Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Gjentatt Orotracheal Intubasjon hos mus

doi: 10.3791/60844 Published: March 27, 2020

Summary

Målet med denne artikkelen er å beskrive en raffinert metode for intubering av laboratoriemusen. Metoden er ikke-invasiv og derfor ideell for studier som krever seriell overvåking av respiratorisk funksjon og / eller instillasjon av behandlinger i lungene.

Abstract

Litteraturen beskriver flere metoder for musintubasjon som enten krever visualisering av glottt gjennom munnhulen eller snittet i ventralhalsen for direkte bekreftelse av kanyleplassering i luftrøret. Den relative vanskeligheten eller vevstraumet indusert til emnet ved slike prosedyrer kan være et hinder for en undersøkers evne til å utføre langsgående studier. Denne artikkelen illustrerer en teknikk der fysisk manipulering av musen etter bruk av en hårfjerning for å fjerne hår fra ventralhalsen tillater transkutan visualisering av luftrøret for orotrahelbredeintubasjon uavhengig av grad av hud Pigmentering. Denne metoden er uskyldig for motivet og oppnås lett med en begrenset forståelse av murineanatomi. Denne raffinerte tilnærmingen forenkler gjentatt intubasjon, som kan være nødvendig for å overvåke sykdomsprogresjon eller drypping av behandlinger. Bruk av denne metoden kan føre til en reduksjon av antall dyr og tekniske ferdigheter som kreves for å måle lungefunksjon i musemodeller av luftveissykdom.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Laboratoriemusen er en vanlig dyremodell for human luftveissykdom. Dermed er det flere publiserte metoder for musintubasjon med det formål å både dryppe av behandlinger og måling av åndedrettsmekanikk. De fleste av de beskrevne prosedyrene krever visualisering av glottt gjennom munnhulen med spesialisert utstyr som strupeoskop eller fiberoptisk lyskilde1,2,3,4,5,6,7. Dette kan imidlertid være vanskelig når en relativt stor kanyle er nødvendig, da det kan skjule forskerens syn. Limjunyawong et al.8 har adressert denne bekymringen med en metode for intubasjon der et lite kutan snitt er gjort langs midtlinjen i ventralhalsen som tillater visualisering av luftrøret. Etter prosedyren er snittet lukket med vevslim.

For studier som krever hyppige gjentatte intubasjoner, krever påfølgende snitt ing og lukking av dette nettstedet debridement av hudmargene og vevtraumer til ventral halsen. Formålet med transkutan trakealvisualiseringtilnærming til oral intubasjon er å gi en raffinert, ikke-invasiv teknikk som er spesielt egnet for gjentatte intubasjonsstudier samt enkelt intubasjonshendelser hos mus.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Alle dyreaktiviteter beskrevet her har blitt godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) ved Ohio State University og ble utført i AAALAC-akkrediterte fasiliteter.

1. Forberedelse av prosedyre

  1. Konstruer intubasjonsplattformen. For å oppnå riktig plattformhelling, bruk en 3-tommers (7,6 cm) 3-ring bindemiddel. Brett en 15-20 cm lengde på 3-0 silke eller annet trådmateriale i to og fest endene av tråden til toppen av den skråplattformen med tape for å lage en fjæringssløyfe (Figur 1).
  2. Velg en kanyle av riktig størrelse og lengde.
    MERK: For en 20-30 g mus kan et 1-1,5 tommer langt kateter på opptil 18 G brukes. For denne studien ble 18 uker gamle kvinnelige BALB/c og 10 uker gamle C57BL/6 mus (n = 3 av hver stamme) brukt. En ugjennomsiktig hvit kateterhylse gir den beste transkutane visualiseringen.
  3. Klipp en skråkant på den distale spissen av kateteret og glatt den kuttede overflaten med slipende papir for å lage en avrundet skråspiss. Lag forsiktig en liten bøyning i kanylen ca. 1 cm fra skråkanten (figur 2).
    MERK: Et nytt kateter skal brukes for hver mus.
  4. Bedøve musen med ketamin (5,4 mg/g kroppsvekt) og xylazin (16 μg/g kroppsvekt) administrert intraperitonealt.  Påfør steril oftalmisk salve til øynene.
    MERK: Riktig bedøvelsesdybde oppnås ved mangel på respons av musen til en fast tåklemme.
  5. Hold musen i en supine posisjon på intubasjonsplattformen ved å hekte de øvre fortennene rundt silketråden på toppen av den vinklede overflaten (Figur 3). Når musen er plassert i dorsal recumbency, ta forsiktig tak i bunnen av halen og trekk halen tilbake mot bordet. Plasser et stykke tape over bunnen av halen for å sikre musen.
  6. Påfør hårfjerningskrem (Materialbord) på ventrale livmorhalsområde i 30–45 s fjern deretter all hårfjerningskrem fra livmorhalsområdet ved hjelp av et tørt gasbind. Gjenta søknadsprosessen om nødvendig. Skyll huden grundig med saltvann eller destillert vann for å fjerne eventuelle rester og tørk deretter av.

2. Intubasjonprosedyre

  1. Bruk rette, flate tang i den ikke-dominerende hånden for å trekke forsiktig tungen på en måte som åpner munnen tilstrekkelig for innføring av kanylen.
    MERK: Rottetanntang skal ikke brukes, da dette vil skade tungen.
  2. Med den dominerende hånden, før kanylen inn i munnen slik at enden som er distal til den lille svingen er mot taket av motivets munn.
  3. Slipp tungen og skyv den flate kanten av de lukkede tang ene langs ventralhalsen til manubrium er nådd. Denne bevegelsen fortrenger lateralt spyttkjertlene og flater ut muskelen som dekker luftrøret. Trachea vises transkutant som en hvit linje (Figur 3A). Om nødvendig, roter tang i en kraniodorsretning samtidig som spenningen på huden opprettholdes i en caudal retning for å få de senere fordrevne spyttkjertlene til å toppe. Denne manøveren skaper mer kontrast rundt luftrøret (figur 3B).
    MERK: Unngå overdreven kraft på ventral halsen som det kan kollapse luftrøret og svekke pusten.
  4. Forbetre kanylen samtidig som du fisker den distale spissen av kanylen luftefast ved å supinasjon av den dominerende hånden med samtidig fleksjon på håndleddet.
  5. Riktig plassering av kanylen indikeres ved visualisering av den ugjennomsiktige kanylen i luftrøret (figur 4B,D). Hvis kanylen har blitt avansert forbi nivået av opprinnelsen til massetermuskelen og visualiseringen av kanylen i luftrøret ikke er bekreftet, trekk kanylen tilbake og forsøk manøveren på nytt.
  6. Bekreft riktig kanyleplassering ved å koble en lungeinflasjonspære til kanylen og observere thoraxekspansjon med samtidig depresjon av enheten.
  7. Uten å fortrenge kanylen, må du forsiktig hekte fortennene i musen fra intubasjonsplattformen. Flytt musen til en horisontal plattform (Materialtabell) og sett kanylen inn i adapteren på ventilatoren. Etter den dype inflasjonen måler du musen i 60-tallet åndedrettsmotstand.

3. Gjenoppretting

  1. Når prosedyren er fullført, flytter du musen til en oppvarmet plattform. Gi konstant stimulering via lystå eller hale klyper for å oppmuntre spontan åndedrett.
  2. Ekstubasjon kan oppstå når musen bare begynner å tygge. Ta tak i kanylen på nivået av navet og trekk forsiktig røret kranielt og bort fra musen til kanylen er helt fjernet fra motivets munn.
    MERK: Det er å foretrekke å gi luftveisstøtte med den stive kanylen så lenge som mulig under gjenopprettingsprosessen.
  3. Når ekstubert, overføre musen til en ren utvinning bur med varmestøtte. Overvåk musen kontinuerlig til den er fullstendig ambulerende, og gjenopprettingen er fullført.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Seriell overvåking av lungefunksjon ved baseline
Atten uker gamle kvinnelige BALB/c og 10 uker gamle C57BL/6 mus (n = 3 av hver stamme) ble intubert ved hjelp av den beskrevne metoden på dag 0, 3, 10 og 17. Etter intubasjon hver dag ble motivet koblet til en mekanisk ventilator som fulgte med 100 % oksygen (Materialtabellen). Respirasjonsresistens (Rrs) ble målt ved hjelp av tvungen oscillasjonsteknikk for 60-tallet etter en dyp inflasjon til 25 cm H2O holdt i 5 s. Ingen programvarefeil forbundet med denne vedvarende pusten hold sammen med Rrs verdier innenfor fysiologisk rekkevidde gir ekstra støtte for riktig plassering av kanylen. Data viste ingen signifikante forskjeller av målte Rrs observert mellom tidspunktene innenfor hver stamme (figur 5). Det antas at fraværet av en økning i Rrs over tid indikerer mangel på traumerelatert betennelse i luftveiene over fire påfølgende tidspunkter.

Statistisk analyse
Beskrivende statistikk (gjennomsnitts- og standardfeil) ble beregnet ved hjelp av statistisk analyseprogramvare (Materialtabellen). Kolmogorov-Smirnov-metoden ble brukt til å verifisere gaussisk datadistribusjon. Statistiske analyser av datasett ble gjort av usammenkoblede ANOVA, med en post hoc Tukey-Kramer flere sammenligning etter test. Alle data presenteres som gjennomsnitt ± SEM. P < 0,05 ble ansett som statistisk signifikante.

Figure 1
Figur 1: Intubasjonsplattform. Intubasjonsplattformen består av en tre-ring bindemiddel med en løkke av silketråd festet til toppen av bindemiddelet for å skape en fjæringssløyfe. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Kanyleforberedelse. (A) Sidevisning av den tilberedte kanylen. Legg merke til den milde vinkelen som er opprettet ca. 1 cm fra den avrundede skrålenden i den distale enden av kateteret og retningen på kanylevinkelen i forhold til skråkten. (B) Dorsoventral visning av den tilberedte kanylen. Legg merke til den avrundede og glatte kanten av skråkanten. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Tracheal visualisering. (A) Tang er plassert på ventral halsen og huden trekkes forsiktig tilbake caudally for å senere fortrenge spyttkjertlene og gi visualisering av luftrøret som en hvit struktur på ventral midtlinje (svart pil). (B) Kraniodorsal rotasjon av tang på ventral halsen skaper en fremspring av spyttkjertlene (*). Trachea visualiseres som den hvite lineære strukturen på ventral midtlinje mellom spyttkjertlene (svart pil). Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Riktig kanyleplassering. (A) C57BL/6-mus plassert på intubasjonsplattformen med kanylen introdusert i det proksimale munnhulen. (B) C57BL/6 mus med kanylen riktig plassert i luftrøret. Legg merke til kanylen kan enkelt visualiseres som den hvite strukturen i luftrøret (hvit pil). (C) BALB/c-musen plassert på intubasjonsbrettet med kanylen introdusert i det proksimale munnhulen. (D) BALB/c-mus med kanylen riktig plassert i luftrøret. Den hvite kanylen kan enkelt visualiseres i luftrøret (svart pil). Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 5
Figur 5: Seriemåling av motstand. Ingen signifikante forskjeller av målte Rrs observert mellom tidspunkter innenfor hver stamme. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Intubasjon ved hjelp av transkutan trakealvisualiseringsteknikk gir en raffinert tilnærming til standard hudsnittmetode. Med spesiell oppmerksomhet til flere viktige trinn, kan intubasjon enkelt og raskt oppnås. Dyret må plasseres rett i dorsal recumbency på intubasjonsplattformen med musen sikret i mild tilbaketrekking. Dette vil utvide dyret til vertikal justering og riktig posisjonering for intubasjon. I tillegg bør hårfjerningskremen ikke forbli i kontakt med dyrets hud i mer enn 30–45 s og bør skylles grundig for å fjerne alle rester. Utvidet hudkontakt med hårfjerningskremen vil forårsake unødvendig smerte for dyret og sårdannelser kan hindre visningen av luftrøret9. Det er viktig å bruke riktig håndleddbevegelse som den dominerende hånden introduserer kateteret i glottis. Det dominerende håndleddet skal bøye seg mens hånden beveger seg i en supinasjonsbevegelse. Det er også avgjørende å overvåke motivet nøye, da den flate kanten av tangene trykkes på ventralhalsen for å visualisere luftrøret. Trykk fra tang vil okkupere luftrøret og forårsake hypoksi hvis det opprettholdes i en lengre varighet. Hvis pasienten ser cyanotisk ut, må du la en kort pause for slimmembraner gå tilbake til en rosa farge og for respirasjon for å stabilisere seg før du gjentar forsøk.

Omfattende musintubasjonserfaring var ikke nødvendig for å utføre denne teknikken. De vanligste komplikasjonene hos uerfarne individer inkluderer laryngeal traumer og øvre luftveisbetennelse på grunn av flere intubasjonsforsøk. Nøye overvåking er nødvendig under utvinning av disse pasientene som medisinsk intervensjon med ikke-steroide antiinflammatoriske midler kan indiseres. Gjentatte mislykkede intubasjonsforsøk kan føre til vevstraumer og betennelse i det distale munnhulen, noe som kan føre til øvre luftveisstøy, dyspné, hypoksemi, langvarig gjenoppretting, manglende evne til å utføre gjentatt intubasjon eller død.

Flere modifikasjoner anbefales i tilfelle intubasjon ikke er vellykket. Først må du sørge for at kanylens skråkant er glatt, avrundet og kuttet til riktig lengde for dyrets størrelse. Skråkanten kan glattes ved hjelp av slipende papir for å minimere vevtraumer og lette intubasjon7. I tillegg må du kontrollere at kanylen viser en liten kurve på ca. 15° på en tredjedel avstand fra skråkanten, og kantuppen på kanylen er skråstilt i en 45° vinkel som beskrevet i Brown et al.6. Kontroller alltid at kateteret er i riktig retning før og mens du utfører denne prosedyren.

For denne studien ble mus intubert for gjentatte lungefunksjonstester ved hjelp av et mekanisk ventilasjonssystem for å registrere lungefunksjonsmålinger. En stor, 18 G kanyle ble brukt til å skape en tett forsegling. For å utføre gjentatte lungefunksjonsstudier på mus med en mindre trakealdiameter på grunn av alder eller belastning, kan det være utfordrende å plassere en større kanyle. Hvis en mindre kanyle velges til bruk, må du sørge for at en skikkelig forsegling fortsatt kan oppnås, og at kanylens motstand ikke er høyere enn motstanden til testpersonens luftvei10. En vellykket dyp inflasjon perturbasjon er tilstrekkelig bekreftelse på en passende segl. Vær oppmerksom på at en slik forsegling er unødvendig hvis det bare er ønskelig med installasjon av behandlinger i lungene.

Selv om den beskrevne metoden har gjort endringer som forhindrer ekstern vevsskade, er den øvre grensen for frekvens av intubasjon fortsatt en funksjon av kumulativ traume til glottis og luftrør på grunn av overdreven innføring av kanylen. Samtidig overvåking av en kontrollgruppe for signifikantøkning i luftveisresistens under en studie anbefales siden vevstraumer ledsages av betennelse som vil resultere i redusert luminal diameter av luftrøret. Signifikante økninger i luftveisresistens i løpet av gjentatte intubasjonsprosedyrer ble ikke observert i den nåværende studien. Mus forble klinisk normale for studiens varighet og brutto necropsy av øvre luftveisstrukturer var unremarkable ved studiekonklusjon hos alle dyr.

Oppsummert tilbyr den beskrevne intubasjonsteknikken en ikke-invasiv metode for å plassere endotrakealiske kanyler med minimalt utstyr, inkludert en skråoverflate, tang, en polypropylenkanyle og hårfjerningsforsyninger. Denne raffinerte metoden muliggjør gjentatte intubasjonshendelser uten tilbakevendende vevstraumer og smerte forbundet med et kutan snittsted på ventral hals eller en trakeotomiprosedyre. I tillegg reduserer denne metoden antall mus som kreves, da individuelle mus gjentatte ganger kan intuberes gjennom hele studien. Det eliminerer også behovet for spesialdesignede intubasjonssikkerhetsenheter, omfang eller transilluminating utstyr for luftveisvisualisering. BALB/c- og C57BL/6-stammer ble brukt i denne studien for å demonstrere teknikksuksess i både lyse og mørke pigmenterte stammer og dyr i relativt ung alder og liten størrelse (10–20 uker gamle mus). Denne raffinerte teknikken er egnet for enkelt eller gjentatt intratracheal instillasjon av forbindelser, bronkoalveolær lavage, bildebehandling eller lungefunksjonstesting. Denne minimalt invasive, allsidige metoden kan implementeres for nesten enhver prosedyre som krever tilgang til nedre luftveier.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Forfatterne takker Lucia Rosas, Lauren Doolittle, Lisa Joseph og Lindsey Ferguson for deres tekniske hjelp og University Laboratory Animal Resources for deres dyrepleiestøtte. Dette arbeidet er finansiert av NIH T35OD010977 og R01-HL102469.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
18 G x 1 1/4" intravenous catheter, Safelet Fisher Scientific #14-841-14 Cannula for intubation
70% ethanol, 10 L Fisher Scientific 25467025 Cleaning cannula
Abrasive paper (sandpaper) Porter-Cable 74001201 Cannula preparation
AnaSed (xylazine sterile solution) injection (100 mg/mL) Akorn Animal Health NDC# 59399-111-50 Anesthesia
Blue labeling tape (0.5 in x 14 yds) Fisher Scientific 15966 Restraint on intubation platform
Braided silk suture without needle, nonsterile, (3-0) Henry Schein Item #1007842 Intubation platform
Deltaphase Isothermal Pad Braintree Scientific 39DP Mouse thermoregulation and recovery
Deltaphase Operating Board Braintree Scientific 39OP Mouse recovery (prior to extubation)
Distilled water ThermoFisher 15230253 Cleaning mouse following depilation
Eye Scissors, angled, sharp/sharp Harvard Apparatus 72-8437 Cannula preparation
FlexiVent (FX Module 2) Scireq N/A Record lung function data (not required to perform procedure, used in this study to validate procedure)
Gauze sponges Fisher scientific 13-761-52 Hair removal
Heavy-Duty 3" 3-Ring View Binders Staples 24690CT Intubation platform
Instat Software Graphpad N/A Statistical analysis software
Insulin syringe (0.5 cc, U100) Fisher Scientific 329461 Anesthesia administration
Ketamine HCl Injection, USP (100 mg/mL) Llyod Laoratories List No. 4871 Anesthesia
Lung inflation bulb Harvard Apparatus 72-9083 Confirm cannula placement
Micro Forceps, Curved, Smooth Harvard Apparatus 72-0445 Retract tongue and create tension on neck for cannula visualization
Nair (hair removal lotion), 9 oz bottle Church & Dwight 42010440 Hair removal
Sterile saline (0.9%), 10 mL Fisher Scientific NC9054335 Anesthesia, cleaning skin following hair removal

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41, (1), 128-135 (2007).
  2. Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44, (2), 52-55 (2005).
  3. Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models. Global Journal of Animal Scientific Research. 3, (2), 363-369 (2015).
  4. Deyo, D. J., Wei, J. A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice. Anesthesia & Analgesia. 88, (2), 179 (1999).
  5. Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, (3), 103-106 (2004).
  6. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87, (6), 2362-2365 (1999).
  7. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. A Simple Method of Mouse Lung Intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
  8. Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research. Journal of Visualized Experiments. (102), e52964 (2015).
  9. Qin, W., Baran, U., Wang, W. Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography. Lasers in Surgery and Medicine. 47, (8), 669-676 (2015).
  10. McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique. Journal of Visualized Experiments. (75), e50107 (2013).
Gjentatt Orotracheal Intubasjon hos mus
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. Repeated Orotracheal Intubation in Mice. J. Vis. Exp. (157), e60844, doi:10.3791/60844 (2020).More

Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. Repeated Orotracheal Intubation in Mice. J. Vis. Exp. (157), e60844, doi:10.3791/60844 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter