Herhaalde Orotracheale intubatie bij muizen
Summary
Het doel van dit artikel is het beschrijven van een verfijnde methode van intubatie van de laboratoriummuis. De methode is niet-invasief en daarom ideaal voor studies die seriële controle van de ademhalingsfunctie en/of instillatie van behandelingen in de long vereisen.
Abstract
De literatuur beschrijft verschillende methoden voor muisintubatie die ofwel visualisatie van de glottis door de mondholte of incisie in de ventrale nek vereisen voor directe bevestiging van canuleplaatsing in de luchtpijp. De relatieve moeilijkheid of het weefseltrauma dat door dergelijke procedures aan het onderwerp wordt veroorzaakt, kan een belemmering vormen voor het vermogen van een onderzoeker om longitudinale studies uit te voeren. Dit artikel illustreert een techniek waarbij fysieke manipulatie van de muis na het gebruik van een ontharingsom om haar te verwijderen uit de ventrale nek maakt transcutane visualisatie van de luchtpijp voor orotracheale intubatie ongeacht de mate van de huid Pigmentatie. Deze methode is onschadelijk voor het onderwerp en gemakkelijk bereikt met een beperkt begrip van murine anatomie. Deze verfijnde aanpak vergemakkelijkt herhaalde intubatie, wat nodig kan zijn voor het monitoren van de progressie van de ziekte of de instillatie van behandelingen. Het gebruik van deze methode kan leiden tot een vermindering van het aantal dieren en technische vaardigheden die nodig zijn om de longfunctie te meten in muismodellen van ademhalingsziekten.
Introduction
De laboratoriummuis is een gemeenschappelijk diermodel voor menselijke ademhalingsziekte. Zo zijn er verschillende gepubliceerde methoden voor muisintubatie met het oog op zowel instillatie van behandelingen als meting van ademhalingsmechanica. De meeste van de beschreven procedures vereisen visualisatie van de glottis door de mondholte met gespecialiseerde apparatuur zoals een laryngoscoop of glasvezel lichtbron1,2,3,4,5,6,7. Dit kan echter moeilijk zijn wanneer een relatief grote canule nodig is, omdat het de mening van de onderzoeker kan verduisteren. Limjunyawong et al.8 hebben deze bezorgdheid aangepakt met een methode van intubatie waarbij een kleine cutane incisie wordt gemaakt langs de middellijn van de ventrale nek waardoor de luchtpijp kan worden gevisualiseerd. Na de procedure wordt de incisie afgesloten met weefsellijm.
Voor studies die frequente herhaalde intubaties vereisen, vereist opeenvolgende inbedding en sluiting van deze site debridement van de huidmarges en weefseltrauma aan de ventrale nek. Het doel van de transcutane tracheale visualisatie benadering van orale intubatie is om een verfijnde, niet-invasieve techniek te bieden die specifiek geschikt is voor herhaalde intubatiestudies en enkele intubatiegebeurtenissen bij muizen.
Protocol
Representative Results
Discussion
Intubatie met behulp van de transcutane tracheale visualisatie techniek biedt een verfijnde benadering van de standaard huid incisie methode. Met speciale aandacht voor verschillende belangrijke stappen kan intubatie gemakkelijk en snel worden bereikt. Het dier moet vierkant in dorsale recumbency op het intubatieplatform worden geplaatst met de muis die in zachte intrekking wordt vastgezet. Dit zal het dier in verticale uitlijning en de juiste positionering voor intubatie uit te breiden. Bovendien mag de ontharingscrème…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
De auteurs bedanken Lucia Rosas, Lauren Doolittle, Lisa Joseph en Lindsey Ferguson voor hun technische bijstand en het University Laboratory Animal Resources voor hun ondersteuning bij de verzorging van dieren. Dit werk wordt gefinancierd door NIH T35OD010977 en R01-HL102469.
Materials
| 18Gx1 1/4" intravenous catheter, Safelet | Fisher Scientific | #14-841-14 | Cannula for intubation |
| 70% ethanol, 10L | Fisher Scientific | 25467025 | Cleaning cannula |
| Abrasive paper (sandpaper) | Porter-Cable | 74001201 | Cannula preparation |
| AnaSed (xylazine sterile solution) injection (100 mg/ml) | Akorn Animal Health | NDC# 59399-111-50 | Anesthesia |
| Blue labeling tape (0.5 in x 14 yds) | Fisher Scientific | 15966 | Restraint on intubation platform |
| Braided silk suture without needle, nonsterile, (3-0) | Henry Schein | Item #1007842 | Intubation platform |
| Deltaphase Isothermal Pad | Braintree Scientific | 39DP | Mouse thermoregulation and recovery |
| Deltaphase Operating Board | Braintree Scientific | 39OP | Mouse recovery (prior to extubation) |
| Distilled water | ThermoFisher | 15230253 | Cleaning mouse following depilation |
| Eye Scissors, angled, sharp/sharp | Harvard Apparatus | 72-8437 | Cannula preparation |
| FlexiVent (FX Module 2) | Scireq | N/A | Record lung function data (not required to perform procedure, used in this study to validate procedure) |
| Gauze sponges | Fisher scientific | 13-761-52 | Hair removal |
| Heavy-Duty 3" 3-Ring View Binders | Staples | 24690CT | Intubation platform |
| Instat Software | Graphpad | N/A | Statistical analysis software |
| Insulin syringe (0.5 cc, U100) | Fisher Scientific | 329461 | Anesthesia administration |
| Ketamine HCl Injection, USP (100 mg/ml) | Llyod Laoratories | List No. 4871 | Anesthesia |
| Lung inflation bulb | Harvard Apparatus | 72-9083 | Confirm cannula placement |
| Micro Forceps, Curved, Smooth | Harvard Apparatus | 72-0445 | Retract tongue and create tension on neck for cannula visualization |
| Nair (hair removal lotion), 9 oz bottle | Church & Dwight | 42010440 | Hair removal |
| Sterile saline (0.9%), 10 ml | Fisher Scientific | NC9054335 | Anesthesia, cleaning skin following hair removal |
References
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
- Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).
- Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models. Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).
- Deyo, D. J., Wei, J. A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice. Anesthesia & Analgesia. 88 (2), 179 (1999).
- Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. A Simple Method of Mouse Lung Intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research. Journal of Visualized Experiments. (102), e52964 (2015).
- Qin, W., Baran, U., Wang, W. Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography. Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).
- McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique. Journal of Visualized Experiments. (75), e50107 (2013).
