Summary
L'allelopatia ha mostrato la promessa come un'utile strategia supplementare di controllo delle erbaccia nei sistemi di ritaglio. Per determinare il potenziale allelopatico di un campione di pianta desiderato, viene fornito un metodo di screening delle scale.
Abstract
La concorrenza in erba contribuisce in modo significativo a produrre perdite nei sistemi di coltivazione in tutto il mondo. L'evoluzione della resistenza in molte specie di erbaper agli erbicidi applicati continuamente ha presentato la necessità di ulteriori metodi di gestione. L'allelopatia è un processo fisiologico che alcune specie vegetali possiedono che forniscono alla pianta un vantaggio rispetto ai suoi vicini. Le varietà di colture allelopatiche sarebbero dotate della capacità di sopprimere la crescita dei concorrenti circostanti, riducendo così la perdita potenziale di resa dovuta all'interferenza delle erbacce. Questo documento si concentra sulla costruzione e il funzionamento di un saggio passo-passo utilizzato per lo screening del potenziale allelopatico di una specie donatrice (Oryza sativa) contro una specie di erbaccia ricevente (Echinochloa crus-galli) in un ambiente serra. La struttura descritta in questo documento funge da supporto per i campioni di piante e incorpora un sistema di irrigazione a tempo per l'accumulo e la distribuzione di sostanze allelochimiche. Le sostanze chimiche alleloche prodotte dalle radici delle piante sono autorizzate a fluire verso il basso attraverso una serie di quattro vasi separatamente in un serbatoio di raccolta e riciclati di nuovo alla pianta superiore attraverso pompe elettriche. Questo metodo di screening fornisce un modo per le sostanze allelochimiche dell'impianto donatore di raggiungere gli impianti riceventi senza alcuna concorrenza di risorse, consentendo così la misurazione quantitativa del potenziale allelopatico dell'impianto donatore selezionato. Il potenziale allelopatico è misurabile attraverso la riduzione dell'altezza delle piante riceventi. I dati di screening preliminare per l'efficacia di questo metodo hanno dimostrato una riduzione dell'altezza nelle specie riceventi, l'erba da cortile (E. crus-galli), e quindi la presenza di residui allelopatici dalla pianta donatrice, riso erbaccia (Oryza sativa).
Introduction
L'allelopatia è un fenomeno naturale e complesso che è stato al centro di molti scienziati vegetali negli ultimi decenni. I meccanismi relativi all'allelopatia per l'uso nelle colture sono stati oggetto di molte ricerche a partire dagli anni '30, quando Molisch osservò che una pianta ha un effetto diretto o indiretto su una pianta vicina attraverso la produzione e la secrezione di composti chimici nell'ambiente1. L'allelopatia è la produzione di metaboliti secondari che hanno effetti inibitori sulla crescita e la germinazione di alcune specie vegetali. Composti chimici allopatici rilasciati aiutano a fornire alle piante donatrice un vantaggio competitivo aggiungendo fitotossine all'ambiente intorno a loro2. Molti fattori contribuiscono all'attività allelopatica. È selettivo nella sua efficacia e varia tra varietà, condizioni ambientali, fase di crescita, stress, ambiente e disponibilità di nutrienti3.
Negli ultimi anni, l'allelopatia è stata evidenziata nella ricerca come possibile supplemento alla costante e crescente crisi di controllo delle erbacce. Con la crescente popolazione globale, la domanda di prodotti alimentari e fibre sostenibili è aumentata di4. Il controllo delle erbacinie è una delle maggiori minacce alla produzione degli agronomi5,6. I metodi tradizionali di controllo delle erbacce si concentrano sulle pratiche meccaniche, chimiche e culturali. L'uso continuo di erbicidi, pur efficace, utile ed efficiente, ha promosso l'evoluzione delle popolazioni di erbacce resistenti ad un ritmo allarmante e veloce7. L'ingegneria genetica e le pratiche di allevamento sono state utilizzate in modo efficace per dare alle colture vantaggi competitivi rispetto alle erbacce progettandole per resistere ad applicazioni chimiche che i loro vicini non possono sopravvivere7,8. Anche se efficaci, queste tecnologie non sono sempre sostenibili e talvolta pongono preoccupazioni di superamento9. È necessario introdurre pratiche di gestione supplementari delle erbacine se si vuole che l'obiettivo di aumentare la produzione alimentare venga raggiunto10. Allelopatia mostra eccellente promessa come un nuovo strumento di difesa per le colture per migliorare la loro qualità e sopravvivere ai loro concorrenti1,7.
Le sostanze chimiche sono spesso prodotti secondari, e poiché la loro produzione è fortemente influenzata da fattori ambientali, i composti specifici associati alla soppressione delle piante possono essere difficili da identificare3. I fattori di produzione includono la genetica e l'azione congiunta dei metaboliti secondari che possono agire in modo sinergico11,12. È difficile separare l'attività allelopatica dalla concorrenza che esiste naturalmente all'interno delle interazioni di erbaccia delle colture, e per questo motivo, quando lo screening per l'alleloropatia ci deve essere una serie standard di risultati che qualificano il saggio come valido e ripetibile. Di seguito è riportato un insieme di criteri che qualifica i risultati dell'allelopatia come delineato da Olofsdotter et al.12 1) Una pianta deve dimostrare la soppressione di un'altra pianta in un modello; 2) Le sostanze chimiche che vengono rilasciate nell'ambiente in quantità bioattive devono essere prodotte dall'impianto donatore; 3) Le sostanze chimiche prodotte devono essere trasportabili all'impianto ricevente; 4) Alcuni meccanismi di assorbimento devono essere presenti nell'impianto ricevente; 6) Il modello di inibizione osservato non deve avere altre spiegazioni esclusive (ad esempio, la concorrenza per le risorse)12.
Nel tentativo di superare la barriera tra la mancanza di conoscenza dei meccanismi che supportano l'allelopatia e lo sviluppo della varietà, i tratti fenotipici associati alle varietà allelopatiche possono essere identificati e selezionati per ulteriori ricerche e usi. Alcune piante note per avere qualità allelopatiche sono segale, sorgo, riso, girasole, colza e grano13. Durante le prime osservazioni dell'allelopatia nelle colture, a causa dei confini distintivi della crescita delle erbasi negli esperimenti sul campo, è stato proposto che fossero coinvolte sostanze chimiche piuttosto che la concorrenza per le risorse14. Tuttavia, la maggior parte degli studi sono stati esperimenti sul campo che hanno reso impossibile eliminare la concorrenza come fattore14. Gli sforzi di eliminazione della concorrenza hanno lasciato il posto a esperimenti di laboratorio e serra nel tentativo di dimostrare e quantificare l'attività allelopatica nel riso e in altre colture. I metodi sul campo e in serra per vagliare le piante per l'allelopatia dimostrano che le tendenze allelopatiche sono presenti in entrambe le condizioni di crescita11,15. Alcuni critici ritengono che gli screening di laboratorio possono avere solo un valore limitato a causa della mancanza di condizioni naturali, che possono influenzare i risultati15.
Il metodo proposto per lo screening del potenziale allelopatico nelle piante fornisce risorse e spazio adeguati ed elimina la concorrenza delle risorse con l'uso di una struttura a gradini11,17. Il metodo è stato adattato e modificato da esperimenti precedenti esplorando l'allelopatia in erba e orzo17,18. Questi studi hanno scoperto che un sistema simile era in grado di produrre risultati accurati sul potenziale allelopatico di una pianta bersaglio, eliminando ogni dubbio che le osservazioni potessero essere attribuite alla concorrenza naturale. Il metodo della scala crea un sistema circolatorio in cui una soluzione nutritiva da un serbatoio può scorrere ogni pianta fino a un vassoio di incubazione attraverso pochi passaggi. Una pompa elettrica quindi ricicla la soluzione insieme a eventuali sostanze allelochimiche prodotte18. Un metodo di questo tipo è efficiente sia nel tempo che nello spazio e nelle risorse. Fornisce anche condizioni di campo simili per gli impianti ed elimina qualsiasi concorrenza di risorse. I metodi e gli strumenti utilizzati per lo screening sono facilmente manipolati per adattarsi agli obiettivi di studio desiderati, alle condizioni e alle specie specifiche. L'obiettivo di questo studio è quello di confermare l'allelopatia del riso erbacce attraverso misurazioni di soppressione dell'altezza sulla erba del cortile con l'uso del metodo della scala-step.
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Protocol
1. Costruzione stand
NOTA: le misure per il legno sono elencate come spessore (cm) x larghezza (cm) x lunghezza (m).
- Tagliare il legno in dimensioni e quantità appropriate come segue: cinque pezzi di legno da 10,16 cm x 5,08 cm x 0,91 m, tre pezzi di legno da 10,16 cm x 5,08 cm x 0,76 m, tre pezzi di legno da 10,16 cm x 5,08 cm x 0,61 m, cinque pezzi di legno da 10,16 cm x 5,08 cm x 0,46 m , tre pezzi di legno da 10,16 cm x 5,08 cm x 0,3 m e tre pezzi di legno da 10,16 cm x 5,08 cm x 0,15 m.
- Per il livello più alto, sosterre una tavola da 2,44 m su due pezzi da 0,91 m su ogni estremità all'estremità del bordo e forare due viti verticalmente in ciascuno dei pezzi 0,91. Avvitare un altro pezzo di 0,91 m 1,22 m da ogni estremità per il supporto, e posizionare una scheda di 2,44 m sul retro dei 0,91 m e avvitare in posizione per il supporto.
NOTA: Gli otto 3,175 cm x 15,24 cm x 2,44 m sono conservati così come sono e non tagliati per servire come piano di panca per ogni livello della panca. - Ripetere il passaggio 1.2 per il livello della panca successivo con i pezzi da 0,76 m.
- Ripetere il passaggio 1.2 per la panca successiva con i pezzi di 0,61 m fino alla sesta panca a 0,15 m.
NOTA: per le panchine 3–6 non è necessario supportare la tavola da 2,44 m. La tribuna finale ha sei panchine con tre supporti verticali ciascuno, uno su ogni estremità e uno al centro. - Linea panchine in ordine di altezza decrescente con il labbro sporgente rivolto verso il retro toccando la panca sopra di esso, consentendo uno spazio tra i livelli.
- Foderare una scheda di 0,91 cm su ciascuno dei bordi inferiori delle panchine lungo il terreno e avvitare le panchine in posizione.
- Avvitare una scheda di 0,46 m orizzontalmente per il supporto sulle tre panchine più alte su ciascun lato della struttura a 0,61 m da terra.
- Avvitare tre bretelle d'angolo sulle estremità anteriori e al centro della panca più alta.
- Vite un pezzo di legno 2,54 cm x 5,08 cm x 20,32 cm sulle bretelle a 2,54 cm dalla base della panca.
NOTA: Creare una struttura di 0,91 m per 0,91 m per 2,44 m. Fare riferimento alla figura 1 per il prodotto di base finale. Le dimensioni sono soggette a cambiamenti con le esigenze sperimentali. La struttura descritta è stata progettata per contenere vasi da 15,24 cm. Le altezze tra le panchine sono state progettate per adattarsi ai vasi e al materiale vegetale utilizzati in questo esperimento al fine di mantenere un flusso costante di sostanze allelochimiche e la soluzione da un vaso all'altro giù per le panchine per gravità.
Figura 1: Vista anteriore del supporto di base in legno. Una base in legno serve come supporto per i campioni di piante. I materiali per il sistema devono essere assemblati e aggiunti a seconda del numero di campioni necessari per l'esperimento. In questo studio, due stand servito come base per 31 campioni. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
2. Assemblaggio del sistema
- Rimuovere il tappo da una bottiglia di soda da 1 L e vernice spray con vernice nera.
NOTA: Le bottiglie di soda serviranno come serbatoio nella parte superiore del sistema per una colonna. La vernice fornisce un blocco per la luce, diminuendo o impedendo la crescita delle alghe. - Nella parte inferiore di ogni bottiglia di soda, praticare un piccolo foro, abbastanza grande da incorporare un diametro interno di 0,35 cm (ID), un diametro esterno di 0,64 cm (OD), tubo di PVC di plastica lungo 5,08 cm.
- Spalmare uno strato di sigillante impermeabile in silicone intorno al bordo del foro dopo l'inserimento per evitare perdite. Lasciare asciugare completamente.
- Ripetere i passaggi 2.2 e 2.3 su ciascuno dei piatti di plastica utilizzati per contenere le pentole.
NOTA: saranno necessari quattro piatti per una colonna. - Rimuovere il coperchio e vernice spray l'esterno di contenitori di plastica 2.27 L con vernice nera. Questi contenitori serviranno come serbatoi di raccolta alla base di ogni colonna.
- Forare un piccolo foro nella parte posteriore superiore del contenitore.
NOTA: i materiali di consumo elencati nei passaggi da 2.1 a 2.6 costituiscono una colonna. Il numero di colonne è soggetto al numero di campioni necessari per l'esperimento desiderato. Sono necessarie due colonne per un campione. Tutte le dimensioni sono soggette a modifiche a seconda delle esigenze sperimentali. - Dopo che le forniture sono state preparate e asciugate, posizionare la bottiglia di soda sulla panca più alta in modo che il tubo in PVC sia appeso sopra il bordo di fronte alle scale.
- Appena sotto la bottiglia di soda sulla panca successiva, mettere un piatto di plastica con il suo tubo appeso sopra il bordo della panca.
- Ripetere il passaggio 2.8 per le due panchine successive.
- Posizionare il contenitore sulla panca inferiore con il foro rivolto verso la parte posteriore.
- Collegare il contenitore con il piatto sopra di esso stringendo il tubo dal piatto attraverso il foro nella parte posteriore del contenitore.
- Smear sigillante impermeabile intorno al bordo del contenitore dove il tubo attraversa per evitare perdite.
- Posizionare una pompa elettrica sommergibile da 21 W 1.000 L/h all'interno del contenitore inferiore.
- Collegare un tubo IN PVC OD di 1,07 m, 1,27 cm, 1,59 cm all'ugello della pompa elettrica.
- Stringere il tubo attraverso lo spazio tra le panchine e sopra la parte posteriore della bottiglia di soda nella parte superiore del sistema.
- Collegare la pompa in un timer digitale e impostare l'impostazione del timer in base alle esigenze.
NOTA: il timer è stato impostato per l'esecuzione per 1 min ogni 3 h durante l'intero esperimento. La tempistica selezionata ha permesso di pedalare la quantità massima di liquido nel serbatoio di raccolta e di circa 10 min di flusso ogni volta che la pompa è stata accesa evitando inondazioni e fuoriuscite.
3. Impianto
- Sterilizzare tutti i semi di riso necessari risciacquando nel 70% di etanolo per 30 s, immergendo in 5% candeggina per 20 min, e risciacquo 6x con acqua distillata.
- Pregerminare i semi di riso sterilizzati nei piatti Petri rivestiti con carta da filtro riempita con 5 mL di acqua distillata in una camera di crescita impostata a 25 gradi centigradi.
- Dopo che i semi germinano, foderare il fondo di ogni pentola con due grandi filtri di caffè mettendoli all'interno delle pentole nella loro forma naturale.
- Riempire ogni vaso nella parte superiore del filtro (circa il 75% del piatto) con sabbia di quarzo autoclata, lavata e schermata appositamente graduata. Inumidire la sabbia con acqua distillata versando acqua sopra la parte superiore della sabbia o mettendo i vasi in vassoi di piantagione riempiti solo leggermente con acqua distillata per consentire alle pentole di assorbire l'acqua e rimanere umidi. Trapianto di sei piantine di piante di donatori pregerminati nella sabbia, distanziati uniformemente.
- Coprire le piantine con la sabbia.
- Lasciate che le piantine stabilire per 3 settimane.
NOTA: La sabbia si asciuga molto rapidamente. Pertanto, mettere le pentole nei vassoi è una tecnica di irrigazione efficiente. Cambiare costantemente l'acqua aiuterà a prevenire la muffa. - Pregerminare le piantine dell'impianto ricevente (E. crus-galli) nei piatti Petri 3 settimane dopo aver piantato piante donatorie riveste il fondo del piatto con carta da filtro e insieme a 5 mL di acqua distillata. Collocare i piatti in una camera di crescita a 25 gradi centigradi per 3-5 giorni.
- Preparare i vasi come descritto nei passaggi da 3.1 a 3.2.
- Dopo che le piantine germinano, trapiantate tre piantine nei vasi preparati e coprite con sabbia.
NOTA: L'esperimento inizia un giorno dopo il trattamento (DAT) o il giorno in cui le piantine della pianta ricevente emergono e vengono trapiantate e inserite nel sistema.
4. Posizionamento del campione
- Posizionare quattro vasi di un'adesione di piante donatorie nei quattro piatti della colonna 1, un singolo vaso per fila. La colonna 1 è costituita solo da piante donatori.
- Collocare due vasi della stessa adesione di piante donatorie nei piatti della colonna 2 sulla prima e terza fila della colonna.
- Mettere due vasi di piante riceventi nei piatti della colonna 2 sulla seconda e quarta fila nella colonna.
- Per ogni replica, assicurarsi che venga aggiunta una sola riga di impianti ricevitori. Due colonne, la prima composta solo da piante donatori e la seconda donatrice e riceventi alternati, effettuano un trattamento (Figura 2).
Figura 2: mappa di posizionamento. Diagramma che illustra i posizionamenti degli impianti donatori (WR/R) e riceventi (BYG) nelle rispettive posizioni nel sistema di scale. Due colonne del sistema di scale con piante in atto comprendono un trattamento. Una singola colonna di piante riceventi fungeva da controllo per una replica (all'estrema destra), una singola colonna di piante donatorie come controllo per ogni adesione (al centro), e la colonna di trattamento consisteva in piante alternate donatorie e riceventi (all'estrema sinistra). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
- Ripetere i passaggi da 4.1 a 4.4 per ogni trattamento o fornitore di adesione(Figura 3).
NOTA: ogni replica richiede che una colonna di campioni di impianti ricevente funga da controllo per una replica. I trattamenti sono stati replicati 3 volte in un progetto di blocco completo randomizzato.
Figura 3: Struttura finale della scala. Il sistema di scale-step assemblato con le piante in posizione. Il sistema conteneva quattro file di campioni di piante e un serbatoio di raccolta nella parte inferiore per la soluzione per ciclo verso la bottiglia superiore e verso il basso per gravità attraverso ogni rispettivo vaso. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
5. Operazione
- Su DAT 1, riempire il serbatoio di raccolta nella parte inferiore di ogni colonna con metà forza soluzione Hoagland17 in acqua distillata, circa 1.500 mL.
- Impostare i timer in modo che vengano eseguiti come desiderato nell'impostazione di spegnimento automatico.
- Coprire i serbatoi di raccolta con plastica nera per limitare l'esposizione alla luce e l'evaporazione.
- Riempire i serbatoi ogni 2 giorni con 500 mL di soluzione Hoagland per mantenere il sistema che scorre costantemente.
- Mantenere le temperature della serra a 28 gradi centigradi durante il giorno e a 24 gradi di notte rispettivamente con una divisione di 16/8 ore e umidità al 53%.
6. Raccolta dei dati
- Misurare e registrare le altezze di ogni pianta nel sistema di scale su DAT 1 e una volta ogni settimana fino a DAT 21 posizionando un righello alla base di ogni pianta e osservando il supporto foglia più alto.
- Misurare e registrare i livelli di clorofilla di ogni pianta su DAT 7 e 14 utilizzando il misuratore di contenuto di clorofilla.
- L'ultimo giorno dell'esperimento (cioè DAT 21) etichetta recitare un sacchetto di carta per ogni vaso.
- Tagliare i campioni di piante alla base e mettere in sacchetti separati.
- Mettere tutti i campioni in un essiccatore da forno a 60 s per 48 h16.
- Rimuovere i campioni secchi e il contenuto vuoto singolarmente su una bilancia e registrare il peso in grammi.
7. Analisi dei dati
- Calcolare il potenziale allelopatico delle piante donatorie in base alla percentuale di inibizione della pianta riceventi utilizzando questa equazione:
riduzione dell'altezza (%) : [altezza di controllo (cm) – altezza del trattamento (cm)] - Calcolare la riduzione dell'altezza dell'impianto donatore come controllo di qualsiasi effetto inverso che l'impianto ricevente può avere sugli impianti bersaglio.
- Analizzare le adesioni come effetto fisso durante le repliche e le esecuzioni sono gli effetti casuali18.
- Analizzare i dati utilizzando un modello lineare generale con valori medi separati utilizzando la differenza minima significativa protetta di Fisher pari o inferiore a un livello di probabilità di 0,05 in un software statistico (ad esempio, JMP 14).
- Visualizza la correlazione tra le variabili originali utilizzando l'analisi principale del componente caricando i dati.
- Selezionare la scheda Analizza nella barra degli strumenti, selezionare Adatta a Y per X. In colonne, Evidenzia la risposta (ad esempio, riduzione dell'altezza percentuale), quindi fare clic su Y, risposta per specificare il fattore osservato per Y, ovvero la riduzione dell'altezza percentuale. Per il fattore X, Hightlight accession e fare clic su X, fattore, quindi selezionare OK.
- Selezionare la freccia rossa rivolta verso il basso nella barra di analisi oneway, selezionare Mezzi/ANOVA. Selezionare nuovamente la freccia giù sulla barra Oneway Analysis ed evidenziare i mezzi di confronto, quindi selezionare ogni coppia, T dello studente.
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Representative Results
Due screening preliminari con questo metodo sono stati eseguiti su nove adesioni di riso erbaccia (B2, S33, B83, S97, S94, B81, B8, B34, B14) e cinque linee di riso coltivate (PI338046, Rex, Rondo, PI312777, CL163). Le adesioni al riso erbaccia e le linee di riso sono state selezionate in base alle loro prestazioni nelle precedenti proiezioni allelopatiche condotte da Shrestha (2018)18. I semi di riso erbaccia sono stati raccolti da tutto lo stato dell'Arkansas. Le linee di riso selezionate sono linee comunemente coltivate negli Stati Uniti, alcune note per esprimere attività allelopatiche (ad esempio, Rondo PI312777) e utilizzate come controlli in questo studio18. I dati preliminari dimostrano il potenziale del metodo della scala come mezzo per valutare il potenziale allelopatico contro l'erba da cortile (E. crus-galli). L'altezza delle piante di erba da cortile è stata significativamente ridotta dai residui allopatici escreti attraverso le radici del riso. La concorrenza per le risorse tra riso erbacce e erba da cortile è stata eliminata e tutte le piante sono state coltivate in condizioni identiche. I risultati hanno dimostrato che l'attività allelopatica contro l'erba da cortile variava tra le cultivar di riso e riso erbacce.
Le misurazioni dell'altezza registrate al DAT 14 sono state utilizzate per calcolare la percentuale di riduzione dell'altezza dell'erba da cortile. Come illustrato nella Figura 4, la riduzione dell'altezza è stata fino al 30% in alcune adesioni al riso da donatore con un'adesione, il B81, in piedi. Cinque adesioni di riso erbaccia hanno mostrato una riduzione dell'altezza dell'erba da cortile più significativa di Rondo, lo standard di riso allelopatico. Le adesioni al riso erbanoso B8, S33, B14, B97 hanno ridotto l'altezza dell'erba del cortile del 25-30%. L'adesione al riso erbaccia B81 ha mostrato la più notevole riduzione dell'altezza del cavanolla del 74%, che era quasi 3 volte quanto il riso allelopatico standard, Rondo.
Figura 4: Dati di riduzione dell'altezza dell'impianto del ricevitore. Le percentuali di riduzione dell'altezza degli impianti riceventi (E. crus-galli) visualizzate in ordine crescente quando vengono trattate con il residuo allelopatico di 15 adesioni di impianto donatore di O. sativa lungo l'asse X. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
È stata inoltre registrata la riduzione dell'altezza delle adesioni di riso erbacce e coltivate per determinare se l'erba da cortile avesse attività allelopatiche. Dai dati raccolti al DAT 14, non è stata rilevata una significativa riduzione dell'altezza rilevabile del riso o del riso erbaceo a causa delle sostanze allelochimiche dell'erba da cortile nella colonna trattata.
La percentuale di riduzione della biomassa rispetto ai dati raccolti al DAT 21 ha mostrato un range nella percentuale di riduzione della biomassa da fienile dallo 0 all'86%. Tra le adesioni di riso erbante che hanno ridotto maggiormente l'altezza dell'erba da cortile (S33, B97, B14, B8, B81), S33 ha ridotto la biomassa del cavalenio di circa l'84% rispetto a Rondo al 60%(Figura 5).
Figura 5: Dati sulla riduzione della biomassa delle piante da ricevitore. Le percentuali di riduzione della biomassa degli impianti riceventi (E. crus-galli) visualizzate in ordine crescente quando vengono trattate con il residuo allelopatico di 15 ascese di impianto donatore di O. sativa lungo l'asse X. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
I livelli di clorofilla di tutti i campioni vegetali sono stati registrati presso IL DAT 7 e 14. La riduzione della clorofilla nei campioni di erba da cortile variava dall'1 al 14% quando era esposta alle lisciviazioni della radice di riso. C'era una variazione tra i livelli di riduzione della clorofilla tra il riso non allelopatico e allelopatico. Tra le adesioni di riso erbaccia allelopatico, B8 e S33 hanno mostrato la riduzione meno clorofilla (meno del 10%). I livelli di clorofilla nelle ascese al riso erano tra lo 0 e il 30%, con variazioni dei livelli tra le adesioni non allelopatiche e allelopatiche.
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Discussion
Sfruttare l'allelopatia può potenzialmente servire come controllo biologico per le erbacinie che sono difficili da gestire1,7,13. L'allelopatia ha mostrato un grande potenziale come possibile soluzione alla crisi delle erbacce nel riso e serve come alternativa o integratore alle sostanze chimiche e alle pratiche manuali di controllo delle erbacce5,13,19. Identificare le varietà allelopatiche o le adesioni delle specie di colture è il primo passo verso l'incorporazione di questa tecnologia nelle strategie di gestione delle erbacce. Come dimostrato in questo studio, alcune adesioni di riso erbaccia e riso(O. sativa) mostrano una maggiore soppressione dell'erba da cortile (E. crus-galli). Le adesioni che hanno ottenuto i risultati migliori in questo studio sono candidate per ulteriori ricerche sulla genetica dell'allelopatia e sui meccanismi d'azione.
Il metodo della scala si è rivelato un'utile tecnica di screening per determinare il potenziale allelopatico del riso. I metodi non sono limitati ad alcun donatore o impianto ricevente. Una varietà di piante diverse possono essere esaminate contemporaneamente, e il bersaglio e il destinatario possono essere facilmente scambiati per risultati accurati. La suscettibilità ai composti allelopatici varia a seconda delle specie1. Questo metodo può fornire uno screening della suscettibilità dell'impianto ricevente e allo stesso tempo determinare il potenziale allelopatico della pianta donatrice.
È stato suggerito che è necessario compiere maggiori sforzi per gli esperimenti che imitano le condizioni di campo12. Una moltitudine di fattori contribuisce all'attività allelopatica, come l'ambiente e il background genetico11,12. Le proiezioni di serra possono creare un'impostazione di campo in un ambiente controllato. Il suolo è il mezzo di crescita preferito rispetto ai media artificiali come l'agar. La sabbia di questo esperimento ha fornito un mezzo che non alterava i nutrienti disponibili, ha permesso alla soluzione di fluire in modo pulito da vaso a vaso, e limitata attività microbica che avrebbe potuto influire sui risultati. Inoltre, la temperatura può essere impostata in condizioni ideali per la specie desiderata. Il metodo della scala fornisce un modo preciso per identificare e misurare l'attività allelopatica di una specie vegetale.
Uno svantaggio del metodo passo scala è che le differenze nella natura e nella quantità di sostanze allelochimiche prodotte dalle due specie vegetali possono presentare risultati che appaiono come stress nutritivo. L'uso di additivi nutritivi è essenziale per garantire condizioni adeguate. Le specie differiscono nelle loro risposte a diversi minerali, e le specie di erbacce possono rispondere meglio di un raccolto ai nutrienti forniti20. L'allelopatia è confermata se ci sono effetti inibitori anche in presenza di sostanze nutritive aggiunte20. Inoltre, il metodo a gradino delle scale è utile solo se le specie vegetali in questione sono allelopaticamente attive attraverso la secrezione delle radici16. Alcune specie non hanno la produzione allelopatica radice attiva, perché allelochemicals possono anche essere secreti sotto forma di gas e lisciviazioni da parte di piante vive o morte fuori terra o tessuti secchi21,22,23. Affinché questo metodo dimostri con successo l'inibizione allelopatica, il campione sottoposto a screening deve presentare attività allelopatiche della radice perché il sistema è destinato a sostanze chimiche lisciviate attraverso il mezzo del suolo.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Il finanziamento di questo progetto è stato fornito dallo Special Research Initiative Grant sponsorizzato dalla Mississippi Agricultural and Forestry Experiment Station e si basa sul lavoro sostenuto dal National Institute of Food and Agriculture, Dipartimento di Alimentazione e Agricoltura degli Stati Uniti Progetto Agricoltura, Hatch con numero di adesione 230060.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.25 in by 6 in by 8 ft standard severe weather wood board | Lowe's, Mooresville, NC | 489248 | N/A |
| 2 in by 4 in by 8 ft white wood stud | Lowe's, Mooresville, NC | 6005 | Cut into appropriate sizes |
| 63 mm (2.5 in) corner braces | Lowe's, Mooresville, NC | 809449 | N/A |
| Asporto 16 oz Round Black Plastic To Go Box - with Clear Lid, Microwavable – 6.25 in by 6.25 in by 1.75 in - 100 count box | Restaurantware.com, Chicago, IL | RWP0191B | black |
| ATP vinyl-flex PVC food grade plastic tubing, clear, 0.125 in id by 0.25 in od, 100 ft | Amazon, Seattle WA | B00E6BCV0G | N/A |
| Ccm-300 chlorophyll content meter | Opti-Sciences, Inc. Hudson, NH | ccm/300 | N/A |
| Common 1 in by 2 in by 8 ft pine board | Lowe's, Mooresville, NC | 1408 | N/A |
| Contractors choice contractor 24-pack 42-gallon black outdoor plastic construction trash bag | Lowe's, Mooresville, NC | 224272 | Cut to cover collection tanks |
| EURO POTS | Greenhouse Megastore, Danville, IL | CN-EU | 15 cm short black 6 in diameter 4.25 in height 1.37 qt volume |
| Fisher brand petri dish with clear lid | Fisher Scientific, Waltham, MA | FB0857513 | N/A |
| Aexit Ac 220 V-240 V electrical equipment US plug 21 W 1,000 L/hr multipurpose submersible pump | Amazon, Seattle WA | B07MBMYQNT | Nozzle size should fit tubes and can be repaced |
| Woods 50015 WD outdoor 7 day heavy-duty digital outlet timer | Walmart, Bentonville, AR | 565179767 | 20 settings |
| GE silicone 2+ 10.1 oz almond silicone caulk | Lowe's, Mooresville, NC | 48394 | Sealant for edges of any attached tubing |
| Great Value Distilled Water | Walmart, Bentonville, AR | 565209428 | N/A |
| Great Value White Basket coffee filters 200 count | Walmart, Bentonville, AR | 562723371 | Size may vary |
| Grip-rite primgaurd plus #9-3 in pollimerdex screws | Lowe's, Mooresville, NC | 323974 | N/A |
| Hoagland’s No. 2 basal salt mixture | Caisson Laboratories, INC. Smithfield, UT | HOP01/50LT | ½ strength rate |
| JMP (14) | SAS Institute Inc. North Carolina State University, NC | N/A | |
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References
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