Summary
Hjärt-lungräddning och defibrillation är de enda effektiva terapeutiska alternativ under hjärtstillestånd orsakas av ventrikulärt förmaksflimmer. Denna modell presenterar en standardiserad regim för att inducera, bedöma och behandla detta fysiologiska tillstånd i en svin modell, vilket ger en klinisk strategi med olika möjligheter till datainsamling och analys.
Abstract
Hjärt-lungräddning efter hjärtstillestånd, oberoende av dess ursprung, är en regelbundet stött på medicinsk nödsituation på sjukhus samt prekliniska inställningar. Prospektiva randomiserade studier hos mänskliga ämnen är svåra att utforma och etiskt tvetydiga, vilket resulterar i en brist på evidensbaserade behandlingar. Den modell som presenteras i denna rapport representerar en av de vanligaste orsakerna till hjärtstillestånd, ventrikulärt förmaksflimmer, i en standardiserad miljö i en stor djurmodell. Detta möjliggör reproducerbara observationer och olika terapeutiska ingrepp under kliniskt korrekta förhållanden, vilket underlättar generering av bättre bevis och så småningom potentialen för förbättrad medicinsk behandling.
Introduction
Hjärtstillestånd och hjärt-lungräddning (HLR) regelbundet stöter på medicinska nödsituationer på sjukhusavdelningar samt prekliniska akut leverantör scenarier1,2. Även om det har gjorts omfattande ansträngningar för att karakterisera den optimala behandlingen för denna situation3,4,5,6, internationella riktlinjer och expertrekommendationer (t.ex. ERC och ILCOR) brukar förlita sig på låggradig agens på grund av bristen på prospektiva randomiserade studier3,4,5,7,8,9. Detta beror delvis på uppenbara etiska reservationer om randomiserade återupplivning protokoll i mänskliga prövningar10. Detta kan dock också peka på en brist på strikt protokoll efterlevnad när de konfronteras med en livshotande och stressande situation11,12. Det protokoll som presenteras i denna rapport syftar till att ge en standardiserad återupplivningsmodell i en realistisk klinisk miljö, som genererar värdefulla, prospektiva data samtidigt som de är så giltiga och korrekta som möjligt utan att behöva människor. Den följer gemensamma återupplivningsriktlinjer, kan enkelt tillämpas och gör det möjligt för forskare att undersöka och karakterisera olika aspekter och interventioner i en kritisk men kontrollerad miljö. Detta kommer att leda till 1) en bättre förståelse av de patologiska mekanismer som ligger till grund för hjärtstillestånd och ventrikulärt förmaksflimmer och 2) högre kvalitet bevis för att optimera behandlingsalternativ och öka överlevnaden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Experimenten i detta protokoll godkändes av den statliga och institutionella djurvårdskommittén (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Tyskland; Ordförande: Dr Silvia Eisch-Wolf; godkännandenr. G16-1-042). Experimenten utfördes i enlighet med ARRIVE-riktlinjerna. Sju anestesierade hansvin(sus scrofa domestica)med en genomsnittlig vikt på 30 ± 2 kg och 12-16 veckor i ålder ingick i protokollet.
1. Anestesi, intubation och mekanisk ventilation13,14
- Underhåll djur i sin normala miljö så länge som möjligt för att minimera stress. Undanhålla mat 6 h före det planerade experimentet för att minska risken för aspiration, men vägra inte vattenåtkomst.
- Söva svin med en kombinerad injektion av ketamin (4 mg/kg) och azaperon (8 mg/kg) i nacke eller gluteal muskel med en nål (20 G) för intramuskulär injektion. Lämna djuren ostörda i stallet tills sederingsätter in (15-20 min).
VARNING: Handskar är absolut nödvändiga vid hantering av djur. - Transportera de sövda djuren till laboratoriet. Transporttiden bör inte överstiga effektiv sederingstid (här, 30-60 min).
- Övervaka den perifera syremättnad (SpO2) med en sensor klippt på svansen eller örat.
- Desinficera huden med alkoholist desinfektionsmedel innan en perifer venkateter (20 G) sätts in i en öronven. Spraya området, torka 1x, spraya igen och låt desinfektionsmedlet torka.
- Administrera analgesi genom intravenös injektion av fentanyl (4 μg/kg). Inducera anestesi med intravenös injektion av propofol (3 mg/kg)
- Placera grisen i supinläge på en bår med en vakuummadrass och fixa den med bandage. Applicera muskelavslappnande medel via intravenös injektion av atracurium (0,5 mg/kg)
- Starta direkt noninvasiv ventilation med en hundventilationsmask (storlek 2). Ventilationsparametrar är följande: FiO2 (inspiratorisk syrefraktion) = 100%, andningsfrekvens = 18-20 andetag/min, maximalt inandningstryck = <20 cmH20, PEEP (positivt ändutandningstryck) = 5 cmH20.
- Underhåll anestesi genom kontinuerlig infusion av fentanyl (0,1-0,2 mg kg-1 h-1) och propofol (8-12 mg kg-1 h-1). Starta en kontinuerlig infusion av balanserad elektrolytlösning (5 ml kg-1 h-1).
- Säkra luftvägarna via intubation med ett vanligt endotrakealrör (ID 6-7) och en införare. Använd ett gemensamt struphuvud med ett Macintosh-blad (storlek 4). Två personer är nödvändiga för detta steg.
- Se till att en person fixar tungan utanför med en bit vävnad och öppnar snaran med den andra handen.
- Se till att den andra personen utför en laryngoskopi av svinstrupen. När struplocket kommer i sikte, flytta struphuvudet ventrally. Epiglottis bör lyftas upp och stämbanden kommer att synas.
OBS: Om struplocket inte rör sig ventrally, kommer det att hålla sig till den mjuka palatine och kan mobiliseras av spetsen på röret.
- Se till att den andra personen utför en laryngoskopi av svinstrupen. När struplocket kommer i sikte, flytta struphuvudet ventrally. Epiglottis bör lyftas upp och stämbanden kommer att synas.
- Se till att en person fixar tungan utanför med en bit vävnad och öppnar snaran med den andra handen.
- Flytta röret försiktigt genom stämbanden.
OBS: Den smalaste punkten i luftstrupen är inte på nivån för stämbanden men är subglottic. Om rörinsättning inte är möjlig, försök att rotera röret medurs eller använda ett mindre rör. - Dra ut införingsröret ur röret. Använd en 10 ml spruta för att blockera manschetten med 10 ml luft. Kontrollera manschetttrycket med en manschettchef (30 cmH2O).
- Starta mekanisk ventilation efter röranslutning med en ventilator (PEEP = 5 cmH2O, tidvattenvolym = 8 ml/kg, FiO2 = 0,4, I:E [inspiration till utgångsdatum] = 1:2, andningsfrekvens = variabel för att uppnå en sluttidad CO2 på <6 kPa, vanligtvis 20-30/min). Se till att rörpositionen är korrekt genom regelbunden och periodisk utandning av koldioxid via capnography.
- Kontrollera dubbelsidig ventilation via auscultation.
OBS: Vid felaktig placering av röret bildar en luftfylld mage snabbt en tydligt synlig utbuktning genom bukväggen. I detta fall är omedelbar ersättning av röret och införande av ett magrör nödvändigt. Om intubation inte lyckas, växla tillbaka till maskventilation och prova ett mindre rör eller bättre placering av nosen. - Placera magröret i magen för att undvika återloppslopp och kräkningar med två personer.
- Fäst tungan utanför med en bit vävnad och öppna snaran med den andra handen.
- Se till att en andra person utför en laryngoskopi av svin struphuvudet och visualiserar matstrupen. Tryck in magröret inuti matstrupen med en Magills pincett tills magvätskan dräneras.
Visualisering kan vara svårt. I detta fall, lyft röret med struphuvudet ventrally för att öppna matstrupen.
- Se till att en andra person utför en laryngoskopi av svin struphuvudet och visualiserar matstrupen. Tryck in magröret inuti matstrupen med en Magills pincett tills magvätskan dräneras.
- Fäst tungan utanför med en bit vävnad och öppna snaran med den andra handen.
2. Instrumentering
- Använd bandage för att dra tillbaka bakbenen för att jämna ut vecken i lårbensområdet för kärlkattisering.
- Förbered följande material: sprutor (5 ml, 10 ml och 50 ml), Seldinger nål, införshylsor (6 Fr, 8 Fr, 8 Fr), ledare för slidorna, central venös kateter med tre portar (7 Fr, 30 cm) med ledare, hjärtutgångsmonitor (Table of Materials) och en katetk (5 Fr, 20 cm).
- Desinficera det inguinala området (se steg 1.6). Upprepa denna process 2x.
- Fyll alla katetrar med stryklösning. Applicera ultraljudsgel på ultraljudssonden. Täck det inguinala området med en steril fenestrated drapera.
- Skanna rätt lårbenskärl med ultraljud och använd dopplerteknik för att identifiera artären och venet15. Visualisera rätt lårbensartär axiellt. Byt till en längsgående bild av arteria genom att rotera sonden 90°.
- Punktera rätt lårbensartär en ultraljudsvisualisering med Seldinger nålen under permanent strävan med 5 ml spruta.
OBS: Enligt vår mening är ultraljudsstyrd Seldingers teknik förknippad med betydligt mindre blodförlust och vävnadstrauma än andra metoder för vaskulär åtkomst. - Bekräfta önskat nålläge genom att observera klarrött pulserande blod. Koppla bort sprutan och sätt snabbt in styrskenan i höger lårbensartär.
- Visualisera den längsgående axeln på höger lårbensven. Sätt i Seldingernålen under permanent aspiration med 5 ml-sprutan. Aspirera alla mörkröda icke-pulserande venösa blod.
OBS: Om nålens korrekta position i de olika kärlen inte kan bekräftas visuellt, ta blodprover och analysera blodgashalten. En hög syrenivå är ett gott tecken för arteriellt blod, medan låg syremättnad indikerar intravenös position. - För in ledaren för den centrala venöskatetern i höger lårbensven efter att sprutan kopplats bort. Dra tillbaka Seldinger-nålen.
- Visualisera båda rätt fartyg med ultraljud för att styra rätt trådposition. Tryck kranskärlens införingshylsan (6 Fr) över ledaren i rätt artär och säkra positionen med blodaspiration.
OBS: Det kan vara svårt att placera hylsan genom huden. Det kan vara bra att utföra ett litet snitt längs tråden för att underlätta bättre placering. - Använd Seldingers teknik för att placera den centrala venös linjen i höger lårbensven. Aspirera alla portar och spola dem med stryklösning.
- Utför samma procedur på vänster inguinal sida för att infoga de andra införingskärlen i Seldingers teknik i den vänstra lårbensartären (8 Fr) och lårbensven (8 Fr).
- Anslut den högra kranskärlens införingshylsan och den centrala venösa katetern med två givare system för mätning av invasiv hemodynamik. Placera båda givarena på hjärtnivå.
- Byt trädvägs- och bändar av båda givarena som är öppna för atmosfären för att kalibrera systemet till noll.
OBS: Det är nödvändigt att undvika luftbubblor och blodfläckar i systemet för att generera rimliga värden. - Byt alla infusioner för att hålla anestesi från den perifera venen till en central venös linje. Ta baslinjevärden (hemodynamik, spirometrics och annan produktion från hjärtmonitorn; se avsnitt 3) efter en 15 min återhämtning.
- Påbörja ventrikulärt förmaksflimmer (se avsnitt 4).
3. Pulskontur hjärtutgång
- För in transpulmonal termoutspädningskatetern i den högra kranskärlens införingshylsan.
OBS: I klinisk medicin placeras steroutspädningskatetrar direkt med Seldingers teknik. Men placering via en introducer slida är också genomförbart. I det föreslagna protokollet placeras skida som standardiserad vaskulär åtkomst för maximal flexibilitet i instrumentering i olika experiment. - Anslut katetern med hjärtövervakningssystemets arterielltråd. Byt kranskärlens givare direkt med hjärtmonitorporten och kalibrera om enligt beskrivningen i steg 2.14. Anslut hjärtövervakningssystemets venösa mätenhet med den vänstra venösa införarhylsan.
OBS: Det är nödvändigt att ansluta venösa och arteriell sonder så långt ifrån varandra som möjligt; Annars kommer mätningen att störas, eftersom tillämpningen av kallt vatten i venous systemet kommer att påverka arteriell mätning. Mer information om PiCCO2 har tidigare lämnats16. - Slå på hjärtmonitorsystemet. Bekräfta att en ny patient mäts. Ange storlek och vikt.
- Byt kategori till vuxna. Ange protokollnamnet och ID:t. Klicka på Avsluta.
- Ställ in injektionsvolymen på 10 ml.
OBS: Volymen av vald injektionslösning kan ändras i programvaran. En högre volym gör de uppmätta värdena mer giltiga. En liten volym valdes för detta experiment för att undvika eventuella hemodilution effekter. - Ange det centrala venösa trycket.
- Öppna trevägskranen till atmosfären.
- Klicka på Noll för systemkalibrering. Klicka på Avsluta.
- Kalibrera den kontinuerliga mätningen av hjärtutgång.
- Klicka på TD (thermodilution). Förbered en fysiologisk kokvattenlösning med en temperatur på 4 °C i en 10 ml spruta. Klicka på Start.
- Injicera snabbt och stadigt in 10 ml kall sliplösning i den venösa mätenheten. Vänta tills mätningen är klar och systemet begär en upprepning.
- Upprepa föregående steg tills tre mätningar har slutförts. Systemet beräknar medelvärdet av alla parametrar. Klicka på Avsluta.
Måtten startar omedelbart efter att kalibreringen har slutförts. Även om mätningar av hjärtutgång under HLR inte utförs regelbundet, har rimliga resultat kunnat bekräftas efter adekvat kalibrering17,18.
4. Ventrikulärt förmaksflimmer och mekanisk återupplivning
- Placera defibrillator patch elektroder i främre-bakre position på bålen. Den bakre elektroden bör placeras på den centrala vänstra hemithorax.
Obs! - Anslut elektroderna till en defibrillator och upprätta ett EKG.
- Immobilisera grisen inuti vakuummadrassen. Töm madrassen för att förhindra oönskade rörelser under HLR. Kontroll fixering av armar och ben.
- Placera bröstkompressionsanordning (här, LUCAS-2) runt bröstet och under vakuummadrassen enligt tillverkarens rekommendationer. Justera tryckdynan till den nedre tredjedelen av bröstbenet i medianläge.
- Slå på bröstkompressionsenheten ("strömbrytaren" och sänk tryckplattan till hudnivå. Ställ in komprimeringsfrekvensen till 100/min, om den inte anges på annat sätt i protokollet. Tryck på pausknappen för att förbereda komprimeringsenheten för bröstkompressioner.
- För in en fibrillation/pacing kateter i vänster lårbensven genom i.v. hylsan.
- Blås upp kateterns manschett med 1-2 ml luft. Tryck långsamt den uppblåsta manschetten ytterligare tills den är placerad bredvid rätt atrium (vanligtvis ca 50 cm avstånd).
- Anslut kateterelektroder till ett adekvat oscilloskop/funktionsgenerator. Justera förmaksflimmerparametrarna till önskade värden (här, en 13,8 V-ström med frekvenser mellan 50-200 Hz).
- Slå på generatorn och övervaka EKG-ändringar. Flytta katetern långsamt framåt tills arytmier kan detekteras i EKG.
FÖRSIKTIGHET: Förhindra att separata elektroder i slutet av katetern vidrör mänsklig hud eller varandra för att förhindra kortslutning och eventuellt livshotande situationer. - Variera försiktigt kateterns position tills ventrikulärt förmaksflimmer kan detekteras.
OBS: Det kan vara svårt att framkalla förmaksflimmer direkt. Om en position nås där EKG-effekter kan ses kan det ibland vara till hjälp att ändra frekvensen eller upprepade gånger slå på och stänga av generatorn. - När ventrikulärt förmaksflimmer bekräftas, stäng av generatorn, töm ballongen och ta bort fibrillationkatetern. Håll förmaksflimmer med eller utan ventilation så länge som det behövs.
- Starta mekaniska bröstkompressioner genom att trycka på play-knappen på kompressionsenheten. Om du vill avbryta bröstkompressioner trycker du på pausknappen på komprimeringsenheten.
- Analysera EKG-mönster. Om ventrikulärt förmaksflimmer kvarstår, förbered defibrillation.
- Gå till manuellt läge i defibrillator-menyn. Justera energin till 200 J bific.
- Tryck på knappen Ladda. Vänta tills akustisk signal tänds för att indikera ett förberett stötvärde. Starta elektriska stötar.
VARNING: Endast erfarna användare bör hantera defibrillatorer och fibrillationkatetrar. Inga stötar får sättas in om det finns någon indikation på felaktiga eller slitna material. Inledandet av en elektrisk stöt måste alltid tillkännages tydligt hörbar för varje person i rummet, och den person som lanserar defibrillation en ansvarig för att säkerställa att ingen rör djuret eller bår innan du släpper chocken.
OBS: Här användes riktlinje-baserade återupplivning protokoll (dvs. 2 min av bröstkompressioner, EKG bedömning, chock, 2 min av bröstkompressioner, adrenalin administration, etc.). För mer information, se riktlinjerna4.
- Vid återlämnande av spontan cirkulation (ROSC), stoppa bröstkompressioner, fortsätta ventilationen och tillämpa övervakningen så omfattande och så länge som behövs.
OBS: Anestesi läkemedelsadministrering kan eller inte får avbrytas under HLR, beroende på protokollet. Om sedationen avbryts ska infusionen återupptas vid bekräftad ROSC. - En målriktad metod för vägledning av vätske- och katekolaminadministration samt standardiserade andnings- och ventilationsinställningar rekommenderas för att förhindra cardiorespiratory försämring i ROSC-fasen som leder till experimentell misslyckande.
5. på experiment och dödshjälp (när det gäller ROSC)
- Injicera 0,5 mg fentanyl i den centrala venösa linjen. Vänta 5 min. Injicera 200 mg propofol i den centrala venösa linjen.
- Avliva djuret med en 40 mmol kaliumklorid injektion.
- Utför organborttagning/fixering eller analyser efter behov.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Hjärtstillestånd orsakades av sju grisar. Återlämnande av spontan cirkulation efter HLR uppnåddes i fyra svin (57%) med ett medelvärde på 3 ± 1 biphasiska defibrillationer. Friska och adekvat aestesierade grisar bör stanna i supine position utan frossa och tecken på agitation under hela experimentet. Genomsnittligt arteriellt blodtryck bör inte sjunka under 50 mmHg innan fibrillationpåbörjas 18. För optimala resultat kan blodgasanalyser utföras och alla värden inklusive temperatur bör normaliseras.
Om den placeras i rätt läge, bör pacing katetern börja påverka hjärtrytmen. Detta kan resultera i extrasystoles, takykardi och alla former av ventrikulära och supraventricular arytmier. Hjärtstillestånd kan antas om 1) EKG-avläsningen visar ventrikulärt förmaksflimmer och 2) ingen hjärtminutvolym eller tryckvariationer mäts med arteriell linje (figur 1). Om detta tillstånd kvarstår med generatorn avstängd, är fibrillation sannolikt inte spontant avta längre17.
När bröstkompressioner har startats indikeras tillräcklig hjärtminutvolym med ett genomsnittligt arteriellt tryck på 30-50 mmHg. (Figur 1) Om att följa återupplivning riktlinjer, bör administrering av adrenalin (1 mg) resultera i en betydande ökning av blodtrycket inom 1 min.
ROSC bekräftas av en dramatisk ökning av expiratory koldioxid mätningar (vanligen ökar från 10-20 mmHg under gripandet till 45 mmHg och uppåt), organiserad hjärtrytm i EKG, och respektive hjärtproduktion som visas av arteriell mätning. Hypercapnia och ett minskat Horovitz-index (PaO2/FiO2) observeras vanligen efter ROSC. Reestablishment av kontrollerad mekanisk ventilation leder till rekompensation och stabila andningsbesvär(figur 2). En ROSC-hastighet på 50%-70% kan förväntas beroende på tiden mellan hjärtstillestånd och början av bröstkompressioner.
Figur 1: Typiska hemodynamiska värden. (A) Pulsövervakning under försök (avbildas som medelvärden med standardavvikelsen [SD] felstaplar). Pulsen sjunker till noll vid hjärtstillestånd (CA) och standardiseras under HLR enligt specifikationerna för bröstkompressionsanordningen (här, 100 bpm). Takykardi ses regelbundet efter att ha uppnått ROSC, initialt som ett resultat av adrenalin administration och metabolisk acidos ersättning. Värden normaliseras vanligen under en period av 1-2 h. (B) Genomsnittliga intraarteriellblodtryckvärden. Vid hjärtstillestånd (CA) sjunker trycket inte under 10-20 mmHg men förlorar alla tecken på effektiv utgång. Under HLR, särskilt innan vasopressoreffekter registreras, indikeras adekvata bröstkompressioner av tryckvärden mellan 30-50 mmHg. Post-ROSC, noradrenalin kan vara nödvändigt för att täcka lågt blodtryck intervall under metabolisk rekompensation. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: Parametrar för syresättning och dekarboxylation under och efter återupplivning. (A) Artära partiella tryckvärden för koldioxid (PaCO2) under och efter HLR (avbildas som medelvärden med standardavvikelsefelstänger). Under riktlinjebaserad ventilation bör inga signifikanta skillnader upptäckas. En ökning av CO2-nivåer direkt efter ROSC förväntas men bör normaliseras inom 1 h. (B) Typiska värden för Horovitz index (arteriellt partiellt syretryck [PaO2]/inspiratorisk syrefraktion [FiO2]; avbildas som medelvärden med SD-felstänger). Under HLR är syresättning ofta högfunktionsnedsättning men vanligtvis helt återhämtar sig efter ROSC under de första 2 h. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Några viktiga tekniska frågor om anestesi i en svinmodell har tidigare beskrivits av vår grupp13,14. Dessa inkluderar strikt undvikande av stress och onödig smärta för djuren, eventuella anatomiska problem under luftvägarna förvaltning, och särskilda personalkrav19.
Dessutom lyftes fördelarna med ultraljudsstyrd kateterisering fram tidigare och är fortfarande det bästa sättet att förhindra vaskulära skador under instrumenteringen. Men endast professionellt utbildade användare bör arbeta med denna teknik för att ge sina fördelar20. För denna experimentella modell måste det betonas att hantering av elektriska frekvensgeneratorer samt defibrillatorer endast bör hanteras av särskilt utbildad personal eller under deras direkta övervakning. Underlåtenhet att tillhandahålla tillräcklig sakkunskap när sådana prövningar utför sådana prövningar kan leda till allvarliga skador och kan vara livshotande.
Korrekt placering av pacing katetern och inledande av ventrikulärt förmaksflimmer kan visa sig vara svårt och kan kräva återinförande av katetern eller frekvensvariation. När katetern flyttas eller tas bort ska ballongen tömmas först för att förhindra inre skador samt skador på katetern själv. Om frekvensvariationer används ska katetern placeras nära myokardiumet för att upptäcka EKG-förändringar, bör frekvensen långsamt ändras enligt tillverkarens anvisningar. Viktigt är att bröstkompressionsanordningen måste placeras korrekt och grisen måste vara ordentligt immobiliserad (som visas i videon). Ompositionering under HLR kan vara nödvändigt men leder ofta till otillräcklig återupplivning. Även om bröstanatomi och benstruktur skiljer sig jämfört med människor, visade våra studier tillräcklig perfusion generation och ROSC priser med en kompressionsanordning placeras på den nedre tredjedelen av bröstbenet i medianposition.
Svinmodeller har framgångsrikt använts i kritiska vårdstudier i årtionden17,21,22,23. Liknande anatomiska och fysiologiska egenskaper jämförbara med människor möjliggör någorlunda korrekta avdrag avseende patientreaktioner på vissa stimuli eller kliniska situationer. Den presenterade återupplivningsmodellen har använts och modifierats i olika försök18,24,25,26. Det ger en experimentell miljö som möjliggör utvärdering av riktlinje effektivitet, eftersom (i motsats till återupplivning modeller hos gnagare) lika bröstkompressionintervall, blodtryckt trösklar, värden blodgas och defibrillation energier kan användas för mänskliga jämförelser som rekommenderas av ILCOR och ERC, respektive. Detta underlättar internationellt jämförbara och begripliga studiekonstruktioner, vilket ger en högre kvalitet på bevis överlag. Modellen möjliggör dessutom en adekvat bedömning av läkemedelseffekter inte bara kvalitativt, men också på ett dosberoende sätt.
Om man antar riktlinjebaserad återupplivning med intervall på 2 min mellan defibrillationer, uppnår grisar vanligtvis ROSC inom de första fyra chockerna eller inom 8-10 min27. En ROSC-hastighet på 50%-70% kan förväntas beroende på tiden mellan hjärtstillestånd och början av bröstkompressioner. Om acceptabla ROSC- eller adekvata blodtrycksvärden inte kan uppnås, är det möjligt att lägga till vasopressin (0,5 IE/kgBW) till behandlingsregimen under HLR. Under och direkt efter HLR försämras lunggasutbytet kraftigt. Detta är till stor del beroende av ventilationsläge som används under bröstkompressioner och kan ha långsiktiga effekter på slutorganskador och inflammation18,25,28. Dessutom kan metabolisk acidos och bedövade myokardium leda till ihållande hypotension, särskilt i de första 1 h följande ROSC. Detta kan behandlas med vätskeadministrering (20-30 ml/kgBW) och kontinuerlig noradrenalininfusion. Överdriven acidos kan också behandlas med 8,4% natriumbikarbonatlösning med högst 4 ml/kgBW.
Detta experimentella protokoll ger en standardiserad miljö för återupplivning forskning där aspekter av hemodynamiska effekter av specifika läkemedelsbehandlingar, påverkan av ventilationslägen på ROSC priser, end-organ skador, och post-återupplivning reaktioner kan analyseras och utvärderas under olika omständigheter. Detta kommer att bidra till ytterligare vetenskaplig inblick i patofysiologiska mekanismer som ligger till grund för ventrikulärt förmaksflimmer och kan leda till effektivare behandlingsalternativ.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
LUCAS-2-enheten tillhandahölls villkorslöst av Stryker/Physio-Control, Redmond, WA, USA för experimentella forskningsändamål. Inga författare rapporterar några intressekonflikter.
Acknowledgments
Författarna vill tacka Dagmar Dirvonskis för utmärkt teknisksupport.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 M- Kaliumchlorid-Lösung 7,46% 20ml | Fresenius, Kabi Deutschland GmbH | potassium chloride | |
| Arterenol 1mg/ml 25 ml | Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH | norepinephrine | |
| Atracurium Hikma 50mg/5ml | Hikma Pharma GmbH, Martinsried | atracurium | |
| BD Discardit II Spritze 2,5,10,20 ml | Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain | syringe | |
| BD Luer Connecta | Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Schweden | 3-way-stopcock | |
| BD Microlance 3 20 G | Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain | canula | |
| CorPatch Easy Electrodes | CorPuls, Kaufering, Germany | defibrillator electrodes | |
| Corpuls 3 | Corpuls, Kaufering, Germany | defibrillator | |
| Datex Ohmeda S5 | GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland | hemodynamic monitor | |
| Engström Carestation | GE Heathcare, Madison USA | ventilator | |
| Fentanyl-Janssen 0,05mg/ml | Janssen-Cilag GmbH, Neuss | fentanyl | |
| Führungsstab, Durchmesser 4.3 | Rüsch | endotracheal tube introducer | |
| Incetomat-line 150 cm | Fresenius, Kabi Deutschland GmbH | perfusorline | |
| Ketamin-Hameln 50mg/ml | Hameln Pharmaceuticals GmbH | ketamine | |
| laryngoscope | Rüsch | laryngoscope | |
| logicath 7 Fr 3-lumen 30cm lang | Smith- Medical Deutschland GmbH | central venous catheter | |
| LUCAS-2 | Physio-Control/Stryker, Redmond, WA, USA | chest compression device | |
| Masimo Radical 7 | Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA | periphereal oxygen saturation | |
| Neofox Oxygen sensor 300 micron fiber | Ocean optics Largo, FL USA | ultrafast pO2-measurements | |
| Ölsäure reinst Ph. Eur NF C18H34O2 M0282,47g/mol Dichte 0,9 | Applichem GmbH Darmstadt, Deutschland | oleic acid | |
| Original Perfusor syringe 50ml Luer Lock | B.Braun Melsungen AG, Germany | perfusorsyringe | |
| Osypka pace, 110 cm | Osypka Medical GmbH, Rheinfelden-Herten, Germany | Pacing/fibrillation catheter | |
| PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm | Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA | PAC | |
| Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideport | Arrow international inc. Reading, PA, USA | introducer sheath | |
| Perfusor FM Braun | B.Braun Melsungen AG, Germany | syringe pump | |
| Propofol 2% 20mg/ml (50ml flasks) | Fresenius, Kabi Deutschland GmbH | propofol | |
| Radifocus Introducer II, 5-8 Fr | Terumo Corporation Tokio, Japan | introducer sheath | |
| Rüschelit Super Safety Clear >ID 6/ 6,5 /7,0 mm | Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia | endotracheal tube | |
| Seldinger Nadel mit Fixierflügel | Smith- Medical Deutschland GmbH | seldinger canula | |
| Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem | Sonosite Bothell, WA, USA | ultrasound | |
| Stainless Macintosh Größe 4 | Welsch Allyn69604 | blade for laryngoscope | |
| Stresnil 40mg/ml | Lilly Deutschland GmbH, Abteilung Elanco Animal Health | azaperone | |
| Vasofix Safety 22G-16G | B.Braun Melsungen AG, Germany | venous catheter | |
| Voltcraft Model 8202 | Voltcraft, Hirschau, Germany | oscilloscope/function generator |
References
- Grasner, J. T., et al. EuReCa ONE-27 Nations, ONE Europe, ONE Registry: A prospective one month analysis of out-of-hospital cardiac arrest outcomes in 27 countries in Europe. Resuscitation. 105, 188-195 (2016).
- Raffee, L. A., et al. Incidence, Characteristics, and Survival Trend of Cardiopulmonary Resuscitation Following In-hospital Compared to Out-of-hospital Cardiac Arrest in Northern Jordan. Indian Journal of Critical Care Medicine. 21 (7), 436-441 (2017).
- Brooks, S. C., et al. Part 6: Alternative Techniques and Ancillary Devices for Cardiopulmonary Resuscitation: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132 (18 Suppl 2), S436-S443 (2015).
- Callaway, C. W., et al. Part 4: Advanced Life Support: 2015 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations. Circulation. 132 (16 Suppl 1), S84-S145 (2015).
- Sandroni, C., Nolan, J. ERC 2010 guidelines for adult and pediatric resuscitation: summary of major changes. Minerva Anestesiology. 77 (2), 220-226 (2011).
- Tanaka, H., et al. Modifiable Factors Associated With Survival After Out-of-Hospital Cardiac Arrest in the Pan-Asian Resuscitation Outcomes Study. Annals of Emergency Medicine. , (2017).
- Kleinman, M. E., et al. Part 5: Adult Basic Life Support and Cardiopulmonary Resuscitation Quality: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132 (18 Suppl 2), S414-S435 (2015).
- Link, M. S., et al. Part 7: Adult Advanced Cardiovascular Life Support: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132 (18 Suppl 2), S444-S464 (2015).
- Olasveengen, T. M., et al. 2017 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations Summary. Circulation. 136 (23), e424-e440 (2017).
- Rubulotta, F., Rubulotta, G. Cardiopulmonary resuscitation and ethics. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 25 (4), 265-269 (2013).
- McInnes, A. D., et al. The first quantitative report of ventilation rate during in-hospital resuscitation of older children and adolescents. Resuscitation. 82 (8), 1025-1029 (2011).
- Maertens, V. L., et al. Patients with cardiac arrest are ventilated two times faster than guidelines recommend: an observational prehospital study using tracheal pressure measurement. Resuscitation. 84 (7), 921-926 (2013).
- Ziebart, A., et al. Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
- Kamuf, J., et al. Oleic Acid-Injection in Pigs As a Model for Acute Respiratory Distress Syndrome. Journal of Visualized Experiments. (140), (2018).
- Weiner, M. M., Geldard, P., Mittnacht, A. J. Ultrasound-guided vascular access: a comprehensive review. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesiology. 27 (2), 345-360 (2013).
- Mayer, J., Suttner, S. Cardiac output derived from arterial pressure waveform. Current Opinions in Anaesthesiology. 22 (6), 804-808 (2009).
- Hartmann, E. K., et al. Ventilation/perfusion ratios measured by multiple inert gas elimination during experimental cardiopulmonary resuscitation. Acta Anaesthesiologica Scandanivica. 58 (8), 1032-1039 (2014).
- Ruemmler, R., et al. Ultra-low tidal volume ventilation-A novel and effective ventilation strategy during experimental cardiopulmonary resuscitation. Resuscitation. 132, 56-62 (2018).
- Wani, T. M., et al. Upper airway in infants-a computed tomography-based analysis. Paediatric Anaesthesia. 27 (5), 501-505 (2017).
- Tuna Katircibasi, M., et al. Comparison of Ultrasound Guidance and Conventional Method for Common Femoral Artery Cannulation: A Prospective Study of 939 Patients. Acta Cardiol Sin. 34 (5), 394-398 (2018).
- Hartmann, E. K., et al. Correlation of thermodilution-derived extravascular lung water and ventilation/perfusion-compartments in a porcine model. Intensive Care Medicine. 39 (7), 1313-1317 (2013).
- Hartmann, E. K., et al. An inhaled tumor necrosis factor-alpha-derived TIP peptide improves the pulmonary function in experimental lung injury. Acta Anaesthesiol Scand. 57 (3), 334-341 (2013).
- Ziebart, A., et al. Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs. Respiratory Research. 15, 101 (2014).
- Tan, D., et al. Duration of cardiac arrest requires different ventilation volumes during cardiopulmonary resuscitation in a pig model. Journal of Clinical Monitoring and Computing. , (2019).
- Kill, C., et al. Mechanical ventilation during cardiopulmonary resuscitation with intermittent positive-pressure ventilation, bilevel ventilation, or chest compression synchronized ventilation in a pig model. Critical Care Medicine. 42 (2), e89-e95 (2014).
- Speer, T., et al. Mechanical Ventilation During Resuscitation: How Manual Chest Compressions Affect a Ventilator's Function. Advances in Therapy. 34 (10), 2333-2344 (2017).
- Kill, C., et al. Chest Compression Synchronized Ventilation versus Intermitted Positive Pressure Ventilation during Cardiopulmonary Resuscitation in a Pig Model. PLoS ONE. 10 (5), e0127759 (2015).
- Newell, C., Grier, S., Soar, J. Airway and ventilation management during cardiopulmonary resuscitation and after successful resuscitation. Critical Care. 22 (1), 190 (2018).
