Summary
الوصول إلى التسريب على المدى الطويل في الشريان المتوسط المتفوق (SMA) للفئران هو إجراء جراحي يتكون من تعريب فرع قريب من SMA. تخرج القنية من جرح البطن ويتم حفر نفق عبر الفضاء تحت الجلد مرة أخرى إلى الحظيرة بين الكتفين.
Abstract
يمكن تعاويذ الشريان المتوسطي المتفوق على البشر من خلال القسطرة الإشعاعية طفيفة التوغل في الشريان الفخذي أو الشريان الإبطي. علبة SMA أكثر صعوبة في الفئران بسبب الأبعاد التشريحية الصغيرة. والهدف من الدراسة هو وصف تقنية جراحية لتعريب SMA في الفئران لإجراء ضخ طويل الأجل من الأدوية في سرير الأوعية الدموية SMA في الحيوانات غير المقيدة ، مما سيؤدي إلى ارتفاع معدل القسطرة بعد الشفاء الجراحي لمدة 24 ساعة.
لتجنب خطر تجلط SMA أو النزيف من الوصول المباشر ، يتم عزل فرع قريب من SMA ، وربطه distally ومعلبة مع أنبوب شعري بولي يوريثين 0.25 مم الذي يتم تقديم طرفه بالقرب من أصل SMA من الشريان الأورطي. ثم يتم حفر القنية تحت الجلد إلى الجزء الخلفي من رقبة الحيوان وعبر الجلد عبر صمام اصطناعي. يتم إدخال الجزء الخارجي من القنية في نظام دعم شبه جامد ومتصل بمضخة التسريب المستمر خارج القفص حيث يكون الجرذ حرا في التحرك.
وقد تجلى تحديد المواقع الصحيحة للقنية من خلال تصوير الأوعية بعد الجراحة ونتائج تشريح الجثة. تم ضمان التنبت القسطرة بعد 24 ساعة من ضخ المالحة في منطقة SMA في معظم الفئران من خلال التفريغ الكلي للمضخة والتعرف على قنية وظيفية لأخذ عينات الدم أو ضخ المالحة.
Introduction
الشريان السينتيري المتفوق (SMA) في البشر كما هو الحال في الفئران ينبع من الشريان الأورطي البطني ويزود الأمعاء بالدم الشرياني من الاثني عشر إلى القولون العرضي القريب. SMA يؤدي إلى العديد من الفروع.
بعد التخثر الشعري ، يتم تصريف الدورة الدموية mesenteric من خلال الوريد البوابة إلى الكبد ، حيث يخضع لعملية التمثيل الغذائي الكبدي قبل أن يتم إعادة إدخاله إلى الدورة الدموية الجهازية. Cannulation من SMA مفيد لأغراض التشخيص، والانصمام العلاجي وضخ المخدرات بطريقة انتقائية أو مستمرة لتقييم تأثير على الأمعاء أو، والأهم من ذلك، استقلاب الكبد والإزالة الكيميائية. في البشر ، يتم إجراء القسطرة الإشعاعية طفيفة التوغل في SMA لعلاج الأوعية الدموية الداخلية1 أو التسريب الانتقائي للأدوية2 باستخدام العديد من النهج عن طريق الجلد مثل ثقب عبر الوريد أو عبر الشرايين والتعشيش.
هناك تقارير الأدب من تقنيات مختلفة من تعاويذ الأوعية البطنية الصغيرة: الوريد المتوسط متفوقة (SMV)3، الشريان المتوسط أدنى (IMA)4، القناة الليمفاوية mesenteric5، الشريان الكبدي6 أو دراسات لفيفو السابقين على perfusion7 الأمعاء في الفئران. بالمقارنة مع الجانب الوريدي ، فإن علبة SMA في الفئران أكثر تطلبا بسبب المخاطر المتزامنة للتجلط والنزيف ، شريطة أن يكون ضغطها العالي. على وجه الخصوص ، تنشأ مشاكل في حالة التمكن هو في العملية عندما يستيقظ الجرذ من التخدير على السرير الجراحي وأكثر إذا كانت التجربة تتطلب حيوانا حرا في قفص بعد الجراحة.
وقد وصفت ورقة حديثة التكنيم SMA كجزء من التجربة (قياس ضغط الدم) في تحت التخدير8. ومع ذلك ، لا يتم وصف أي تقنية على العلبة الجراحية للSMA للتسريب على المدى الطويل في غير مقيد. الهدف من هذه المخطوطة هو وصف خطوة بخطوة تقنية جراحية لتكرير SMA على المدى الطويل من خلال فرع قريب ، والذي يسمح بالضخ الانتقائي للأدوية في السرير المتوسط لمدة 24 ساعة على الأقل (وأكثر). كما cannulation ثابت وقوي يتطلب الربط الدائم وإغلاق السفينة حيث يتم إدخال القسطرة، وهذه التقنية بدلا من ذلك يتجنب إدخال القسطرة مباشرة في SMA9 ويقترب من السفينة من خلال علبة فرع قريب، أقرب ما يمكن إلى أصل SMA جدا من الشريان الأورطي. يسمح التسريب المباشر للدواء المشبع بالوصول إلى أوسع سرير تشريحي ممكن ، دون إغلاق تدفق الدم عبر السفينة الرئيسية.
تقنية قنية علبة الفئران SMA لديها العديد من التطبيقات. سيكون من الممكن إعطاء الأدوية بشكل انتقائي في مقصورة الشريانية mesenteric للحصول على عمل محلي على مستوى الجهاز الهضمي وتجنب الآثار الجهازية والتمثيل الغذائي للدواء الكبدي. نموذج الفئران SMA cannulated له مزايا على نماذج حيوانية أكبر: فهو أقل تكلفة، ومقبول أخلاقيا، وأنه من الأسهل لأداء والتعلم. جراحة التكني SMA هو أيضا أسهل لأداء في نموذج الفئران مقارنة مع نموذج الماوس.
Protocol
تمت الموافقة على الدراسات الموصوفة في هذه المخطوطة من قبل لجنة أخلاقيات الحيوان المحلية (جامعة كاتوليكا ديل ساكرو كوري، روما) وأجريت وفقا لوزارة الصحة الإيطالية.
1. إعداد القنية لإدراجها في فرع قريب من SMA
- قطع قنية أكبر من 0.93 مم أو دي، 0.5 مم I.D. إلى الطول المطلوب (حوالي 30 سم).
- قطع القنية الصغيرة (0.4 مم أو دي، 0.25 مم I.D.) إلى حوالي 5 سم في الطول وإدراجها 1 سم في القنية الأكبر.
- إصلاح اثنين من cannulas معا عن طريق الغراء سيانواكريلات، وتجنب انسداد التجويف.
- قم بتوصيل أقصى القنية الأكبر بمحول كعب روتين Luer (23 G) المثبت على حقنة 1 مل مليئة بالمحلول الملحي.
- شحذ غيض الحرة من قنية أصغر مع مقص لتسهيل إدراج القسطرة في فرع SMA.
- تحقق من زنة القنية عن طريق التنظيف بالمحلول المالح.
ملاحظة: لن يؤدي الطرف الحاد من القنية إلى تلف الشريان أثناء حركة الحيوان لأنه سيتم إصلاحه ولن ينزلق على طول السفينة.
2. إعداد الجرذ لإجراء العملية الجراحية
- إجراء التخدير العضلي مع الكيتامين / الإكسيلازين (100/10 ملغ / كغ).
ملاحظة: يتم الحكم على عمق مخدر كاف من خلال غياب أو شبه غياب منعكس مخلب قرصة. - حلق الفراء من المناطق الجراحية: البطن لفرع من قنية SMA، والجزء الخلفي من الرقبة للخروج القنية.
- تنظيف المناطق الجراحية بشكل مطهر باستخدام الجراحية مخلب قرصة منعكس.
ملاحظة: يجب أن يتم تنفيذ كافة التحضيرات باستخدام تقنية مطهرة. - فرك أو حل تطبيقها في حركة دائرية، تليها المالحة العقيمة أو الإيثانول 70٪، 3 مرات.
- ضع الحيوان في وضع ية، مما أدى إلى شل حركة الأطراف الأربعة.
3. علبة فرع قريب من SMA
- تأكد من عمق مخدر مناسب عن طريق اختبار منعكس قرصة مخلب قبل شق.
- ضعي ستائر جراحية معقمة مقاومة للماء.
- مع شفرة مشرط، افتح جدار البطن مع شق مستقيم 3 سم على خط الوسط من منطقة الغشاء المعدي من خلال جميع طائرات البطن في الصفاق.
- ضع شاش، غارق بمحلول ملحي، حول شق استئصال البطن فوق الستائر الجراحية. استخدم الغرز لإبقاء الشق الجراحي مفتوحا.
ملاحظة: يجب أن تكون جميع المسحات والأدوات الجراحية معقمة. - استخدام مسحات القطن لتحديد وكشف الأمعاء الدقيقة. اتبع التصرف الطبيعي لتحديد mesentery. استخراج mesentery للخروج من قطع البطن ووضعها إلى أسفل على الشاش (الشكل 1A).
- تحديد SMA من خلال الشعور بالنبض.
- استخدام مسحات القطن "لإفساح المجال" بين الدهون mesenteric وكشف SMA و 2-3 من فروعها القريبة.
- اختيار فرع قريب من SMA كبيرة بما يكفي للسماح للمناورات الجراحية من cannulation. ربط هذا الفرع (مع خياطة الحرير 4-0) 3-4 سم المصب من أصله للسماح توسعها الحفاظ على خياطة ينتهي لفترة كافية ليتم التلاعب بها في وقت لاحق.
- وضع دعم جامدة تحت فرع SMA. مقبض ملقط الجراحية كافية هنا.
- عقد أقصى من قنية أصغر (مرتبطة مع قنية أكبر في الطرف المقابل) مع اليد المهيمنة باستخدام ملقط وسحب خياطة ينتهي مع اليد الأخرى لإجهاد الوعاء وتسهيل دخول القسطرة (الشكل 1B).
- عقد غيض من قنية في زاوية 20 درجة من الطائرة من السفينة في الاتجاه المعاكس لتدفق الدم.
- اضغط بخفة على الطرف لاختراق جدار الشريان وإدخال القنية.
ملاحظة: يتم إجراء التشنيم دون قطع الشريان; غيض من القسطرة سوف كسر جدار السفينة وتسهيل الدخول. الدم المتدفق مرة أخرى إلى القنية يؤكد الإدراج الصحيح. - مواصلة إدخال القنية لمدة 1 سم أخرى في فرع الشريان قريبة من أصل من SMA.
- إصلاح القنية إلى الشريان مع عقدة الجراحية (4-0 الحرير) والتحقق من أدائها الصحيح عن طريق مسح 1 مل من محلول ملحي معقم أو مع أخذ عينات من الدم.
4. نفق من القنية ووضعها في نظام دعم التسريب
- ضع ستارة جراحية معقمة على الشق قبل تغيير موضع الحيوان.
ملاحظة: يتم إنشاء نفق من الخلف إلى البطن عن طريق ممارسة الضغط في الفضاء تحت الجلد مع أداة جراحية مدببة. يجب استخدام الستائر الجراحية العقيمة على البطن والشقوق الخلفية. - إجراء شق 1 سم من المنطقة الخلفية من الرقبة واستيعاب صمام كروي.
- تمرير القنية من الوصول إلى استئصال البطن إلى صمام وضعت في الرقبة من خلال الأنسجة تحت الجلد (الشكل 2A). أغلق الطرف القاصي للقنية باستخدام قابس قسطرة لتجنب تدفق الهواء.
- استبدال الأمعاء الدقيقة في تجويف البطن. أغلق جدار البطن واغلق شقوق الجلد بخياطة حرير مستمرة 3-0.
- تأمين صمام لجلد الرقبة مع غرز. أغلق شقوق الجلد بخياطة حرير مستمرة 3-0.
5. إدارة ما بعد العمليات الجراحية
- فستان الجرذ مع سترة لحماية صمام زر. حماية الجزء المكشوف من القنية بقضيب فولاذي أثناء التسريب وتأمينه إلى الصمام (الشكل 2B).
ملاحظة: نظرا لأن الجراحة تتم بموجب تقنية مطهرة، لا يشار إلى المضادات الحيوية. NSAID ينبغي أن تدار قبل الجراحة للسيطرة على الألم (5 ملغ / مل ميلوكسيكام عن طريق الحقن, 1 ملغ / كغ مرة واحدة يوميا لمدة تصل إلى 3 أيام). بعد العملية ، استقر الجرذ في قفص التمثيل الغذائي لوقت التسريب (24h). ثم إعادة تخدير الفئران مع استنشاق isoflurane للوقت اللازم لتفكيك نظام التسريب. في وقت لاحق من الممكن لإيواء الفئران في قفص عادي مع 12 ساعة ضوء / دورة الظلام والوصول المجاني إلى الغذاء والماء. - استقرار الفئران في قفص الأيض لوقت التسريب. الجرذ الآن مستيقظا وحرة للتحرك وتناول الطعام في القفص.
- قم بتوصيل أقصى القنية بمضخة إلاستوميريك (100 مل كحد أقصى، معدل تدفق 5.0 مل/ساعة) مملوءة ب 50 مل من المحلول الملحي المعقم. المضي قدما مع ضخ لمدة 24 ساعة (الشكل 2C).
- في اليوم الأول، قم بإعطاء المضادات الحيوية العضلية (enrofloxacin 10 ملغم/كغ لأول 24 ساعة) ثم مررها إلى تناوله عن طريق الفم (enrofloxacin 100 ملغ في 500 مل في مياه الشرب). الاستغناء عن العلاج المسكن عضليا أثناء الصحوة (كيتوبروفين 5.0 ملغم/كغ) وفي الأيام التالية شفويا (الباراسيتامول 200 ملغ في مياه الشرب).
ملاحظة: تمييع العلاج عن طريق الفم تدار في مياه الشرب للحصول على طعم محتمل. مراقبة قياس وزن الجسم والترطيب. - في نهاية وقت التسريب (24 ساعة) تفكيك نظام التسريب الخارجي للحيوان عن طريق إزالة المضخة والسترة وقضيب الصلب والصمام من الجرذ. إغلاق وقطع القنية لأنها تخرج من الرقبة، وترك هذا الطرف تحت الجلد من الرقبة بعد خياطة الجرح.
ملاحظة: في هذه المرحلة قد يكون من الضروري تخدير الفئران لبضع دقائق عن طريق استنشاق الإيزوفلوران. - منزل الجرذ، بشكل فردي، في قفص عادي مع دورة خفيفة / مظلمة لمدة 12 ساعة والوصول المجاني إلى الغذاء والماء.
ملاحظة: مداواة الغذاء الأساسية بعد العملية حوالي 30 غرام/يوم مدة المياه الأساسية حوالي 50 مل/يوم. متوسط الوزن يجب أن يكون حوالي 400 ملغ.
Representative Results
في هذه الدراسة ، تم إجراء الإجراء على 15 فأرا. في نهاية 24 ساعة من التسريب المالح ، لم تلاحظ أي علامات على فقدان الملحية أو الدم في الأقفاص الأيضية وكان جرح البطن نظيفا في جميع الحيوانات وكذلك الأقفاص.
في الأقفاص العادية ، لوحظ الفئران لمدة 5 أيام مع المراقبة اليومية للوزن والماء / تناول الطعام. خلال هذه الفترة ، كانت الحالة العامة للحيوانات في الفحص الإجمالي جيدة مع عدم وجود مؤشرات على التشوهات السلوكية. بدأت جميع الفئران مباشرة بعد الجراحة تتغذى مرة أخرى. وزاد متوسط المداهم اليومي من الأغذية والمياه تدريجيا حتى المعدل الطبيعي بعد 3 أيام كما هو مبين في الشكل 3 ألف و3 ب على التوالي. وفي الشكل 3C، يمكن أن نرى أن زيادة الوزن كانت منتظمة، وتزداد تدريجيا حتى نهاية فترة المراقبة. لم تحدث أي تعديلات في حركات الأمعاء وكان البراز اليومي وانتاج البول طبيعيا.
بعد 24 ساعة، كانت هناك بقايا ملحية (على التوالي، 40 مل و 20 مل) في مضختين فقط مملوءتين ب 50 مل من المحلول الملحي في حين أن جميع المضخات الأخرى (86.7٪) كانت فارغة. وعلاوة على ذلك، بعد هذه الفترة التسريب، 12 cannulas (80٪) كانت لا تزال تعمل لكل من أخذ عينات الدم والضخ المالح (5 مل)، في حين أن 3 cannulas لم تكن براءة اختراع بعد الآن (2 من هذه كانت القنية متصلة مضخات مع بقايا) (الجدول 1).
في التشريح، كانت 100٪ من القنية (n = 15) لا تزال موجودة في فرع SMA ولم يكن لدى أي فئران علامات نقص التروية في الأمعاء (الشكل 4B) أو النزيف داخل الأمعاء. تم العثور على قنية 3 المغلقة مكمن الخلل على التوالي في 0.5 سم، 1 سم و 1.5 سم من الإدراج في فرع SMA. هذه الظاهرة ربما يرجع ذلك إلى تحركات الحيوانات في الأقفاص.
في 5 فئران، مباشرة بعد الإجراء وقبل اتصال المضخة، تم حقن 2 مل من المتوسط التبايني iodinated في قنية mesenteric، للحصول على تصوير الأوعية من خلال مكثف الصورة (تم إجراء تصوير الأوعية أثناء الجراحة). في كل فأر (ن = 5) ، كان possibile لرؤية دائرة الشريان المتوسط وSMA وفروعها الرئيسية دون متوسط التباين تنتشر في البطن كما هو مبين في الشكل 4A. وأكد ذلك أن القنية كانت في وضع جيد وثابتة في فرع SMA.
الشكل 1: صور تجريبية. (أ) الأمعاء الدقيقة بعد التصرف الطبيعي على شاش (فمن الممكن تصور SMA مع جميع الفروع)؛ (ب) المشغل إدراج قنية في فرع SMA. من الضروري أن يكون هناك دعم قوي تحت السفينة لضمان إدخال الأنبوب. خياطة الحرير البعيدة تغلق الوعاء ويصلح القريب القسطرة داخل الفرع. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: نظام دعم التسريب. (أ) بمجرد نفق تحت الجلد ، تخرج القنية من المنطقة الخلفية للرقبة من خلال الصمام الأبيض ؛ (ب) فأر يرتدي سترة لتثبيت الصمام الأبيض. قضيب الصلب يحمي القسطرة أثناء التسريب. (ج) تمثيل رسم تخطيطي لفأر موجود في قفص التمثيل الغذائي أثناء ضخ المالحة مع مضخة الإيلاستومريك متصلة قنية الخروج من قضيب الصلب. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3: البيانات التمثيلية عن تناول الغذاء، وتناول المياه وزيادة وزن الفئران (n=15) في فترة المراقبة التي تبلغ 5 أيام. يزيد متوسط المداواة اليومية للأغذية (A) والماء (B) تدريجيا ، ويستقر عند المستويات الفسيولوجية بعد 3 أيام. يزيد متوسط زيادة الوزن (C) تدريجيا حتى نهاية فترة الملاحظة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4: صور فوتوغرافية ل (أ) تصوير الأوعية التبايني لمنطقة الشريان المتوسط بعد ضخ التباين من خلال القنية (دليل على القنية الموضوعة بشكل كاف) و (B) القنية لا تزال في وضع جيد أثناء تشريح الجثة. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
| مضخة إيلاستومير | قنيه | |||
| أجوف | مع بقايا | البراءات | ليس براءة اختراع | |
| ن = 15 | 13 | 2 | 12 | 3 |
| % | 86.7 | 13.3 | 80 | 20 |
الجدول 1: تفريغ مضخة الإيلاستوميك وباتينسي القنية بعد 24 ساعة من التسريب المالح. تم اختبار Patency عن طريق سحب الدم مع حقنة وغرس 5 مل من المالحة في القنية.
Discussion
الميزة الرئيسية لهذا النموذج ضخ الفئران SMA هو صموده والمتانة لمدة 24 ساعة على الأقل في الغالبية العظمى من الحيوانات. ضخ المضادة للتخثر قد تطول هذه الفترة الزمنية. يسمح النموذج بضخ موثوق للأدوية بشكل انتقائي في المنطقة المتوسطة ، مستهدفا الأمعاء الدقيقة والجزء القريب من القولون.
العديد من الخطوات حاسمة لنجاح هذه التقنية. لتحقيق العلبة في وعاء صغير جدا من المهم اختيار الفئران التي تزن 400 غرام على الأقل. الجنس والعمر ليست ذات صلة. من المهم أيضا اختيار الأدوات الجراحية الصحيحة ونوع القنية. هنا، يتم إدخال قنية بولي يوريثان أصغر (0.4 مم أو دي، 0.25 مم I.D.) 1 سم في القنية الأكبر (0.93 مم أو دي، 0.5 مم الهوية) للحصول على قسطرة وظيفية ومفيدة للسماح لكل من الاتصالات إلى الشريان الصغير ونظام التسريب الأكبر.
الخطوة الحرجة الجراحية الأولى هي تنظيف SMA والفرع المحدد للتلقيح من الأنسجة الدهنية المحيطة (الخطوة 3.5). وهذا يساعد على تجنب إدخال القنية بين الأنسجة والشريان، وهو خطأ شائع. ومع ذلك ، فإن خطوة التنظيف هذه صعبة لأن الفرع الصغير من SMA هش وسهل الضرر. إذا أصيب الفرع ، فمن الممكن وقف النزيف عن طريق الرباط واختيار فرع قريب مختلف ، حتى لا يضيع الحيوان.
لمنع تكوين فقاعة الهواء داخل القنية وتجنب انسداد الغاز ، يجب ملء القنية بالمحلول الملحي حتى الطرف قبل الإدراج في الفرع. لتأمين القنية في مكانها ، يجب أن يكون تطبيق الخيط الجراحي (4-0 silk) بين نقطة الإدراج في الشريان وطرف القنية ، مباشرة فوق السفينة حول القسطرة. يجب أن تكون العقدة الجراحية ضيقة بما يكفي لإصلاح القنية ولكن ليس ضيقا جدا لمنعها (الخطوة 3.12).
أفضل طريقة لضمان العلبة الصحيحة هي رؤية تدفق الدم مرة أخرى عبر القنية (الخطوة 3.10). من حيث استكشاف الأخطاء وإصلاحها، إذا لم يحدث ذلك، قد يكون ذلك بسبب الأسباب التالية:
لم يتم إدخال القنية بشكل صحيح في الشريان.
القنية داخل الشريان ولكن انسداد العقدة في موقف غير صحيح;
القنية داخل الشريان وفقاعة الهواء في القنية يبطئ تدفق;
جلطة تشكلت داخل القنية.
قد يكون الإدراج غير الصحيح بسبب وضع القنية في المسافة بين الشريان والأنسجة الدهنية. في هذه الحالة إعادة الإدراج ضروري. عندما عقدة فوق السفينة يحجب القنية، فمن الممكن لفك بعناية فائقة وإعادة تشكيله. فقاعات الهواء الصغيرة في القسطرة عموما لا تعرض للخطر cannulation ولا تهدد الحياة; ولكن إذا كان هناك فقاعة الهواء كبيرة في القنية فمن الضروري أن يوجه مرة أخرى على القنية باستخدام حقنة أو إعادة وضع القسطرة في فرع مختلف. عادة، فمن الممكن لتجنب تشكيل جلطة والحفاظ على براءة اختراع القنية عن طريق غرس 0.2 مل boluses من المالحة مرة واحدة في حين أثناء العملية.
أحد قيود هذه الدراسة هو نقص في تقييم ثبات القنية في أوقات التسريب الأطول: هنا ، تم إجراء ضخ على مدار 24 ساعة أثناء وجود الفئران في قفص التمثيل الغذائي. للحصول على فترة ضخ أطول، قد يكون من المفيد استخدام العلاج المضاد للتخثر، الذي لا يعطى في هذه الدراسة. ومع ذلك ، أثناء التسريب ، يجب أن يكون الجرذ موجودا في القفص الأيضي لأنه الوحيد الذي يدعم نظام التسريب. هذا الموقع غير مريح للحيوان الذي قد يكون وشدد إذا عولج لفترة أطول. وعلاوة على ذلك، تم استخدام محلول ملحي فقط للتسريب، لذلك لا توجد نتائج حول إدارة أدوية محددة. أحد قيود الطريقة هو استحالة غرسها في فروع الشرايين (إذا كانت موجودة) أعلاه التي تستخدم للقسطرة. لهذا السبب فمن المستحسن أن cannulate أقرب فرع من الشريان الأورطي.
لا يوجد نموذج ضخ آخر على المدى الطويل للفئران للحيوانات غير المقيدة في الأدب. بالمقارنة مع نموذج IMA cannulation الموصوف منذ سنوات عديدة4 ، فإن التقنية الموصوفة هنا لديها هدف تجريبي أوسع لأنها تسمح بضخ المخدرات في منطقة التخثر SMA ولا تقتصر على القولون. في الآونة الأخيرة ، لأول مرة ، تم استخدام التكنيم الانتقائي لفرع من SMA لضخ توكسين البوتولينوم مباشرة في منطقة القحف الشرياني لدراسة التأثير على العضلات الملساء المعوية10 ، ولكن يمكن اختبار العديد من الأدوية الأخرى في المستقبل. على سبيل المثال ، يمكن غرس مضادات التخثر لدراسة تجلط الدم الميسينتيري ، أو الأدوية ذات الكائنات الحية الدقيقة المعوية action11 أو حتى أدوية لأمراض الأمعاء الالتهابية12. التسريب داخل الشرايين مفيد لدراسات التمثيل الغذائي المعوي على وجه الخصوص ، لأن تأثير الدواء لا يقدر بثمن قبل أن يمر الدم عبر الدورة الدموية للبوابة حيث يخضع لعملية التمثيل الغذائي الكبدي.
Disclosures
وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.
Acknowledgments
ويود أصحاب البلاغ الاعتراف ب Cen.Ri.S. (سنترو دي رايسرش سبيريمنتالي) من جامعة كاتوليكا ديل ساكرو كوري في روما للحصول على تصاريح.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Crile-Wood Needle Holder | 2Biological Instruments | Tip Shape: Straight; Tip Width: 2 mm; Clamping Length: 14 mm; Lock: Yes; Scissors: No; Alloy / Material: Stainless Steel; Length: 15 cm; Serrated: Yes | |
| Extra Fine Graefe Forceps | 2Biological Instruments | Tip Width: 0.5 mm; Tip Dimensions: 0.5 x 0.5 mm; Alloy / Material: Stainless Steel; Length: 10 cm | |
| Luer Stub Adapter | BD Intramedic | 23 gauge for use with 427410 tubing | |
| Membrane valve | Biomed | Mod 617 | |
| Poliurethane Catheter | ENKI | external diameter: 0.4 mm, internal diameter: 0.25 mm | |
| Silastic Catheter Laboratory tubing | Healthcare industries | 508-002 | |
| Spring Scissors | 2Biological Instruments | Tip Shape: Angled; Tips: Sharp; Alloy / Material: Stainless Steel | |
| Student Surgical Scissors | 2Biological Instruments | Tip Shape: Straight; Alloy / Material: Student Stainless Steel; Serrated: No; Feature: Student Quality |
References
- Zhang, Z., Chen, X., Zhu, R. Percutaneous mechanical thrombectomy treatment of acute superior mesenteric artery embolism. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery Short Reports. 34, 17-20 (2017).
- Wang, M. Q., et al. Transradial approach for transcatheter selective superior mesenteric artery urokinase infusion therapy in patients with acute extensive portal and superior mesenteric vein thrombosis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 33 (1), 80-89 (2010).
- Zammit, M., Toledo-Pereyra, L. H., Malcom, S., Konde, W. N. Long-term cranial mesenteric vein cannulation in the rat. Laboratory Animal Science. 29 (3), 364-366 (1979).
- Aguiar, J. L. A., et al. Technique for long-term infusion into the inferior mesenteric artery of unrestrained rats. Laboratory Animals. 22 (2), 173-176 (1988).
- Trevaskis, N. L., Hu, L., Caliph, S. M., Han, S., Porter, C. J. The mesenteric lymph duct cannulated rat model: application to the assessment of intestinal lymphatic drug transport. Journal of Visualized Experiments. (97), e52389 (2015).
- Leivestad, O., Malt, R. A. Continuous infusion into the hepatic artery and vena cava of the rat. Surgery. 74 (3), 401-404 (1973).
- Eloy, R., et al. Ex vivo vascular perfusion of the isolated rat small bowel. Importance of the intestinal brush border enzyme-release in basal conditions. European Surgical Research. 9 (2), 96-112 (1977).
- Liu, R. N., Wei, X. J., Li, S. P., Jiang, C., Zhao, Y. Comparison of invasive dynamic blood pressure between superior mesenteric artery and common carotid artery in rats. World Journal of Emergency Medicine. 11 (2), 102-108 (2020).
- Leung, F. W., et al. Superior mesenteric artery is more important than inferior mesenteric artery in maintaining colonic mucosal perfusion and integrity in rats. Digestive Diseases and Sciences. 37 (9), 1329-1335 (1992).
- Gui, D., et al. Mesenteric artery botulinum toxin (BoNT/A1) infusion selectively blocks bowel peristalsis in rats. Journal of the American Chemical Society. 231 (4), 19-20 (2020).
- Lecomte, V., et al. Changes in gut microbiota in rats fed a high fat diet correlate with obesity-associated metabolic parameters. PLoS One. 10 (5), 0126931 (2015).
- Hajj Hussein, I. A., et al. Inflammatory bowel disease in rats: bacterial and chemical interaction. World Journal of Gastroenterology. 14 (25), 4028-4039 (2008).
