Summary
通过特定神经元群体或大脑区域的光遗传学操作，可以在自由移动的动物中以高时空分辨率改变行为。通过使用不同的光遗传学工具与慢性植入光纤相结合，可以执行各种神经元调制和行为测试。
Abstract
自由移动小鼠神经元回路的光遗传学调制影响急性和长期行为。此方法能够对单个神经元和特定区域的发射机释放进行操作，高达中枢神经系统的整个神经元回路，并允许直接测量行为结果。神经元通过注射携带首选DNA的病毒载体（如通道霍多普辛2（ChR2），表达光遗传学工具。光通过直接在目标区域上方的慢性光学植入物进入特定大脑区域。经过两个星期的恢复和适当的工具表达，小鼠可以反复用于行为测试与感兴趣的神经元的光遗传学刺激。
与化学或电刺激等常用方法相比，光遗传学调制具有高时空分辨率，具有高细胞特异性。光不会伤害神经元组织，因此可用于长期实验以及一只小鼠的多个行为实验。光遗传学工具的可能性几乎是无限的，使整个神经元的激活或沉默，甚至通过光操纵特定的受体类型。
这种综合光遗传学刺激行为实验的结果直接形象化了操作引起的行为变化。同一动物的行为没有光刺激作为基线是诱导变化的一个很好的控制。这允许详细概述涉及特定行为的神经元类型或神经递质系统，如焦虑。也可以通过光学刺激后的长期刺激或行为观察，对神经元网络的可塑性进行详细研究。光遗传学将有助于启发神经信号在几种神经系统疾病。
Introduction
中枢神经系统神经元回路的调节及其行为结果对于理解大脑如何工作非常重要，特别是在精神疾病和认知任务（如学习和记忆）中。使用光遗传学，单细胞或细胞群到整个电路可以通过光进行调节。常见的光遗传学工具，如 Channelrhodopsin2 （ChR2） 或 Archaerhodopsin （Arch） 能够激活或沉默神经元，或增加或抑制发射机释放在轴突终端投射到不同的大脑区域1，,2，,3，,4.然而，Arch需要谨慎使用，因为它表明，它在预突触终端的激活增加自发的发射机释放5。Arch 是一种向外校正质子泵，可更改细胞内的 pH 值。这种碱性环境诱导钙流入，并增强发射机释放5。为了专门调节细胞内信号通路，受体嵌合体由光可作用的光遗传学工具组成，如罗多普辛或锥蛋白酶，结合一个适当的G蛋白耦合受体，可以产生6，7，8。,7,8在过去十年中，可用的光遗传学工具的数量和变异显著增加。
光遗传学的目的是在行为过程中操纵神经元回路。例如，光遗传学能够测量急性行为变化，如焦虑行为的变化。光遗传学工具通过病毒载体传递到大脑的目标区域。在特殊启动剂和增强剂（或Cre-loxP系统）的帮助下，可以确保光遗传学工具表达的细胞类型特异性（图1A）。有几个转基因小鼠线只表达特定细胞类型的Cre-重组酶酶。例如，Nex-Cre小鼠在Nex-promotor10的控制之下，在皮层和海马的金字塔神经元中表达Cre-重组酶。10这种酶能够反转DNA序列，这些序列由loxP边11的侧翼。因此，双层光遗传学工具的DNA序列，这是倒置和侧翼的loxP边，只能由拥有Cre-重组酶的神经元，而不是由其他神经元类型12，13,转录。在Nex-Cre小鼠的情况下，光遗传学工具将只在金字塔神经元中表达。然后，通过直接在感兴趣区域上方的光纤进行长期植入，实现某些大脑区域的光刺激。然后，动物可以耦合到合适的光源，并在几乎各种行为测试中自由行为。
图1：注射和植入。A） 用于 ChR2-YFP 的 Cre-loxP 系统。双絮光遗传学工具被包装在腺相关病毒（AAV）中，注射到脑组织。 B） 病毒注射的下垂视图，将光神经元接口植入/植入mPFC的IL区域。注射和植入都是从上面完成的。将显示所有感兴趣的区域，IL、BLA 和 DRN。 C） 植入光纤、套筒和光源的详细视图。 D） 从200μm光纤维在灰质脑组织中传播蓝色和红色激光刺激（Yizhar等人，2011年）。蓝光在最大时扩散到组织内0.5毫米，红灯约1毫米。颜色编码：红色 50%，黄色 10%，绿色 5%，蓝色 1%，如果光线到达此区域。 E） 用200μm光纤在左IL正上方的单方植入的冠状视图。IL 区域每个半球的宽度为 0.25 mm，深度为 0.2 mm。蓝色和红色的灯泡是5%的光扩散的板子，从Yyzhar等人转移到正确的大小。LoxP： X-over P1 的位点;ChR2： 通道霍多普辛;YFP：黄色荧光蛋白;dflox： 双絮;IL：红外线皮层;BLA：巴索拉特拉尔杏仁核;DRN：后拉皮核;PrL： 前视区。这个数字已被修改从伯格201948。 请单击此处查看此图的较大版本。
利用光遗传学方法，实现高时空分辨率14和细胞类型特异性调制。此外，无需进一步治疗即可重复使用植入设备。立体定向手术后，在注射携带光遗传学工具的腺相关病毒和植入光纤后，小鼠可以恢复两周。我们选择了只有2周的恢复时间，因为这是足够的时间从手术中恢复和病毒表达。由于行为实验是免疫理论，我们必须确保小鼠在实验过程中不会变老;否则组织质量会降低。它们没有明显的植入物行为障碍，并参与典型的笼行为。当然，植入伴有显著的手术病变;因此，对小鼠进行强化监测。手术后，小鼠需要被单一安置，因为组住的小鼠往往会伤害对方的新鲜伤口和植入物。然而，住房条件对雄性小鼠的焦虑水平影响很大，因为单只家老鼠的焦虑水平较低，而一般抑郁症样症状较低。
大脑回路的化学或电气操作缺乏光遗传学的高细胞类型特异性，具有较低的时间和空间分辨率14，17，18。14,17,18根据实验问题，电或化学刺激可以有不同的优势。当通过特定区域的光纤端子时也需要刺激，电刺激是最好的方法。当整个区域的发射机特异性受体被激动剂激活时，化学刺激是一个不错的选择。与化学或电刺激相比，光遗传学的另一大优点是内源性神经元对光不敏感，从而避免了副作用的发生。事实上，高光强度可能诱发加热效应8,8，20，但由于适当的对照组，光遗传学操作的行为效应可以消除。
研究啮齿动物的行为，特别是在精神疾病方面，在自由移动的动物中，光遗传学有了很大的改善，因为它能够直接调节单个受体，高达特定的细胞群21和电路22。测量这种调制的急性影响的可能性，以及定义时间23后或慢性刺激24后的长期行为效应，使实验设计具有广泛的灵活性，并提供对大脑回路非常详细的见解。光刺激可用于调节位于光遗传学工具注射部位的神经元。当注射和植入都解决相同的大脑区域时，细胞体和背部投射的轴突的原理神经元和内膜在这个区域可以针对3，6，8。,83,然而，光纤维也可以植入一个不同于注射区域。在这种情况下，光刺激可以调节发射机在注射区域25、26、27,的投影区域的轴孔端子释放。
在这项研究中，光遗传学与实验相结合，分析焦虑相关行为。焦虑引起的精神疾病影响超过三分之一的世界人口28，29，30，并造成沉重的经济28,29,30负担31。那些受影响的人有一种觉醒、紧张和担心的感觉，其次是回避行为32，33。32,这些长期发生的负面情绪，主要集中在未来事件34，强烈地干扰着患者的日常生活。常见的治疗，如苯并二氮杂卓或选择性血清素再摄取抑制剂（SSRIs）只在一些患者中是成功的。大量的人对治疗没有反应，表明这种疾病的机理尚未完全了解。众所周知，前额皮质（mPFC）在焦虑21、25、27、36、37、38,25,27,36,37,的发育和表现中起着重要作用。具体来说，在mPFC中，皮层皮层（IL）区域过度激活可能是焦虑相关疾病39，40的一部分。此处描述的示例实验有助于了解 mPFC IL 区域中的调制如何影响焦虑行为。此外，为焦虑相关的精神疾病制定新的治疗策略也可能会得到支持。
2-6个月大的雄性Nex-Cre小鼠用于表达ChR2，特别是在mPFC41的IL区域内的金字塔神经元中。Nex-Cre 小鼠具有 C57Bl/6 背景，并特别在金字塔神经元中表达酶 Cre-重组酶。在立体定向手术中，双絮的ChR2-DNA通过腺相关病毒载体注射到IL区域。光学植入物直接放置在感兴趣区域（图1B）的正上方，植入物用牙科水泥固定。控制动物在同一区域接受双絮状tdTomato-DNA的注射，以模拟细胞特异性表达。
动物被集体安置，直到手术当天，之后是单一安置，以避免其他小鼠受伤。小鼠被安置在单只存放的小鼠的TypI-L笼中，安装在单独的通风笼（IVC）机架中。光暗循环遵循12：12小时的节奏，从上午10点开始的光相。所有行为实验都是在黑暗阶段进行的，类似于啮齿动物的活跃阶段。水和标准食品颗粒可用。经过两周的恢复，这确保了在金字塔神经元中充分表达ChR2，小鼠用于行为实验。
开放场 （OF） 是一个 50 厘米 x 50 厘米方形迷宫与喷砂 40 厘米高的墙壁。地面分为 16 个正方形，其中内部 4 表示中心。测量行为为：1） 在中心花费的时间，2） 中心条目数，以及 3） 移动的总距离。在这个实验中，有4个试验共20分钟。在试验1和试验3中，不发生光刺激，在试验2和4中，执行20 Hz刺激，光脉冲为5ms，光强度为473nm的1 mW（图2A）。在后来的试验中，考虑到了对测试区域的习性，但使用假注射控制动物表明习惯是如何表达的。
巴恩斯迷宫是一个学习和记忆的实验。这是一个直径为92厘米的圆形平台，周长周围有20个等距孔。其中19个孔是闭着的，在一个孔下，一个逃逸箱被呈现。连续4天，小鼠有4次训练试验，以了解逃生盒的位置。第5天， 逃生箱被移除，并测试老鼠需要多少时间才能找到正确的孔。测量行为为：1） 找到转义框/正确孔之前的时间，2） 目标访问和错误数，3） 距离移动至转义框。不同组中的光刺激在采集或巩固期间进行，这些时间发生在训练日 1-4 期间，或在测试日（即第 5 天）的检索期间（图 2D） 进行。
图2：光遗传学协议的行为实验。A） 具有相应光刺激协议的开场实验的示意图。 C） 使用相应的光刺激方案进行高架加迷宫实验的示意图绘制。 D） 巴恩斯迷宫实验的示意图与相应的光刺激协议。EPM：高架加迷宫;（国际）关于：BM：巴恩斯迷宫测试。这个数字已被修改从伯格201948。 请单击此处查看此图的较大版本。
对于光遗传学刺激，光强度和频率必须适应正在调查的光遗传学工具和神经元类型。应使用尽可能低的光强度，以避免对组织造成损害，因为一些研究表明，由于强光强度8，20，有可能的加热效果。对于 ChR2，20 Hz 的刺激与 5 ms 光脉冲通常用于2。由于 ChR2 非常敏感，因此 1 mW 的光强度就足够了。光刺激协议在光关闭和试验之间交替，直接测量行为变化。行为实验的外部空间条件应保持稳定，为整个动物群体。需要考虑的重要条件包括噪音（请记住设备本身可能会发出噪音）、气味（始终用乙醇清洁行为设置）、光强和实验者。实验者应该永远是同一个人。此外，一天中实验的时间对于一组动物来说应该相同，在设施中黑暗阶段开始几个小时后是首选。
本实验的目标是通过强烈激活兴奋的金字塔神经元来增加IL区域的激发/抑制（E/I）比。在这个特殊的皮层区域，E/I比率的增强已知会增加小鼠40，42，43，4440,42,43,的焦虑水平。
Protocol
机构动物研究设施和不来梅大学（#146）的"参议员·弗森沙夫特、格松德海特和韦尔布劳彻舒茨"批准了动物主体#146
1. 光学植入物的制备9 （图1C）
- 将陶瓷铁杉平放在长凳上。
- 用纤维剥离工具剥去直径为 200 μm 的玻璃纤维的涂层，用陶瓷纤维划片切割 2-3 厘米长的碎片。
- 将玻璃纤维放入陶瓷铁杉中，两侧均悬着玻璃纤维。
- 将一滴超级胶水放在陶瓷铁杉的平边，用注射管。
注意：可以在这里暂停协议。 - 将预植入从长凳上和陶瓷铁杉的圆形侧切出，用陶瓷纤维划片尽可能短地切割玻璃纤维。
- 将预植入放在铁杉抛光冰球上，在 4 种不同的抛光纸上抛光圆边，每张纸绘制 8 20 次（30 μm 砂砾、6 μm 砂砾、1 μm 砂砾，最后 0.02 μm 砂砾）。
- 将预植入从铁杉抛光冰球中拿出，将陶瓷铁杉平侧的玻璃纤维切割到植入所需的长度。开始测量突出超粘胶后面的长度。
- 对于均匀的切割表面，只需划伤玻璃纤维2-3次，然后打破它。
注：使用Paxinos和富兰克林45的小鼠大脑图集来计算植入物的长度。植入物必须直接在感兴趣区域上方结束，头骨的厚度应包含在长度计算中。为了刺激IL区域，玻璃纤维的长度为1.8毫米（图3）。
- 对于均匀的切割表面，只需划伤玻璃纤维2-3次，然后打破它。
图3：鼠标大脑图集（Paxinos和富兰克林），具有代表性的植入物长度，到达IL区域。请单击此处查看此图的较大版本。
- 用乙醇对成品植入物进行10分钟的消毒，并在植入前晾干。
2. 注射和植入
- 将一只老鼠运送到手术室并称重。使用氯胺酮/锡兰辛注射麻醉（氯胺酮0.12毫克/克，西拉辛0.01毫克/克）。
- 用左手固定鼠标，然后低着头打开它的背部。
- 用注射器瞄准腹部左下象限，进入皮肤下1厘米的注射管。
- 以缓慢而恒定的运动将麻醉注入腹腔。
- 将鼠标放回笼子，等待，直到它达到麻醉的深层状态。
注：麻醉的深度可以通过没有闪烁和趾趾之间的反射来决定。
- 将鼠标放在加热板上，将头部固定到立体定向框架中。固定鼻子和牙齿在前面，和两侧的耳朵。
注：头部必须直在左-右和左-孔轴上，以确保正确的立体定向坐标。 - 将镇痛药与2毫克/千克卡普罗芬皮下到小鼠的背部，并应用不透明的眼膏在两只眼睛，以保护他们干燥。
- 用湿纸巾润湿头皮上的头发，然后用剪刀剪掉。确保用湿纸巾去除所有松动的头发。要对头皮进行消毒，请使用棉棒，并服用0.5 mL含碘的药剂（贝塔索多纳100毫克/mL波维登碘和11毫克/mL碘），并让它空气干燥。
注：使用电动剪子代替剪刀，用于适当的脱毛。 - 用钳子把头皮举到感兴趣区域上方，沿着中线切割 1 厘米。用两个钳子把皮肤推到一边，露出头骨。确保也去除头骨上方的薄皮，让裸露的头骨干燥。
- 粗糙的头骨，供以后植入。
- 涂抹 2 mm x 2 mm 磷酸（37%）从头骨上的粘合剂包（例如 Optibond），用注射器的尖端分发，让它生效15 s。
- 用棉棒去除所有酸，用 1 mL 0.9% NaCl 冲洗头骨两次。
- 用棉棒和压缩空气擦干头骨。
注意：磷酸是危险的，必须完全去除以避免组织损伤。
- 计算单个坐标的 F 因子。
- 将玻璃罐放在立体教学框架中，并直接位于啤酒架上方。
- 归零坐标系，将玻璃罐移动到 lambda。
- 使用以下公式计算 F因子 46：
- 将 F 因子与鼠标大脑图集中的坐标相乘，以将其调整到单个鼠标。
- 在头骨上钻一个洞进行注射。
- 使用调整后的坐标查找头骨上直接位于利益结构上方的位置，并使用注射刀尖在骨骼表面上方刮擦它来标记它。
- 使用注射管在现场旋转管杆，在标记位置将孔钻入头骨。如果血液从毛刺孔中泄漏出来，用 1 mL 的 0.9% NaCl 冲洗，然后擦干头骨。
- 将病毒溶液放入玻璃罐中。
- 将 100 μL 的 0.9% NaCl 滴到头骨上，在上面放置一块半膜（1 厘米 x 1 厘米），无菌侧向上。
- 将1-2μL的病毒溶液放在副膜上，然后将玻璃罐的尖端放入其中。
- 将玻璃管连接到注射器，施加最小的负压，等待病毒溶液被罐管（在几秒钟内）接用。
注：在空气被吸进风管之前，必须停止施加负压。因此，病毒解决方案总会有少量残余。
- 将病毒解决方案注入感兴趣的区域。
- 将充满病毒的玻璃罐放在毛刺孔上方。
- 缓慢地将卡努拉放入毛刺孔中，当卡努拉的尖端位于头骨水平时，将 z 坐标归零。
- 小心地将卡管降至注射部位的最低位置。
- 将双筒望远镜聚焦在卡努拉病毒溶液的半月板。
- 对注射器施加少量正压，直到半月板稍微降低。
- 让病毒传播2-3分钟，然后将玻璃罐向上移动到下一个位置。
- 在感兴趣的区域每 200-300 μm 应用一次病毒解决方案。
- 非常缓慢地取出玻璃罐，并在最后一次注射后将其丢弃。
- 使用粘附套件（例如，OptibondTM FL）准备头骨进行植入。
- 用压缩空气擦干头骨。
- 应用5μL的底膏（例如，Optibond，1-30%（乙醇，硅酸，甘油磷脂，2-（2-（甲基丙烯基）乙酰）苯甲酸酯，2-羟基乙酰甲基丙烯酸酯），并让它干燥15 s。
- 用同一根棍子涂抹5μL的粘结（例如，Optibond，15-20%2-羟基甲基甲基丙烯酸酯=1-2%的Alkalihexafluorosilikat（Na），用紫外光（420-480nm）固化20 s。
注：头骨必须干燥，底像和粘结必须应用在非常薄的层中。
注意：不要直接看紫外线，因为紫外线可能会伤害眼睛。
- 将植入物直接放置到感兴趣区域上方。
- 将植入物固定到相应的支架中。
- 用压缩空气擦干头骨。
- 将玻璃纤维的尖端直接放在毛刺孔上方，然后小心地降低。
- 当剩余的超级胶水灯泡接触头骨时，停止降低植入物。不要对头骨施加压力！
注：如果注射和植入是在不同区域（例如，后向和海马） 完成的，在应用磷酸后钻出所有必要的孔，但在 2 组分粘附之前，请按照前面所述的说明操作（步骤 2.8-2.14）。
- 修复植入物。
- 检查头骨是否仍然完全干燥。
- 在植入物周围和周围区域涂抹液体牙科水泥（例如，Gradia 直接浮），用紫外线（420-480 nm）固化 20 s。
注：牙科水泥的量取决于自由头骨区域。整个头骨应该用牙科水泥覆盖。 - 应用两层水泥，完全填充自由和干燥的头骨区域。用紫外线（420-480 nm）固化每一层。
- 完成手术
- 将0.5克碘膏（贝塔索多纳100毫克/mL波维酮碘和11毫克/mL碘）应用于整个伤口。
- 将0.1 mL的葡萄糖溶解在0.9%NaCl皮下注射到颈部，快速恢复。
- 松开鼻子和耳朵固定，将鼠标放入一个新鲜的笼子，并放在加热灯下，以避免身体热量损失。
- 当鼠标醒来时，请把它带回设施。
- 每天至少检查一次其健康状况。如果小鼠出现任何不良体质，请采取适当行动（例如，如果小鼠出现任何疼痛迹象，则确保使用卡普罗芬进行术后镇痛长达 3 天）。
注：经过两周的恢复，小鼠可用于行为实验。
3. 设置新实验（例如 ChR2 刺激和开放场）
- 脉冲器
- 对脉冲器（例如Prizmatix）进行光刺激编程。
- 打开软件并选择插入光源的 USB COM 端口。
- 选择 选择操作模式 （3） | 在触发 HIGH 后执行脉冲序列，然后在 LOW 时停止，以允许外部软件控制光源。
- 编程光协议。对于具有 5 ms 光脉冲的 20 Hz 刺激：选择 TI = 23 ms，P1D = 5 ms，P1I = 22 ms 和 P2D = 0 ms。
- 按 "开始序列"。此状态将保留，直到实验完成。
注：脉冲器软件（Prizmatix脉冲器）必须在视频跟踪软件之前启动;否则视频跟踪软件将无法识别设备。
- 视频跟踪软件（例如，Ethovision XT）
- 从预定义的模板创建新实验。
- 打开软件，转到"文件 "，从" 模板"中选择"新"。选择 应用预定义的模板。
- 选择 实时跟踪 ，然后按"源" 并选择摄像机， 并确认连接的 Basler GenICam。
注：摄像机的实时图像现在将显示在右上角的窗口中。 - 按"下一步"并选择应记录的动物（啮齿动物、鼠标）。
- 按 "下 一步"并选择竞技场 模板"打开字段"，方形。选择区域模板中心 、边框、角，然后 使用"下一步 "进行确认。
- 确认 应使用"下 一步"跟踪的 1 个主题。
- 选择 中心点、鼻尖和尾基，并 确认与背景相比与"下一步"较暗 的动物颜色。
- 使用 Next 确认建议的 12.5 采样率，然后完成该步骤。
- 适当命名实验并选择要保存的位置。
- 定义实验设置。
- 转到设置和实验设置。选择中心点、鼻点和尾部基检测作为跟踪要素。
- 选择"使用试用控制硬件"并转到"设置"。
- 选择 Noldus USB-IO 框， 然后使用确定 进行确认。
- 在 已连接到 脉冲器设备的 TTL 端口上选择自定义硬件作为设备类型，然后使用"确定" 进行确认。
- 定义竞技场设置。
- 转到竞技场 设置并选择 竞技场 设置 1。
注：相机现在将自动打开背景图像。 - 使用抓取确认 图像。
- 通过更改预定义区域的大小，使其适应真实的竞技场。使用箭头和右侧的两个符号。如果某些区域是不必要的，请将其删除。
- 按 1。绘制"缩放"以校准 ，然后将一条线从迷宫的一个角落拉到另一个角落。输入实际距离的长度（以厘米表示）。
- 对其他轴重复。
- 转到竞技场 设置并选择 竞技场 设置 1。
- 测试光刺激是否正常工作。
- 转到竞技场 - 硬件映射并选择灰色栏上的"测试"。
- 选择命令 输出 1 高， 然后按 测试。
注：光纤的端端应有发光。选择输出1 低和测试时，刺激应停止。
- 定义 20 分钟实验的试验控制设置。设置试验 Off1， On1， Off2 和 On2 到每个 5 分钟长。
- 转到"试用控制设置"并选择"跟踪持续时间 30 分钟"。
- 通过选择"设置"将"条件：时间调整为 20Settings分钟并更改 30 到 20 分钟"来准备主规则。使用"确定"确认。
注：开始 轨道的条件 应该是 当主题在竞技场上2秒。这样，当鼠标进入竞技场时，系统将自动开始跟踪。 - 为光刺激创建子规则：转到结构，更多并选择子规则。
- 给它一个名字，如 光刺激协议。
- 将它放在主规则下方，然后通过使用鼠标课程选择蓝色区域来展开两个框。
- 转到条件，时间，并给它一个名字，像光在1。
- 调整条件满足5分钟后。使用"确定"确认。
- 将子规则的"规则 开始" 框直接放在子规则的"规则开始"框后面，将框拉到黑线。
- 转到 操作 | 自定义硬件 并命名它： 光 ON 1。
- 选择 "操作"以 执行 输出 1 高， 然后使用"确定" 进行确认。
- 将框直接放在"条件 "框 后面。
注：现在实验5分钟后，光刺激应该开始。 - 重复步骤以定义 5 分钟后的时间条件，并 执行输出 1 低的操作，以在 5 分钟后停止光线刺激。
- 再次重复这些步骤以编程另一个关灯和试灯。
- 转到 结构 |子规则引用 并检查引用是否属于正确的子规则。
- 选择"开始条件"作为"无延迟"，选择"停止条件"作为"每个启动条件执行一次"。使用"确定"确认。
- 将参考框放在操作框 1 和主要规则的条件框 2 之间，然后从操作 - 开始轨道到参考 绘制一 条线。
注意：现在主规则在启动轨道后直接启动子规则。
- 定义检测设置，向系统显示应跟踪的
- 转到"检测"设置并选择"检测设置 1"。
- 将测试鼠标放入竞技场并选择"自动设置"。
- 选择"啮齿动物"作为动物类型，并使用鼠标诅咒器在竞技场的鼠标周围绘制一个框。用"是"确认结果确定？
- 定义应跟踪的所有实验动物的试验列表。
- 转到试用 列表并计划 今天录制的所有动物：选择添加 试用版 并选择一个数字。
- 选择之前为每个鼠标定义的所有条件。
- 正确 命名动物 ID 和 治疗 ，以简化分析。
注：动物ID与系统无关，仅对实验者以后的数据分析很重要。治疗和控制组中的分组对于系统了解如何分组以及如何比较以后的分析步骤中的所有轨道非常重要。
- 转到 "获取 "，然后从实验开始。
- 从预定义的模板创建新实验。
4. 开放场实验（焦虑）
- 在实验前将实验鼠带到行为室，以确保适当的焦虑水平。
注：行为实验应在小鼠清醒时的黑暗阶段进行，并且始终在同一时间段，以确保可比性。 - 将鼠标通过套筒与光源连接，轻轻按压在笼子的网格上。
- 将它放入一个等待的笼子里，里面散落着新鲜的垃圾10分钟，以适应光电缆。
- 通过按下视频跟踪 软件中的 "开始"按钮（例如，Ethovision XT）开始获取。
- 将鼠标从等待的笼子转移到开放领域的左上角。在 2 秒内拆下手臂，以避免跟踪手臂而不是鼠标。
- 在实验过程中离开鼠标的视场，保持冷静。
- 20分钟后，实验完成后，将鼠标从迷宫中卸下，断开光缆，并将其放回家中的笼子中。
- 将鼠标带回设施。
5. 巴恩斯迷宫（学习）
- 在实验前1小时左右将所有实验鼠带进行为室。
- 通过关闭除一个洞之外的所有孔来准备巴恩斯迷宫，在其中放置一个逃生箱。在平台中间放置一堵纸箱墙，这是鼠标的起始区域。
- 将一只鼠标连接到两个植入物的光源（光电缆上的套筒）。
- 将鼠标直接放入巴恩斯迷宫的中间放入纸箱壁中，从而防止鼠标在实验开始前跑来跑去。
- 在 视频 跟踪软件中按"开始"（例如，Ethovision XT）并取出纸箱。
注：软件跟踪鼠标，直到到达正确的孔，但准备手动停止试用，以防软件无法识别孔过渡。 - 将鼠标从迷宫中取出，并移除与光电缆的连接。
注意：如果这是每只鼠标进行多次试验的训练日，请将鼠标放在行为室旁边的候诊室，直到下一次训练开始。如果这是测试日，每只鼠标只有一个测试试验，请将鼠标带回设施。
6. 数据分析（有4个可区分试验的开场数据示例）
- 视频跟踪软件（例如，Ethovision XT）
- 在数据配置文件中定义实验组和试验。
- 转到左侧的数据配置文件，然后选择"处理后"与"控制"。
- 转到 中间左侧 的新窗口中的嵌套，然后选择"试用 控制"状态。
- 从"元素操作：从" 开始轨道到元素操作 ：指示灯 将打开 1"中选择状态间隔。
- 将嵌套框放在"滤波箱 处理"和 相应结果框之间。
注：此定义的间隔为 Off1，它描述了实验前 2.5 分钟，其中不存在光刺激。 - 重复间隔 On1 的步骤（从元素 操作：灯光进入 1 到元素操作：指示灯熄出 1），Off2（从元素操作：指示灯熄出 1 到元素指示灯熄 下 2 步），On2（从元素操作：灯光进入 2 到元素操作 ：停止轨道）。
- 重复控制筛选器组的 4 个间隔。
注：每个嵌套框都需要自己的结果框，名称为 Off1、On1、Off2、On2。现在治疗组与对照组分为4种不同的光刺激试验，分别进行分析。
- 定义要在分析配置文件中分析的参数。
- 转到左侧的分析配置文件，然后选择"在区域中"。
- 选择"区域中的受 项变量"， 然后 选择"中心 作为区域"。
- 双击" 居中" 并选择任何选定的点，然后仅在 中心选择。
- 离开窗口之前，请转到"试用统计"，然后选择"频率、累积持续时间和延迟"。
- 添加已移动的"依赖变量距离"。
注：在组统计中，选择是使用标准误差还是标准偏差作为误差。使用此配置文件，中心、中心条目和移动总距离所花费的时间可用。
- 提取数据
- 转到"结果"并选择"统计信息"和"图表"。
- 按 " 计算"以查看分析的数据。
注：试验统计提供每只鼠标的信息，组统计分析两组的均值和误差，分为4个试验与相应的条形图。 - 按 "导出 "数据并选择试用统计和要保存的位置。
注：导出的数据保存为 Excel 文件，并包含每个鼠标的单个值。在此 Excel 文件中，动物 ID 有助于识别鼠标。 - 转到"热图可视化"并按"图热图"。
- 选择 右侧 的"试用"，查看每个鼠标和试用的单个热图。
- 右键单击鼠标，将热图导出为图像。
- 在数据配置文件中定义实验组和试验。
- 策划
- 在计算机上打开电子表格文件，计算每个测量条件和组中所有 4 个试验的度量和标准误差 （SEM）。
- 在统计程序中生成图形（例如，西格玛图）。
- 将方法和 SEM 复制到从电子表格文件的正确顺序复制到西格玛图。行必须包含 Off1、On1 等的数据，列包含试验、均值和 SEM 作为头。
- 选择所有三列，然后转到 创建图形。
- 选择" 条形 图"框并选择有错误的未分组条形（上行、第三框）。
- 使用" 完成 "确认以打开新的图形页面。
- 标记整个图形，然后转到" 主页"，选择 左侧的 "图形"框，然后按"导出 "。选择目标文件夹并选择 元文件 （*.wmf） 作为格式。
注意：.wmf 格式可以在以后的图形软件（如 CorelDraw）中处理。
- 计算获取数据的统计信息。
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Representative Results
该协议的目的是测量转基因小鼠在光遗传学实验中的行为变化。光遗传学操作是通过注射腺相关病毒载体完成的。在自由移动的小鼠中，通过直接在感兴趣区域上方植入光纤维，可以进行光刺激。
在图4中，介绍了光遗传学实验的结果。通过 ChR2 在 IL 区域强烈激活兴奋的金字塔神经元，增加了开放领域中与焦虑相关的行为。ChR2被注射到Nex-Cre小鼠的mPFC的IL区域，用于在金字塔神经元中表达（图4A）。在两次焦虑测试中，开放场（图4B，C）和新奇抑制喂养测试（图4F，G），ChR2受到蓝光的刺激，并激活金字塔神经元。作为对照组，另一组小鼠接受了荧光团tdTomato的注射，而不是ChR2（图4D，G）。在这样的实验中，焦虑被定义为避免更明亮的中心区域。老鼠表现出对开放区域的内在回避，因为它们对掠食者感到焦虑。
在开放场实验中，如图 4B所示，小鼠进行了4次试验，每次5分钟。在试验1和3中，没有进行光刺激（Off1，2），在试验2和4中，对20赫兹（5ms光脉冲）和1 mW强度（On1，2）进行蓝光刺激。热图显示，在实验组中，中心持续时间在"关闭"和"开"试验之间有所不同。在光线刺激期间，小鼠优先留在边境地区。控制动物也喜欢边界，但不会改变他们的行为在光刺激下。在 图4C中，实验组显示了开放场实验中的主要行为测量结果。如果数据通过夏皮罗-威尔克法比测试，则使用独立的双尾 t 检验进行统计。如果正态性测试失败，则曼-惠特尼-兰克总和测试用作非参数替代。对于这些类型的实验，选择小组内部比较来研究光刺激是否能够随着时间的推移直接改变焦虑行为，而与实验和控制动物的基线焦虑无关。在两次光刺激试验中，中心持续时间显著缩短，表明焦虑水平增加。移动的总距离未更改，表明运动行为未受影响。中心条目的数量有所增加，尽管没有显著增加。在 图 4D中，显示了控制组的数据。在任何分析的参数中，对照动物在"关闭"和"开"试验之间没有表现出任何行为变化，表明光刺激或植入没有引起观察到的效果。总之，这个测试显示，在通过ChR2对IL金字塔神经元进行光刺激时，焦虑增加。
在 图5中，未成功的光遗传学实验的数据显示了提升加迷宫。在图5A所示的"提升加 迷宫"实验中，小鼠完成了6次试验，每次3分钟。在试验1、3和5中，没有进行光刺激（Off1、Off2、Off3），在试验2、4和6中，对20赫兹（5ms光脉冲）和1 mW强度的蓝光刺激（On1，On2，On3）。在这些示范性结果中，光遗传学协议的长度和迷宫本身的构造并不适合转基因小鼠线。在 图5B中，可以看到，几只老鼠用后爪从迷宫中滑落，甚至摔倒。当这一切发生时，老鼠有第二次机会在一天后执行EPM。如果他们再次倒下，他们被排除在分析之外。当老鼠几次滑落，但设法留在迷宫，数据被正常分析。然而，数据必须非常仔细地解释，控制动物会越来越重要。Nex-Cre小鼠在狭窄的张开手臂上有运动困难。为了避免这种情况，高1厘米的小墙会帮助在迷宫的手臂上安全地抓住后爪。热图和图表都显示，实验鼠，以及对照小鼠，开始避免张开手臂从试验2（On1）上（图5C-E）。两组张开臂上的时间显著缩短，张臂条目也显著减少。分析实验组只获得的数据，涉及光刺激的较大公致效应，因为开放臂和开放臂入口的时间在 On1 试验中显著减少。然而，当比较这些数据与显示相同行为的控制组时，很明显，观察到的行为不是由光遗传学刺激所调解的，而是由于习惯迷宫而避免张开双臂。这些数据强调了适当的对照组的重要性，以区分通过光遗传学刺激调解的行为效应和可能的行为适应。此外，这些数据还揭示了正确调整实验设置以适应特定的慕斯线和实验问题的重要性。
为了验证和加强收集的行为数据，老鼠的大脑在上一个实验后被移除，以控制正确的注射和植入（图6）。大脑固定在4%的半甲醛中，从头骨上取出。大脑在30%蔗糖中脱水1-2天，然后冷冻切片。40 μm 厚的日冕脑片被洗涤，并安装在超roro 目标幻灯片上，其安装介质中含有 DAPI，会弄脏细胞核。这样可以识别日冕切片中的目标区域。YFP标签或tdTomato本身的荧光表示病毒注射的位置。在图 6B 中，介绍了左侧 ChR2-YFP 的示范注射点（黄色）和右侧的 tdTomato（红色）。借助一个模板，改编自Paxinos和富兰克林45小鼠大脑图集，IL区域可以识别。在两张幻灯片中，光遗传学工具在 IL 区域中表示，但也在相邻的大脑区域中表示。为了进行适当的解释，请咨询蓝光在脑组织中的传播8（图1D，E）。可以看到，蓝光将到达IL下方的DP区域，在光纤尖端（图1D中的蓝线）8时，其初始1 mW光强度的5%以下。此外，由于反散射47，少量光线可以向上进入 PrL 区域。因此，可以说，IL区域照明最强烈，但相邻区域，如DP和PrL区域也可能受到轻微刺激。因此，不保证IL细胞特异性刺激，应对邻近区域进行免疫组织化学分析，以检查PrL和DP细胞的活性是否通过光调制。在图6C中，另一个重要的控件显示：Nex-Cre鼠标线的特异性。通过抗体染色对两种细胞类型在IL区域，谷胱甘肽原理神经元和GABAergic内，可以看到，ChR2-YFP表达只发生在谷胱甘肽神经元，而不是与GABAergic的。
总之，我们的实验表明，在行为测试期间，光遗传学操作可以观察到焦虑相关行为的变化。通过对同一行为使用多个测试，可以得出一个可靠的结论。此外，免疫石化学分析证实了获得的数据。我们的实验表明，在半皮质中金字塔神经元的特定激活增加了某些测定中与焦虑相关的行为。
图4：IL金字塔神经元的光遗传学激活增加焦虑行为。实验期间的光刺激：473纳米、1 mW、20 Hz刺激。A） ChR2-YFP 或 tdTomato 的注射和植入部位的示意图绘制到 IL 中。在实验中，mPFC的IL区域的金字塔神经元被ChR2激活。 从Paxinos和富兰克林小鼠大脑图集改编的Saggital脑片，下垂：横向o，6.B）开放场迷宫与光刺激协议（20分钟与4x5分钟交替关闭和打开试验;左）和热图的示范ChR2注射（EXP）和tdTomato注射（CT）小鼠在实验的所有4个试验（右）。 B当受到蓝色激光的刺激时，EXP动物在 OF 的中心花费的时间更少。对于CT动物，在中心花费的时间在光关闭和开试之间没有区别。C） EXP 动物的分组数据，在 OF，n=11。当受到蓝光的刺激时，老鼠在 OF 中心花费的时间明显减少 （Off1 39.49±6.9 s， On1 19.87±4.47 s， Off2 28.13±8.55 s， On2 23.42±9.32 s， Off1： On1， t 检验， p = 0.033， *;关闭1：On2，MWRS，p=0，049，*）。移动的距离不受影响（Off1 2703.09±292.65 厘米，On1 3113.4.415 厘米±，关闭 2 3331.86 ±482.62 厘米，On2 3082.17±658，61 厘米）。中心条目的 # 会随着时间而减少，但无显著差异（关闭 1 22.36±3.78，On1 18.45±3.95，关闭 2 17.36±1.99，On2 13.27±2.64）。D） 在 OF、n=15 中对 CT 动物的分组数据。时间老鼠花在 OF 的中心， 移动的距离， 中心条目的 # 在光开和关闭试验之间不会改变 （中心关闭时间 116.73±2.65 s， On1 16.02±1.89 s， Off2 12.02±1.76 s， On2 13.04±2.58 s;距离关闭 1 3399.69±296.77 厘米，On1 3210.6±446.9 厘米，关闭 2 3030.28±513.83 厘米，On2 2955±617.7 厘米;中心条目的 # 关闭 114.2±1.98， On1 13.6±2.02， 关闭 2 10.8±1.88， On2 11.67±2.5）。CT小鼠的基线焦虑显著增加（Off1 EXP：CT，MWRS，p=0.005，**）。值为均值± S.E.M. * 表示显著差异 （p≤0.05），** 表示显著差异 （p≤0.01）。t 测试总是双尾， MWRS： 曼 - 惠特尼排名总和测试;IL：红外线皮层;BLA：巴索拉特拉尔杏仁核;DRN：后拉皮核;（国际）关于：CT：控制动物;EXP：实验动物;L：轻。这个数字已经修改了从Berg等人2019年，PLoS一号43和从伯格2019年48。请单击此处查看此图的较大版本。
图5：EPM实验未能显示Nex-Cre小鼠的行为效应。实验期间的光刺激：473纳米、1 mW、20 Hz刺激。 A） 带光刺激协议的升高加迷宫（18分钟，6x3分钟，交替关闭和开试验）。 B） 将"滑走"的小鼠的组数据包含在数据中，总计 n=23。Nex-Cre小鼠有用后爪从张开的手臂上滑落的倾向，与实验组无关（左）。在后来的分析中，只考虑了在迷宫中停留所有6项试验的小鼠。滑出在第一个 Off1 阶段是以后避免张臂的原因 （Off1 EXP 1.63±0.6， CT 2.2±0.79，Off2+3 EXP 0.125±0.125，CT 0±0，On1+2+3 EXP 0.625±0.26，CT 0.1±0.1）。饼图（右）显示老鼠在 18 分钟内从迷宫中坠落，为 42.42%。只有57.57%的人完成了实验。 C） 在实验的所有6个试验中，示范性EXP和CT小鼠的热图。两组在 Off1 试验后都显示开放臂持续时间的缩短。 D） EPM 中 EXP 动物的分组数据，n=12。前两次试验期间，在张开双臂上花费的时间显著减少，之后（Off1 73.91±12.22 s， On1 36.15±14.65 s， Off2 15.61±6.23 s， On2 19.49±7.51 s， Off3 9.36±4.44 s， On3 7.96±3.47 s. Off1， t 测试， p=0，041， *）.移动的距离不受影响（Off1 679.96±71.63 厘米，On1 712.24±112.82 厘米， Off2 717.49±97.39 厘米， On2 782.51±81.11 厘米， Off3 722.11±68.60 厘米， On3 663.90±106.57 厘米）。打开臂条目的数量从 Off1 显著减小到 On1，然后保持不变 （Off1 8.08±1.08， On 1 3.33±0.76， Off2 2.16±0.69， On2 2.91±1.09， Off3 1.73±0.75， On3 1.73±0.66.Off1：On1，t 检验，p=0.002，**）。在 EPM 中心花费的时间沿试验减少，但从"关"到"在试验"（Off1 41.71±5.34 s） 没有显著差异， On 1 31.2±4.59 s， Off2 19.8±3.44 s， On2 24.49±3.38 s， Off3 20.37±4.77 s， On3 18.85±4.07 s）. E） EPM 中 CT 动物的组数据，n=11。CT 数据显示与 EXP 数据相同的显著减少，表明实验无法正常工作（张臂关闭时间 1 86.92± 12.74 s，On1 33.78±14.38 s， 关闭 2 18.01±11.61 s， On2 16.41±9.61 s， 关闭 3 11.36±4.01 s， On3 5.43±2.07 s. Off1： On1， MWRS， p=0.009， **;距离关闭 1 705.11±88.36 厘米，On1 789.45±77.53 厘米， 关闭 2 724.74±80.49 厘米， On2 676.57±111.99 厘米， Off3 716.99±132.47 厘米， On3 663.03±132.46 厘米;打开臂条目关闭 1 7.09±1， On1 3.72±1.17， Off2 1.45±0.47， On2 1.36±0.58， Off3 0.91±0.43， Off3 1.64±0.59.关闭1：On1，MWRS，p=0.01，*;时间花费在中心关闭1 35.89 s， On1 29.25±3.96 s， Off2 22.17±3.58 s， On2 15.9±2.57 s， Off3 13.86±4.2 s， On3 16.89±5.75 s）.值为平均值± S.E.M. * 表示显著差异 （p≤0.05），** 表示显著差异 （p≤0.01）。t 测试总是双尾的，MWRS：曼-惠特尼排名总和测试;EPM：高架加迷宫;CT：控制动物;EXP：实验动物;OA：张开双臂。这个数字已经修改了从Berg等人2019年，PLoS一号43 和从伯格2019年48。 请单击此处查看此图的较大版本。
图6：在IL和Nex-Cre特异性中 CHR2 和 tdTomato 的喷射侧。A） AP = 1.66 mm，mL 0.3 mm，DV-1.8 mm，单方注射和植入（改编自小鼠脑图集、Paxinos 和富兰克林、布雷格玛 =1.54 mm）的日冕脑片上的植入部位的示意图绘制。 B） ChR2-YFP（左，黄色）和tdTomato（右，红色）的模范注射部位与Nex-Cre小鼠的DAPI染色细胞核（蓝色）合并。比例杆 1 毫米。内集显示 IL 区域的高放大率。比例杆 150 μm。白框表示内集的位置。C） 上行：与 CamKII 染色的 Nex-Cre 小鼠的左 IL 区域的共和图像，作为谷胱甘肽神经元（蓝色）的标记，以及 ChR2-YFP（黄色）或 Gad67 作为 Nex-Cre 小鼠的 GABAergic 神经元（绿色）的标记。下排：ChR2-YFP（黄色）与CamKII（左，蓝色）的结肠化，但不是与Gad67（右，绿色），显示Nex-Cre小鼠的谷胱甘肽神经元的特异性。比例杆 50 μm。PrL：前额皮层;IL：红外线皮层;DP： 后皮皮层。这个数字已经修改了从Berg等人2019年，PLoS一号43 和从伯格2019年48。 请单击此处查看此图的较大版本。
Discussion
近十年来，使用光来操纵神经元信号一直是人们的首选方法。自2005年以来，关于开发新光遗传学工具的文章数量有,,,,,,4、6、8、14、49、50、51，以及利用这些工具研究脑回路49,50,518,14的研究21、23、40、43、52，数量急剧增加。43,5262340一方面，随着注射光遗传学工具、植入变异、转基因小鼠线和行为实验的多样性，实验的可能性是多方面的和无限的。另一方面，在选择实验条件时出现缺陷的可能性非常大，实验非常具体，往往难以与其他研究比较。
关键步骤
此协议的一个重要关键步骤是适当的规划。光遗传学工具的选择应与科学问题相匹配。是否只需要操作神经元或突触的整体活动？然后商业提供的工具，如ChR2 21，25，27和21,25,27拱门37是一个不错的选择。但除此之外，如果一个特殊的神经递质系统，甚至一个单一的受体纵，一个单独的受体幻想往往是更好的选择,3 ， 6 。几个受体与GPCRs的嵌合，所谓的Opo-XRs，和生产他们的指南已经可用4,4，50。除了选择光遗传学工具外，鼠标线与行为实验相结合也至关重要。不同的背景菌株，例如C57Bl/6和BALB/cByJ，在某些方面显示不同的行为表型53，54。53,54C57Bl/6小鼠的基线焦虑程度较低，可用于致焦虑性操作，而BALB/cByJ则表现出较高的焦虑水平，因此对抗焦虑药物更敏感。此外，这些背景菌株的转基因变异也可能在他们的表型48中有所不同。随着特定启动子与光遗传学工具和转基因小鼠线的适当组合，几乎每一个所需的细胞群体都可以成为目标。
手术过程中的关键步骤是瞄准正确的位置。在小鼠大脑图集的帮助下，可以建立前后轴和中侧轴的适当坐标，并可建立结构深度45。在现实中，每个头骨的形态和大小略有不同。因此，F因子46 调整立体定向坐标是非常重要的，在立体定向手术过程中正确的鼻子和耳朵固定也非常重要。如果鼠标头倾斜，注射管将不能瞄准所需的感兴趣区域。
此外，注射管的直径也至关重要。如果它太小，没有病毒可以释放到组织，如果它太宽，卡努拉将泄漏病毒溶液的方式到感兴趣的区域。如果植入的光纤直接在目标区域上方终止，则上述皮层区域中的病毒表达并不重要。但是，如果植入物被放置在其他区域之上以刺激轴孔端子，上皮层区域的轴子也会被光激活并伪造获得的数据。例如：IL区域和前利（PrL）区域都项目到基底杏仁核55，56，但有完全不同的功能55,和作用，在调制焦虑26，57。,57如果植入物被放置在杏仁核上方，以激活来自IL区域的轴孔端子，并在注射过程中病毒溶液也被放置在PrL由于注射管的错误，也激活轴孔终端从PrL的风险非常高。
在准备头骨固定植入物时，底的是底盖和粘结的稀疏使用对于可靠和持久的固定至关重要。如果 2 组分粘附系统没有薄应用，牙科水泥可能会在几天或几周后从头骨中分离出来。此外，在固定植入物之前，头骨必须完全干燥，否则水泥无法正确附着在头骨上。
此协议的行为部分也存在关键步骤。首先，迷宫的建设是非常重要的。在每个行为设置中，关于大小和形式的文献中都存在几个变种，以及程序本身58、59、60。,59,60选择使数据具有可比性和可重复性的变体非常重要。此外，使用鼠标线的特殊要求应考虑到43，48。43,在EPM的代表性数据中，可以看到几只Nex-Cre小鼠从迷宫中摔下来或滑落数次（图2b）。对于这些老鼠来说，一个在张开双臂周围有小墙的迷宫是更好的选择。
其次，保持所有外部房间条件不变至关重要，否则不同群体的小鼠将一点也不可比。在这方面，选择实验时间作为实验设置空置且实验者始终存在的时间非常重要。此外，还应考虑建筑物内的事件，如建筑工程、测试任何系统（火警）或鼠标设施的清洁日，以避免对获得的数据造成干扰。
最后，处理和住房条件对于行为实验至关重要。进行植入时，由于其他小鼠有受伤的风险，需要单一安置小鼠。为了确保组之间的良好可比性和一组内的错误率较低，每只鼠标都需要具有相同的保持架大小和富集。对于焦虑相关的实验，单壳有一些优点，因为单体安置的雄性小鼠表现出较低的基线焦虑水平，较少的变异，他们的焦虑水平，和较少抑郁症状的症状15，16。,16由于小鼠之间的等级关系，雄性小鼠的焦虑程度可能大相径庭。除了外壳，持续和平等处理所有小鼠和组也很重要。抓住鼠标连接植入物上的光纤维是非常紧张的。因此，此过程对于每只鼠标必须相同，这意味着相同的技术和相同的实验者。此外，在等候的笼子里，这是为了平息鼠标从紧张的连接程序，也需要有同等的条件，在持续时间，垃圾和位置迷宫。鼠标设施内的处理对于以后的行为性能也至关重要。实验和控制动物不应该在不同的日子或由不同的人清洗，因为这也对老鼠有压力。此外，清洁日不应是实验日，以避免行为差异。
故障 排除
在协议期间可能会出现几个问题。例如，在立体定向手术期间在头骨中钻一个整体可能会损害血管。通常，发生强出血，特别是在布雷格玛和羔羊之间。如果发生这种情况，不要试图用棉棒止血，因为它们往往延长更多的出血出容器，因为他们的吸收性，而是直接冲洗与NaCl。
病毒溶液的压力注入也可能发生。在这种情况下，可能是从毛刺孔或脑组织的疤痕，准膜堵塞了管尖。在这种情况下，在不改变 x 轴或 y 轴的情况下慢慢取出管黄，并使用钳子取出刀尖前部的 1-2 mm。在再次降低管头之前，通过施加少量压力来测试功能，看看病毒是否从管尖中出来。为避免便秘，请以恒定的速度降低卡努拉，直到达到注射侧最深的深度时，不要停止运动。如果去除太多的管尖，直径太大，管杆将损坏组织，同时应用病毒的风险将增加。因此，请确保仅小心地拆下尖端堵塞的部分。
在行为实验中，在视频跟踪软件（例如，Ethovision XT）中设置实验可能会导致问题。例如，如果光输出不能正常工作，这可能是由于几个原因。在打开 Ethovision XT 之前，脉冲器必须打开、编程和启动。需要在"实验设置"（步骤 3.2.2.4）中正确选择硬件。如果选择了错误的 IO-Box 或"服装硬件"以外的任何内容，则由 Ethovision 无法控制 Pulser 设备。如果光输出测试成功，但"试用控制设置"中的编程光协议在采集期间不起作用，则子规则或子规则引用可能定位不正确或条件和操作不清楚。例如：引用是否属于正确的子规则？引用是否编程正确（例如，执行子规则有多频繁）？
此外，在"检测设置"期间，动物可能会受到充分跟踪，但在采集过程中，可能会发现未发现动物的样本。在这种情况下，请检查实验室的照明是否已更改，或者是否出现迷宫中不需要的阴影。迷宫的整个底部必须具有相同的颜色，因为设置将仅适用于一个特定的组合。如果出于任何原因无法避免不同的底部颜色或阴影，请定义迷宫最黑暗部分的检测设置。
要在获取第一批动物后更改任何设置，请勿在已使用设置中应用这些更改。复制它们以调整它们。这也意味着已记录的审判不再对数据分析有效。在这种情况下，使用原始设置记录此实验组的所有动物，然后创建一个新的实验，其中录制的视频进行分析，而不是实时跟踪。在这个"从视频"实验中，几个设置可用于分析，而不会丢失动物之间的可比性，甚至数据。
限制和未来应用
这种在自由移动的动物中用光遗传学操纵行为的方法还包括局限性。在手术过程中，两个植入物的接近受到限制。对于双植入，两个植入物之间的距离必须最小为装置的宽度才能容纳植入物。该装置需要将第二个植入物降低到毛刺孔中，而第一个植入物已经固定。解决这个解决方案可能是一个角度植入，其中玻璃纤维的尖端可以非常接近，而头骨上方的陶瓷铁杉有更大的距离23，55，56，57，62，63。23,55,56,57,62,63角度植入的缺点是光线扩散。当纤维尖端倾斜而不是从直上方时，刺激区域是不同的。在两个目标区域接近的情况下，需要考虑光刺激的改变位置。
在行为实验中，迷宫的构造可能会干扰与动物相连的光缆。一些行为测试，如浅暗框，包含一个室内区域64，65，和其他迷宫包含隔间，鼠标需要进入。64,65无法使用此设置执行此类实验。或者，无线系统可能是一个选项22，26，66。22,26,66但幸运的是，一些迷宫，如巴恩斯迷宫，可以安排这样的方式，老鼠能够进入相关的隔间67。
除了那些有封闭区域，迷宫太宽也会引起问题。迷宫区域越大，电缆越长，才能让动物进入迷宫中的每一个位置。必须注意，动物不能踩到电缆或抓住它，咬它。其解决方案可能是将冗余电缆卷起来的构造。缺点是展开电缆的阻力对于鼠标来说很难。这种解决方案更适合老鼠。另一种可能的选择是提前进行光刺激，而不是在实验期间，当然，这只有在因光刺激而产生长期影响的情况下才可行。
与现有/替代方法的比较
替代方法是在行为8、18期间进行化学或电刺激。化学激动剂或拮抗剂能够通过特定的受体激活或沉默神经元，也可以操纵单神经递质系统38，68。38,一方面，受体特异性是相当高的化学品，因为特定的激动剂或拮抗剂只激活某些受体39。另一方面，同一神经递质组受体亚型的特异性往往不足。大多数化学物质结合到至少两个子类型，具有不同的概率69。此外，只要具有相同的受体类型，化学物质就不能区分神经元细胞类型。除此之外，与光遗传学相比，时间和空间分辨率对于化学操作来说很差。激动剂或拮抗剂通常口头施用35或通过全身注射57，70。57,70如果这种化学物质的输液直接在脑组织中进行，效果看起来比口服应用快，但时间尺度仍然比光刺激慢。由于施用的化学物质在大脑中扩散，并不特定于神经元类型或大脑区域，因此不可能操纵特定的脑回路。
电刺激比化学刺激9，14具有更高的时间分辨率。神经元组织内的扩散小于化学刺激，空间分辨率优于化学刺激。然而，电刺激缺乏具体解决不同神经元细胞类型或受体类型的可能性，因为靠近电极的每个神经元都会对电刺激作出反应。
自由移动小鼠行为的替代方法是例如脑切片中的电生理记录，其中单个神经元或轴突可以用光遗传学进行调节，通过记录电极6，71,来测量引出的效果。体外实验提供了研究光遗传学刺激的分子和细胞基础的可能性，但有其局限性，即缺乏来自其他大脑区域的内在连接和输入。另一种选择是将光遗传学与多光子成像1，72,结合使用。在这种情况下，小鼠的头部固定，可以麻醉或清醒，以解决简单的任务。
为了进行成功的光遗传学实验，现在有各种各样的工具和应用。光遗传学工具的选择和行为设置对于回答特定的研究问题至关重要。如果选择工具和实验的是正确的组合，光遗传学允许对具有高时空分辨率的神经元回路进行前所未有的深入研究。这将有助于了解和发展新的精神疾病和认知治疗策略。
Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
非常感谢克劳斯-阿明·纳夫教授和桑德拉·戈培尔博士（德国戈廷根实验医学研究所）为Nex-Cre小鼠提供友好服务。此外，我们感谢我们的视频团队尤努斯·迪基奇和鲁本·维斯纳为这篇文章录制和处理JoVE视频。此外，非常感谢克里斯汀·克劳森的画外音和金伯利·安妮去校对手稿。
研究结果在波鸿鲁尔大学获得，录像在不来梅大学录制。
这项工作由德国福特公司（DFG，德国研究基金会）资助 - Projektnummer 122679504 - SFB 874 和 DFG MA 4692/3-2。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ketamin | Sigma-Aldrich | K2753-64 | Anestasia |
| 20 % Glucose | AlleMan Pharma | Injection s.c. for fast recovery | |
| Behavioral mazes | Costum made | Measure anxiety | |
| Bepanthen | Bayer | Ophthalmic oinment | |
| Betaisodona | Monodipharma | Sterilant containing iodine | |
| Betaisodona | Monodipharma | Iodine oinment | |
| Binocular | Olympus | SZ52, 110AL0.62x WD160 | Surgery |
| Ceramic ferrules | Thorlabs | CFLC230-10 | Implant |
| Ceramic Fiber Scribe | Thorlabs | CSW12.5 | Cutting of the glass fiber |
| Channelrhodopsin2-YFP virus | Penn Vector Core | Addgene 20298 | Optogenetic tool |
| Compressed air | Kontakt Chemie | Druckluft 67 | Drying of the skull |
| Coordinate system | Stoelting | Stereotactic coordinates for the surgery | |
| Correl Draw | Graphical software version 13 | ||
| Cryoslicer | MICROM | HM500OM | Production of brain slices for staining |
| Ethovision XT 14 | Noldus | Software for behavioral tracking | |
| Exel | Statistical Software | ||
| Ferrule Polishing Puck | Thorlabs | D50-F | Polishing implants round side |
| Fiber Patch Cord dual | Prizmatix | Optogenetics-Fiber 500, 1,20 m, Ferrule core 1,25 mm | Cables, which are connected with the two implants of a bilateral implantation |
| Fiber Patch Cord single | Prizmatix | Optogenetics-Fiber 500, 1,20 m, Ferrule core 1,25 mm | Cable, which is connected with the implant via a sleeve |
| Fiber Stripping Tool | Thorlabs | T06S13 | Stripping glass fiber for implant |
| Filter paper | VWR European | 516-0300 | Cut into pieces for the Novelty-Suppressed Feeding test |
| Food pellets | Mühle Levers | Höveler Nagerfutter | Nutrition for the mice |
| Glass pipettes | Harvard Apparatus | GC150-10 | Injection pipettes |
| Gradia direct-Flo | Henry Schein | 103322 | Fluid dental cementum |
| Heating lamp | efbe-Schott/Phillips | R95E | Prevent the mice from cooling after the surgery |
| Heating plate | Stoelting | Integrated into coordinate system | |
| Injection canula | Braun | 100 Sterican, 0,4 x 20 mm, Gr. 20 | All injections and to bore hole into the skull |
| Litter | T 1350 | Grounding for the Novelty-Supressed Feeding test | |
| Mouse cages | Zoonlab | 405 cm^2 | Single housing for experiments |
| Optibond FL | Kerr | 26684E | Preparation of the skull for implantation |
| Optical glass fiber | Thorlabs | FT200EMT | Light fiber for implant |
| Optogenetics-LED.STSI | Prizmatix | Optogenetic toolbox for light stimulation during behavioral experiments | |
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | 16005-1KG-R | Perfusion of mice to remove the brains |
| Polishing sheet 0.02 µm grit | Thorlabs | LFCF | Polishing implants round side |
| Polishing sheet 1 µm grit | Thorlabs | LF1D | Polishing implants round side |
| Polishing sheet 30 µm grit | Thorlabs | LF30D | Polishing implants round side |
| Polishing sheet 6 µm grit | Thorlabs | LF6D | Polishing implants round side |
| Pulser Software | Prizmatix | Software for light device control | |
| Rimadyl-Carprofen | Zoetis | Analgesia | |
| Sigma Plot | Software for statistics | ||
| Sleeve | Thorlabs | FT200EMT | Connection of implant and light cable |
| SodiumCloride (NaCl) | Braun | 3570410 | Rinsing of the skull |
| Superglue | Pattex Henkel | To Fix the glass fiber in the ferrule | |
| td-Tomato virus | Penn Vector Core | Addgene 51503 | Optogenetic tool |
| UV light | KoQGHJ | wireless, 1200 mW/cm^2 | Polymeration lamp for dental cementum |
| Xylavet-Xylazin | cp pharma | Anesthesia |
References
- Chow, B. Y., et al. High-performance genetically targetable optical neural silencing by light-driven proton pumps. Nature Letters. 463, 98-102 (2010).
- Zhao, S., et al. Cell type-specific channelrhodopsin-2 transgenic mice for optogenetic dissection of neural circuitry function. Nature Methods. 8, 745-752 (2011).
- Spoida, K., Masseck, O. A., Deneris, E. S., Herlitze, S. Gq/5-HT2c receptor signals activate a local GABAergic inhibitory feedback circuit to modulate serotonergic firing and anxiety in mice. Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America. 111, 6479-6484 (2014).
- Kleinlogel, S. Optogenetic user's guide to Opto-GPCRs modified GPCRs. Frontiers in Bioscience. 21, 794-805 (2016).
- Mahn, M., Prigge, M., Ron, S., Levy, R., Yizhar, O. Biophysical constraints of optogenetic inhibition at presynaptic terminals. Nature Neuroscience. 19, 554-556 (2016).
- Masseck, O. A., et al. Vertebrate Cone Opsins Enable Sustained and Highly Sensitive Rapid Control of Gi/o Signaling in Anxiety Circuitry. Neuron. 81, 1263-1273 (2014).
- Oh, E., Maejima, T., Liu, C., Deneris, E., Herlitze, S. Substitution of 5-HT 1A Receptor signaling by a light-activated G protein-coupled receptor. Journal of Biological Chemistry. 285, 30825-30836 (2010).
- Yizhar, O., Fenno, L. E., Davidson, T. J., Mogri, M., Deisseroth, K. Optogenetics in Neural Systems. Neuron Primer. 71, 9-34 (2011).
- Masseck, O. A. A Guide to Optogenetic Applications, With special Focus on Behavioral and In Vivo Electrophysiological Experiments. HandboOk of In Vivo Neural Plasticity Techniques - A Systems Neuroscheince Approach to the Neural Basis of Memory and Cognition. Manahan-Vaughan, D. , Academic Press. 557 (2019).
- Goebbels, S., et al. Genetic Targeting of Principal Neurons in Neocortex and Hippocampus of NEX-Cre Mice. Genesis. , 611-621 (2006).
- Yang, Y. S., Hughes, T. E. Cre Stoplight: A red/green fluorescent reporter of Cre recombinase expression in living cells. Biotechniques. 31, 1036-1041 (2001).
- Schnütgen, F., et al. A directional strategy for monitoring Cre-mediated recombination at the cellular level in the mouse. Nature Biotechnology. 21, 562-565 (2003).
- Taniguchi, H., et al. A Resource of Cre Driver Lines for Genetic Targeting of GABAergic Neurons in Cerebral Cortex. Neuron. 71, 995-1013 (2011).
- Deisseroth, K. Optogenetics. Nature Methods. 8, 268-273 (2011).
- Palanza, P., Gioiosa, L., Parmigiani, S. Social stress in mice: Gender differences and effects of estrous cycle and social dominance. Physiology and Behavior. 73, 411-420 (2001).
- Karolewicz, B., Paul, I. A. Group housing of mice increases immobility and antidepressant sensitivity in the forced swim and tail suspension tests. European Journal of Pharmacology. 415, 197-201 (2001).
- Masseck, O. A., Rubelowski, J. M., Spoida, K., Herlitze, S. Light- and drug-activated G-protein-coupled receptors to control intracellular signalling. Experimental Physiology. 96, 51-56 (2011).
- Aravanis, A. M., et al. An optical neural interface: in vivo control of rodent motor cortex with integrated fiberoptic and optogenetic technology. Journal of Neural Engineering. 4, (2007).
- Zhang, F., et al. Multimodal fast optical interrogation of neural circuitry. Nature Article. 446, 633-639 (2007).
- Owen, S. F., Liu, M. H., Kreitzer, A. C. Thermal constraints on in vivo optogenetic manipulations. Nature Neuroscience. 22, 1061-1065 (2019).
- Hare, B. D., et al. Optogenetic stimulation of medial prefrontal cortex Drd1 neurons produces rapid and long-lasting antidepressant effects. Nature Communication. 10, 1-12 (2019).
- Allsop, S. A., Vander Weele, C. M., Wichmann, R., Tye, K. M. Optogenetic insights on the relationship between anxiety-related behaviors and social deficits. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 8, 1-14 (2014).
- Fuchikami, M., et al. Optogenetic stimulation of infralimbic PFC reproduces ketamine's rapid and sustained antidepressant actions. Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America. 112, 8106-8111 (2015).
- Correia, P. A., et al. Transient inhibition and long-term facilitation of locomotion by phasic optogenetic activation of serotonin neurons. Elife. 6, 1-26 (2017).
- Felix-Ortiz, A. C., Burgos-Robles, A., Bhagat, N. D., Leppla, C. A., Tye, K. M. Bidirectional modulation of anxiety-related and social behaviors by amygdala projections to the medial prefrontal cortex. Neuroscience. 321, 197-209 (2016).
- Marek, R., Xu, L., Sullivan, R. K. P., Sah, P. Excitatory connections between the prelimbic and infralimbic medial prefrontal cortex show a role for the prelimbic cortex in fear extinction. Nature Brief Communication. , (2018).
- Parfitt, G. M., et al. Bidirectional Control of Anxiety-Related Behaviors in Mice: Role of Inputs Arising from the Ventral Hippocampus to the Lateral Septum and Medial Prefrontal Cortex. Neuropsychopharmacology. 42, 1715-1728 (2017).
- Bandelow, B., Michaelis, S. Epidemiology of anxiety disorders in the 21st century. Dialogues in Clinical Neuroscience. 17, 327-335 (2015).
- Kessler, R. C., et al. Lifetime Prevalence and Age-of-Onset Distributions of DSM-IV Disorders in the National Comorbidity Survey Replication. Archives of General Psychiatry. 62, 593-602 (2005).
- Kessler, R. C., Petukhova, M., Sampson, N. A., Zaslavsky, A. M., Wittchen, H. U. Twelve-month and lifetime prevalence and lifetime morbid risk of anxiety and mood disorders in the United States. International Journal of Methods Psychiatric Research. 21, 169-184 (2014).
- Andlin-Sobocki, P., Wittchen, H. U. Cost of anxiety disorders in Europe. European Journal of Neurology. 12, 39-44 (2005).
- Forster, G. L., Novick, A. M., Scholl, J. L., Wall, M. J. The Role of the Amygdala in Anxiety Disorders. Intech. , 61-102 (2012).
- Liberzon, I. Neural circuits in anxiety and stress disorders a focused review. Therapeutics and Clinical Risk Management. 11, 115-126 (2015).
- Sylvers, P., Lilienfeld, S. O., LaPrairie, J. L. Differences between trait fear and trait anxiety: Implications for psychopathology. Clinical Psychology Review. 31, 122-137 (2011).
- Daws, L. C., Koek, W., Mitchell, N. C. Revisiting Serotonin Reuptake Inhibitors and the Therapeutic Potential of 'Uptake-2' in Psychiatric Disorders. ACS Chemical Neuroscience. 4, 16-21 (2013).
- Felix-Ortiz, A. C., et al. BLA to vHPC inputs modulate anxiety-related behaviors. Neuron Report. 79, 658-664 (2013).
- Padilla-Coreano, N., et al. Direct Ventral Hippocampal-Prefrontal Input Is Required for Anxiety-Related Neural Activity and Behavior. Neuron Article. 89, 857-866 (2016).
- Lisboa, S. F., Stecchini, M. F., Corrêa, F. M. A., Guimarães, F. S., Resstel, L. B. M. Different role of the ventral medial prefrontal cortex on modulation of innate and associative learned fear. Neuroscience. 171, 760-768 (2010).
- Bi, L. L., et al. Enhanced excitability in the infralimbic cortex produces anxiety-like behaviors. Neuropharmacology. 72, 148-156 (2013).
- Yizhar, O., et al. Neocortical excitation/inhibition balance in information processing and social dysfunction. Nature Article. 477, 171-178 (2011).
- Goebbels, S., et al. Genetic Targeting of Principal Neurons in Neocortex and Hippocampus of NEX-Cre Mice. Genesis. 44, 611-621 (2006).
- Rubenstein, J. L. R., Merzenich, M. M. Model of autism: increased ratio of excitation/ inhibition in key neural systems. Genes, Brain and Behavior. 2, 255-267 (2003).
- Berg, L., Eckardt, J., A, M. O. Enhanced activity of pyramidal neurons in the infralimbic cortex drives anxiety behavior. PLoS One. 14, 1-19 (2019).
- Meunier, C. N. J., Amar, M., Lanfumey, L., Hamon, M., Fossier, P. 5-HT1A receptors direct the orientation of plasticity in layer 5 pyramidal neurons of the mouse prefrontal cortex. Neuropharmacology. 71, 37-45 (2013).
- Paxinos, G., Franklin, K. B. J., Paxinos, G., Franklin, K. B. J., Paxinos, G., Franklin, K. B. J. Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. 2, Academic Press. (2004).
- Gore, B. B., Soden, M. E., Zweifel, L. S. Manipulating gene expression in projection-specific neuronal populations using combinatorial viral approaches. Current Protocols in Neuroscience. 435, 1-6 (2014).
- Stujenske, J. M., Spellman, T., Gordon, J. A. Modeling the Spatiotemporal Dynamics of Light and Heat Propagation for InVivo Optogenetics. Cell Report. 12, 525-534 (2015).
- Berg, L. Imbalance of excitation and inhibition within the prefrontal cortex supports anxiety behavior. Ruhr-University Bochum. , Doctoral dissertation (2019).
- Boyden, E. S. A history of optogenetics: The development of tools for controlling brain circuits with light. F1000 Biology Reports. 3, 1-12 (2011).
- Airan, R. D., Thompson, K. R., Fenno, L. E., Bernstein, H., Deisseroth, K. Temporally precise in vivo control of intracellular signalling. Nature. 458, 1025-1029 (2009).
- Sparta, D. R., et al. Construction of implantable optical fibers for long-term optogenetic manipulation of neural circuits. Nature Protocol. 7, 12-23 (2012).
- Covington, H. E., et al. Antidepressant Effect of Optogenetic Stimulation of the Medial Prefrontal Cortex. Journal of Neuroscience. 30, 16082-16090 (2010).
- Lepicard, E. M., Joubert, C., Hagneau, I., Perez-Diaz, F., Chapouthier, G. Differences in anxiety-related behavior and response to diazepam in BALB/cByJ and C57BL/6J strains of mice. Pharmacology, Biochemistry and Behavior. 67, 739-748 (2000).
- Schmidt, M. V., Müller, M. B. Animal models of anxiety. Elsevier. 3, 369-374 (2006).
- Cho, J. H., Deisseroth, K., Bolshakov, V. Y. Synaptic Encoding of Fear Extinction in mPFC-amygdala Circuits. Neuron Article. 80, 1491-1507 (2013).
- Adhikari, A., et al. Basomedial amygdala mediates top-down control of anxiety and fear. Nature. 527, 179-185 (2015).
- Suzuki, S., et al. The infralimbic and prelimbic medial prefrontal cortices have differential functions in the expression of anxiety-like behaviors in mice. Behavioural Brain Research. 304, 120-124 (2016).
- Carola, V., D'Olimpio, F., Brunamonti, E., Mangia, F., Renzi, P. Evaluation of the elevated plus-maze and open-field tests for the assessment of anxiety-related behaviour in inbred mice. Behavioural Brain Research. 134, 49-57 (2002).
- Prut, L., Belzung, C. The open field as a paradigm to measure the effects of drugs on anxiety-like behaviors: A review. European Journal of Pharmacology. 463, 3-33 (2003).
- Tye, K. M., et al. Amygdala circuitry mediating reversible and bidirectional control of anxiety. Nature Letter. 471, 358-362 (2011).
- Bouwknecht, J. A., et al. Differential effects of exposure to low-light or high-light open-field on anxiety-related behaviors: Relationship to c-Fos expression in serotonergic and non-serotonergic neurons in the dorsal raphe nucleus. Brain Research Bulletin. 72, 32-43 (2007).
- Overstreet, D. H., Knapp, D. J., Angel, R. A., Navarro, M., Breese, G. R. Reduction in repeated ethanol-withdrawal-induced anxiety-like behavior by site-selective injections of 5-HT1A and 5-HT2C ligands. Psychopharmacology. 187, Berlin. 1-12 (2006).
- Takahashi, A., et al. Glutamate Input in the Dorsal Raphe Nucleus As a Determinant of Escalated Aggression in Male Mice. Journal of Neuroscience. 35, 6452-6463 (2015).
- Klemenhagen, K. C., Gordon, J. A., David, D. J., Hen, R., Gross, C. T. Increased Fear Response to Contextual Cues in Mice Lacking the 5-HT1A Receptor. Neuropsychopharmacology. 31, 101-111 (2006).
- Ramos, A. Animal models of anxiety: do I need multiple tests. Trends in Pharmacological Science. 29, 493-498 (2008).
- Isosaka, T., et al. Htr2a-Expressing Cells in the Central Amygdala Control the Hierarchy between Innate and Learned Fear. Cell. 163, 1153-1164 (2015).
- Regev, L., Goshen, I. Employing Optogenetics in Memory Research. Optogenetics: A Roadmap. , 219-256 (2017).
- Shah, A. A., Sjovold, T., Treit, D. Inactivation of the medial prefrontal cortex with the GABA A receptor agonist muscimol increases open-arm activity in the elevated plus-maze and attenuates shock-probe burying in rats. Brain Research. 1028, 112-115 (2004).
- Knight, A. R., et al. Pharmacological characterisation of the agonist radioligand binding site of 5-HT2A, 5-HT2B and 5-HT2C receptors. Naunyn-Schmiedebergs Archiv of Pharmacology. 370, 114-123 (2004).
- Graeff, F. G., Viana, M. B., Mora, P. O. Dual Role of 5-HT in Defense and Anxiety. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 21, 791-799 (1997).
- Cheriyan, J., Sheets, P. L. Altered Excitability and Local Connectivity of mPFC-PAG Neurons in a Mouse Model of Neuropathic Pain. Journal of Neuroscience. 38, 4829-4839 (2018).
- Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neuroscience. 8, 1263-1268 (2005).
