Summary
L’électroporation double in utero permet de cibler les populations cellulaires qui sont séparées spatialement et temporellement. Cette technique est utile pour visualiser les interactions entre ces populations cellulaires à l’aide de protéines fluorescentes dans des conditions normales, mais aussi après des expériences fonctionnelles pour perturber les gènes d’intérêt.
Abstract
L’électroporation in utero est une technique de transfert d’ADN in vivo largement utilisée pour étudier les mécanismes moléculaires et cellulaires sous-jacents à la corticogenèse des mammifères. Cette procédure tire parti des ventricules cérébraux pour permettre l’introduction de l’ADN d’intérêt et utilise une paire d’électrodes pour diriger l’entrée du matériel génétique dans les cellules qui tapissent le ventricule, les cellules souches neuronales. Cette méthode permet aux chercheurs d’étiqueter les cellules désirées et/ou de manipuler l’expression de gènes d’intérêt pour ces cellules. Il a plusieurs applications, y compris des tests ciblant la migration neuronale, le traçage des lignées et le pathfinding axonal. Une caractéristique importante de cette méthode est son contrôle temporel et régional, permettant le contournement des problèmes potentiels liés à la létalité embryonnaire ou à l’absence de souris conducteur cre spécifiques. Un autre aspect pertinent de cette technique est qu’elle contribue à réduire considérablement les limites économiques et temporelles qui impliquent la génération de nouvelles lignées de souris, qui deviennent particulièrement importantes dans l’étude des interactions entre les types de cellules qui proviennent de zones éloignées du cerveau à différents âges de développement. Nous décrivons ici une stratégie de double électroporation qui permet de cibler les populations cellulaires qui sont séparées spatialement et temporellement. Grâce à cette approche, nous pouvons étiqueter différents sous-types de cellules à différents endroits avec des protéines fluorescentes sélectionnées pour les visualiser, et/ou nous pouvons manipuler les gènes d’intérêt exprimés par ces différentes cellules au moment opportun. Cette stratégie améliore le potentiel de l’électroporation in utero et fournit un outil puissant pour étudier le comportement des populations cellulaires séparées temporellement et spatialement qui migrent pour établir des contacts étroits, ainsi que des interactions à long terme par le biais de projections axonales, réduisant les coûts temporels et économiques.
Introduction
Le cortex cérébral est une structure très complexe et complexement organisée. Pour atteindre un tel degré d’organisation, les neurones de projection cortical passent par des processus développementaux complexes qui nécessitent leur génération temporelle, la migration vers leur destination finale dans la plaque corticale, et l’établissement de connexions à courte et à longue portée1,2. Pendant longtemps, la façon classique d’étudier la corticogenèse a été basée sur l’utilisation de modèles de knock-out ou de knock-in murine de gènes d’intérêt. Toutefois, cette stratégie, et en particulier l’utilisation de souris knock-out conditionnelles, prend beaucoup de temps et coûte cher, et présente parfois des problèmes supplémentaires concernant l’existence de la redondance génétique ou l’absence de conducteurs spécifiques CRE, entre autres questions. Une des approches qui ont surgi pour essayer de résoudre ces problèmes et qui est aujourd’hui largement utilisé pour étudier le développement cortical est in utero électroporation3,4. L’électroporation in utero est une technique utilisée pour la transgenèse somatique, permettant le ciblage in vivo des cellules souches neuronales et de leur progéniture. Cette méthode peut être utilisée pour étiqueter les cellules par l’expression des protéines fluorescentes5,6, pour la manipulation des gènes in vivo (c.-à-d. gain ou perte d’essais de fonction)7,8,9, pour isoler les cortices électroporated dans vitro et les cellules de culture8,10. En outre, l’électroporation in utero permet le contrôle temporel et régional de la zone ciblée. Cette technique a de nombreuses applications et a été largement utilisé pour étudier la migration neuronale, la division des cellules souches, la connectivité neuronale, et d’autres sujets8,9,11,12.
Le manuscrit actuel décrit l’utilisation d’une variante d’électroporation in utero, appelée double électroporation in utero, pour analyser les interactions des cellules dans le cortex cérébral avec différentes origines temporelles et spatiales. Ces études sont extrêmement complexes à compléter lorsque vous utilisez des modèles murins parce qu’ils nécessitent l’utilisation combinée de plusieurs lignes transgéniques. Certaines des applications du protocole décrites dans cet article comprennent l’étude des interactions étroites entre les cellules voisines, ainsi que les interactions entre les cellules éloignées par le biais de projections à long terme. La méthode exige l’exécution de deux chirurgies d’électroporation in utero indépendantes, séparées temporellement et spatialement, sur les mêmes embryons pour cibler différentes populations cellulaires d’intérêt. L’avantage de cette approche est la possibilité de manipuler la fonction génique dans un ou les deux types de neurones à l’aide d’animaux de type sauvage. En outre, ces expériences fonctionnelles peuvent être combinées avec l’expression de protéines fluorescentes cytoplasmiques ou membranaires pour visualiser la morphologie fine des cellules ciblées, y compris les dendrites et les axones, et analyser les différences possibles dans les interactions cellulaires par rapport à un contrôle (c.-à-d. les cellules étiquetées uniquement avec la protéine fluorescente).
Le protocole délimité ici est axé sur l’étude des interactions cellulaires à l’intérieur du néocortex, mais cette stratégie pourrait également être utilisée pour examiner les interactions avec les zones extracorticales qui peuvent être ciblées à l’aide d’électroporation in utero, comme le subpallium ou le thalamus13,14, ou les interactions cellule-cellule dans d’autres structures, comme le cervelet15. Le ciblage de différentes zones est basé sur l’orientation des électrodes et sur le ventricule où l’ADN est injecté (latéral, troisième ou quatrième). Avec la stratégie décrite ici, nous pouvons étiqueter un nombre important de cellules, ce qui est utile pour évaluer les changements généraux dans la connectivité / innervation dans les expériences fonctionnelles. Néanmoins, pour étudier les changements fins dans la connectivité, on peut utiliser des versions modifiées de l’électroporation in utero pour obtenir l’étiquetage clairsemé et identifier les cellules simples16. En résumé, l’électroporation in utero est une méthode polyvalente qui permet de cibler les populations cellulaires séparées temporellement et spatialement et d’étudier leurs interactions en détail, soit dans des conditions de contrôle, soit combinées à des expériences fonctionnelles, réduisant considérablement les coûts temporels et économiques.
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Protocol
La procédure décrite ci-après a été approuvée par le comité d’éthique chargé de l’expérimentation, le bien-être animal de l’Universidad de Valencia et de la Conselleria de Agricultura, Desarrollo Rural, Emergencia Climática y Transición Ecológica du Comunidad Valenciana, et adhère aux directives du Conseil international pour les sciences animales de laboratoire (ICLAS) examinées dans le Real Decreto 53/2013 de la législation espagnole ainsi que dans la directive 2010/63/EU du Parlement européen et du Conseil.
REMARQUE : Ce protocole comporte deux objectifs différents : 1) la première étude, appelée « stratégie A », permet l’analyse des interactions entre les cellules Cajal-Retzius (cellules CR) et les neurones de projection corticale nés tôt dans le même hémisphère cérébral; 2) la deuxième étude, la « tratégie », est réalisée afin d’examiner l’innervation des neurones de projection callosal de la couche supérieure du côté contralatéral du néocortex.
1. Préparation de préchirurgie
- Préparation de l’ADN
- Transformez chimiquement ou électrocompétent les cellules E. coli DH5α avec les plasmides d’intérêt, plaquez-les sur des plaques d’agar LB avec l’antibiotique approprié et incuber toute la nuit à 37 °C.
REMARQUE : Tous les plasmides utilisés ici contiennent le promoteur général du poulet β-actine (CAG) qui est à l’origine de l’expression d’une protéine fluorescente-reporter (CAG-mCherry et CAG-EGFP pour la stratégie A et CAG-BFP et CAG-nEGFP-2A-mtDTomato pour la stratégie B). Tous contiennent une résistance à l’ampicilline (AMP). - Choisissez des colonies individuelles de chaque transformation du plasmide et initiez une culture liquide de démarrage dans 2 mL de bouillon de Luria + ampicilline (LB+AMP) dans des tubes de culture bactérienne pendant 3−4 h à 37 °C avec secousse vigoureuse (200 tr/min). Après, définissez une plus grande culture bactérienne dans une fiole Erlenmeyer de 500 ml, ajoutant 200 ml de LB+AMP et 1 ml de la culture de démarrage. Incuber toute la nuit à 37 °C dans le shaker orbital à 200 tr/min.
- Utilisez un kit maxi-prep sans endotoxine(Table des matériaux)suivant les instructions du fabricant pour obtenir de l’ADN plasmide pur et concentré des cultures liquides. Resuspender l’ADN dans ~50−100 μL de tampon Tris-EDTA (TE) sans endotoxines pour obtenir des concentrations d’au moins 5 μg/μL.
- Pour chaque chirurgie, préparez une solution avec un volume final de 10 μL contenant 1 μL de colorant vert rapide, une solution d’ADN plasmide d’intérêt pour une concentration finale de 1 μg/μL pour chaque plasmide et un tampon TE sans endotoxine. Par exemple, mélanger 1 μL de colorant vert rapide, 2 μL d’une solution d’ADN plasmide de 5 μg/μL et 7 μL de tampon TE.
- Transformez chimiquement ou électrocompétent les cellules E. coli DH5α avec les plasmides d’intérêt, plaquez-les sur des plaques d’agar LB avec l’antibiotique approprié et incuber toute la nuit à 37 °C.
- Pipette tirant
- Tirer les capillaires en verre borosilicate (1/0,58 mm de diamètre extérieur/intérieur) dans un puller vertical de micropipette jusqu’à ce que la pointe atteigne une longueur de 1−1,5 cm et la couper à l’aide de forceps disséquants à un angle d’environ 30° sous une portée de dissection.
- Configuration de la salle de chirurgie
- Mettez tout l’équipement sur la table d’opération (c.-à-d. pinces, ciseaux, forceps, micropipettes, aiguille et porte-aiguille). Allumez le coussin chauffant et couvrez-le d’un tampon absorbant chirurgical stérile. Assurez-vous que le réservoir de la machine pour l’anesthésie par inhalation est rempli d’isoflurane, le réservoir d’oxygène contient suffisamment d’oxygène, et le système fonctionne correctement.
REMARQUE : La salle de chirurgie et le matériau résistant doivent être maintenus aussi stériles que possible (c.-à-d. que tout le matériel doit être autoclavé avant la chirurgie et les surfaces doivent être aseptisées avec 70 % d’éthanol). Les électrodes de platine doivent être soigneusement désinfectées d’abord avec du savon germicidal et deuxième avec 70% d’éthanol avant la chirurgie. - Préparer 100 mL de 0,9% (w/v) solution saline stérile contenant de la pénicilline-streptomycine 1:100 et remplir une boîte de Pétri de 10 cm. Placez la plaque sur le dessus du tampon chauffé pour réchauffer la solution.
- Remplir une seringue de 1 mL avec 150 μL d’une solution analgésique (p. ex., 0,1 mg/kg de buprénorphine).
- Chargez la pipette tirée avec 5 μL de la solution finale d’ADN plasmide préparée à l’étape 1.1.4. Connectez le capillaire à un tube d’aspiration à commande de bouche.
- Mettez tout l’équipement sur la table d’opération (c.-à-d. pinces, ciseaux, forceps, micropipettes, aiguille et porte-aiguille). Allumez le coussin chauffant et couvrez-le d’un tampon absorbant chirurgical stérile. Assurez-vous que le réservoir de la machine pour l’anesthésie par inhalation est rempli d’isoflurane, le réservoir d’oxygène contient suffisamment d’oxygène, et le système fonctionne correctement.
2. Première chirurgie d’électroporation in utero
- Placez une souris enceinte E11.5 (stratégie A) ou E13.5 (stratégie B) C57BL/6 à l’intérieur d’une chambre d’induction fermée avec 2,5% (v/v) isoflurane à 0,8 L/min et attendez qu’elle soit anesthésiée. Transférer la souris sur le coussin chauffant et mettre son nez dans un masque pour la livraison constante de l’isoflurane. Vérifiez l’absence d’un réflexe de pédale comme indicateur d’une bonne anesthésie.
REMARQUE : L’âgemorryonique est déterminé en fonction du jour où le bouchon vaginal est observé (E0.5). - Injectez la femelle enceinte avec la solution analgésique (0,1 mg/kg de buprénorphine) sous-cutanée. Pour éviter que les yeux ne sèchent pendant la procédure, appliquez une goutte d’onguent oculaire dans chaque œil à l’aide d’un coton-tige.
- Raser la zone abdominale de la souris avec un rasoir électrique et la laver 2x avec 70% (v/v) lingettes à l’éthanol, une fois avec des lingettes à l’iode, et une dernière fois avec un lingettes à éthanol.
- Utilisez des ciseaux pour faire une incision de 30 mm de long à travers la peau dans le côté droit de l’animal et soigneusement séparer la peau adjacente du muscle avec une spatule émoussée. Ensuite, faire une deuxième incision dans la paroi abdominale.
- Couvrez l’abdomen d’un morceau de papier de soie plié préalablement désinfecté avec 70% d’éthanol contenant une fente de 40 mm de long en son centre. Tirez soigneusement l’utérus hors de la cavité abdominale avec des forceps d’anneau.
REMARQUE : L’utérus doit être maintenu humide avec la solution saline chaude préparée à l’étape 1.3.2 pendant toute la procédure. - Précharger les pipettes tirées avec la solution d’ADN préparée à l’étape 1.1.4. Injectez ~0,5 μL de la solution d’ADN par embryon dans le ventricule latéral de l’hémisphère sélectionné à l’aide du tube d’aspiration commandé par la bouche jusqu’à ce que le colorant vert rapide soit perceptible à l’intérieur du ventricule.
- Placez des électrodes de platine de type forceps par la suite autour de la tête de l’embryon injecté (comme le montre la figure 1A et la figure 2A). Orienter les électrodes pour cibler la région du cerveau désirée. Dirigez le pôle positif vers la paroi médiale pour électroporer l’ourlet cortical (stratégie A) ou vers le cortex latéral (stratégie B) pour étiqueter les cellules générées dans cette zone.
REMARQUE : Dans tous les cas, le cœur et le placenta doivent être évités pour assurer la survie embryonnaire. - Appliquer la séquence spécifique des impulsions électriques à l’aide d’un électroporateur à ondes carrées suivant les indications indiquées au tableau 1 (stratégie A E11.5 embryons : quatre impulsions de 25 V et 40 ms, séparées par intervalles de 950 ms; embryons de la stratégie B E13.5 : cinq impulsions de 35 V et 60 ms, avec des intervalles de 950 ms).
- Placez soigneusement l’utérus de nouveau dans la cavité abdominale avec des forceps, remplissez-le avec la solution saline chaude, et fermez la paroi abdominale avec une suture d’aiguille 6-0. Joignez les deux côtés de l’incision initiale faite dans la peau à l’aide d’une aiguille 6-0 suture ou des clips de suture.
- Maintenez l’animal sur le coussin chauffant et surveillez-le jusqu’à sa récupération de l’anesthésie. Fournir une dose supplémentaire d’analgésie (150 μL) dans une solution hydrogel placée dans sa cage domestique.
- 24 heures après la chirurgie, administrer une dose supplémentaire d’analgésie (150 μL). Continuer la surveillance quotidienne par inspection visuelle pour la douleur et la détresse possibles. Observez le comportement de l’animal, testez ses réflexes normaux de membre postérieur, et inspectez la suture pour les signes possibles de dommages dus au léchage ou au grattage de la blessure.
3. Deuxième électroporation in utero
- Deux jours après la chirurgie initiale, répétez les étapes 2.1−2.3. Bien que le rétablissement des femelles enceintes après la chirurgie soit très bon, vérifiez qu’elles montrent un comportement normal et ne présentent aucun signe de douleur ou de détresse avant d’effectuer la deuxième chirurgie (embryons E13.5 pour la stratégie A et E15.5 pour la stratégie B).
- Faire une incision de 30 mm de long à travers la peau comme à l’étape 2.4 et une deuxième incision à la paroi abdominale, cette fois dans le côté gauche de l’animal. Exposer soigneusement l’utérus sur un tissu désinfecté tel que décrit à l’étape 2.5.
REMARQUE : Veillez à ne pas interférer avec l’incision précédemment faite de l’autre côté. - Injecter environ 0,5 μL par embryon de la solution d’ADN dans le ventricule latéral du cerveau de l’hémisphère précédemment électroporated dans le cas de la stratégie A et dans le ventricule latéral du cerveau de l’hémisphère contralatéral pour la stratégie B.
REMARQUE : N’utilisez que des embryons présentant un développement normal et aucun signe de réabsorption. - Placez les électrodes autour de la tête de l’embryon telle que décrite à l’étape 2.7, diriger l’électrode positive vers le cortex latéral et appliquer les impulsions appropriées suivant les indications indiquées au tableau 1 (stratégie A E13.5 embryons: cinq impulsions de 35 V et 60 ms séparées par intervalles de 950 ms; stratégie B E15.5 embryons: cinq impulsions de 50 V et 80 ms séparés par des intervalles de 950 ms).
- Continuer et terminer la chirurgie telle que décrite aux étapes 2.8−2.10.
4. Récolte et sectionnage des tissus
- Stratégie A
- Quatre jours après la deuxième électroporation (E17.5), effectuer la dislocation cervicale de la femelle enceinte et le placer dans une position de supination.
- À l’aide de ciseaux, faire une incision ventrale pour extraire les cornes utérines et avec des forceps les placer dans une boîte de Pétri remplie de 1x de solution saline tamponnée de phosphate (PBS) placée sur la glace.
REMARQUE : La basse température rend possible l’anesthésie des embryons. - À l’aide de pinces à épiler, extraire les embryons du sac amniotique et les transférer avec des forceps dans une nouvelle boîte de Pétri remplie de PBS sous une portée de dissection. Tenez soigneusement la tête des embryons à l’aide de forceps et conduisez la dissection du cerveau avec une pince à épiler pour enlever d’abord la peau sur la tête, puis le crâne. Utilisez une spatule pour extraire les cerveaux exposés.
- Recueillir les cerveaux avec une cuillère et les déposer dans une plaque de 48 puits remplie de la solution fixative (4% [w/v] paraformaldéhyde [PFA] en 1x PBS). Testez immédiatement pour le résultat réussi des deux électroporations en examinant les cerveaux à l’aide d’un microscope d’épifluorescence inversé, par exemple.
- Fixer le cerveau embryonnaire pendant la nuit à 4 °C dans un shaker orbital. Laver avec 1x PBS pour éliminer les traces de PFA. Ensuite, transférez-les à PBS avec des conservateurs antifongiques (1x PBS-0,05% (w/v) d’azide de sodium).
ATTENTION : La PFA et l’azide de sodium sont des composés cytotoxiques qui nécessitent des précautions particulières pendant leur utilisation. - Incorporer les cerveaux fixés dans 4% (w/v) agarose point de fusion faible dans 1x PBS et attendre ~ 10 min jusqu’à ce qu’il se solidifie. Collez-les au porte-tissu vibratoire à l’aide de colle de cyanoacrylate avec les ampoules olfactives orientées vers le haut pour obtenir des sections coronales.
- Initiez le vibratome et sélectionnez les paramètres souhaités : 100 μm de largeur, 0,60 μm/s de vitesse et 0,60 mm d’amplitude.
- Fixez le cerveau à l’intérieur du récipient vibratoire, remplissez-le de solution PBS 1x et commencez à recueillir des sections de série coronales à l’aide d’une brosse dans une plaque de puits de 48 remplie d’azide de sodium 1x PBS-0,05 % (w/v) pour avoir une représentation complète du cerveau (p. ex., environ sept sections par puits et six puits par embryon).
- Montez les sections désirées dans des lames de verre au microscope à l’aide d’une brosse fine. Couvrez-les de couvercles en verre. Pour le stockage à long terme ajouter milieu de montage, ce qui empêche le photobleaching et la photooxydation. Observez les lames sous un microscope à épifluorescence verticale pour évaluer l’efficacité de l’électroporation.
- Stratégie B
- Laissez naître les chiots précédemment électroporés à e13.5 et E15.5 et attendez jusqu’à P15 pour effectuer la perfusion transcardique à l’aide de la même solution fixative utilisée à l’étape 4.1.4.
- Juste avant la perfusion, intraperitoneally administrer une dose de 75/1 mg/kg de kétamine/médetomidine. Lorsque le réflexe de pédale est perdu, fixer la souris en position supinée et faire une incision ventrale suivant la ligne médiane à l’aide de ciseaux pour exposer à la fois la cage thoracique et le diaphragme.
- Couper le diaphragme et ouvrir la cage thoracique pour accéder au cœur. Tenez la cage thoracique à l’aide d’un hémostat et faites une incision dans l’atrium droit avec de beaux ciseaux.
- Pénétrer dans le ventricule gauche à l’aide d’une aiguille reliée à un tube flexible à une pompe de perfusion péristaltique. Démarrer la perfusion transcardique, en livrant au moins 25 mL de 4% PFA à un flux constant de 5,5 mL/min (temps total ~5 min).
- Disséquer le cerveau des animaux perfusés. Tout d’abord, retirer la peau sur la tête avec des ciseaux et des forceps. Commencez à couper le crâne à l’aide de ciseaux et retirez soigneusement des sections des os du crâne jusqu’à ce qu’ils soient complètement enlevés. Enfin, extraire le cerveau à l’aide d’une spatule.
- Transférer les cerveaux dans une plaque de 24 puits et les fixer avec 4% PFA pendant la nuit à 4 °C sur un shaker orbital. Arrêter la fixation en remplaçant pfa par 0,05% (w/v) d’azide de sodium dans pbs.
REMARQUE : Comme indiqué à l’étape 4.1.5, il est conseillé d’effectuer un lavage intermédiaire avec 1x PBS. - Répétez les étapes 4.1.6−4.1.9, en changeant les paramètres vibratoires pour les cerveaux postnatals (largeur 40 μm, vitesse de 1,20 μm/s et 0,5 mm d’amplitude).
REMARQUE : L’immunohistochimie ou l’immunofluorescence peut être effectuée pour détecter des marqueurs cellulaires spécifiques ou améliorer le signal des protéines fluorescentes utilisées dans l’électroporation.
5. Imagerie et analyse de fluorescence confocale
- Allumez le microscope confocal, placez les lames de microscope contenant les sections cérébrales montées sur le support de diapositives de microscope et sélectionnez les canaux où les images de fluorescence seront prises (c.-à-d. 420−460 nm pour BFP, 490−540 nm pour GFP et 570−620 nm pour mCherry et tdTomato).
- Effectuer le balayage d’échantillon pour obtenir des images de carte de chaque section de cerveau à deux longueurs d’onde différentes pour une vue générale de la sortie d’électroporation double. Une fois terminé, sélectionnez l’objectif 10x et le mode d’observation multi-area-Z-stack-timelapse. Cela permettra de programmer l’acquisition automatique d’images de fluorescence à différentes localisations XYZ dans les sections du cerveau.
- Dans chacune des régions choisies (XY), définissez des paramètres d’imagerie appropriés (c.-à-d. l’intensité laser, la sensibilité photomultiplicateur et une résolution minimale de 1 024 x 1 024), ainsi que la profondeur de la numérisation (Z) selon les plans de l’échantillon où la fluorescence est visible.
- Obtenez des images de grossissement (10x) de toutes les régions choisies et exportez-les du format OIF au format TIFF à l’aide du logiciel de visionneuse de microscopes.
- Modifier l’objectif 60x, répéter l’étape 5.3 et capturer des images de grossissement élevé pour observer les interactions cellule-cellule d’une manière plus détaillée. Exportez-les comme indiqué à l’étape 5.4.
- Ouvrez les images acquises avec n’importe quel logiciel d’imagerie (p. ex., Fidji) pour une analyse plus approfondie.
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Representative Results
Les interactions entre les cellules voisines sont nées dans des endroits distal et à des moments différents : cellules Cajal-Retzius (cellules CR) et neurones de projection corticale en migration précoce (stratégie A)
L’interaction des cellules CR et des neurones de projection corticale précoce a été précédemment décrite comme nécessaire pour réguler la translocation somale par l’intermédiaire de molécules d’adhérence de la néctine et de la cadhérine à l’aide d’une double stratégie d’électroporation8. Les cellules d’CR proviennent du neuroépithélium aux bords du pallium et migrent tangentiellement pour peupler la partie la plus superficielle du cortex, la zone marginale17,18,19, tandis que les neurones de projection cortical sont générés dans la zone proliférative du cortex cérébral et migrent radialement dans la plaque corticale naissante20. Il y a une différence temporelle dans la génération des deux types de cellules. Les cellules CR sont générées à des stades embryonnaires très précoces à partir des neurones de projection E10.521,22 et cortical qui migrent par translocation somale naissent de E12.5–E13.523. À l’aide d’une double électroporation in utero, l’écart temporel entre les chirurgies permet aux cellules CR, ciblées sur E11,5 dans l’un de ses lieux d’origine (l’ourlet cortical), d’atteindre la zone marginale du néocortex latéral, y compris la zone somatosensorielle à temps, d’établir des contacts avec des neurones de projection cortical étiquetés à E13.5 (Figure 1A,B). Les principaux processus de neurones de projection exprimant gfp amélioré (EGFP) arborescence abondante dans la zone marginale du cortex et se mêlent avec les processus de CR-cellules qui expriment mCherry (Figure 1C). Des expériences fonctionnelles ont montré que la perturbation des molécules d’adhérence cellule-cellule exprimée par les neurones de projection ou les cellules CR affecte l’arborisation de leurs processus en raison de contacts altérés entre les deux types de cellules8.
Interactions à longue portée entre les cellules distales générées à différents moments : innervation des neurones de projection callosal de couche supérieure vers le côté contralatéral du néocortex (stratégie B)
Les neurones de projection corticale callosal sont présents dans tout le cortex cérébral, étant plus abondants dans les couches supérieures24. Ces neurones projettent leurs axones à travers le corpus callosum et contactent leurs cellules cibles, neurones de projection situés à travers les différentes couches du cortex contralatéral 25,26,27. Les neurones de projection de couche supérieure sont évolutionnairement plus récents que les neurones de couche inférieure et ont été considérablement étendus chez les primates28. Ces cellules sont essentielles pour la pensée complexe et des tâches associatives plus élevées, et les dysfonctionnements dans les groupes de gènes spécifiquement exprimés par cette population de cellules ont été récemment liés à l’autisme29.
Afin d’étudier spécifiquement les interactions de la sous-population des neurones de projection callosal situés dans les couches supérieures avec leurs cellules cibles réparties dans tout l’hémisphère contralatéral, nous avons développé un protocole d’électroporation ino. Pour étiqueter les cellules cibles des neurones de projection callosal de couche supérieure, nous avons effectué l’électroporation in utero à e13.5 à l’aide d’un BFP exprimant le plasmide (Figure 2A−C). Cet âge a été choisi stratégiquement parce qu’il permet non seulement de cibler une large population de neurones de projection corticale comprenant de nombreux neurones de couche-V, mais aussi un nombre considérable de neurones situés dans les couches supérieures (Figure 2C), couvrant essentiellement toutes les zones cibles des neurones de projection callosal de l’hémisphère contralatéral. Une deuxième électroporation dans le côté contralatéral à E15.5 a ciblé la sous-population callosale supérieure de neurone de projection de couche (exprimant nEGFP et mtdTomato) (figure 2A,B,D) mais pas les neurones de projection de couche inférieure nés à des âges plus tôt. Le besoin de double électroporation hétérochronique était donc justifié en raison des différentes périodes dans la génération des cellules de projection d’intérêt et des cellules innervées par eux. Ces neurones ciblés de couche supérieure envoient leurs axones à l’hémisphère contralatéral avec un modèle caractéristique d’arborisation (figure 2C). Les différences dans ce modèle typique d’arborisation axonale pourraient être évaluées sur gain ou perte d’expériences de fonction dans les cellules cibles utilisant ce protocole d’électroporation double. Une analyse de grossissement élevée montre en détail les axones callosaux innervant les neurones de projection ciblés dans l’hémisphère contralatéral (figure 2E).
Figure 1 : Stratégie A. Stratégie d’électroporation in utero pour étudier les interactions étroites entre les cellules ayant une origine spatiale et temporelle différente. (A) Schémas du protocole utilisé pour cibler les cellules CR exprimant les neurones de projection mCherry et cortical exprimant EGFP. (B) Image représentative d’une section coronale d’un cerveau après électroporation double dans l’ourlet cortical et le cortex latéral. Les cellules visées par l’ourlet cortical (rouge) migrent tangentiellement, populant la zone marginale du néocortex. Les cellules étiquetées dans la zone ventriculaire du cortex génèrent des neurones de projection cortical (vert) qui migrent radialement pour entrer dans la plaque corticale naissante. Barre d’échelle = 200 μm. (C) Grossissement de la zone en boîte dans le panneau B affichant le cortex latéral et les deux types de cellules étiquetées après le protocole d’électroporation double. Les lignes pointillées encadrent la zone marginale et la plaque corticale. Barre d’échelle = 100 μm. Le grossissement élevé sur la droite montre un détail de la zone marginale contenant les processus de pointe arborés des neurones de projection mêlés aux corps et aux processus des cellules CR. Barre d’échelle = 10 μm. Ctx = cortex; Ourlet = ourlet cortical; MZ = zone marginale; CP = plaque corticale; IZ = zone intermédiaire. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Stratégie B. Stratégie d’électroporation double pour étudier les interactions à long terme entre les cellules d’origine spatiale et temporelle différente. (A) Schéma affichant la stratégie pour cibler différentes populations de neurones de projection corticale dans le néocortex latéral, y compris la zone somatosensory dans différents hémisphères par double électroporation in utero. Les neurones de projection dans le cortex somatosensoriel de l’hémisphère droit visés par E13.5 ont exprimé BFP. Neurones de projection ciblés dans le côté contralatéral ciblé à E15.5 exprimé EGFP nucléaire (nEGFP) et cible à membrane tdTomato (mtdTomato). (B) Image représentative d’une section coronale d’un cerveau qui a subi une double chirurgie d’électroporation avec les plasmides mentionnés dans le panneau A. Notez les différentes distributions des cellules étiquetées par BFP ou nEGFP et l’étiquetage intense des axones des neurones de projection callosal de couche supérieure (mtdTomato) étiquetés à E15.5. Barre d’échelle = 500 μm. (C) Image du cortex somatosensoriel situé dans l’hémisphère droit dans un cerveau double électroporé. Notez la large répartition des neurones de projection (bleu) entre les couches et l’arborisation abondante des axones callosaux (rouges) provenant de neurones de projection ciblés dans l’hémisphère contralatéral. Barre d’échelle = 100 μm. (D) Image du cortex somatosensoriel dans l’hémisphère gauche d’un cerveau double électroporé. Notez la localisation discrète des neurones de projection ciblés dans la partie supérieure de la plaque corticale comme le montre l’expression du nEGFP (vert), ainsi que l’étiquetage rouge abondant entourant les corps cellulaires et toutes les projections neuronales (rouge). Barre d’échelle = 100 μm. (E) Images de grossissement élevé du cortex somatosensoriel dans l’hémisphère droit montrant les détails de l’arborisation des axones callosaux autour des neurones de projection ciblés. Barre d’échelle = 10 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
| Stratégie | Ordre de l’électroporation | Cellules cibles | Région ciblée | Ventricule injecté | Localisation des électrodes | Tension et impulsions | Plasmides utilisés | Âge de l’analyse |
| Un | Première | CR-cell à E11.5 | Ourlet cortical | Gauche | Positif dans l’hémisphère gauche (dirigé vers le mur médial) | 25 V, 40 ms, 4p | CAG-mCherry | E17.5 |
| Deuxième | Neurones de projection corticale à E13.5 | Cortex somatosensoriel | Gauche | Positif dans l’hémisphère gauche | 35 V, 60 ms, 5p | CAG-EGFP | ||
| (dirigé vers le cortex) | ||||||||
| B | Première | Neurones de projection corticale à E13.5 | Cortex somatosensoriel | Droite | Positif dans l’hémisphère droit | 35 V, 60 ms, 5p | CAG-BFP | P15 |
| (dirigé vers le cortex) | ||||||||
| Deuxième | Neurones de projection corticale à E15.5 | Cortex somatosensoriel | Gauche | Positif dans l’hémisphère gauche | 50 V, 80 ms, 5p | CAG-nEGFP-2A-mTdTomato | ||
| (dirigé vers le cortex) |
Tableau 1 : Résumé des conditions d’électroporation utilisées dans les différentes expériences.
| Survie des embryons à la suite d’une double électroporation in utero dans la stratégie A | |||||||||
| Nombre de portées | Nombre initial d’embryons | Nombre d’embryons survivants du premier PE | Nombre d’embryons survivants du deuxième PE | % de survie après le premier EP | % de survie après le deuxième EP* | % du taux de survie mondial | |||
| 9 | Nombre total | (Avg. litière ± SD) | Nombre total | (Avg. litière ± SD) | Nombre total | (Avg. litière ± SD) | 75% | 83.33% | 62.50% |
| 64 | 7,11 ± 2,08 | 48 | 5,33 ± 1,22 | 40 | 4,44 ± 1,01 | ||||
| Nombre d’embryons avortés après le premier EP | Nombre d’embryons avortés après le deuxième PE | Nombre total d’embryons avortés | % de l’avortement après le premier EP | % d’avortement après le deuxième EP* | % du taux mondial d’avortement | ||||
| Nombre total | (Avg. litière ± SD) | Nombre total | (Avg. litière ± SD) | Nombre total | (Avg. litière ± SD) | 25% | 16.66% | 37.50% | |
| 16 | 1,8 ± 1,09 | 8 | 0,88 ± 0,78 | 24 | 2,67 ± 1,32 | ||||
| *Survie et avortement calculés compte tenu des embryons qui ont survécu à la première électroporation | |||||||||
Tableau 2 : Survie des embryons suivant la double électroporation in utero dans la stratégie A.
| Survie des embryons et des chiots suivant la stratégie B (double EP E13.5 et E15.5) | |||||||||||
| Nombre de portées | Nombre initial d’embryons | Nombre d’embryons survivants du premier PE | Nombre de chiots nés après le double EP | Nombre d’embryons survivants à P15 | % de survie après le premier EP | % de survie après le deuxième EP | % de survie à P15 | ||||
| 8 | Nombre total | (Avg. litière ± SD) | Nombre total | (Avg. litière ± SD) | Nombre total | (Avg. litière ± SD) | Nombre total | (Avg. litière ± SD) | 88.46% | 82.69% | 55.77% |
| 52 | 6,5 ± 2 | 46 | 5,75 ± 2,05 | 43 | 5,38 ± 1,77 | 29 | 3,63 ± 1,6 | ||||
| Survie des embryons et des chiots après un EP unique à E13.5 | ||||||||
| Nombre de portées | Nombre initial d’embryons | Nombre de chiots nés après l’EP | Nombre d’embryons survivants à P15 | % de survie après ep | % de survie à P15 | |||
| 11 | Nombre total | (Avg. litière ± SD) | Nombre total | (Avg. litière ± SD) | Nombre total | (Avg. litière ± SD) | 89.74% | 57.69% |
| 78 | 7,1 ± 1,64 | 70 | 6,36 ± 1,7 | 45 | 4,09 ± 2,07 | |||
Tableau 3 : Survie des chiots suivant la double électroporation in utero dans la stratégie B par rapport à l’électroporation simple.
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Discussion
L’étude des interactions cellule-cellule in vivo dans les régions à forte densité cellulaire comme le cortex cérébral est une tâche complexe. Les approches traditionnelles, y compris l’utilisation d’anticorps pour étiqueter les neurites, ne conviennent pas en raison de l’absence de marqueurs spécifiques pour différentes populations cellulaires. L’utilisation de modèles murins transgéniques, où un type de cellule particulier exprime une protéine fluorescente, est utile pour visualiser les processus neuronaux, mais cela dépend de la disponibilité de tels modèles. Cette tâche est encore plus compliquée lorsque vous essayez de visualiser les différences possibles dans les interactions entre deux types de cellules particulières lors de la perturbation des gènes d’intérêt, car elle implique l’utilisation d’autres modèles animaux, comme les souris knock-out. Toutes ces questions ont compliqué ces études dans le passé en raison des coûts économiques et temporels.
L’émergence de nouvelles techniques permettant la transgenèse somatique in vivo, comme l’électroporation in utero, offre la possibilité de concevoir des stratégies comme celle décrite dans ce protocole, qui contournent l’utilisation ou la génération d’animaux combinés de reporter et de knockout, rendant ce type d’expérience plus faisable. Les résultats présentés dans cette publication et les études publiées précédemment8 démontrent que ce protocole 1) permet avec succès le ciblage des populations cellulaires d’origine temporelle et spatiale différente; 2) rend possible la visualisation des contacts cellule-cellule avec haute résolution; et 3) est utile pour détecter les différences dans les contacts cellulaires après des expériences fonctionnelles.
Malgré l’utilisation large de l’électroporation in utero, cette technique nécessite une formation considérable afin d’effectuer la chirurgie en toute sécurité, manipuler les embryons sans les endommager, et assurer le ciblage correct de la région désirée. Cependant, après cette formation, la survie des femelles enceintes est excellente (environ 100% dans nos mains) et nous n’avons trouvé aucune différence entre l’électroporation simple et double in utero. Les femelles enceintes célibataires et doubles électroporated récupèrent très rapidement de la chirurgie. Dans la grande majorité des cas, leur comportement le lendemain de la chirurgie simple ou double semblent normaux et ces femelles enceintes mangent, boivent, marchent, et même grimper sans difficultés sans signes apparents de douleur et de détresse.
La survie des embryons après la première et la deuxième électroporation est également bonne dans l’ensemble, et le taux d’avortement diminue à mesure que l’âge des embryons augmente (tableau 2 et tableau 3). La principale difficulté est le ciblage réussi dans les deux électroporations. Avec les embryons plus âgés à partir de E13.5, le degré de succès est très élevé. Les premiers âges comme E11.5 sont plus difficiles parce que la petite taille des embryons rend la manipulation et l’injection plus difficiles, ce qui affecte en outre leur survie. Toutefois, les embryons qui survivent à la première électroporation E11.5 présentent de très bons taux de survie après la deuxième électroporation à l’E13.5 (tableau 2). Pour améliorer la compétence avec cette technique, nous recommandons fortement la pratique des chirurgies chez les chiots à ~ E14.5 et progressivement essayer des chirurgies à un âge plus jeune.
Un autre défi est la survie postnatale, parce que les mères subissant une chirurgie ne prennent pas toujours soin de tous leurs chiots, bien que les femelles enceintes célibataires ou double électroporated livrer les chiots sans problèmes (Tableau 3) et leur comportement et l’état de forme physique semblent normaux. Dans nos mains, et avec le calendrier décrit ici, nous ne trouvons aucune différence importante dans la survie postnatale après l’électroporation simple et double (Tableau 3), mais pour contourner les problèmes de survie possibles chiots peuvent être transférés aux mères adoptives à l’accouchement lorsque les mères réelles affichent un comportement maternel pauvre à la naissance. Fournir du matériel de nidification supplémentaire et de la nourriture riche aux femelles enceintes avant la date d’accouchement peut également aider à augmenter les taux de survie des petits.
L’un des principaux avantages de cette stratégie est l’utilisation de souris de type sauvage pour des études fonctionnelles, mais elle peut également être appliquée, par exemple, à des souris reporters CRE ou des souris floxées pour des gènes d’intérêt, lorsqu’elle est disponible. Chez ces souris, l’électroporation de la CRE-recombinas exprimant des plasmides permettra l’expression permanente du gène reporter ou l’inactivation du gène désiré, respectivement, dans les cellules ciblées. Pour les expériences fonctionnelles, nous pouvons également contrôler l’expression de la construction uniquement dans le type de cellule d’intérêt. Par exemple, un promoteur neuronal ne peut être utilisé que pour manipuler un gène candidat dans les neurones et non dans les cellules souches neuronales, empêchant ainsi les effets indésirables au niveau des ancêtres. Toutes ces considérations, ainsi que le contrôle du temps et de la région ciblée, font de l’électroporation double in utero une technique très polyvalente pour étudier les interactions cellule-cellule non seulement à l’intérieur du cortex, mais aussi dans d’autres structures qui peuvent être ciblées à l’aide de cette technologie.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Les auteurs remercient Cristina Andrés Carbonell et les membres de l’établissement de soins aux animaux de l’Universidad de Valencia pour leur assistance technique. Nous tenons également à remercier Isabel Fariñas et Sacramento R. Ferrón pour les réactifs et le partage de leur équipement avec nous. I.M.W est financé par un contrat de Garantie Juvenil de la Conselleria de Educación de Valencia (GJIDI/2018/A/221), D.dA.D est financé par le Ministerio de Ciencia, Innovación y Universidades (MICINN) (FPI-PRE2018-086150). C.Gil-Sanz est titulaire d’une subvention De Ramón y Cajal (RYC-2015-19058) du Ministerio de Ciencia espagnol, Innovación y Universidades (MICINN). Ces travaux ont été financés RYC-2015-19058 et SAF2017-82880-R (MICINN).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ampicillin sodium salt | Sigma-Aldrich | A9518-25G | |
| Aspirator tube | Sigma-Aldrich | A5177-5EA | |
| Baby-mixter hemostat (perfusion) | Fine Science Tools (FST) | 13013-14 | |
| Borosilicate glass capillary | WPI | 1B100-6 | |
| Buprenorphine (BUPREX 0,3 mg/ml) | Rb Pharmaceuticals Limited | 921425 | |
| CAG-BFP plasmid | Kindly provided by U.Müller Lab | ||
| CAG-EGFP plasmid | Kindly provided by U.Müller Lab | ||
| CAG-mCherry plasmid | Kindly provided by U.Müller Lab | ||
| CAG-mtdTomato-2A-nGFP plasmid | Kindly provided by U.Müller Lab | ||
| Confocal microscope | Olympus | FV10i | |
| Cotton Swabs | BFHCVDF | ||
| Cyanoacrylate glue | B. Braun Surgical | 1050044 | |
| Dissecting scope | Zeiss | stemi 305 | |
| Dumont Forceps #5 Fine Forceps | Fine Science Tools (FST) | 11254-20 | |
| ECM830 Square Wave Electroporator | BTX | 45-0052 | |
| Electric Razor | Oster | 76998 | |
| Endotoxin-free TE buffer | QIAGEN | 1018499 | |
| Ethanol wipes | BFHCVDF | ||
| Extra Fine Graefe Forceps | Fine Science Tools (FST) | 11150-10 | |
| Eye ointment | Alcon | 682542.6 | |
| Fast Green dye | Sigma-Aldrich | F7252-5G | |
| Fine Scissors | Fine Science Tools (FST) | 14069-09 | |
| Fluorescence LEDs | CoolLED | pE-300-W | |
| Genopure Plasmid Maxi Kit | Roche | 3143422001 | |
| Halsted-Mosquito Hemostats (suture) | Fine Science Tools (FST) | 91308-12 | |
| Heating Pad | UFESA | AL5514 | |
| Inverted epifluorescence microscope | Nikon | Eclipse TE2000-S | |
| Iodine wipes | Lorsoul | ||
| Isofluorane vaporizer | Flow-Meter | A15B5001 | |
| Isoflurane | Karizoo | 586259 | |
| Ketamine (Anastemine) | Fatro Ibérica SL | 583889-2 | |
| Kimtech precision wipes | Kimberly-Clark | 7252 | |
| LB (Lennox) Agar GEN | Labkem | AGLB-00P-500 | |
| LB (Lennox) broth GEN | Labkem | LBBR-00P-500 | |
| Low-melting point agarose | Fisher Scientific | BP165-25 | |
| Medetomidine (Sedator) | Dechra | 573749.2 | |
| Microscope coverslips | Menel-Gläser | 15747592 | |
| Microscope Slides | Labbox | SLIB-F10-050 | |
| Mounting medium | Electron Microscopy Sciences | 17984-25 | |
| Mutiwell plates (24) | SPL Life Sciences | 32024 | |
| Mutiwell plates (48) | SPL Life Sciences | 32048 | |
| NaCl (for saline solution) | Fisher Scientific | 10112640 | |
| Needle 25 G (BD Microlance 3) | Becton, Dickinson and Company | 300600 | |
| Orbital incubator S150 | Stuart Scientific | 5133 | |
| P Selecta Incubator | J. P. Selecta, s.a. | 0485472 | |
| Paraformaldehyde | PanReac AppliedChem | A3813 | |
| Penicillin-Streptomycin | Sigma -Aldrich | P4333 | |
| Peristaltic perfusion pump | Cole-Parmer | EW-07522-30 | |
| Platinum Tweezertrode, 5 mm Diameter | Btx | 45-0489 | |
| Reflex Skin Closure System - 7mm Clips, box of 100 | AgnThos | 203-1000 | |
| Reflex Skin Closure System - Clip Applyer, 7mm | AgnThos | 204-1000 | |
| Ring Forceps | Fine Science Tools (FST) | 11103-09 | |
| Sodium azide | PanReac AppliedChem | 122712-1608 | |
| Surgical absorbent pad (steryle) | HK Surgical | PD-M | |
| Suture (Surgicryl PGA 6-0) | SMI Suture Materials | BYD11071512 | |
| Syringe 1ml (BD plastipak) | Becton, Dickinson and Company | 303172 | |
| Tissue Culture Dish 100 x 20 mm | Falcon | 353003 | |
| Vertical Micropipette Puller | Sutter Instrument Co | P-30 | |
| Vertical microscope | Nikon | Eclipse Ni | |
| Vibratome | Leica | VT1200S |
References
- Popovitchenko, T., Rasin, M. R. Transcriptional and post-transcriptional mechanisms of the development of neocortical lamination. Frontiers in Neuroanatomy. 11, 102 (2017).
- Mukhtar, T., Taylor, V. Untangling Cortical Complexity During Development. Journal of Experimental Neuroscience. 12, (2018).
- Saito, T., Nakatsuji, N. Efficient gene transfer into the embryonic mouse brain using in vivo electroporation. Developmental Biology. 240, 237-246 (2001).
- Tabata, H., Nakajima, K. Efficient in utero gene transfer system to the developing mouse brain using electroporation: Visualization of neuronal migration in the developing cortex. Neuroscience. 103, 865-872 (2001).
- Shimogori, T., Ogawa, M. Gene application with in utero electroporation in mouse embryonic brain. Development, Growth & Differentiation. 50, 499-506 (2008).
- Tabata, H., Nakajima, K. Labeling embryonic mouse central nervous system cells by in utero electroporation. Development, Growth & Differentiation. 50, 507-511 (2008).
- Franco, S. J., Martinez-Garay, I., Gil-Sanz, C., Harkins-Perry, S. R., Müller, U. Reelin Regulates Cadherin Function via Dab1/Rap1 to Control Neuronal Migration and Lamination in the Neocortex. Neuron. 69, 482-497 (2011).
- Gil-Sanz, C., et al. Cajal-Retzius cells instruct neuronal migration by coincidence signaling between secreted and contact-dependent guidance cues. Neuron. 79, 461-477 (2013).
- Martinez-Garay, I., et al. Cadherin 2/4 signaling via PTP1B and catenins is crucial for nucleokinesis during radial neuronal migration in the neocortex. Development. 143, 2121-2134 (2016).
- Popovitchenko, T., et al. The RNA binding protein HuR determines the differential translation of autism-associated FoxP subfamily members in the developing neocortex. Scientific Reports. 6, (2016).
- Bultje, R. S., et al. Mammalian Par3 Regulates Progenitor Cell Asymmetric Division via Notch Signaling in the Developing Neocortex. Neuron. 63, 189-202 (2009).
- Rodríguez-Tornos, F. M., et al. Cux1 Enables Interhemispheric Connections of Layer II/III Neurons by Regulating Kv1-Dependent Firing. Neuron. 89, 494-506 (2016).
- Borrell, V., Yoshimura, Y., Callaway, E. M. Targeted gene delivery to telencephalic inhibitory neurons by directional in utero electroporation. Journal of Neuroscience Methods. 143, 151-158 (2005).
- Mire, E., et al. Spontaneous activity regulates Robo1 transcription to mediate a switch in thalamocortical axon growth. Nature Neuroscience. 15, 1134-1143 (2012).
- Kawauchi, D., Saito, T. Transcriptional cascade from Math1 to Mbh1 and Mbh2 is required for cerebellar granule cell differentiation. Developmental Biology. 322, 345-354 (2008).
- Briz, C. G., Navarrete, M., Esteban, J. A., Nieto, M. In utero electroporation approaches to study the excitability of neuronal subpopulations and single-cell connectivity. Journal of Visualized Experiments. 120, e55139 (2017).
- Bielle, F., et al. Multiple origins of Cajal-Retzius cells at the borders of the developing pallium. Nature Neuroscience. 8, 1002-1012 (2005).
- Meyer, G., Perez-Garcia, C. G., Abraham, H., Caput, D. Expression of p73 and Reelin in the Developing Human Cortex. Journal of Neuroscience. 22, 4973-4986 (2002).
- Takiguchi-Hayashi, K., et al. Generation of Reelin-Positive Marginal Zone Cells from the Caudomedial Wall of Telencephalic Vesicles. Journal of Neuroscience. 24, 2286-2295 (2004).
- Berry, M., Rogers, A. W. The migration of neuroblasts in the developing cerebral cortex. Journal of Anatomy. 99, 691-709 (1965).
- Alcántara, S., et al. Regional and cellular patterns of reelin mRNA expression in the forebrain of the developing and adult mouse. Journal of Neuroscience. 18, 7779-7799 (1998).
- Yoshida, M., Assimacopoulos, S., Jones, K. R., Grove, E. A. Massive loss of Cajal-Retzius cells does not disrupt neocortical layer order. Development. 133, 537-545 (2006).
- Nadarajah, B., Brunstrom, J. E., Grutzendler, J., Wong, R. O. L., Pearlman, A. L. Two modes of radial migration in early development of the cerebral cortex. Nature Neuroscience. 4, 143-150 (2001).
- Fame, R. M., MacDonald, J. L., Macklis, J. D. Development, specification, and diversity of callosal projection neurons. Trends in Neurosciences. 34, 41-50 (2011).
- Thomson, A. M., Bannister, A. P. Interlaminar Connections in the Neocortex. Cerebral Cortex. 13, 5-14 (2003).
- Zarrinpar, A., Callaway, E. M. Local connections to specific types of layer 6 neurons in the rat visual cortex. Journal of Neurophysiology. 95, 1751-1761 (2006).
- Chovsepian, A., Empl, L., Correa, D., Bareyre, F. M. Heterotopic Transcallosal Projections Are Present throughout the Mouse Cortex. Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 36 (2017).
- DeFelipe, J. The evolution of the brain, the human nature of cortical circuits, and intellectual creativity. Frontiers in Neuroanatomy. 5, 29 (2011).
- Velmeshev, D., et al. Single-cell genomics identifies cell type–specific molecular changes in autism. Science. 364, 685-689 (2019).
