Summary
Un modèle de rongeur de surcharge de volume de coeur gauche de la régurgitation mitrale est rapporté. La régurgitation mitrale de la sévérité contrôlée est induite en avançant une aiguille de dimensions définies dans le dépliant antérieur de la valve mitrale, dans un coeur battant, avec le guidage d’ultrason.
Abstract
La régurgitation mitrale (MR) est une lésion de valve cardiaque largement répandue, qui provoque le remodelage cardiaque et mène à l’arrêt du coeur congestif. Bien que les risques de M. non corrigé et de son pronostic pauvre soient connus, les changements longitudinals dans la fonction cardiaque, la structure et le remodelage sont incomplets compris. Cette lacune de connaissance a limité notre compréhension du moment optimal pour la correction de MR, et l’avantage que la correction tôt versus tardive de MR peut avoir sur le ventricule gauche. Pour étudier les mécanismes moléculaires qui sous-tendent le remodelage ventriculaire gauche dans le cadre du MR, des modèles animaux sont nécessaires. Traditionnellement, le modèle de fistule aorto-caval a été utilisé pour induire la surcharge de volume, qui diffère des lésions cliniquement pertinentes telles que MR. MR représente un stress hémodynamique de surcharge de volume de basse pression, qui exige des modèles animaux qui imitent cette condition. Ici, nous décrivons un modèle de rongeur de M. grave dans lequel le dépliant antérieur de la valve mitrale de rat est perforé avec une aiguille 23G, dans un coeur battant, avec la conduite d’image échocardiographique. La sévérité du MR est évaluée et confirmée par échocardiographie, et la reproductibilité du modèle est rapportée.
Introduction
La régurgitation mitrale (MR) est une lésion commune de valve de coeur, diagnostiquée dans 1.7% de la population générale des USA et dans 9% de la population âgée supérieure à 65ans. Dans cette lésion de valve de coeur, fermeture incorrecte des folioles mitrales de valve dans le systole, cause la régurgitation du sang du ventricule gauche dans l’oreillette gauche. LE MR peut se produire en raison de diverses éétiologies; cependant, les lésions primaires de la valve mitrale (MR primaire) sont diagnostiquées et traitées plus fréquemment comparées au M.2secondaire. Le MR primaire isolé est souvent le résultat de la dégénérescence des myxomatous de la valve mitrale, ce qui entraîne l’allongement des folioles ou des tendineae d’accords, ou la rupture de certains chordae, qui contribuent tous à la perte de la coaptation systolique de la valve.
M. résultant de telles lésions de valve élève le volume sanguin remplissant le ventricule gauche dans chaque battement de coeur, augmentant le stress diastolique de fin de mur et fournissant un stresseur hémodynamique qui incite l’adaptation cardiaque et le remodelage. Le remodelage cardiaque dans cette lésion est souvent caractérisé par l’agrandissement significatif de chambre3,4, hypertrophie douce de mur, avec la fonction contractile préservée pendant des périodes prolongées de temps. Puisque la fraction d’éjection est souvent préservée, la correction de MR utilisant des moyens chirurgicaux ou transcatheter est souvent retardée, jusqu’à l’apparition de symptômes tels que la dyspnée, l’insuffisance cardiaque, et les arythmies. Cependant, le MR non corrigé est associé aux risques élevés des événements indésirables cardiaques, bien que la connaissance actuellement concernant les changements ultrastructuraux sous-jacents à ces événements soient inconnues.
Les modèles animaux de MR fournissent un modèle précieux pour étudier de tels changements ultrastructuraux dans le coeur, et étudier la progression longitudinale de la maladie. Auparavant, les chercheurs ont induit le MR chez les grands animaux, y compris les porcs, les chiens et les moutons, en créant un shunt ventriculo-atrial externe5, rupture d’accords intracardiques6, ou perforation de feuille de piste7. Bien que les techniques chirurgicales soient plus faciles chez les grands animaux, ces études se sont limitées au suivi sous-chronique dans une petite taille d’échantillon, en raison des coûts élevés de l’exécution de telles études chez les grands animaux. En outre, l’analyse moléculaire des tissus de ces modèles est souvent difficile en raison de l’alignement des anticorps spécifiques aux espèces et des bibliothèques annotées du génome.
Les petits modèles animaux de MR peuvent fournir une alternative appropriée pour étudier cette lésion de valve et son impact sur le remodelage cardiaque. Historiquement, le modèle de rat de la fistule aorto-caval (ACF) de surcharge de volume cardiaque a été utilisé. Décrite pour la première fois en 1973 par Stumpe et coll.8, une fistule artério-venous est chirurgicalement créée pour contourner le sang artériel à haute pression de l’aorte descendante dans le cava de vena inférieure à basse pression. Le taux d’écoulement élevé dans la fistule induit une surcharge de volume drastique des deux côtés du coeur, causant l’hypertrophie ventriculaire droite et gauche significative et le dysfonctionnement se produisant dans les jours suivant la création de l’ACF9. Malgré son succès, ACF n’imite pas l’hémodynamique du MR, une surcharge de volume à basse pression, qui élève la précharge mais réduit également après la charge. En raison de ces limitations du modèle ACF, nous avons cherché à développer et caractériser un modèle de MR qui imite mieux la surcharge de volume à basse pression.
Ici, nous décrivons le protocole pour un modèle de perforation de feuillet de valve mitrale pour créer le MR grave chez les rats10,11. Une aiguille hypodermique a été introduite dans le coeur de rat battant, et avancée dans le dépliant antérieur de valve mitrale sous la conduite échocardiographique en temps réel. La technique est hautement reproductible et un modèle relativement bon qui imite LE MR comme vu dans les patients. La sévérité de MR est contrôlée par la taille de l’aiguille utilisée pour perforer le dépliant mitral et la sévérité du MR peut être évaluée à l’aide d’échocardiographie transesophagienne (TEE).
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Protocol
Les procédures ont été approuvées par le Programme de soins et d’utilisation des animaux de l’Université Emory en vertu du numéro de protocole EM63Rr, date d’approbation 06/06/2017.
1. Préparation pré-chirurgicale
- Stériliser à la vapeur les instruments chirurgicaux avant l’intervention.
- Le jour de la procédure, transférer les rats du logement à la chirurgie, et les peser.
- Dessiner des médicaments préopératoires et postopératoires selon le poids : deux doses de carprofène (2,5 mg/kg chacune), une dose de Gentamycine (6 mg/kg) et une dose de buprénorphine (0,02 mg/kg).
- Assurer un volume adéquat d’isoflurane dans le mélangeur à gaz, et de l’oxygène dans les réservoirs sont disponibles pour la chirurgie. Un réservoir plein d’oxygène (24 pi3) est souvent adéquat.
2. Préparation des animaux
REMARQUE : Des rats mâles adultes Sprague-Dawley pesant 350-400 g ont été utilisés dans cette étude. Les techniques chirurgicales sont agréables à des animaux légèrement plus petits ou plus grands, si désiré.
- Sedate le rat dans une chambre d’induction avec 5% d’isoflurane mélangé en 1 LPM (litre par minute) de 100% d’oxygène. Déterminer un niveau adéquat de sédation à partir d’un taux respiratoire plus lent sous observation visuelle, et la perte de secousses lors du pincement de l’art du rat.
- Intubate le rat avec un angiocath de 16 G, équipé pour une utilisation comme tube endotrachéal.
- Visualisez la trachée et les cordes vocales à l’aide d’un otoscope, et utilisez un applicateur à pointe de coton pour effacer les sécrétions pharyngées.
- Introduire le tube endotrachéal sur un guidon de 0,034 pouce, dans les cordes vocales. Une fois que le tube est placé convenablement dans la trachée, poussez le tube vers l’intérieur et retirez le fil(figure1).
- Placez le rat sur le coussin chirurgical chauffé maintenu à 37 oC et connectez le tube endotrachéal à un ventilateur mécanique. Insinez le poids du rat dans le logiciel de contrôle du ventilateur, qui calcule le taux de ventilation et le volume des marées. 66 respirations par minute avec un volume de marée de 1 ml/100 g de poids corporel ont été utilisés dans cette étude(figure 1D).
- Utilisez 100% d’oxygène (1 LPM) mélangé avec 2-2,5% d’isoflurane comme anesthésique inhalant et confirmer le niveau d’anesthésie avec une perte de tonus de la mâchoire et une perte de réponse à la pince d’attisation.
- Notez que si le mouvement de la poitrine est correctement intubé, le mouvement thoracique doit se synchroniser avec le ventilateur.
- S’il est intubé, le mouvement thoracique ne se synchronise pas avec le ventilateur. Pour tester l’intubation incorrecte, comprimez l’abdomen du rat, ce qui crée une rétropression sur le ventilateur, générant une alarme de surpression. Dans ce scénario, rétractez doucement l’angiocath et retournez le rat à la chambre d’induction avec 5% d’isoflurane pendant quelques minutes pour s’assurer que le rat est suffisamment anesthésié et réintuber le rat.
- Une fois correctement intubated, fixer le tube endotrachéal en suturant l’extrémité proximale du tube à la joue du rat avec une suture de soie 4-0 pour éviter l’extubation pendant la procédure.
- Insérez une sonde de température rectale pour surveiller la température corporelle et un électrocardiogramme à quatre terminaux pour surveiller ECG pendant toute la procédure.
- Utilisez une lampe chauffante aérienne si la chaleur de la plate-forme chirurgicale est insuffisante. Éteignez la lampe si la température du corps dépasse 37 oC.
- Évaluer visuellement l’électrocardiogramme pour toute arythmie ou signes d’ischémie myocardique. Si aucun n’est présent, enregistrez l’électrocardiogramme de base.
- Effectuer l’échocardiographie transthoracique (TTE) pour la fonction cardiaque de base(figure 2A).
- Tourner le rat vers une position de supine et raser le côté gauche du thorax. Pour obtenir des vues d’écho claires, retirez les cheveux à l’aide d’une crème dépilatoire.
- Utilisez n’importe quel système d’échographie avec une fréquence adéquate pour l’imagerie à taux cardiaque élevé. Dans cette étude, nous avons utilisé le système Visualsonics 2100 avec une sonde de 21 MHz, qui est approprié pour l’imagerie cardiaque chez les rats.
- Obtenez des images en mode B dans le plan parasternal à axe long, pour calculer les volumes ventriculaires gauches. Dans le même plan, obtenir des images en mode M pour mesurer les dimensions du mur.
- Tournez la sonde de 90 degrés et obtenez des vues à axe court parasternal de mode B et M au niveau papillaire moyen pour mesurer les dimensions transversales des murs.
- Effectuer l’échocardiographie transesophagienne (TEE) pour l’imagerie de base(figure 2B).
- Placez le rat dans la position du decubitus droit et insérez une sonde à ultrasons intracardique 8 Fr (8 MHz) dans l’œsophage du rat avec une petite quantité de gel appliquée sur la pointe. La fréquence de la sonde ICE (échocardiographie intracardique) est suffisante pour obtenir 4-6 images par battement de cœur, qui sont suffisantes pour visualiser le mouvement de la valve.
REMARQUE : Un système de premier choix GE Vivid I ou Siemens SC2000 peut être utilisé pour l’imagerie ICE. - Obtenez une vue oesophagienne élevée pour obtenir une vue à deux chambres du côté gauche du cœur. Cette vue est idéale pour visualiser l’oreillette gauche, la valve mitrale et le ventricule gauche. Positionnez la sonde de telle sorte que les folioles antérieures et postérieures soient visualisées et la coaptation est centrale. Cet angle permet également des mesures Doppler à travers la valve mitrale, sans correction d’angle.
- Mesure gauche zone auriculaire et dimensions annulus de valve mitrale dans cette vue.
- Effectuez l’imagerie couleur Doppler pour confirmer la compétence de valve et le manque de MR à la ligne de base. Effectuez l’imagerie Doppler d’ondes pulsées et d’ondes continues pour quantifier l’afflux mitral et confirmer l’absence de flux régurgitant.
- Effectuez l’imagerie Doppler en mode B et à ondes pulsées de l’aorte pour mesurer le diamètre de la racine aortique et calculer le débit aortique.
- Effectuez l’imagerie Doppler d’onde pulsée de la veine pulmonaire pour mesurer le flux veineux pulmonaire.
- Placez le rat dans la position du decubitus droit et insérez une sonde à ultrasons intracardique 8 Fr (8 MHz) dans l’œsophage du rat avec une petite quantité de gel appliquée sur la pointe. La fréquence de la sonde ICE (échocardiographie intracardique) est suffisante pour obtenir 4-6 images par battement de cœur, qui sont suffisantes pour visualiser le mouvement de la valve.
- Injecter une seule dose de carprofène (2,5 mg/kg, SQ, anti-inflammatoire non stéroïdien), de Gentamycine (6 mg/kg, SQ, antibiotique) et saline stérile (1 ml, SQ) pour compenser préventivement la perte de sang pendant l’intervention.
- Raser le côté gauche du thorax au besoin pour enlever tous les cheveux restants du champ chirurgical. Le rasage de la région inférieure du cou au xyphoide, et du bras gauche jusqu’au mid-sternum devrait être suffisant pour assurer un champ qui est dépourvu de cheveux et réduire le risque de contamination du site chirurgical.
- Frotter la zone chirurgicale avec une gaze trempée dans betadine, suivie d’une gaze trempée dans 70% d’éthanol. Frotter la zone en mouvements circulaires sur la peau, de sorte que la gaze ne contacte pas une zone précédemment nettoyée.
- Répétez cette étape trois fois pour atteindre un champ suffisamment stérile pour la chirurgie.
- Draper l’animal avec des couvertures stériles, en ouvrant une fenêtre pour accéder à la zone chirurgicale stérile.
3. Thoracotomy gauche
- Effectuer l’intervention chirurgicale entière en utilisant des techniques aseptiques, avec l’isoflurane maintenu à 2-2,5% dans 1 LPM de l’oxygène. Placer tous les instruments dans un plateau stérile et remettre dans le plateau après chaque utilisation.
- Portez des gants stériles, un masque et une casquette chirurgicale par le chirurgien pendant toute la procédure. Une robe chirurgicale stérile peut être portée aussi bien, mais elle est facultative à moins que la contamination ne soit prévue.
- Utilisez un scalpel chirurgical avec une lame No #15 pour faire une incision de la peau sur le côté gauche du thorax, environ 1 cm proximal au xyphode. Utilisez une pointe de dissection émoussée ciseaux pour séparer la couche de la peau de la couche musculaire et faire une incision longitudinale.
- Disséquer les couches musculaires de la même manière jusqu’à ce que les côtes soient exposées.
- Faites soigneusement une incision longitudinale de 2-3 cm dans le cinquième espace intercostal, suffisante pour insérer des rétracteurs et exposer le coeur.
- Utilisez de fines pointes de forceps pour soulever le péricarde, et micro ciseaux pour l’exciser dans la région entourant le sommet du cœur. Cette étape aide à éviter les adhérences post-chirurgicales du cœur aux parois thoraciques et au diaphragme.
REMARQUE : Évitez les incisions chirurgicales près du sternum pour minimiser les saignements. Transecting les artères mammaires internes qui courent le long du sternum, peut causer des saignements excessifs. Si vous êtes confronté à un tel saignement, identifiez le saigneur et cautérisez-le.
4. Procédure mr guidée Echo(figure 3 et figure 4)
- Utilisez une suture de prolène 6-0 et un support de micro-étourne, pour placer une suture de cordon de sac à main sur le sommet du ventricule gauche. Si nécessaire, utilisez des micro-forceps pour stabiliser le cœur.
- Attachez doucement la suture apicale pour stabiliser le sommet et insérer une aiguille de 23 G (rincée avec du salin, et avec un volant à son extrémité distale) au centre de la suture de la corde de sac à main, dans la cavité ventriculaire gauche.
- Utilisez une main pour tenir et guider l’aiguille, et l’autre main pour manipuler simultanément la sonde écho transesophagienne pour obtenir une vue d’écho optimale pour visualiser l’aiguille, comme décrit ci-dessus.
- Avec le guidage d’ultrason en temps réel, avancez l’aiguille vers le côté ventriculaire du dépliant mitral antérieur. Une fois que la position de l’aiguille est confirmée à l’échographie, faites avancer l’aiguille en un seul mouvement fin à travers le dépliant de la soupape. Si une résistance est ressentie, tordez l’aiguille au fur et à mesure qu’elle est avancée dans le dépliant pour la perforer.
REMARQUE : Avancer l’aiguille trop loin dans l’oreillette gauche pourrait entraîner une perforation auriculaire gauche, causant des saignements excessifs et la mort animale. L’aiguille doit être visualisée à l’échographie en tout temps. - Rétractez l’aiguille dans la chambre ventriculaire gauche, loin de la valve mitrale, et confirmez MR en allumant l’imagerie de couleur Doppler.
- Si le MR n’est pas vu sur l’imagerie Doppler couleur, répétez les étapes 4.4 et 4.5. Ajuster la sonde d’écho si nécessaire pour obtenir une meilleure vue. Après la pratique chez peu de rats, il est possible d’induire une perforation de feuillet en un seul mouvement de l’aiguille, induisant un trou qui est la taille du diamètre externe de l’aiguille. Ceci a été confirmé après autopsie des coeurs de rat.
- Une fois que le MR est confirmé, retirez l’aiguille de la cavité ventriculaire gauche et attachez doucement la suture de la corde de sac à main.
- Utilisez une gaze stérile pour tremper tout sang sur le sommet et dans la cavité thoracique.
REMARQUE : Toucher la sonde d’écho avec les gants chirurgicaux peut entraîner la contamination de l’environnement stérile. Vaporisez vos gants avec 70 % d’éthanol ou remplacez-les par de nouveaux, de façon appropriée.
5. Récupération animale et soins postopératoires
- Après 5-10 minutes de fonction cardiaque stable (ECG normal et fréquence cardiaque), fermez la thoracotomie en couches avec 4-0 vicryl, tout en réduisant l’isoflurane par étapes.
- Utilisez une suture interrompue pour approximer les côtes, avec l’isoflurane maintenu à 2%. Insérez un tube thoracique dans le sixième espace intercostal et fixez-le aux rideaux stériles pour éviter l’avancement involontaire du tube dans la cavité thoracique.
- Utilisez une suture continue pour fermer la couche musculaire avec l’isoflurane maintenu à 1,5%.
- Utilisez une suture continue pour fermer la couche de peau avec de l’isoflurane maintenu à 1%.
- Connectez une seringue à écluse à serrure Luer de 10 ml au tube thoracique et égouttez de 10 à 12 ml d’air de la cavité thoracique, puis retirez le tube thoracique.
- Administrer une dernière dose de carprofène (2,5 mg/kg, SQ) et éteindre l’isoflurane.
- Continuer la ventilation mécanique pendant que le rat se se lamente de l’anesthésie, en surveillant les signes vitaux (SpO2 et fréquence cardiaque). Au début de la respiration spontanée, éteignez la ventilation pour tester la capacité du rat à maintenir une telle respiration et une bonne SpO2.
- Si les niveaux spO2 commencent à tomber en dessous de 90%, allumez le ventilateur. Une fois que le rat est capable de maintenir les niveaux spO2 sans ventilation, la suture d’ancrage au tube endotrachéal est coupée, et l’animal est préparé pour l’extubation.
- Une fois que le rat montre des signes de vigilance, y compris des mouvements de moustache ou d’oeil, extuber l’animal.
- Placer un cône de nez avec 100% d’oxygène jusqu’à ce que le rat soit ambulatoire.
- Transférer le rat dans une cage propre avec une literie minimale et continuer à surveiller les signes vitaux à l’aide d’un moniteur SpO2 portatif, placé sur le pied ou la queue du rat, jusqu’à ce que le rat soit ambulatoire.
REMARQUE : Si des effets indésirables de la chirurgie sont observés, les animaux peuvent avoir un temps de récupération plus long et peuvent prendre plus de temps pour tenir des niveaux élevés de SpO2. Si cela se produit, un cône de nez avec 100% d’oxygène peut être appliqué jusqu’à ce que les niveaux de SpO2 soient stables. - Pour réduire le risque de blessure au site chirurgical et éviter le risque d’infection, les rats d’une seule maison après la chirurgie.
- Administrer la buprénorphine dans les 3 h après que le rat soit éveillé et suffisamment ambulatoire. La buprénorphine peut causer une détresse respiratoire lorsqu’elle est administrée tôt dans la période de récupération périopératoire, retardant ainsi jusqu’à ce que le rat respire sans difficulté.
- Après chirurgie, tous les animaux reçoivent les médicaments suivants : gentamicine (6 mg/kg, SQ, SID POD 1-3) et rimadyl (5 mg/kg, SQ, SID POD 1-3). Tous les animaux sont observés une fois par jour pendant cinq jours après la chirurgie pour l’examen des sites d’incision, et une fois par jour pendant les deux premières semaines après la chirurgie pour l’évaluation de douleur.
6. Validation de la sévérité MR avec échocardiographie (Figure 5)
- Répétez le TEE à deux semaines après la chirurgie, en utilisant les mêmes étapes spécifiées dans la section 2.7. Deux semaines après la chirurgie est un temps suffisant pour que l’hémodynamique se stabilise.
- Obtenez l’imagerie de Doppler de couleur sur une vue de 2-chambre utilisant l’imagerie transesophagienne d’ultrason, visualisant le ventricule gauche et l’oreillette gauche. Mesurer la zone de l’oreillette gauche et du jet MR. Calculer la fraction de la zone de jet MR à l’aide
(1)
Le MR sévère est défini comme la zone de jet de MR ' 30%. - Approximative de la zone de l’orifice régurgitant en calculant la zone de l’aiguille de 23 G, en utilisant le diamètre externe de l’aiguille. Cette équation suppose que la zone de l’orifice régurgitant est égale à la zone de l’aiguille 23G.
(2) - Obtenez l’imagerie Doppler à ondes continues avec la porte Doppler à l’orifice du jet régurgitant. Tracez la forme d’onde pour calculer VTI du jet régurgitant. Le volume de MR peut être estimé à l’aide
(3)
Le MR sévère est défini comme le volume de MR à 95 lil. - Obtenir l’image Doppler d’onde d’impulsion de la veine pulmonaire en tournant la sonde d’écho latéralement, dans le sens des aiguilles d’une montre. Mesurez les vitesses d’onde systolique et diastolique et utilisez l’équation suivante pour calculer le rapport.
(4)
Un rapport de flux pulmonaire négatif indique le MR grave.
(1)
(2)
(3)
(4)7. Chirurgie de sham
- Effectuer les sections 1-3 comme décrit.
- Modifier l’article 4 a été modifié de telle sorte que l’aiguille de 23 G est insérée dans la chambre ventriculaire gauche, par une suture de cordon de sac à main sur le sommet ventriculaire gauche, mais pas avancée dans la valve mitrale pour créer M. Insérez l’aiguille dans la chambre ventriculaire gauche et rétractez immédiatement, suivant en serrant et en coupant le sommet ventriculaire.
- Effectuer l’article 5 tel que décrit.
- Effectuez l’évaluation des valves mitrales telle que décrite à la section 6. Cependant, le MR ne devrait pas être présent chez l’un ou l’autre des animaux, de ce fait, la quantification telle qu’elle est décrite n’est pas nécessaire.
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Representative Results
Faisabilité et reproductibilité
Le modèle MR proposé est hautement reproductible, avec un trou bien défini dans le dépliant mitral réalisé dans 100% des rats utilisés dans cette étude. La figure 6A représente la direction de l’aiguille telle qu’elle est insérée dans la valve mitrale. La figure 6B représente un trou dans le dépliant de soupape mitrale d’un rat représentatif explanté à 2 semaines après la procédure.
Survie et événements indésirables
Seize rats ont été induits avec MR utilisant les méthodes décrites. Le MR sévère a été créé chez tous les rats. Un rat est mort dans l’heure suivant la création de M. à partir d’une insuffisance respiratoire aigue. Par conséquent, la survie globale à 2 semaines après la création de MR était de 93,75%. La mortalité ou les événements indésirables cardiaques majeurs, tels que les saignements, les arythmies ou les accidents vasculaires cérébraux, n’ont été observés chez aucun animal au cours des deux semaines d’observation.
Sévérité de la régurgitation mitrale
Le tableau 1 résume le profil hémodynamique du cœur gauche à la ligne de base et, 2 semaines après l’induction de M. A, un t-test jumelé a été utilisé pour déterminer l’importance statistique entre la gravité de la ligne de base et la Sévérité du MR à 2 semaines, avec une signification statistique définie comme p-lt; 0,05. Un jet MR était vif à deux semaines après l’opération, avec une superficie moyenne de 21,15 à 8,11 mm2 (p-lt; 0,0001 par rapport à la ligne de base) et un temps de vitesse moyenne intégrale de 39,72 à 7,52 cm. La fraction de MR normalisée à 2 semaines était de 41,91 - 8,3%, ce qui est considéré comme sévère selon les directives de l’American Society of Echocardiography. La sévérité du MR était suffisante pour induire l’inversion du débit pulmonaire, avec une diminution du rapport S/D de 0,91 à 0,17 à la ligne de base à -0,69 à 0,65 à 2 semaines (p et lt; 0,0001).
Rénovation de la chambre cardiaque
La figure 7 montre des changements morphologiques dans un coeur représentatif après MR grave pendant 2 semaines, comparé à un coeur d’un rat qui a subi la chirurgie de simulacre. Après deux semaines après la chirurgie, le cœur du rat avec MR était sphérique et sévèrement dilaté, avec une augmentation de 29,65% du volume diastolique final (EDV de base: 462,49 - 39,62 l; et après 2 semaines MR EDV: 599,79 ' '58.59 'L, p 'lt; 0.0001). Le volume systolique de fin a augmenté de 10,06 %, passant de 153,90 à 18,78 l’an à la ligne de base, à 169,36 à 24,64 L (p - 0,01) à 2 semaines après l’induction du MR. L’hypercontractilité du cœur a été observée dans les deux premières semaines comme prévu, en raison de la réduction après charge, comme évident d’une fraction élevée d’éjection (66,77 - 2,02% à la ligne de base à 71,82 - 2,31% à 2 semaines (p 'lt; 0.0001)). L’exposition au MR pendant deux semaines a augmenté la zone auriculaire gauche de 99,59 % (p-lt; 0,0001).
Figure 1 : Technique d’intubation. (A) Une angiocath de 16 G avec un fil de guidage utilisé pour l’intubation endotracheal dans ce modèle de rat ; (B) Image de la vue pharyngée à l’aide d’un otoscope, et la région cible pour insérer le tube endotrachéal; (C) Configuration finale du tube endotrachéal; (D) Fixation du tube endotrachéal au ventilateur mécanique. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Imagerie transthoracique et transesophagienne. Imagerie transthoracique : (A1) Configuration pour l’imagerie transthoracique du rat, représentant l’angle de la sonde d’imagerie ; (A2) Vue parasternale de long axe du coeur ; (A3) Vue courte d’axe du coeur. Imagerie transesophagienne : (B1) 8 Fr intracardiac sonde d’écho avec sonde insérée dans l’œsophage tandis que l’animal est intubated ; (B2) Vues oesophagienne élevées du coeur gauche, représentant l’oreillette gauche, la valve mitrale et le ventricule gauche. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Procédure chirurgicale. (A) Disposition chirurgicale montrant la thoracotomie gauche àl’espace intercostal de 5 e, et le cathéter ICE dans l’œsophage du rat pour le guidage d’image, et une aiguille de 23 G insérée dans le sommet de LV où la suture de sac à main-corde est placée. (B) Vue chirurgicale pendant la perforation guidée d’écho transesophagienne. (C) Image echocardiographique de l’insertion d’aiguille dans le ventricule gauche dans la diastole. (D) Image echocardiographique de l’insertion d’aiguille dans le ventricule gauche dans la systole. (E) Image echocardiographique de l’aiguille percé à travers le dépliant antérieur. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 4 : Imagerie de la procédure. (A) Baseline echo 2 chamber view before creating MR; (B) 23 G aiguille, visualisée sur l’écho pendant le cœur battant, avancé dans l’oreillette gauche par le dépliant antérieur de valve mitrale ; (C) Image de Doppler de couleur montrant le jet mr vu dans la systole. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 5 : Les images d’écho représentatives pour valider la sévérité de MR à 2 semaines après la chirurgie. (A) Zone auriculaire gauche tracée dans la zone de jet blanc et MR tracée en rouge; (B) MR VTI trace en rouge; (C) Flux pulmonaire montrant l’inversion systolique. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 6 : Perforation d’aiguille. (A) Orientation de la perforation d’aiguille sur un cœur ex vivo. Aiguille perforée à travers le sommet du LV à un angle, une section longitudinale du LV avec l’aiguille dirigée vers le dépliant de valve mitrale, et l’aiguille perforée à travers le dépliant de valve mitrale dans l’espace atrial. (B) Photo d’explantation représentative représentant représentant représentante représentant représentant représentant représentante représentante représentante représentante représentante représentante représentante représentante représentante représentante représentante représentante représentante représentante un trou dans le dépliant mitral antérieur. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 7 : Morphologie brute des coeurs entiers d’un rat de commande actionné par feinte (A) et d’un rat qui a subi la chirurgie de MR (B) 2 semaines après la chirurgie. Le rat avec le MR grave a la dilatation ventriculaire gauche significative et l’agrandissement de chambre comparé au contrôle actionné de feinte. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
| Base de base (n 15) | 2wk MR (n . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . | p-valeur | |
| Zone auriculaire gauche (mm2) | 25.03 8.70 | 49,95 à 14,78 | p et lt; 0,0001 |
| Zone de jet MR (mm2) | 0 | 21.15 à 8.11 | p et lt; 0,0001 |
| M. fraction (%) | 0 | 41,91 à 8,30 | p et lt; 0,0001 |
| MR VTI (cm) | 0 | 39,72 à 7,52 | p et lt; 0,0001 |
| S vague (m/s) | 0,39 à 0,07 | -0,51 à 0,41 | p et lt; 0,0001 |
| D vague (m/s) | 0,44 à 0,04 | 0,70 à 0,17 | p et lt; 0,0001 |
| Ratio d’ondes S/D | 0,91 à 0,17 | -0,69 à 0,65 | p et lt; 0,0001 |
Tableau 1 : Caractéristiques de régurgitation mitrale.
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Discussion
Un modèle reproductible de rongeur de MR grave avec la bonne survie (93.75% survie après chirurgie) et sans complications postopératoires significatives est rapporté. L’imagerie en temps réel avec l’échocardiographie transesophagienne et l’introduction d’une aiguille dans le cœur battant pour perforer le dépliant mitral sont faisables et peuvent être enseignées. Le MR grave a été produit avec la taille d’aiguille de 23 G dans cette étude, qui peut être variée comme désiré utilisant une aiguille plus petite ou plus grande. MR induit dans ce modèle crée une surcharge de volume de basse pression sur le ventricule gauche, qui est une meilleure représentation des lésions de valve mitrale médicalement observées. La dilatation ventriculaire gauche grave et gauche sont observées dans les deux semaines après le début de MR dans ce modèle, mais sans dysfonctionnement contractile mesuré par fraction d’éjection. Les patients atteints de M. primaire, qui restent asymptomatiques sans insuffisance cardiaque pendant de longues périodes, malgré une dilatation progressive de leurs chambres cardiaques latérales gauches, sont analogues à une telle situation.
Ce modèle MR de surcharge de volume diffère de plusieurs façons du modèle de fistule aorto-caval largement utilisé de surcharge de volume. La facilité procédurale d’ACF, qui nécessite une simple laparotomie sans avoir besoin d’intubation et de ventilation mécanique, a encouragé son adoption par la communauté scientifique12. Malgré ses avantages procéduraux évidents, la fistule artério-venous a jeté un grand volume de sang dans le cava vena, qui surcharge le réservoir veineux, et aussi le ventricule droit. La pression veineuse centrale élevée de la congestion veineuse peut induire la congestion hépatique et la filtration rénale sous-optimale, qui peut causer la fibrose hépatique ou l’activation du système renin-angiotensin-aldostérone (RAAS). L’effet confondant du système RAAS sur le couplage ventriculaire-artériel est connu, et ainsi le modèle ACF ne présente pas une véritable surcharge de volume sur le ventricule gauche comme on le voit dans le cadre de la régurgitation mitrale. Par rapport au modèle de défaut de valve mitral, le manque de réduction de chargement d’après-charge diverge encore davantage ce modèle de la situation clinique de MR. Au total, un stress hmodynamique différent significatif sur le LV dans le modèle D’ACF, introduit des changements rapides avec l’hypertrophie prononcée, la dilatation, et le dysfonctionnement qui n’ont pas été observés dans notre modèle13.
Au-delà de la nouveauté de l’introduction de MR avec un bâton d’aiguille, notre modèle a de multiples applications pour répondre à des questions cliniquement importantes. Les patients atteints de M. primaire qui émerge d’une lésion mitrale de valve sont souvent asymptomatiques pendant de longues périodes et reçoivent la correction de leur MR seulement au début des symptômes d’échec pulmonaire ou cardiaque. Les données cliniques récentes indiquent que cette correction retardée de MR ne permet pas le rétablissement fonctionnel du ventricule gauche, en dépit du soulagement de la fatigue et des symptômes14. Dans une étude récente utilisant ce modèle de rongeur, nous avons démontré que LE MR introduit le remodelage rapide et tôt de la matrice extracellulaire cardiaque, qui est un précurseur des changements structurels dans le ventricule gauche10. Ces idées mécanistes qui fournissent une base physiologique pour l’intervention de valve mitrale peuvent être développées utilisant ce modèle. Combiné à l’imagerie cardiaque, il est possible de développer des biomarqueurs qui représentent ces changements ventriculaires gauches précoces pour guider le moment de l’intervention. En outre, ce modèle de M peut être combiné avec des cardiomyopathies ventriculaires telles que l’ischémie, non-ischémique et d’autres éétiologies, pour comprendre l’effet du MR sur le remodelage des ventricules gauches malades. Par exemple, le MR secondaire, un événement fréquent dans les ventricules myopathiques après une infarctus ou avec l’ischémie chronique, est une lésion qui est cliniquement difficile à gérer. Si MR est un spectateur dans cet état de maladie et un produit du dysfonctionnement de LV, ou s’il contribue activement au remodelage cardiaque sont controversés. Nous avons récemment étendu ce modèle de MM pour déterminer si les cœurs post-infarctus avec le MR diffèrent dans leur potentiel de remodelage cardiaque par rapport à ceux qui n’ont pas deMM 11, élucidant les mécanismes potentiels impliqués dans l’aggravation de l’insuffisance cardiaque chez les patients atteints de M. Ce modèle offre la souplesse nécessaire pour étudier l’impact de l’apparition précoce par rapport à l’apparition tardive de MM sur le remodelage de l’échec, ce qui pourrait avoir un impact clinique important dans les interventions de guidage.
Comme avec n’importe quel modèle expérimental, il y a quelques avantages et limites qui devraient être pris en considération lors de l’application des résultats des animaux aux humains. L’avantage clair de ce modèle est la sévérité reproductible de MR, qui aide à comprendre la chambre cardiaque remodelant dans des conditions médicalement diagnostiquées telles que le MR primaire de la rupture d’accord. L’augmentation des volumes de chambre cardiaque observée dans ce modèle et le remodelage extracellulaire de matrice observé dans le myocarde représentent les changements observés précédemment chez les grands animaux et les humains avec le MRprimaire 14,15. La limitation de ce modèle de perforation de dépliant est que MR se développe intensément, représentant seulement un sous-ensemble de patients présentant le MR primaire de la rupture d’accordal aigu. Malgré les limites, l’apparition aigue de MR explique une population patiente significativement nombreuse qui subissent des interventions de valve mitrale, et ce modèle est très pertinent pour une telle situation. Une autre limitation de ce modèle est que le MR n’est pas réversible ou réparable, ce qui ne permet pas d’étudier l’effet ou le moment de l’intervention sur le remodelage cardiaque.
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Disclosures
M.P est conseiller auprès de Heart Repair Technologies (HRT), pour laquelle il a reçu des honoraires de consultation. HRT n’a joué aucun rôle dans cette étude, et n’a pas fourni de financement pour appuyer ce travail.
Acknowledgments
Ce travail a été financé par des subventions 19PRE34380625 et 14SDG20380081 de l’American Heart Association à D. Corporan et M. Padala, respectivement, accordent HL135145, HL133667 et HL140325 des National Institutes of Health à M. Padala, et le financement de l’infrastructure du Carlyle Fraser Heart Center de l’Hôpital universitaire Emory midtown jusqu’à M. Padala.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 23G needle | Mckesson | 16-N231 | |
| 25G needle, 5/8 inch | McKesson | 1031797 | |
| 4-0 vicryl | Ethicon | J496H | |
| 6-0 prolene | Ethicon | 8307H | |
| 70% ethanol | McKesson | 350600 | |
| ACE Light Source | Schott | A20500 | |
| ACUSON AcuNav Ultrasound probe | Biosense Webster | 10135936 | 8Fr Intracardiac echo probe |
| ACUSON PRIME Ultrasound System | Siemens | SC2000 | |
| Betadine | McKesson | 1073829 | |
| Blunted microdissecting scissors | Roboz | RS5990 | |
| Buprenorphine | Patterson Veterinary | 99628 | |
| Carprofen | Patterson Veterinary | 7847425 | |
| Chest tube (16G angiocath) | Terumo | SR-OX1651CA | |
| Disposable Surgical drapes | Med-Vet | SMS40 | |
| Electric Razor | Oster | 78400-XXX | |
| Gentamycin | Patterson Veterinary | 78057791 | |
| Heat lamp with table clamp | Braintree Scientific | HL-1 120V | |
| Hemostatic forceps, curved | Roboz | RS7341 | |
| Hemostatic forceps, straight | Roboz | RS7110 | |
| Induction chamber | Braintree Scientific | EZ-1785 | |
| Injection Plug, Cap, Luer Lock | Exel | 26539 | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | 6679401725 | |
| Mechanical ventilator | Harvard Apparatus | Inspira ASV | |
| Microdissecting forceps | Roboz | RS5135 | |
| Microdissecting spring scissors | Roboz | RS5603 | |
| Needle holder | Roboz | RS6417 | |
| No. 15 surgical blade | McKesson | 1642 | |
| Non-woven sponges | McKesson | 446036 | |
| Otoscope | Welch Allyn | 23862 | |
| Oxygen | Airgas Healthcare | UN1072 | |
| Pulse Oximeter | Nonin Medical | 2500A VET | |
| Retractor, Blunt 4x4 | Roboz | RS6524 | |
| Rodent Surgical Monitor | Indus Instruments | 113970 | The integrated platform allows for monitoring of vital signs and surgical warming |
| Scale | Salter Brecknell | LPS 150 | |
| Scalpel Handle | Roboz | RS9843 | |
| Silk suture 3-0 | McKesson | 220263 | |
| Small Animal Anesthesia System | Ohio Medical | AKDL03882 | |
| Sterile saline (0.9%) | Baxter | 281322 | |
| Sugical Mask | McKesson | 188696 | |
| Surgical cap | McKesson | 852952 | |
| Surgical gloves | McKesson | 854486 | |
| Syringe 10mL | McKesson | 1031801 | |
| Syringe 1mL | McKesson | 1031817 | |
| Ultra-high frequency probe | Fujifilm Visualsonics | MS250 | |
| Ultrasound gel | McKesson | 150690 | |
| VEVO Ultrasound System | Fujifilm Visualsonics | VEVO 2100 |
References
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