Summary
Burada, ateş apikal meristem'deki kortikal mikrotübül sitoiskeletinin canlı hücre görüntülemesi ve fiziksel kuvvetlerdeki değişikliklere tepkisini izleme protokolünü anlatıyoruz.
Abstract
Büyüme ve morfogenezin hücre ve doku düzeyinde ki düzenlenmesini anlamak uzun yıllardır biyolojik araştırmaların ön saflarında yer almaktadır. Moleküler ve görüntüleme teknolojilerinde ki gelişmeler, biyokimyasal sinyallerin morfogenetik olayları nasıl etkilediğine dair bilgi edinmemizi sağladı. Ancak, biyokimyasal sinyaller dışında, mekanik ipuçları da hücre ve doku büyüme çeşitli yönlerini etkilediği giderek daha belirgindir. Arabidopsis shoot apikal meristem (SAM), tüm yer üstü organlarının oluşumundan sorumlu kubbe şeklinde bir yapıdır. Bitki hücrelerinde apoplastik selüloz birikimine aracılık eden kortikal mikrotübül sitoiskeletinin organizasyonu mekansal olarak farklıdır. Selüloz bitki hücre duvarının en sert bileşeni olduğu için, kortikal mikrotübüllerin desenlerinin görselleştirilmesi ve kantitatif değerlendirilmesi SAM'deki hücrelerin biyofiziksel doğasını anlamak için gereklidir. Kortikal mikrotübül organizasyonunun basmakalıp formu da SAM'de var olan doku çapındaki fiziksel güçlerin bir sonucudur. Bu fiziksel güçlerin pertürbasyonu ve kortikal mikrotübül organizasyonunun daha sonra izlenmesi, mekano algısı ve transdüksiyona aracılık eden aday proteinlerin belirlenmesine olanak sağlar. Burada, bu tür işlemlerin araştırılmasına yardımcı olan bir protokol açıklıyoruz.
Introduction
Bitki hücreleri, mekanik özelliklerini dinamik olarak değiştirebilen fiber takviyeli kompozit malzemeye mekanik olarak benzeyen polisakkaritler ve glikoproteinlerin hücre dışı bir matrisi ile çevrilidir1. Bitki hücrelerindeki büyüme, hücreiçine su alımı ile kaynaklanır, bu da hücre duvarında eşlik eden çekme kuvvetlerinin birikmesine neden olur. Bu tür kuvvetlere yanıt olarak, hücre duvarının fiziksel durumuna değişiklikler hücre genişlemesi için izin verir. Birincil duvarları olan hücreler, esas olarak içindeki polisakkaritlerin kimyasal bileşimindeki farklılıklar nedeniyle hücreleri içeren ikincil hücre duvarına göre hızlı büyüme yeteneğine sahiptir. Birincil duvar hücreleri glikoproteinlere ek olarak selüloz, hemiselüloz ve pektin oluşur, ve lignin eksikliği, ikincil hücre duvarı mevcut bir bileşeni2. Selüloz, β-1,4 bağları ile birbirine bağlı bir glikoz polimer, hücre duvarlarının ana bileşenidir. Hücre büyümesi sırasında yaşanan yüksek çekme kuvvetlerine dalabilen fibriller yapılar halinde organize edilir3. Çekme kuvvetlerine dayanmanın yanı sıra, tercihli yönde mekanik takviye selüloz mikrofibril net yönünü dik bir eksen boyunca turgor tahrikli genişleme ile sonuçlanır. Selüloz mikrofibrillerin organizasyonu kortikal mikrotübül sitoiskeletinden etkilenir, çünkü plazma zarında bulunan selüloz sentezleyici komplekslerin yön hareketini yönlendirirler4. Bu nedenle, bir floresan molekül ile erimiş bir mikrotübül ilişkili protein veya tubulin kullanarak kortikal mikrotübül organizasyonu izleme bitki hücrelerinde selüloz örten desenlerin gözlem için bir proxy olarak hizmet vermektedir.
Kortikal mikrotübül sitoiskeletinin desenlemi hücre ve doku morfolojisi kaynaklı mekanik kuvvetlerin kontrolü altındadır. Kortikal mikrotübül organizasyonu SAM'in tepesinde bulunan hücrelerde zaman içinde herhangi bir tercihli organizasyona sahip değildir, oysa SAM ve gelişmekte olan organ arasındaki çevre ve sınırdaki hücreler kortikalmikrotübüllerin kararlı, son derece organize suprasellüler dizilimine sahiptir 5 . Hücrelerin mekanik durumunu fiziksel olarak rahatsız etmek için çeşitli yaklaşımlar geliştirilmiştir. Ozmotik durum değişiklikleri, hücre duvarının sertliğini etkileyen farmakolojik ve enzimatik bileşikler ile tedavi hücre tarafından deneyimli çekme kuvvetlerinde sonraki değişikliklere neden olabilir6,7. Dokuların yaşadığı kompresif kuvvetlerde kademeli artışa olanak sağlayan mekanizmaların kullanımı başka bir alternatif8. Santrifüj kuvvetlerinin uygulanması da hücreleri ile herhangi bir fiziksel temas olmadan mekanik kuvvetleri etkilemek için gösterilmiştir9. Ancak, bir grup hücrede yön kuvvetlerini değiştirmenin en yaygın olarak kullanılan araçları, tüm epidermal hücrelerin gerilim altında olduğu ve hücrelerin fiziksel ablasyonunun yerel olarak turgor basıncını ortadan kaldıracağı ve hücreden hücreye yapışmasını bozacağı ve komşu hücrelerin yaşadığı çekme kuvvetlerini değiştireceği gerçeğinden yararlanır. Bu ya yüksek güçlü darbeli ultraviyole lazer hedefleyerek ya da ince bir iğne ile gerçekleştirilir.
Burada, SAM'de mekanik pertürbasyon için kortikal mikrotübül davranışının görüntülenmesi ve değerlendirilmesi süreci hakkında ayrıntılı bilgi ve regülasyon.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Bitki büyümesi
- Ekek Arabidopsis tohumları toprakta yeşil floresan protein (MBD-GFP)10 ile erimiş mikrotübül bağlayıcı etki alanı ifade ve çimlenme için 1 hafta boyunca uzun gün (16 h gün / 8 saat gece), 20 °C/6 °C koşullarda tutmak.
- Çimlenme den sonra, sağlam bitkisel büyüme sağlamak için yeterli büyüme alanı ile yeni tencere için fide transferi. Bitkileri kısa bir gün (8 saat gün /16 saat gece), 20 °C/16 °C koşullarda 3-5 hafta bekletin.
- Uzun güne (16 saat gün /8 saat gece), 20 °C/16 °C koşullara aktarın ve bitkiler cıvata (2-3 hafta) kadar tutun. Çiçeklenme 2-5 cm uzunluğunda büyümeye izin verin.
2. Orta hazırlık
- Küçük Petri kaplarını (yaklaşık 5,5 cm genişliğinde, 1,5 cm derinliğinde) yaklaşık %2 agarose ile derinliğinin yarısına doldurarak diseksiyon tabaklarını hazırlayın. Diseksiyon tabakları da tek saat noktası görüntüleme için kullanılabilir.
- Büyüme ortamını hazırlayın.
- 5 g miyo-inositol, 0,05 g nikotinik asit, 0,05 g piridoksin hidroklorür, 0,5 g tiamin hidroklorür ve 0,1 g glisin içeren 1.000 x vitamin stok çözeltisinin 50 mL'sini hazırlayın.
- 1/2 Murashige ve Skoog ortamı, %1 sakaroz, %1,6 agar, 1x vitaminler, pH = 5,8'den oluşan büyüme ortamını hazırlayın. Otoklav ve soğumasını bekleyin.
- Steril, temiz bir tezgahta, menteşeli plastik kutuları (yaklaşık 5,2 cm x 5,2 cm x 3 cm) 15 dakika boyunca %70 etanol içine daldırarak sterilize edin.
- Steril, temiz bir tezgahta, orta katlanılabilir sıcaklıkta olduğunda, 200 nM son konsantrasyonuna N6-benzyladenin ekleyin ve 1/1.000 PPM (bitki koruyucu karışımı) ve iyice karıştırın. Steril kutuları yaklaşık yarısına kadar derinliğini orta ile doldurun.
3. SAM diseksiyon
- Çiçeklenme kesin ve çıplak gözle görmek zor olana kadar peduncles tabanında çiçek soyma tarafından keskin büşre ile eski çiçek tomurcukları kaldırın.
- Forceps ile diseksiyon çanak agarose bir yarık oluşturun ve kalın agar içine çiçeklenme tabanı bitki. Bu SAM ortaya çıkarmak için genç çiçekler daha ince diseksiyon için iyi sağlam destek verir.
- Sam görünür olana kadar bir diseksiyon mikroskop altında genç aşamalarına ilerleyen ve sırayla ilerleyen en eski ve sırayla ile başlayan bütüller ile aşağı iterek kalan çiçek tomurcukları çıkarın. SAM genellikle 6-7. aşamaya kadar olan eski çiçekler çıkarıldığında ortaya çıkar. SAM maruz kaldığında, bir sonraki adıma hızlı bir şekilde hareket ederek numunenin susuzluktan kaçının.
4. Kültürlü SAM'ların transferi ve büyümesi
- Bölüm 1'de ayrıntılı olarak belirtildiği gibi taze olarak parçalanmış numuneyi, sam'in orta yüzeyin üzerinde açıkta olduğu dikdörtgen plastik menteşeli kültür kutusundaki büyüme ortamına yerleştirin. Kültür kutularının kenarlarına birkaç damla steril deiyonize su ekleyin ve kutunun içindeki nemi korumak için kapağı kapatın. Eklenen suyun SAM'i kapsamadığından emin olun.
- Kapağıkapatın ve mikropore bant ile kutuyu sarın. Büyüme kutusunu 22 °C'de uzun gün veya sürekli gün koşullarında yerleştirin ve SAM'in diseksiyon prosedüründen kurtulması ve kültür koşullarına uyum sağlaması için 12-24 saat büyüyün.
5. SAM'in Görüntülenmesi
- Örneği kapsayacak şekilde SAM içeren kültür kutusunu steril deiyonize suyla doldurun. Diseksiyon mikroskobualtında kontrol edin ve numuneye 1 mL pipetle güçlü bir şekilde püskürterek hava kabarcıklarını çıkarın.
- Kültür kutusunu dik bir konfokal mikroskop aşamasına yerleştirin. Kültür kutusunun mikroskop hedeflerine temas etmediğine dikkat edin. Bir kapak camı olmadan görüntüleme için en uygun sayısal diyafram 0.8-1 uzun mesafe 40x veya 60x su daldırma lens kullanın.
- Amacı suya indirin ve hedefin ön merceği üzerinde oluşan hava kabarcıkları olup olmadığını kontrol edin. Sahne yi düşürerek ve optik bir doku ile lensi hafifçe silerek ve suya yeniden daldırmadan önce pasteur pipetiyle hedefin ön merceğine az miktarda su ekleyerek kabarcıkları çıkarın.
- Confocal mikroskobun GFP filtresi ni ve epi-aydınlatma modülünü kullanarak, xy denetleyicisini numunenin yerini saptamak için ayarlayın. Oküler konumunu ayarlama, apex bulunana kadar Doğrudan ışık kaynağı nın altına SAM koymak ve Z ekseni boyunca odak.
NOT: Doğrudan ultraviyole ışığa bakmayın. - Örnek bulunduktan sonra, heyecan verici GFP (yani, 488 nm veya 496 nm lazer kaynağı) yeteneğine sahip bir lazer kullanarak aydınlatın. Mikroskobun optik yakınlaştırmasını tüm SAM ve sahne 1 çiçek primordia'sının görüş alanında olması için ayarlayın. Optimum sinyal-gürültü oranını sağlamak için lazer çıkışının gücünü ve kazanç ayarlarını daha da ayarlayın.
NOT: Lazerin yüksek yoğunluğu numunenin fotoğraf beyazlatMa ile sonuçlanacaktır. Az ve aşırı pozlama paleti, bu ayarların daha iyi ayarını sağlamaya yardımcı olur. - Numunenin 2-5 dk yerleşmesine izin verin. Yaklaşık 0,3 μm piksel boyutunda 0,25 μm-0,5 m Z dilim aralıklarında numunenin konfokal Z yığınlarını elde edin. Bir numune için Z yığınlarının elde edilmesi için gereken toplam görüntüleme süresinin, numunenin satın alma nın tamamlanmasına kadar suya daldırıldığı andan itibaren 10 dakikayı geçmediğinden emin olun.
- Hemen suyu çıkarın ve kültür kutusunu büyüme odasına geri aktarın. Numunelerin uzun süre su altında tutulması hücrelerin ozmotik durumunu etkileyecektir.
6. SAM mikromekanik pertürbasyon
- Bölüm 5'te açıklandığı gibi görüntüleme koşullarını ayarlayın ve kortikal mikrotübül organizasyonunun preablasyon görüntü yığınlarını edinin.
- Suyu kültür çanasında decant. Ablasyon'u temiz bir şırınga iğnesi (0,4 mm x 20 mm) ile gerçekleştirin.
- Bir diseksiyon mikroskobu kullanarak, iğneyi dikkatlice tutun ve yavaşça SAM'e yaklaşın.
NOT: İğneyi rahat bir kavrama ile tutan ve tutan nefes titremeyi önlemeye yardımcı olur. - Ablasyonun yapıldığını doğrulamak için iğne ucuyla SAM kubbesine kısaca başvurun. Tercihen sam, davranış görselleştirme ve kubbenin orta bölgesinde organize olmayan kortikal mikrotübüllerin geçiş sağlayan çevre üzerinde ablasyon gerçekleştirin.
- Bir diseksiyon mikroskobu kullanarak, iğneyi dikkatlice tutun ve yavaşça SAM'e yaklaşın.
- Kültür yemeğini steril deiyonize suyla doldurun ve propidium idodide (10 μg/mL) ekleyin. GFP kortikal mikrotübül sinyalini izlemenin yanı sıra, propidium iyodürünün ayrı bir kanal kullanılarak görselleştirilmesi, ablated hücrelerinin bölgelerini açıkça işaretleyebilir. Propidium iyodür 600-650 nm arasında kaydedilen emisyon ile 561 nm veya başka uygun lazer kullanılarak aydınlatılır.
- Ablasyondan hemen sonra görüntü yığınları edinin (bkz. bölüm 6) ve 6 saat boyunca her 2 saat edinme işlemini tekrarlayın. Her zaman noktasından sonra örnekle birlikte kültür yemeğini kuluçka odasına geri verin. Kültür medyasında biraz su kaldığından emin olun ve kurumasını önlemek için kültür çanalığını mikropore bantla sarın.
7. Veri görselleştirme ve niceleme
- MORPHOGRAPHX11,FIJI12veya makro SurfCut13gibi serbest çesitli yazılımlar kullanarak yüzey projeksiyonlari oluşturun.
- FIJI'de FibrilTool14 makrosu kullanarak kortikal mikrotübül aisotropi ekstraksiyonu gerçekleştirin.
NOT: Yazılım kullanımına yönelik ayrıntılı protokoller ilgili alıntılardan elde edilebilir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Şekil 1, kubbenin merkezinde dağınık kortikal mikrotübüller içeren hücrelerle MBD-GFP çizgilerinden elde edilen tipik projeksiyon görüntülerini ve çevredeki hücreler(Şekil 1A,B),sınır etki alanı hücrelerinde ise hücrenin uzun eksenine paralel olarak hizalanmış kortikal mikrotübüller içerir. Bu gözlemler, KORTİKAL mikrotübüllerin SAM'in farklı etki alanlarındaki mekansal dağılımında farklılıklar göstermektedir. Zaman atlamalı görüntüleme kortikal mikrotübül hizalama ablasyon 6 h içinde daha organize bir dizi için son derece düzensiz bir dizi değişen gösterdi(Şekil 1C,D). FibrilTool kullanılarak oluşturulan tensörler kortikal mikrotübül görüntüsüne eklenebilir. Daha uzun bir tensör daha yüksek bir asiztropi derecesini temsil etti. Tensörler kortikal mikrotübüllerin hizalama ana eksenini de gösterdi. Çıkarılan bilgiler, ortalama aisotropinin zaman içinde çömlekçilik yaparak temsil edilebilir (Şekil 1E)15. Tedavi veya test edilmesi gereken genotip başına dört ila beş örnek boyutu önerilir. Sonuçlar 6 saat lik bir süre içinde kortikal mikrotübül aizotropisinde kademeli bir artış gösterdi ve SAM mekaniğine modülasyonun kortikal mikrotübül organizasyonunda eşzamanlı değişikliklere yol ettiği sonucuna varmamamızı sağladı.
Şekil 1: Arabidopsis SAM'da kortikal mikrotübül anezit kantitasyonu ve mekanik ablasyon örneği. (A) 35S yüzey projeksiyonu: MBD-GFP SAM Z yığınları. (B) Nematik tensörler, orta ve sınır etki alanında elle parçalanmış hücrelerin kortikal mikrotübül asiztropi gösteren kırmızı. (C,D). Kortikal mikrotübül zaman atlamalı verilerin yüzey projeksiyonları bir ablasyon deneyinden. (D)(C)tarafından büyütülmüş görüntüler, tek tek hücrelerin nematik tensor bilgileriyle kaplanmış ablasyon (kırmızı yıldız) bölgesinin yakınında kortikal mikrotübül yeniden hizalanmasını gösterir. (E) Kortikal mikrotübül asiztropi ablasyondan sonra 0-6 saat arasında değişti, C'deki nematik tensör etiketli bölgeden ortalama değeri ve %95 güven aralığını gösteren çubukları temsil eden daire ile ölçülür. Ölçek çubukları = 25 μm. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Mekanik sinyal transdüksiyon olaylarının değerlendirilmesi, mekano-algılama ve transdüksiyon yollarında yer alan moleküler düzenleyicileri belirlemek için çok önemlidir. Burada açıklanan protokol Arabidopsis SAM böyle bir süreç için bir okuma olarak kortikal mikrotübül yanıtı kullanarak bu tür olayların nicel bir görünüm sağlar. Burada açıklanan prosedür rutin çeşitli doku tipleri çeşitli çalışmalarda kullanılır16,17,18,19. Tüm doku tiplerinde 4 saat aralığında mikrotübül aisotropisinde önemli bir artış gözlenmektedir.
Protokoldeki en kritik adım, mikrotübüllerde uzun süreli su daldırma nedeniyle meydana gelmemesini sağlamaktır, çünkü kendi üzerine su hücrelerin turgor basıncının artmasına neden olur. Bu nedenle görüntüleme süresi en aza indirilmelidir. Bu, görüntü çözünürlüğünü tehlikeye atabilir, ancak tedirginlik sonuçlarının daha doğru bir şekilde okunmasını sağlar. İkinci en önemli adım SAM dikkatli diseksiyon. Çok küçük boyutu nedeniyle, işlem sırasında hasar görmüş olma olasılığı çok yüksektir. Eski organların peduncles tamamen kaldırılmazsa organları kaldırmak daha zor hale gelir. Son olarak, diseksiyon sırasında sam'in uzun süreli hava maruziyeti nedeniyle numunenin kurumasına izin verilmemelidir. Bu özellikle, erişimi zor veya çapı 50 μm'den küçük mutant SAM'ları kullanırken yaygındır. Diseksiyon adımları arasında SAM'e sık sık su damlası uygulanması bu sorunu önler.
Bu yordamın bir sınırlama ablated alan üzerinde gerçek bir kontrol olmasıdır. Bu, farklı koşullarda ve genotiplerde meydana gelen değişiklikleri karşılaştırmada bir sorundur. Bu nedenle, karşılaştırma için benzer bir şekilde tedirgin kontrol SAM'lar kullanmak gereklidir. Başka bir alternatif darbeli ultraviyole lazer20kullanarak daha kontrollü bir ablasyon gerçekleştiriyor. Buna ek olarak, ablasyon yaygın mekanik özellikleri değişiklikler yaratmak için bilinen iken, aynı zamanda yara kaynaklı yanıtları ile belirli bir dereceye kadar ilişkilidir. Bu nedenle, mekanik sıkıştırma ve turgor kaynaklı pertürbasyonlar gibi diğer yaklaşımlar, gözlemler6,9onaylamak için yapılması gerekir.
Mekanik kuvvetleri manipüle etmenin diğer yollarla karşılaştırıldığında bu yöntemin önemli bir avantajı, çok temel araçlar kullanması, ancak mikrotübül tepkisinin sağlam bir şekilde okunmasını sağlamasıdır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.
Acknowledgments
Hiçbiri.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| FibrilTool | Boudaoud, A. et al., Nat Protoc. 2014 | ||
| FIJI | Schindelin, J. et al., Nat Methods. 2012 | ||
| glycine | Merck | 1.04201.1000 | |
| Leica SP8 confocal microscope | Leica | DM6000 CS | |
| MAP4-GFP | Marc, J. et al., Plant Cell 1998 | ||
| micropore tape | Leukopor | 02482-00 | |
| MorphographX | Strauss, S. et al., Methods Mol Biol. 2019 | ||
| myo-inositol | Sigma | I5125 | |
| N6-benzyladenine | Sigma | B3408 | |
| nicotinic acid | Sigma | N4126 | |
| plastic hinged box | Electron microscopy sciences | 64312 | |
| PPM (Plant Preservative Mixture) | Plant Cell Technology | PPM | |
| Propidium iodide | Sigma | P4864 | |
| pyridoxine hydrochloride | Sigma | P9755 | |
| SURFCUT | Erguvan, O. et al., BMC Biol. 2019 | ||
| thiamine hydrochloride | Sigma | T4625 |
References
- Cosgrove, D. J. Re-constructing our models of cellulose and primary cell wall assembly. Current Opinion in Plant Biology. 22, 122-131 (2014).
- McFarlane, H. E., Doring, A., Persson, S. The cell biology of cellulose synthesis. Annual Reviews in Plant Biology. 65, 69-94 (2014).
- Burgert, I. Exploring the micromechanical design of plant cell walls. American Journal of Botany. 93 (10), 1391-1401 (2006).
- Paredez, A. R., Somerville, C. R., Ehrhardt, D. W. Visualization of cellulose synthase demonstrates functional association with microtubules. Science. 312 (5779), 1491-1495 (2006).
- Barbier de Reuille, P., et al. MorphoGraphX: A platform for quantifying morphogenesis in 4D. Elife. 4, 05864 (2015).
- Kierzkowski, D., et al. Elastic domains regulate growth and organogenesis in the plant shoot apical meristem. Science. 335 (6072), 1096-1099 (2012).
- Heisler, M. G., et al. Alignment between PIN1 polarity and microtubule orientation in the shoot apical meristem reveals a tight coupling between morphogenesis and auxin transport. PLoS Biology. 8 (10), e1000516 (2010).
- Louveaux, M., Rochette, S., Beauzamy, L., Boudaoud, A., Hamant, O. The impact of mechanical compression on cortical microtubules in Arabidopsis: a quantitative pipeline. Plant Journal. 88 (2), 328-342 (2016).
- Nakayama, N., et al. Mechanical regulation of auxin-mediated growth. Current Biology. 22 (16), 1468-1476 (2012).
- Marc, J., et al. A GFP-MAP4 reporter gene for visualizing cortical microtubule rearrangements in living epidermal cells. Plant Cell. 10 (11), 1927-1940 (1998).
- Strauss, S., Sapala, A., Kierzkowski, D., Smith, R. S. Quantifying Plant Growth and Cell Proliferation with MorphoGraphX. Methods in Molecular Biology. 1992, 269-290 (2019).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Erguvan, O., Louveaux, M., Hamant, O., Verger, S. ImageJ SurfCut: a user-friendly pipeline for high-throughput extraction of cell contours from 3D image stacks. BMC Biology. 17 (1), 38 (2019).
- Boudaoud, A., et al. FibrilTool, an ImageJ plug-in to quantify fibrillar structures in raw microscopy images. Nature Protocols. 9 (2), 457-463 (2014).
- Sampathkumar, A., et al. Primary wall cellulose synthase regulates shoot apical meristem mechanics and growth. Development. 146 (10), (2019).
- Hervieux, N., et al. A Mechanical Feedback Restricts Sepal Growth and Shape in Arabidopsis. Current Biology. 6 (8), P1019-P1028 (2016).
- Sampathkumar, A., et al. Subcellular and supracellular mechanical stress prescribes cytoskeleton behavior in Arabidopsis cotyledon pavement cells. Elife. 3, e01967 (2014).
- Sampathkumar, A., et al. Primary wall cellulose synthase regulates shoot apical meristem mechanics and growth. Development. 146 (10), dev179036 (2019).
- Uyttewaal, M., et al. Mechanical stress acts via katanin to amplify differences in growth rate between adjacent cells in Arabidopsis. Cell. 149 (2), 439-451 (2012).
- Hamant, O., et al. Developmental patterning by mechanical signals in Arabidopsis. Science. 322 (5908), 1650-1655 (2008).
