Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Etablere in situ lukket krets perfusjon av nedre abdominal organer og hind lemmer i mus

Published: August 13, 2020 doi: 10.3791/60847
* These authors contributed equally

Summary

En protokoll er beskrevet for in situ perfusjon av musens underkropp, inkludert blæren, prostata, kjønnsorganer, bein, muskel og fothud.

Abstract

Ex vivo perfusjon er et viktig fysiologisk verktøy for å studere funksjonen av isolerte organer (f.eks lever, nyrer). Samtidig, på grunn av den lille størrelsen på museorganer, er ex vivo perfusjon av bein, blære, hud, prostata og reproduktive organer utfordrende eller ikke mulig. Her rapporterer vi for første gang en in situ underkroppsperfusjonskrets hos mus som inkluderer vevet ovenfor, men omgår de viktigste klaringsorganene (nyre, lever og milt). Kretsen er etablert ved kannulere abdominal aorta og dårligere vena cava over iliac arterie og vene og cauterizing perifere blodkar. Perfusjon utføres via en peristaltisk pumpe med perfusatstrøm opprettholdt i opptil 2 timer. In situ ging med fluorescerende lectin og Hoechst løsning bekreftet at mikrovaskulaturen ble vellykket perfundert. Denne musemodellen kan være et svært nyttig verktøy for å studere patologiske prosesser samt mekanismer for legemiddellevering, migrasjon / metastase av sirkulerende tumorceller inn i / fra svulsten, og interaksjoner av immunsystemet med perfused organer og vev.

Introduction

Isolert organperfusjon ble opprinnelig utviklet for å studere organfysiologi fortransplantasjon 1,,2,,3, og aktivert forståelse av organers funksjoner uten forstyrrelser fra andre kroppssystemer. For eksempel var isolert nyre- og hjerteperfusjon utrolig nyttig i å forstå grunnleggende prinsipper for hemodynamikk og effekter av vasoaktive midler, mens leverperfusjon var viktig for å forstå metabolsk funksjon, inkludert stoffskifte i sunt og sykt vev4,5,6,7. I tillegg var perfusjonsstudier avgjørende for å forstå levedyktighet og funksjon av organer beregnet for transplantasjon. I Kreftforskningsforsker har isolert tumorperfusjon blitt beskrevet av flere grupper som bruker mus, rotte og nyoppdaget menneskelig vev8,9. I noen isolert tumorperfusjon ble svulsten implantert i eggstokkfettputen for å tvinge veksten av svulst som leverer blodkar fra mesenterien10. Jain-gruppen utførte banebrytende studier ved hjelp av isolert perfusjon av kolonadenokarsinomer for å forstå tumorhemodynamikk og metastase8,,11,,12,13. Andre innovative konstruerte ex vivo oppsett inkluderer en 96-brønn plate-basert perfusjon enhet for å kultur den primære menneskelige multippel myelomceller14 og en modulær flytkammer for engineering benmargsarkitektur og funksjon forskning15.

I tillegg til fysiologi- og patologistudier har organperfusjon blitt brukt til å studere de grunnleggende prinsippene for legemiddellevering. Dermed beskrev en gruppe isolert rottelemperfusjon og studerte akkumulering av liposomer i implanterte sarkomer16, mens en annen gruppe utførte dissekert human nyreperfusjon for å studere endotelmålretting av nanopartikler17. Ternullo et al. brukte en isolert perfused menneskelig hudklaff som en nær-in vivo hud narkotika penetrasjon modell18.

Til tross for disse fremskrittene i perfusjon av store organer og vev, har det ikke vært noen rapporter om in situ perfusjonsmodeller hos mus som: a) bypass clearance organer som lever, milt og nyrer; b) inkluderer bekkenorganer, hud, muskel, reproduktive organer (hos hann), blære, prostata og benmarg. På grunn av den lille størrelsen på disse organene og den forsynende vaskulaturen, har ex vivo cannulation og etablering av en perfusjonskrets ikke vært mulig. Musen er den viktigste dyremodellen innen kreft- og immunologiforskning, og legemiddellevering. Evnen til å perfuse små museorganer ville tillate interessante spørsmål om legemiddellevering til disse organene, inkludert til svulster implantert i bekkenet (blære, prostata, eggstokk, benmarg), som skal besvares, samt studier av grunnleggende fysiologi og immunologi av sykdommer i disse organene. For å løse denne mangelen utviklet vi en in situ perfusjonskrets hos mus som potensielt kan unngå vevsskade og er mye bedre egnet for funksjonell forskning enn isolert organperfusjon.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle metoder som er beskrevet her har blitt godkjent av University of Colorado's Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).

1. Forvarm perfusjonssystemet

  1. Forbered perfusjonssystemet før operasjonen ved å starte et 37 °C sirkulerende vannbad for alle vannjakkede komponenter (perfusatreservoar, fuktig kammer og lokk) som vist i en tilpasset konfigurasjon i figur 1A. Pass på at slangen er ren og skift om nødvendig ut. For å begrense perfusatvolumet, bruk en boblefelle i et fuktig kammer som perfusatereservoaret (Figur 1B-6).

2. Vaskulær kateterisering

  1. Induser anestesi i en 8-10 uker gammel BALB/c-mus ved hjelp av en isofluran veterinæranestesimaskin med 3-5 % isofluran og oksygenstrømningshastighet ved 0,3 l/min. Bruk ketamin/xylazin eller annen type intraperitoneal anestesi som et alternativ. Evaluer dybden av anestesi ved 2 metoder: tå-klemme og hornhinnerefleks.
  2. Prewet en 4-0 silke sutur med nål i dobbel destillert vann.
  3. Plasser bedøvet mus i en liggende stilling på et Styrofoam bord med hodet mot kirurgen og immobilisere forben og baklemmer med tape. Tørk magen med isopropylalkohol og kutt magen langs midtlinjen i en "T" form med saks. Slutt å blø rundt kanten av snittet ved elektrokoagulasjon (cauterizing).
  4. Skyv mage, jejunum og kolon til høyre side av magen for å avsløre abdominal aorta, vena cava, og vanlige iliac og iliolumbar arterier og årer.
  5. Under et disseksjonsmikroskop finner og ligate iliolumbar arterien / venen i hannen, og ovariearterie / vene og iliolumbar arterie / vene hos kvinnen ved hjelp av 4-0 silkesyturer (Figur 2 gule linjer).
  6. Under et disseksjonsmikroskop, sløyfe to 4-0 silkesuturer under abdominal aorta og dårligere vena cava (ca 1 cm over iliac arterie og vene, 1 mm fra hverandre, Figur 2), og gjør en løs knute i suturen nærmest iliac fartøyene (Figur 2, hvit prikket linje). Alternativt kan en 6-0 silkesytur brukes til denne knuten.
  7. Under et disseksjonsmikroskop justeres og strekker du både den dårligere vena cava og abdominal aorta med porte-aiguille. Bruk et 24 G bevinget skjermet I.V.-kateter til å punktere abdominal aorta, trykk på knappen for å trekke nålekjernen og sett kateteret ca. 5 mm inn i karet.
    1. Gjenta samme prosedyre med dårligere vena cava og bind opp knuter av begge suturene rundt de kateterte karene.
      MERK: Nålen kan lett punktere gjennom blodkaret; Derfor holde fartøyene strukket og nål parallelt med fartøyet. Trekk nålekjernen tilbake så snart nålen trenger ca. 1 mm inn i fartøyet. Abdominal aorta er under dårligere vena cava og mye tynnere og mer elastisk på grunn av å være innkapslet i bindevev. Derfor kan aorta "holde på" til kateteret, og bør dermed kateteres før vena cava for å redusere sannsynligheten for at kateteret glir ut.
  8. Påfør øyeblikkelig lim for å immobilisere katetrene til erector spinae, erstatte bukorganene, og avslutt operasjonen samtidig som anestesi opprettholdes.
    MERK: Organer som ikke helt kan erstattes helt inn i bukhulen, må periodisk fuktes med perfusjonsmedium under perfusjonsprosessen.

3. Sett opp perfusjonssystemet

  1. Overfør musen inn i det vannkledde fuktige kammeret som er forvart til 37 °C på en silisiumpute og immobiliser katetervingene til puten med 19 G nåler.
  2. Fyll det arterielle kateterets ende (innløp) med prewarmed perfusjonsbuffer (Ringers laktatoppløsning supplert med 5% BSA), og koble deretter kateteretden med innløpsperfusjonsslangen ved hjelp av en skruekontakt (Figur 1B, rød pil).
    MERK: Hold kontakten med hemostatiske tang og immobiliser slangen med tape for å unngå å flytte katetrene.
  3. Juster den peristaltiske strømningshastigheten til 0,6 ml/min og hold perfusjonsutstrømningen (Figur 1B, blå pil) åpen i 5-10 min for å vaske ut blodet gjennom venøs kateter. Det vil være noen blodpropper i utløpskateteret; skylle ut blodproppene med perfusatbuffer før du lukker perfusjonskretsen.
  4. Koble venøs kateterets ende med utløpsslangen ved hjelp av en skruekontakt for å lukke kretsen (Figur 1B). På dette tidspunktet, utføre CO2 gass eutanasi og verifisere ved brystet punktering eller annen metode.
  5. Dekk det fuktige kammeret med det varme lokket. Kontroller perfusatenivået med jevne mellomrom og legg til mer om nødvendig. Perfusjon kan utføres i opptil 2 timer.
    MERK: 5 ml perfusat vil være nødvendig for å sette opp det lukkede perfusjonssystemet. Hvis det ikke lekker eller ødem, vil volumet av perfusat reduseres med mindre enn 1 ml og ytterligere buffer vil ikke være nødvendig. For å unngå ødem indusert av perifer sirkulerende trombe, perfusjon buffer som inneholder 0.002% heparin kan brukes i de første 10 minuttene av perfusjon, men bør endres til buffer uten heparin for å unngå lekkasje på kanten av snittene.
  6. Om nødvendig, legg til en reagens av valget i perfusjonsbeholderen eller til injeksjonsporten når som helst (Figur 1B-5). For eksempel kan 10 μL av 10 mg/ml Hoechst33342 legges til i perfusatet for å beise cellekjernene 2 timer før slutten av perfusjonen, eller 50 μL av 1 mg/ml DyLight 649-lectin for åflekke de vaskulære endotelcellene 30 min før slutten av perfusjonen.
    MERK: Hvis du prøver å flekker benmarg med Hoechst-oppløsning, må musene injiseres forut for operasjonen.
  7. Etter perfusjon med fluorescerende reagenser, vask ut med perfusjonsbuffer i ytterligere 10 minutter for å minimere bakgrunnsfluorescensen.

4. Analyse av perfunderte organer

  1. Samle organer inkludert testis, prostata, blære, lårben, muskel, og hud (f.eks føtter). Avgiftsdirektoratet et stykke organ ca 1 mm3 og flat mellom to glasssklier.
    1. Studie under invertert fluorescerende konfusk mikroskop ved hjelp av DAPI/Cy5 eksitasjon og utslippsfiltre (eksitasjon lasere: DAPI, 405 nm; Cy5640 nm). Bruk minst 200x forstørrelsesmål med en 0,45 numerisk blenderåpning.
    2. Alternativt kan du fikse organene med 4% formaldehydløsning i 24 timer og utføre hematoxylin-eosin farging19.
  2. For å skape et benvindu for intakt benmargsobservasjon, immobiliser begge ender av lårbenet eller tibia og skrap bort kortikale bein med den laterale kanten av en 19 G nål for å eksponere periosteum; pass på å holde et tynt lag av gjenværende bein. Plasser bein på en dekkslip med vinduet vendt mot glasset og bildet med invertert fluorescerende konfusk mikroskop ved hjelp av DAPI- og Cy5-kanaler som beskrevet ovenfor. Cellene og det vaskulære nettverket i benmargshulen kan lett observeres.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Vi satte opp et lukket kretsperfusjonssystem gjennom kanyling av abdominal aorta og den dårligere vena cava av 8-10 uker gamle mus samtidig som volumet av perfusjonsbuffer mindre enn 10 ml. Figur 3A viser konfukale bilder etter perfusing vev med Ringers løsning som inneholder Hoechst 33342 og DyLight 649-lectin. Muskel, benmarg, testis, blære, prostata og fothud viser effektiv kjernefysisk og vaskulær farging. Figur 3B viser hematoxylin-eosin farging av organer etter 3 timer med normoterm perfusjon.

Figure 1
Figur 1. Forenklet perfusjonsoppsett. (A) Systemet inkluderer (1) en trykk-/strømningshastighetsregulator, (2) et sirkulasjons oppvarmet oppvarmet vannbad, (3) et oppvarmet fuktig kammer med oppvarmet deksel og tilpasset Styrofoam spacer, og (4) en peristaltisk pumpe. (B) Perfusjonskretsen viser innløp (røde linjer) og utløp (blå linjer), (5) injeksjonsporten og (6) det tilpassede perfusjonsbeholderen. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2. Plassering av ligaterte og kannulated blodkar hos mannlige og kvinnelige mus. For å skissere blodårene ble 5 μL/kg på 1 % Evans Blue dye lagt til perfusjonsmedium 30 min før slutten av perfusjonen. Hos hunnmus er både iliolumbar og ovariearterier og vener ligated. Hos hannmus er iliolumbar arterie og venen ligated. Gule og hvite linjer viser omtrentlig posisjon av ligation knuter; gule piler viser faktiske suturer og knuter. Både venøse og arterielle katetre settes inn. Tarmene ble fjernet for demonstrasjonsformål. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 3
Figur 3. Confocal og H & E bilder viser vellykket perfusjon av organer for 3 h uten tilsynelatende vevsskade. Konkalsk skala bar: 20 μm for benmarg og 100 μm for andre organer. H&E skala bar: 100 μm. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Den beskrevne kretsen kan brukes til å undersøke ulike forskningsspørsmål, for eksempel rollen til ulike serumkomponenter og vevsbarrierer i legemiddellevering, eller immun- og stamcellehandel. Ulike legemiddelleveringssystemer (f.eks. liposomer og nanopartikler) kan legges til perfusatet for å forstå rollen som fysiologiske og biokjemiske faktorer i levering. Varigheten av perfusjon kan variere, avhengig av vevet som er studert, vitenskapelige mål og sammensetningen av perfusat. Vi presenterer her resultatene av perfusjon opp til 2 timer ved hjelp av et grunnleggende perfusjonsmedier bestående av Ringers løsning med laktat og albumin. Det må bemerkes at målet med det nåværende arbeidet var å etablere perfusjonskretsen i stedet for å utvikle og optimalisere perfusjonsmediet og forholdene for å støtte optimal organ/ vevsfunksjon og oksygenering. Tilsetning av næringsstoffer, vitaminer, hormoner og blodceller har blitt grundig undersøkt i den forrige litteraturen, og mange perfusjonsmedier og oksygeneringsprotokoller har blitt beskrevet i dusinvis av forskningspublikasjoner i menneske- og dyrevev7,9,10,1111,12,13,16,17,20,21. Forbedringer av perfusatsammensetningen samt oksygenering kan muliggjøre langsiktig vedlikehold av vevmetabolismen ved kroppstemperatur. Dermed brukte noen grupper røde blodlegemer og blodoksygenering, noe som i stor for å forbedre levedyktigheten til følsomme vev17. Perfusjonskontroller er også svært tilpassbare; om nødvendig kan en gassmanifold for å kontrollere oksygenering og trykkmanometer tilsettes. I tillegg kan et større perfusatkammer brukes, og de fysiologiske parametrene som trykk, temperatur og strømningshastighet kan styres av en datamaskin.

Det er flere begrensninger i perfusjonskretsen. Livmoren og eggstokkene hos hunnmus kunne ikke perfunderes på grunn av ligation av ovariearterie og vene. Vi observerte også at perfusjon av testis var ufullstendig, muligens på grunn av alternativ blodtilførsel som ikke er inkludert i perfusjonskretsen.

Med tilstrekkelig praksis kan kanylingsprosedyren utføres innen 20-30 min med en suksessrate på over 80%. Suksessraten avhenger sterkt av evnen til å kannkulere aorta og vena cava uten å punktere fartøyet som diskutert i trinn 2.7. Det er viktig i trinn 2 å minimere skade på vev og små blodkar i operasjonsområdet på grunn av potensielle lekkasjer og tap av perfusat. I trinn 2.5 må man alltid punktere arterien først, og ta forholdsregler slik at kateteret ikke trekkes ut. I trinn 3, når du kobler kateterets ende til slangen, må du sørge for å holde kateteret tett ved hjelp av porte-aiguille for å unngå å bevege nålen. Blodtrykket er direkte proporsjonal med strømningshastigheten; Derfor må strømningshastigheten av perfusat være lavere enn 0,6 ml / min for å opprettholde fysiologisk trykk. Til slutt er det foretrukket å opprettholde hjerterytmen til perfusjonskretsen er lukket, da dette vil forbedre perfusjonen av mikrovaskulatur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Studien ble støttet av NIH-stipendet CA194058 til DS, Skaggs School of Pharmacy ADR frø tilskuddsprogram (DS); National Natural Science Foundation of China (Grant No. 31771093), Prosjektet for internasjonalt samarbeid i Jilin-provinsen (nr. 201180414085GH), de grunnleggende forskningsmidlene for de sentrale universitetene, programmet for JLU Science and Technology Innovative Research Team (2017TD-27, 2019TD-36).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Equipment
3.5x-90x stereo zoom microscope on boom stand with LED light Amscope SKU: SM-3BZ-80S
Carbon dioxide, USP Airgas healthcare 19087-5283
Confocal microscope NIKON ECLIPSE Ti2
Disposable Sterile Cautery Pen with High Temp FIAB F7244
Moist chamber bubble trap (part 6 in Figure 1) Harvard Apparatus 733692 Customized as the perfisate container; also enabled constant pressure perfusion
Moist chamber cover with quartz window (part 3 in Figure 1) Harvard Apparatus 733524 keep the chamber's temperature
Moist chamber with metal tube heat exchanger Harvard Apparatus 732901 Water-jacketed moist chamber with lid to maintain perfusate and mouse temperature
Olsen-Hegar needle holders with suture cutters Fine Science Tools (FST) 125014
Oxygen compressed, USP Airgas healthcare C2649150AE06
Roller pump (part 4 in Figure 1) Harvard Apparatus 730113 deliver perfusate to cannula in the moist chamber
SCP plugsys servo control F/Perfusion (part 1 in Figure 1) Harvard Apparatus 732806 control the purfusion speed
Silicone pad Harvard Apparatus
Silicone tubing set (arrows in Figure 1) Harvard Apparatus (TYGON) 733456
Student standard pattern forceps Fine Science Tools (FST) 91100-12
Surgical Scissors Fine Science Tools (FST) 14001-14
Table for moist chamber Harvard Apparatus 734198
Thermocirculator (part 2 in Figure 1) Harvard Apparatus 724927 circulating water bath for all water-jacketed components
Three-way stopcock (part 5 in Figure 1) Cole-Palmer 30600-02
Veterinary anesthesia machine Highland HME109
Materials
19-G BD PrecisionGlide needle BD 305186 For immobilizing the Insyte Autoguard Winged needle and scratching the cortical bone
4-0 silk sutures Keebomed-Hopemedical 427411
6-0 silk sutures Keebomed-Hopemedical 427401
Filter (0.2 µm) ThermoFisher 42225-CA Filter for 5% BSA-RINGER’S
Permanent marker Staedtler 342-9
Syringe (10 mL) Fisher Scientific 14-823-2E
Syringe (60 mL) BD 309653 Filter for 5% BSA-RINGER’S
Reagents
1% Evans blue ( w/v ) in phosphate-buffered saline (PBS, pH 7.5) Sigma 314-13-6
10% buffered formalin velleyvet 36692
BALB/c mice ( 8-10 weeks old ) Charles River
Baxter Viaflex lactate Ringer's solution EMRN Medical Supplies Inc. JB2324
Bovine serum albumin Thermo Fisher 11021-037
Cyanoacrylate glue Krazy Glue
DyLight-649-lectin Vector Laboratories,Inc. ZB1214
Ethanol (70% (vol/vol)) Pharmco 111000190
Hoechst33342 Life Technologies H3570
Isoflurane Piramal Enterprises Limited 66794-017-25
Phosphate buffered saline Gibco 10010023

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ghaidan, H., et al. Ten year follow-up of lung transplantations using initially rejected donor lungs after reconditioning using ex vivo lung perfusion. Journal of Cardiothoracic Surgery. 14 (1), 125 (2019).
  2. Kabagambe, S. K., et al. Combined Ex vivo Hypothermic and Normothermic Perfusion for Assessment of High-risk Deceased Donor Human Kidneys for Transplantation. Transplantation. 103 (2), 392-400 (2019).
  3. Knaak, J. M., et al. Technique of subnormothermic ex vivo liver perfusion for the storage, assessment, and repair of marginal liver grafts. Journal of Visualized Experiments. (90), e51419 (2014).
  4. Hems, R., Ross, B. D., Berry, M. N., Krebs, H. A. Gluconeogenesis in the perfused rat liver. Biochemical Journal. 101 (2), 284-292 (1966).
  5. Nielsen, S., et al. Vasopressin increases water permeability of kidney collecting duct by inducing translocation of aquaporin-CD water channels to plasma membrane. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 92 (4), 1013-1017 (1995).
  6. Sutherland, F. J., Hearse, D. J. The isolated blood and perfusion fluid perfused heart. Pharmacological Research. 41 (6), 613-627 (2000).
  7. Schreiter, T., et al. An ex vivo perfusion system emulating in vivo conditions in noncirrhotic and cirrhotic human liver. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 342 (3), 730-741 (2012).
  8. Sevick, E. M., Jain, R. K. Viscous resistance to blood flow in solid tumors: effect of hematocrit on intratumor blood viscosity. Cancer Research. 49 (13), 3513-3519 (1989).
  9. Duyverman, A. M., et al. An isolated tumor perfusion model in mice. Nature Protocols. 7 (4), 749-755 (2012).
  10. Sears, H. F., et al. Ex vivo perfusion of a tumor-containing colon with monoclonal antibody. J Surg Res. 31 (2), 145-150 (1981).
  11. Duda, D. G., et al. Malignant cells facilitate lung metastasis by bringing their own soil. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (50), 21677-21682 (2010).
  12. Kristjansen, P. E., Boucher, Y., Jain, R. K. Dexamethasone reduces the interstitial fluid pressure in a human colon adenocarcinoma xenograft. Cancer Research. 53 (20), 4764-4766 (1993).
  13. Sevick, E. M., Jain, R. K. Geometric resistance to blood flow in solid tumors perfused ex vivo: effects of tumor size and perfusion pressure. Cancer Research. 49 (13), 3506-3512 (1989).
  14. Zhang, W. T., et al. Ex vivo Maintenance of Primary Human Multiple Myeloma Cells through the Optimization of the Osteoblastic Niche. PLoS One. 10 (5), (2015).
  15. Di Buduo, C. A., et al. Modular flow chamber for engineering bone marrow architecture and function. Biomaterials. 146, 60-71 (2017).
  16. Lokerse, W. J. M., Eggermont, A. M. M., Grull, H., Koning, G. A. Development and evaluation of an isolated limb infusion model for investigation of drug delivery kinetics to solid tumors by thermosensitive liposomes and hyperthermia. Journal of Controlled Release. 270, 282-289 (2018).
  17. Tietjen, G. T., et al. Nanoparticle targeting to the endothelium during normothermic machine perfusion of human kidneys. Science Translational Medicine. 9 (418), (2017).
  18. Ternullo, S., de Weerd, L., Flaten, G. E., Holsaeter, A. M., Skalko-Basnet, N. The isolated perfused human skin flap model: A missing link in skin penetration studies. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 96, 334-341 (2017).
  19. Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. Hematoxylin and eosin staining of tissue and cell sections. Cold Spring Harbor Protocols. 2008, 4986 (2008).
  20. Hekman, M. C., et al. Targeted Dual-Modality Imaging in Renal Cell Carcinoma: An Ex vivo Kidney Perfusion Study. Clinical Cancer Research. 22 (18), 4634-4642 (2016).
  21. Graham, R. A., Brown, T. R., Meyer, R. A. An ex vivo model for the study of tumor metabolism by nuclear magnetic resonance: characterization of the phosphorus-31 spectrum of the isolated perfused Morris hepatoma 7777. Cancer Research. 51 (3), 841-849 (1991).

Tags

Medisin Utgave 162 In situ mus perfusjon benmarg prostata iliac vevsfordeling vaskulatur dekstran lectin
Etablere in situ lukket krets perfusjon av nedre abdominal organer og hind lemmer i mus
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Ren, P., Yang, C., Lofchy, L. A.,More

Ren, P., Yang, C., Lofchy, L. A., Wang, G., Chen, F., Simberg, D. Establishing In Situ Closed Circuit Perfusion of Lower Abdominal Organs and Hind Limbs in Mice. J. Vis. Exp. (162), e60847, doi:10.3791/60847 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter