Summary
Presentamos un modelo murino de inducción de la muerte cerebral con el fin de evaluar la influencia de sus efectos fisiopatológicos en los órganos, así como en injertos consecutivos en el contexto del trasplante de órganos sólidos.
Abstract
Si bien tanto la donación viva como la donación después de la muerte circulatoria proporcionan oportunidades alternativas para el trasplante de órganos, la donación después de la muerte cerebral del donante (BD) sigue representando la principal fuente de trasplantes sólidos. Desafortunadamente, la pérdida irreversible de la función cerebral es conocida por inducir múltiples cambios fisiopatológicos, incluyendo hemodinámicas, así como modificaciones hormonales, finalmente conduce a una respuesta inflamatoria sistémica. Los modelos que permiten una investigación sistemática de estos efectos in vivo son escasos. Presentamos un modelo murino de inducción bd, que podría ayudar a las investigaciones sobre los efectos devastadores de BD en la calidad del aloinjerto. Después de implementar la medición de la presión arterial intraarterial a través de la arteria carótida común y la ventilación confiable a través de una traqueotomía, BD es inducida por el aumento constante de la presión intracraneal utilizando un catéter globo. Cuatro horas después de la inducción de BD, los órganos pueden ser cosechados para análisis o para procedimientos de trasplante posteriores. Nuestra estrategia permite el análisis integral de BD de donantes en un modelo murino, permitiendo así una comprensión profunda de los efectos relacionados con la BD en el trasplante de órganos sólidos y potencialmente allanar el camino para optimizar el preacondicionamiento de órganos.
Introduction
El trasplante es actualmente el único tratamiento curativo para la insuficiencia orgánica terminal. Hasta ahora, los pacientes de muerte cerebral (BD) han sido la principal fuente de donaciones de órganos, aunque la donación y la donación vivas después de la muerte circulatoria son valiosas alternativas1. La BD se define por un coma irreversible (con una causa conocida), la ausencia de reflejos del tallo cerebral y la apnea2. Desafortunadamente, los órganos BD demuestran resultados inferiores en la supervivencia del injerto a largo plazo independientemente del antígeno leucocito humano (HLA)-desajuste y tiempo isquémico frío3. Mientras tanto, se ha realizado una investigación intensiva sobre este factor de riesgo independiente del antígeno, lo que resulta en tres aspectos principales de los cambios fisiopatológicos mediados como consecuencia de BD: hemodinámico, hormonal e inflamatorio4.
Hasta la fecha, los modelos experimentales de BD en roedores se han realizado principalmente utilizando ratas. Con el fin de obtener una mayor comprensión de las consecuencias inmunológicas en los órganos sólidos que siguen a bd, nuestro objetivo era establecer un modelo murino de BD, ya que actualmente sólo los modelos de ratón permiten investigaciones exhaustivas sobre factores genéticos o inmunológicos. En este contexto, el sistema de ratón proporciona una mayor variedad de herramientas analíticas.
El principio de inducción de BD como se describe aquí se basa en un aumento de la presión intracraneal inducido por la inflación de un catéter de globo insertado debajo del cráneo. El aumento de la presión intracraneal imita el mecanismo fisiológico de BD bloqueando la perfusión del cerebro, el ceretulo y el tronco cerebral5,,6. Para garantizar una perfusión suficiente de los órganos periféricos, la medición de la presión arterial es obligatoria durante el procedimiento. El catéter utilizado para este propósito al mismo tiempo sirve para la administración salina con el fin de estabilizar la presión arterial mediante la sustitución de líquidos. Dado que la BD va acompañada de el cese de la respiración espontánea, se debe garantizar una ventilación suficiente. Una manta eléctrica mantiene la temperatura corporal del núcleo fisiológico.
En resumen, este modelo permitirá estudios en profundidad sobre la influencia de la lesión inducida por BD, en la migración de leucocitos7, la activación de los cumplidos8,la lesión por reperfusión isquémica9y otros factores.
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Protocol
Los experimentos con animales se realizaron de conformidad con los Principios de Cuidado Animal de Laboratorio formulados por la Sociedad Nacional de Investigación Médica y la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio preparada por la Academia Nacional de Ciencias y publicada por los Institutos Nacionales de Salud (Publicación No 86-23 de la NIH, revisada 1985). Todos los experimentos fueron aprobados por el Ministerio de Educación, Ciencia y Cultura de Austria (BMWF-66.011/0071-II/3b/2012).
1. Cateterismo arterial
- Anestetizar el ratón con una inyección intraperitoneal de ketamina y xilazina10 y un analgésico según la práctica local (por ejemplo, buprenorfina). Pellizque las extremidades posteriores con fórceps para confirmar la profundidad correcta de la anestesia.
NOTA: Para este estudio, se utilizaron ratones machoSC57BL/6N a la edad de 8 a 12 semanas (peso de 20 a 25 g). Los autores han probado balón macho/c de la misma edad sin éxito, pero no han probado otras cepas (ver discusión). - Retire el pelo en las regiones de interés (cabeza, cuello) usando una maquinilla de afeitar eléctrica. Asegúrese de que no quede pelo suelto para evitar la contaminación de las heridas. Posteriormente desinfecte el campo quirúrgico con 70% de etanol/clorhexidina/betadina y coloque el ratón supino con la cabeza mirando hacia el cirujano.
- Haga una incisión de la línea media cervical con tijeras dissección.
- Diseccionar las glándulas submandibulares y el tejido muscular del cuello y separarlos para exponer la arteria carótida común. Utilice principalmente disección contundente a través de fórceps.
- Colocar tres 8-0 ligaduras de seda debajo de la arteria carótida común derecha.
- Coloque una abrazadera en la ligadura proximal y traiga tensión en la arteria para que el flujo se suspenda.
- Cierre la ligadura más distal.
- Inserte el catéter arterial a través de un pequeño orificio de piel preformado en el aspecto craneal de la incisión. Apriete y deforme el lumen del catéter si parece demasiado grande para reducir el retroceso de la sangre. Fijado con las tres ligaduras.
- Fije el catéter a la piel para evitar la luxación. Haga esto utilizando una sutura (por ejemplo, monofilamento 5-0, no absorbible) que conecta el catéter con la piel en el área del agujero de la piel preformado.
2. Traqueotomía
- Disecciona la musculatura pre-traqueal sin rodeos usando fórceps.
- Coloque dos 8-0 ligaduras de seda debajo de la tráquea.
- Traqueotomiz utilizando microtijeras lo más proximalmente posible para evitar la ventilación unilateral. Utilice una línea de corte horizontal entre dos cartílagos traqueales.
- Inserte el tubo de ventilación y fije con ambas ligaduras preparadas.
NOTA: No es necesario ligar el extremo proximal de la tráquea. - Cierre la piel con una sutura de carrera (por ejemplo, monofilamento 6-0, no absorbible).
- Ventile el ratón con una frecuencia de 150/min y un volumen de marea de 200 l.
3. Inducción de la muerte cerebral
- Organice el ratón en la posición propensa.
- Retire la piel del cráneo con tijeras quirúrgicas y fórceps para sujetar la piel.
- Taladre un agujero de calibre de 1 mm paramedially por encima de la corteza parietal izquierda. Deje de taladrar antes de romper el hueso compacto interno y la dura mater.
- Penetra el puente de tejido final del cráneo usando fórceps contundentes, eliminando bordes afilados.
- Inserte el catéter de globo, de modo que esté completamente dentro de la cavidad craneal. Asegúrese de que el globo esté precargado con salina y que todo el aire sea evacuado.
- Comience la inflación a 0,1 ml/min durante un período de 10 a 15 min (volumen total de 0,8 x 1,2 ml) con la ayuda de una bomba de jeringa.
NOTA: El ratón exhibirá mioclono, midriasis, más actividad convulsiva y jadeos agonales. - Pronunciar el cerebro del ratón muerto una vez que la cola del ratón se ha vuelto rígida y erigida.
NOTA: La BD se confirma mediante un pico de presión arterial inicial característico (reflejo de la hora), la ausencia de reflejos del tallo cerebral y la respiración espontánea. Se deben evitar las pruebas regulares de apnea durante los experimentos, ya que los ratones pueden volverse inestables circulatorios debido a la falta de oxígeno. - Detenga la inflación del catéter de globo.
- Coloque una manta calefactora sobre el ratón para evitar la hipotermia.
4. Durante el período BD
- Supervise y documente la presión arterial regularmente. Excluya a los ratones con una fase hipotensora prolongada (presión arterial media [MAP] < 50 mmHg durante >30 min).
- Infundir 0,1 ml de salina cada 30 minutos para estabilizar la presión arterial del ratón.
NOTA: En total se administraron 0,8 ml de salina a cada ratón en este estudio. - Después de 4 h de duración BD, cosechar órganos/tejidos del ratón. Excluya el ratón del experimento si el corazón del ratón no late al final del experimento.
5. Procedimiento Sham
- Realice los pasos 1.1 a 3.3.
NOTA: No abra el hueso compacto interno. No inserte ni infle un catéter de globo. - Manténgase cerca del ratón y observe continuamente al animal. Pellizca repetidamente las extremidades traseras con fórceps para confirmar la profundidad correcta de la anestesia. Aplicar anestesia adicional por vía subcutánea (aproximadamente 1/2 de la dosis inicial) si el ratón muestra signos de despertar, que, según nuestra experiencia, ocurre aproximadamente después de 2 x 3 h después de la anestesia.
- Aplicar la misma cantidad de salina intravenosa que en los ratones BD.
NOTA: El ratón falso recuperará la respiración espontánea después del cese de la ventilación. El ratón BD no lo hará. Las pruebas de apnea deben realizarse al establecer el modelo, pero durante los experimentos se debe evitar debido al estrés fisiológico innecesario.
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Representative Results
El modelo murine BD se realizó con éxito más de 100 veces con una tasa de éxito de más del 90%. Además, el trasplante de órganos post-intervenicional esel7.
BD induce una variedad de cambios fisiopatológicos que pueden ser investigados más a fondo usando este modelo. Como se muestra en la Figura 1, la presión arterial muestra un pico hipertensivo inicial seguido de una fase hipotensora prolongada. Para evitar efectos fisiológicos perjudiciales de la hipotensión, se excluyeron ratones con una presión arterial insuficiente prolongada (MAP < 50 mmHg durante más de 30 minutos).
Otra observación bien establecida es que la inducción de BD conduce a la activación del sistema inmunológico. Después de 4 h de bd duración de la regulación específica del órgano de los marcadores inmunes a nivel de ARNm(Figura 2), así como la migración de células inmunes se observó7.
Figura 1: Medición invasiva de la presión arterial media (MAP) después de la inducción de BD o procedimiento falso. En el momento de la inducción de BD, la presión arterial fue significativamente mayor en los animales BD (cuadrados blancos) que en los animales falsos (cuadrados negros) que se explica a través de la tormenta de citoquinas bien descrita; A partir de entonces, la normalización de los niveles de presión arterial se hizo evidente seguida de un período de disminución de los niveles de presión a partir de 90 min de inducción de BD (n a 19 animales/grupo a SD). Se probaron diferencias estadísticamente significativas con ANOVA bidireccional y el post-prueba de Bonferroni; **p < 0.01, ***p < 0.001. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: La inducción de BD activa el sistema inmunitario y causa daño directo a los órganos antes del trasplante. Mostramos resultados representativos del receptor de activación natural de la citotoxicidad 1 (NCR1 también NK-p46), que aumenta en los riñones como consecuencia de la BD a nivel de ARNm. No se observaron cambios en hígados o corazones. Los datos se presentan como medias de no se de los animales/grupo de 7 a 8. Las diferencias estadísticamente significativas entre BD y sham fueron probadas usando la prueba U de Mann-Whitney; **p a 0,0037. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
La BD, un factor de riesgo para la calidad del aloinjerto en donantes multiorgánicos, implica una plétora de cambios fisiopatológicos, que sólo pueden evaluarse suficientemente utilizando modelos in vivo. Los cambios hemodinámicos, la tormenta de citoquinas, los cambios hormonales y su impacto final en la calidad y supervivencia del injerto de órganos no se pueden analizar in vitro4. La mayoría del trasplante básico, así como la investigación inmunológica depende de herramientas de diagnóstico sofisticadas, que están ampliamente disponibles sólo en modelos de ratones. Los modelos de ratones ya han dado lugar a una variedad de nuevos conocimientos en la investigación relacionada con BD7,8,9.
Mientras que en el siglo XX se desarrollaron los primeros modelos para la investigación de BD en babuinos, perros y cerdos11,,12,no fue hasta 1996 cuando se describió el primer modelo de rata13. Tomó otros 14 años hasta que un modelo murino de BD fue publicado por primera vez por el grupo de Viena en 20106. Aunque cada paso individual no es un desafío para un microcirujano entrenado, el modelo descrito aquí sigue siendo frágil y puede tardar algunas semanas en establecerse.
Los pasos críticos de este protocolo son los siguientes. Utilice elementos desechables estériles (especialmente el catéter arterial y los tubos de conexión) para evitar la estimulación inmune no deseada. Evite cualquier pérdida de sangre, ya que la fase hipotensora puede volverse incontrolable. Utilice pequeñas cánulas para la medición de la presión arterial o reduzca el lumen para evitar el reflujo sanguíneo. Fije el tubo de ventilación, así como la cánula arterial para evitar la luxación al girar el ratón o durante la actividad convulsiva. El agujero no debe ser de filo afilado y no debe ser demasiado grande. El catéter de globo debe estar en contacto con el agujero. De lo contrario, el tejido cerebral puede sobresalir y obstaculizar la elevación prevista en la presión intracraneal. Durante el período BD, administrar líquido intravenoso de forma constante. Si los ratones se vuelven hipotensos demasiado temprano en el proceso (MAP < 50 mmHg después de 2 x 3 h), es poco probable que la reanimación de líquidos adicional proporcione un mantenimiento sostenido de la presión arterial.
La mayoría de los problemas ocurrieron durante la inducción de BD a través del catéter de globo en sí o se hicieron evidentes en el transcurso del período BD. El punto final común de todas las imprecisiones será la hipotensión a pesar de la administración de fluidos. Dependiendo de la estabilidad de la presión arterial, la duración de bd puede prolongarse o acortarse. En la literatura, se han implementado diferentes períodos que van de 3 a 6 h6,7,8. El éxito de la inducción de BD también puede variar entre diferentes cepas de ratón. Aunque las variantes anatómicas entre cepas de ratones deben ser limitadas, no pudimos establecer el mismo modelo en ratones BALB/c. Aunque el esfuerzo se limitó a sólo unos pocos ratones y no se probaron otras cepas, recomendamos el uso de C57BL/6, que se ha utilizado en la mayoría de las investigaciones anteriores8,9. Los autores no tienen una explicación satisfactoria de por qué el modelo no funcionó en la cepa BALB/c. Sólo una publicación ha demostrado hasta ahora un modelo BD utilizando grandes (35 g) hembras OF-1 ratones6.
En resumen, el modelo de ratón descrito aquí representa una herramienta valiosa para estudiar una multitud de cambios fisiopatológicos causados por BD. Aunque desafiante, el modelo se puede optimizar dentro de un plazo razonable y realizar se realiza de una manera estandarizada con una alta tasa de éxito.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
N.a.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Arterial catheter (BD Neoflon 26G) | BD | 391349 | |
| Blood Pressure Transducers (APT300) | Harvard Apparatus Inc. | 73-3862 | |
| Fogarty Arterial Embolectomy Catheter N° 3 | Edwards Lifesciences Corporation | 120403F | |
| Forceps | FST | 11271-30 | |
| Homeothermic Blanket Systems with Flexible Probe | Harvard Apparatus Inc. | 55-7020 | |
| Ketansol | Graeub | 6680110 | |
| Micro scissor | FST | 15018-10 | |
| Needle holder | FST | 12060-02 | |
| Prolene 5-0 | Ethicon | 8698H | |
| Pump 11 Elite Infusion Only Single | Harvard Apparatus Inc. | 70-4500 | |
| Scissor | FST | 14075-11 | |
| Stereotactic microscope | Olympus | SZX7 | |
| Transpore Tape | 3M | 1527-1 | |
| Underpads | Molinea.A | 274301 | |
| Ventilator for mice (MiniVent Model 845) | Harvard Apparatus Inc. | 73-0043 | |
| Xylasol | Graeub | 7630109 |
References
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