 15 min.
- Inicie fibrilação ventricular (ver seção 4).
3. Saída cardíaca do contorno de pulso
- Insira o cateter de termodiliona transpulmonal na bainha de introdução arterial direita.
NOTA: Na clínica, os cateteres de termodilionsão são diretamente colocados pela técnica de Seldinger. No entanto, a colocação através de uma bainha introdutora também é viável. No protocolo proposto, as bainhas são colocadas como um acesso vascular padronizado para máxima flexibilidade na instrumentação ao longo de diferentes experimentos. - Conecte o cateter com o fio arterial do sistema de monitor cardíaco. Troque o transdutor arterial diretamente com a porta do monitor cardíaco e recalibra conforme descrito na etapa 2.14. Conecte a unidade de medição venosa do sistema de monitor cardíaco com a bainha de introdução venosa esquerda.
NOTA: É necessário conectar as sondas venosas e arteriais o mais distante possível; caso contrário, a medição será perturbada, pois a aplicação de água fria no sistema venoso afetará a medição arterial. Mais detalhes sobre o PiCCO2 foram fornecidos anteriormente16. - Ligue o sistema de monitor cardíaco. Confirme que um novo paciente está sendo medido. Digite o tamanho e o peso.
- Mude a categoria para adultos. Digite o nome do protocolo e a iD. Clique em Sair.
- Ajuste o volume de injeção em 10 mL.
NOTA: O volume da solução de injeção escolhida pode ser alterado no software. Um volume maior torna os valores medidos mais válidos. Um pequeno volume foi escolhido para este experimento para evitar quaisquer efeitos de hemodiluição. - Entre na pressão venosa central.
- Abra o para-lo para da atmosfera.
- Clique em Zero para calibração do sistema. Clique em Sair.
- Calibrar a medição contínua da saída cardíaca.
- Clique em TD (termodiliação). Prepare uma solução salina fisiológica com uma temperatura de 4 °C em uma seringa de 10 mL. Clique no Start.
- Injete 10 mL de solução salina fria de forma rápida e constante na unidade de medição venosa. Aguarde até que a medição seja concluída e o sistema solicite uma repetição.
- Repita a etapa anterior até que três medições sejam concluídas. O sistema calculará a média de todos os parâmetros. Clique em Sair.
NOTA: As medições começarão imediatamente após a conclusão da calibração. Embora as medidas de saída cardíaca durante a RCP não sejam realizadas regularmente, os resultados plausíveis foram capazes de ser afirmados após calibração adequada17,18.
4. Fibrilação ventricular e ressuscitação mecânica
- Coloque eletrodos de remendo desfibrilador em posição anterior-posterior no tronco. O eletrodo posterior deve ser posicionado no hemithorax esquerdo central.
NOTA: Use uma navalha para remover o excesso de cabelo e sujeira para facilitar a condução ideal. - Conecte os eletrodos a um desfibrilador e estabeleça um ECG.
- Imobilize o porco dentro do colchão de vácuo. Esvazie o colchão para evitar movimentos indesejados durante a RCP. Controle fixação dos membros.
- Coloque o dispositivo de compressão torácica (aqui, LUCAS-2) ao redor do peito e o colchão de vácuo de acordo com as recomendações do fabricante. Ajuste a almofada de pressão para o terço inferior do esterno na posição mediana.
- Ligue o dispositivo de compressão torácica (botão "potência") e abaixe a almofada de pressão ao nível da pele. Defina a frequência de compressão a 100/min, se não for definida de outra forma no protocolo. Pressione o botão Pausa para preparar o dispositivo de compressão para compressões torácicas.
- Insira um cateter fibrilação/pacing na veia femoral esquerda através da bainha i.v.
- Inflar o manguito do cateter com 1-2 mL de ar. Empurre lentamente ainda mais a braçadeira inflada até que ela seja colocada ao lado do átrio direito (geralmente cerca de 50 cm de distância).
- Conecte eletrodos cateterais a um gerador de oscilação/função adequado. Ajuste os parâmetros de fibrilação aos valores desejados (aqui, uma corrente de 13,8 V com frequências entre 50-200 Hz).
- Ligue o gerador e monitore as alterações do ECG. Mova o cateter lentamente para a frente até que as arritmias possam ser detectadas no ECG.
ATENÇÃO: Evite que os eletrodos separados no final do cateter toquem na pele humana ou uns aos outros para evitar curtos-circuitos e possivelmente situações de risco de vida. - Varie cuidadosamente a posição do cateter até que a fibrilação ventricular possa ser detectada.
NOTA: Pode ser difícil induzir fibrilação imediatamente. Se uma posição é alcançada em que os efeitos do ECG podem ser vistos, alterar a frequência ou ligar e desligar repetidamente o gerador às vezes pode ser útil. - Uma vez confirmada a fibrilação ventricular, desligue o gerador, esvazie o balão e remova o cateter fibrilação. Mantenha a fibrilação com ou sem ventilação pelo tempo necessário.
- Inicie compressões mecânicas do peito pressionando o botão Jogar no dispositivo de compressão. Para interromper as compressões torácicas, pressione o botão Pausa no dispositivo de compressão.
- Analise os padrões de ECG. Se a fibrilação ventricular persistir, prepare a desfibrilação.
- Digite o modo Manual no menu desfibrilador. Ajuste a energia para 200 J bifasic.
- Pressione o botão Carregar. Espere até que o sinal acústico se aquece para indicar um valor de choque preparado. Inicie choque elétrico.
ATENÇÃO: Somente usuários experientes devem lidar com desfibriladores e cateteres de fibrilação. Nenhum choque deve ser iniciado se houver alguma indicação de materiais defeituosos ou usados. A iniciação de um choque elétrico deve ser sempre anunciada claramente audível para cada pessoa na sala, e a pessoa que lança a desfibrilação é responsável por garantir que ninguém esteja tocando o animal ou maca antes de liberar o choque.
NOTA: Aqui, foi utilizado o protocolo de ressuscitação baseado em diretrizes (ou seja, 2 min de compressões torácicas, avaliação do ECG, choque, 2 min de compressões torácicas, administração de adrenalina, etc.). Para obter mais informações, consulte as diretrizes4.
- No caso de retorno da circulação espontânea (ROSC), pare compressões torácicas, continue a ventilação e aplique monitoramento tão extensivamente quanto pelo tempo necessário.
NOTA: A administração de medicamentos anestésicos pode ou não ser interrompida durante a RCP, dependendo do protocolo. Se a sedação for interrompida, a infusão deve ser reiniciada após a rosc confirmada. - Recomenda-se uma abordagem direcionada ao objetivo para a orientação da administração de fluidos e catecolamina, bem como ajustes respiratórios e de ventilação padronizados para evitar a deterioração cardiorrespiratória na fase rosc que leva à falha experimental.
5. Fim do experimento e eutanásia (no caso da ROSC)
- Injete 0,5 mg de fentanil na linha venosa central. Espere 5 min. Injete 200 mg de propofol na linha venosa central.
- Eutanize o animal com uma injeção de cloreto de potássio de 40 mmol.
- Realizar remoção/fixação de órgãos ou análises conforme necessário.
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Representative Results
A parada cardíaca foi induzida em sete porcos. O retorno da circulação espontânea após a RCP foi alcançado em quatro Suínos (57%) com média de 3 ± 1 desfibrilações bifasic. Suínos saudáveis e adequadamente anestesiados devem permanecer em posição supina sem tremores e sinais de agitação durante todo o experimento. As prensas arterials médias não devem cair abaixo de 50 mmHg antes do início da fibrilação18. Para obter resultados ideais, as análises de gás sanguíneo podem ser realizadas e todos os valores, incluindo temperatura, devem ser normalizados.
Se colocado na posição certa, o cateter de ritmo deve começar a influenciar o ritmo cardíaco. Isso pode resultar em estantes, taquicardia e todas as formas de arritmiaventas ventriculares e supraventriculares. A parada cardíaca pode ser assumida se 1) a leitura do ECG mostrar fibrilação ventricular e 2) nenhuma saída cardíaca ou variações de pressão são medidas pela linha arterial(Figura 1). Se este estado persistir com o gerador desligado, a fibrilação provavelmente não diminuirá espontaneamente mais17.
Uma vez iniciadas as compressões torácicas, a geração de produção cardíaca suficiente é indicada por uma pressão arterial média de 30-50 mmHg. (Figura 1) Se aderir às diretrizes de ressuscitação, a administração da adrenalina (1 mg) deve resultar em um aumento substancial da pressão arterial dentro de 1 min.
Rosc é confirmado por um aumento dramático nas medidas expiratórias de dióxido de carbono (geralmente aumentando de 10-20 mmHg durante a parada para 45 mmHg e acima), ritmo cardíaco organizado no ECG e respectiva produção cardíaca, como mostrado pela medição arterial. Hipercapnia e um índice Horovitz reduzido (PaO2/FiO2) são comumente observados após rosc. O restabelecimento da ventilação mecânica controlada leva à recompensação e às condições respiratórias estáveis (Figura 2). Uma taxa rosc de 50%-70% pode ser esperada dependendo do tempo entre parada cardíaca e o início das compressões torácicas.
Figura 1: Valores hemodinâmicos típicos. (A) Monitoramento da frequência cardíaca durante o ensaio (retratado como valores médios com barras de erro de desvio padrão [SD]). A frequência cardíaca cai para zero na parada cardíaca (CA) e é padronizada durante a RCP de acordo com as especificações do dispositivo de compressão torácica (aqui, 100 bpm). A taquicardia é vista regularmente após alcançar a ROSC, inicialmente como resultado da administração da adrenalina e da compensação da acidose metabólica. Os valores geralmente normalizam durante um período de 1-2 h.(B) Valores médios de pressão arterial intra-arterial. Na parada cardíaca (AC), a pressão não cai abaixo de 10-20 mmHg, mas perde todos os sinais de saída efetiva. Durante a RCP, especialmente antes dos efeitos vasopressores serem registrados, as compressões torácicas adequadas são indicadas por valores de pressão entre 30-50 mmHg. Pós-ROSC, a norepinefrina pode ser necessária para cobrir intervalos de baixa pressão arterial durante a recompensação metabólica. Clique aqui para ver uma versão maior deste valor.
Figura 2: Oxigenação e descarboxiação parâmetros durante e após a ressuscitação. (A)Valores de pressão parcial arterial de dióxido de carbono (PaCO2) durante e após a RCP (retratados como valores médios com barras de erro de desvio padrão). ventilação baseada em diretrizes, não devem ser detectadas diferenças significativas. Um aumento nos níveis de CO2 diretamente após a ROSC é esperado, mas deve normalizar dentro de 1h (B) Valores típicos do índice Horovitz (pressão parcial arterial de oxigênio [PaO2]/fração de oxigênio inspirador [FiO2];retratado como valores médios com barras de erro SD). Durante a RCP, a oxigenação é muitas vezes altamente prejudicada, mas geralmente recupera totalmente o pós-ROSC durante as primeiras 2 horas. Clique aqui para ver uma versão maior deste valor.
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Discussion
Algumas grandes questões técnicas relativas à anestesia em um modelo suíno já foram descritas pelo nosso grupo13,14. Estes incluem a estrita evasão do estresse e dor desnecessária para os animais, possíveis problemas anatômicos durante o manejo das vias aéreas e requisitos específicos de pessoal19.
Além disso, os benefícios do cateterismo guiado por ultrassom foram destacados anteriormente e continua sendo a abordagem preferível para evitar danos vasculares durante a instrumentação. No entanto, apenas usuários treinados profissionalmente devem trabalhar com essa técnica para produzir suas vantagens20. Para este modelo experimental, deve-se ressaltar que o manuseio de geradores de frequência elétrica, bem como desfibriladores, só deve ser tratado por pessoal especificamente treinado ou sua supervisão direta. A falta de conhecimento adequado durante a realização desses ensaios pode resultar em ferimentos graves e pode ser fatal.
O posicionamento correto do cateter de ritmo e o início da fibrilação ventricular podem ser difíceis e podem exigir reinserção do cateter ou variação de frequência. Ao reposicionar ou remover o cateter, o balão deve ser esvaziado primeiro para evitar lesões internas, bem como danos ao cateter em si. Se as variações de frequência forem utilizadas, o cateter deve ser colocado perto do miocárdio para detectar alterações de ECG, então a frequência deve ser lentamente alterada de acordo com as instruções do fabricante. É importante ressaltar que o dispositivo de compressão torácica tem que ser posicionado corretamente e o porco tem que ser devidamente imobilizado (como mostrado no vídeo). O reposicionamento durante a RCP pode ser necessário, mas muitas vezes leva à reanimação insuficiente. Embora a anatomia torácica e a estrutura óssea diferem em comparação com os humanos, nossos estudos mostraram geração de perfusão suficiente e taxas rosc com um dispositivo de compressão colocado no terço inferior do esterno na posição mediana.
Os modelos suínos têm sido usados com sucesso em estudos de atenção crítica durante as décadasde 17,21,22,23. Propriedades anatômicas e fisiológicas similares comparáveis aos seres humanos permitem deduções razoavelmente precisas sobre reações dos pacientes a certos estímulos ou situações clínicas. O modelo de ressuscitação apresentado foi usado e modificado em diversos ensaios18,24,25,26. Fornece um cenário experimental que permite a avaliação da eficácia da diretriz, uma vez que (em contraste com modelos de ressuscitação em roedores) intervalos iguais de compressão torácica, limiares de pressão arterial, valores do gás sanguíneo e energias de desfibrilação podem ser usados para comparações humanas, como recomendado pelo ILCOR e ERC, respectivamente. Isso facilita projetos de estudo internacionalmente comparáveis e compreensíveis, gerando assim uma maior qualidade de evidências em geral. O modelo também permite uma avaliação adequada dos efeitos medicamentosos não apenas qualitativamente, mas também de forma dependente de dose.
Assumindo a ressuscitação baseada em diretrizes com intervalos de 2 minutos entre desfibrilações, os porcos geralmente alcançam rosc dentro dos quatro primeiros choques ou dentro de 8-10 min27. Uma taxa rosc de 50%-70% pode ser esperada dependendo do tempo entre parada cardíaca e o início das compressões torácicas. Se as taxas de ROSC aceitáveis ou valores adequados da pressão arterial não puderem ser alcançadas, é possível adicionar vasopressina (0,5 UU/kgBW) ao regime de terapia durante a RCP. Durante e diretamente após a RCP, a troca de gás pulmonar é fortemente prejudicada. Isso depende em grande parte do modo de ventilação usado durante as compressões torácicas e pode ter efeitos a longo prazo sobre danos nos órgãos finais e inflamação18,25,28. Além disso, acidose metabólica e miocárdio atordoado podem levar à hipotensão persistente, especialmente na primeira 1h após rosc. Isso pode ser tratado pela administração de fluidos (20-30 mL/kgBW) e infusão contínua de norepinefrina. Acidose excessiva também pode ser tratada com 8,4% de solução de bicarbonato de sódio com máxima de 4 mL/kgBW.
Este protocolo experimental fornece um cenário padronizado para pesquisas de ressuscitação na qual os aspectos dos efeitos hemodinâmicos de tratamentos medicamentosos específicos, influência dos modos de ventilação nas taxas rosc, danos nos órgãos finais e reações pós-ressuscitação pode ser analisado e avaliado em várias circunstâncias. Isso ajudará a aprofundar a visão científica dos mecanismos fibrilação ventriculares subjacentes à fibrilação ventricular e pode levar a opções de tratamento mais eficazes.
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Disclosures
O dispositivo LUCAS-2 foi fornecido incondicionalmente por Stryker/Physio-Control, Redmond, WA, EUA para fins experimentais de pesquisa. Nenhum autor relata conflitos de interesse.
Acknowledgments
Os autores querem agradecer a Dagmar Dirvonskis pelo excelente apoio técnico.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 M- Kaliumchlorid-Lösung 7,46% 20ml | Fresenius, Kabi Deutschland GmbH | potassium chloride | |
| Arterenol 1mg/ml 25 ml | Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH | norepinephrine | |
| Atracurium Hikma 50mg/5ml | Hikma Pharma GmbH, Martinsried | atracurium | |
| BD Discardit II Spritze 2,5,10,20 ml | Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain | syringe | |
| BD Luer Connecta | Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Schweden | 3-way-stopcock | |
| BD Microlance 3 20 G | Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain | canula | |
| CorPatch Easy Electrodes | CorPuls, Kaufering, Germany | defibrillator electrodes | |
| Corpuls 3 | Corpuls, Kaufering, Germany | defibrillator | |
| Datex Ohmeda S5 | GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland | hemodynamic monitor | |
| Engström Carestation | GE Heathcare, Madison USA | ventilator | |
| Fentanyl-Janssen 0,05mg/ml | Janssen-Cilag GmbH, Neuss | fentanyl | |
| Führungsstab, Durchmesser 4.3 | Rüsch | endotracheal tube introducer | |
| Incetomat-line 150 cm | Fresenius, Kabi Deutschland GmbH | perfusorline | |
| Ketamin-Hameln 50mg/ml | Hameln Pharmaceuticals GmbH | ketamine | |
| laryngoscope | Rüsch | laryngoscope | |
| logicath 7 Fr 3-lumen 30cm lang | Smith- Medical Deutschland GmbH | central venous catheter | |
| LUCAS-2 | Physio-Control/Stryker, Redmond, WA, USA | chest compression device | |
| Masimo Radical 7 | Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA | periphereal oxygen saturation | |
| Neofox Oxygen sensor 300 micron fiber | Ocean optics Largo, FL USA | ultrafast pO2-measurements | |
| Ölsäure reinst Ph. Eur NF C18H34O2 M0282,47g/mol Dichte 0,9 | Applichem GmbH Darmstadt, Deutschland | oleic acid | |
| Original Perfusor syringe 50ml Luer Lock | B.Braun Melsungen AG, Germany | perfusorsyringe | |
| Osypka pace, 110 cm | Osypka Medical GmbH, Rheinfelden-Herten, Germany | Pacing/fibrillation catheter | |
| PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm | Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA | PAC | |
| Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideport | Arrow international inc. Reading, PA, USA | introducer sheath | |
| Perfusor FM Braun | B.Braun Melsungen AG, Germany | syringe pump | |
| Propofol 2% 20mg/ml (50ml flasks) | Fresenius, Kabi Deutschland GmbH | propofol | |
| Radifocus Introducer II, 5-8 Fr | Terumo Corporation Tokio, Japan | introducer sheath | |
| Rüschelit Super Safety Clear >ID 6/ 6,5 /7,0 mm | Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia | endotracheal tube | |
| Seldinger Nadel mit Fixierflügel | Smith- Medical Deutschland GmbH | seldinger canula | |
| Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem | Sonosite Bothell, WA, USA | ultrasound | |
| Stainless Macintosh Größe 4 | Welsch Allyn69604 | blade for laryngoscope | |
| Stresnil 40mg/ml | Lilly Deutschland GmbH, Abteilung Elanco Animal Health | azaperone | |
| Vasofix Safety 22G-16G | B.Braun Melsungen AG, Germany | venous catheter | |
| Voltcraft Model 8202 | Voltcraft, Hirschau, Germany | oscilloscope/function generator |
References
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