Summary
Здесь мы представляем неинвазивный протокол электрокардиографии (ЭКГ), оптимизированный для ранних постнатальных мышей, который не требует применения анестезии.
Abstract
Электрокардиография (ЭКГ) уже давно используется в качестве эффективного и надежного метода оценки сердечно-сосудистой (и сердечно-легочной) функции как в моделях болезней человека, так и животных. Индивидуальный пульс, ритм и регулярность, в сочетании с количественными параметрами, собранными из ЭКГ, служат для оценки целостности сердечной системы, а также комплексной физиологии сердечногоцикла. В этой статье содержится подробное описание методов и методов, используемых для выполнения неинвазивной ЭКГ на перинатальных и неонатальных щенков мыши уже в первый послеродовой день, не требуя использования анестезии. Этот протокол был разработан для непосредственного решения проблемы стандартизированного и повторяемого метода получения ЭКГ у новорожденных мышей. С точки зрения перевода, этот протокол оказывается полностью эффективным для характеристики врожденных сердечно-легочных дефектов, генерируемых с использованием трансгенных линий мыши, и особенно для анализа дефектов, вызывающих летальность в первые и в первые послеродовые дни. Этот протокол также направлен на непосредственное устранение пробела в научной литературе для характеристики и предоставления нормативных данных, связанных с созреванием ранней послеродовой сердечной системы. Этот метод не ограничивается конкретной послеродовой точкой времени, а скорее позволяет ЭКГ сбора данных в неонатальных щенков мыши от рождения до послеродового дня 10 (P10), окно, которое имеет решающее значение для моделирования заболеваний человека in vivo, с особым акцентом на врожденные заболевания сердца (ИГД).
Introduction
Сердечная функция может быть измерена по-разному, наиболее распространенным из которых является использование электрокардиографии (ЭКГ) для анализа проводимости электрического тока через сердце, а также его общего сердечного цикла ифункции 1. Электрокардиография продолжает оставаться полезным диагностическим инструментом для выявления и характеристики сердечных аномалий как у человека, так и у животныхмоделей заболевания 1,2. Нерегулярности в показаниях электрокардиограммы могут быть обнаружены при аномальном развитии сердца (например, врожденных пороков сердца (ИБД)) и могут включать аритмии, проявляющиеся как изменения частоты сердечных сокращений (например, брадикардия) и ритма (например, «сердечные блоки»), наводящих на себя дефекты целостности и/или функции основного миокарда. Такие изменения могут предрасполагать пациентов к опасной для жизни сердечной дисфункции (например, застойной сердечной недостаточности и/или остановке сердца) иповышенной смертности 3,4. Учитывая высокие показатели смертности с тяжелой и необработанной ИКО, разработка стандартизированного и повторяемого метода сбора ЭКГ в этот ранний послеродовой период имеет решающее значение.
Хотя мы не первые, кто решает эту проблему, предыдущие методы сбора ЭКГ на детенышей мыши традиционно включали инвазивные процедуры (подкожная игла или проводные электроды) и/или использованиеанестезии 5,6,7. Преимущества проведения неинвазивного анализа ЭКГ включают минимизацию боли и отмену стресса на животное. В то время как экспериментатор должен по-прежнему быть осторожным о причинении щенка стресс, устройство предназначено, чтобы избежать общих стрессоров для того, чтобы произвести точные данные. В контексте оценки сердечной функции, введение анестезии для животных, которые могут иметь сердечно-легочные аномалии потенциально может маскировать или даже усугубить основные условия. Анестетики могут влиять на электрическую проводимости путем изменения деполяризации и/или реполяризации клеток. Наконец, применение анестезии может поставить новорожденного щенка на повышенный риск переохлаждения, что может еще больше запутать любую присущую патологию. Следующий протокол не вводит никаких анестезий, инвазивных процедур или выраженного дискомфорта для щенка. Как только установка оборудования завершена, установка устройства и сбор данных с участием животного могут быть завершены эффективно, после чего щенки могут быть возвращены их матери. Кроме того, эта система позволяет проводить повторные и/или серийные анализы, что идеально подходит для экспериментов, требующих анализа с течением времени, внедрения фармакологических методов лечения и т.д.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Следующий протокол соответствует стандартам Институционального комитета по уходу за животными и использованию Университета Новой Англии. Тщательное наблюдение за протоколом должно обеспечить удовлетворительные ЭКГ читает во всех исследованных новорожденных (n
1. Подготовка устройств
- Подключите устройство к USB-порту компьютера с загруженным на него программным обеспечением ЭКГ. Измерительное устройство автоматически начнет нагреваться до (37 градусов по Цельсию/98,6 градусов по Фаренгейту). Внутренний отопительный блок содержится в измерительном блоке и нагревает только пластиковую поверхность. Электроды серебряной проволоки не нагреваются.
- Разрешить примерно 15 минут для поверхности, чтобы достичь температуры. Используйте это время, чтобы собрать и настроить животных.
ПРИМЕЧАНИЕ: Протокол может быть приостановлен в этот момент, и платформа может оставаться подключенной и нагреваться в течение длительного периода времени. При отсутствии самоогревной электродной платформы, безопасная грелка для животных также может быть использована для того, чтобы мать и щенки не переохлаждались.
2. Подготовка животных
- Соберите мать и щенков и держать в клетке жилья до готовности к сбору.
- После того, как измерительный блок нагревается до температуры, удалить щенка мыши из клетки и протрите грудную клетку с 70% этанола распыляется на салфетку. Поместите щенка на нагретую поверхность пластика.
- Позвольте мыши акклиматизироваться к поверхности в темноте в течение примерно 2-5 минут.
3. Настройка платформы мыши и электрода (приложение электрода)
- Используйте металлический шпатель, зонд или деревянный дюбель для сбора небольшой капли клея, электрического проводя геля (быстро высыхающий высокопроводящий электродный гель, обычно используемый для размещения электродов грызунов).
ПРИМЕЧАНИЕ: Любой неибровный, твердый объект может быть использован для применения проводя геля, до тех пор, пока объект не оставит после себя синтетические волокна или аналогичный материал на электродах, которые могут помешать качеству электрического сигнала. - Используя шпатель/дюбель, аккуратно коснитесь верхней части каждой из четырех сплющенных электродных поверхностей, мягко прижимаясь вниз и потянув проводящий гель под наклонным углом от центра конструкции электрода. Убедитесь, что каждый отдельный электрод полностью покрыт гелем.
ВНИМАНИЕ: Этот шаг чрезвычайно важен для обеспечения того, чтобы проводящий, электродный гель не придерживался более одного электрода. Клей нити, которые образуются между электродами может проводить заряд и потенциально вмешиваться или короткий из желаемого электрического сигнала. Протокол не следует приостанавливать в это время, так как гель начнет укрепляться и становиться адептом. Убедитесь в том, чтобы настроить мышь на платформу в течение 5-10 минут после применения проведения гель (или эквивалент проводимой замены электродного геля). - Поместите металлический шпатель или деревянный дюбель с остатком геля в сторону.
- Поместите неонатальной мыши щенка грудины вниз и склонны с головой щенка перед исходящим краем USB платформы. Убедитесь, что часть груди щенка покрывает каждый из четырех электродов. Аккуратно сдерживайте предплечья щенка рядом с ним, одновременно удерживая его в течение примерно 1 минуты, чтобы позволить проводя гель установить.
- Поместите резиновые силиконовые бамперы на правой и левой сторонах щенка. Бамперы должны обеспечить щенка с каждой стороны и обеспечить стабильность, чтобы предотвратить чрезмерные движения мыши, но не должны препятствовать всем движениям мыши. После установки, смотреть на мышь на мгновение и настроить размещение бампера по мере необходимости.
ВНИМАНИЕ: Не сжимайте мышь слишком плотно, так как это может помешать дыхательной механике и частоте дыхания. - Используйте дюбель, который был отложен, чтобы применить оставшиеся проводящие гель для заземления хвост электрода и место на rump щенка. Нанесите мягкое давление, чтобы гель установить, прежде чем выпустить щенка.
- Поместите окончательный кремний бампер на верхней части rump мыши, чтобы держать заземления электрода на месте.
ВНИМАНИЕ: Не применяйте чрезмерную силу при размещении окончательного бампера, поскольку это может вызвать дискомфорт для щенка и / или вытеснить заземления электрода. - Захватите всю платформу и аккуратно поместите внутрь клетки Фарадея.
ВНИМАНИЕ: Используйте осторожность и убедитесь, что верхний силиконовый бампер не становится перемещенным после того, как клетка Фарадея на месте. - Перед записью убедитесь, что щенок мыши не движется чрезмерно и убедитесь, что тело и голова мыши выглядит безопасным.
ВНИМАНИЕ: Убедитесь, что голова щенка мыши может двигаться несколько свободно в бамперах и не полностью морда вниз в платформу. Поднятая платформа предназначена для того, чтобы слегка поднять грудную клетку мыши и предотвратить удушье, но за этим следует внимательно следить.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Идеальная ЭКГ будет иметь четкий, заметный сигнал, который позволяет анализировать все волны в несколько различных временных рамок(рисунок 1). Лаборатория первоначально использовала специальное применение электромиографического аппарата для производства ЭКГ неудовлетворительного качества, что позволило нам анализировать только основные параметры, такие как пульс(рисунок S1). Это вдохновило компанию на разработку нового прототипа ЭКГ-устройства специально для анализа ранних постнатальных щенков мыши.
Низкое качество чтения не имеет заметных ударов, показывает явное вмешательство, и имеет волны или несоответствия по всему чтению(рисунок 2). Для достижения высокого качества ЭКГ, следуйте инструкциям тщательно. Используйте осторожность при применении проводя геля, так как он умеренно клей, и может потребоваться дополнительное время, чтобы позволить мыши для размещения на устройстве. Делая это, он снижает риск движения мыши, есть сокращение из электродов, и для правильного использования устройства. Мыши должны быть размещены на устройстве, так что голова сталкивается с шнурами, которые соединяют устройство с USB-портом и в положении, подверженном(рисунок 3). Мышь должна быть защищена резиновыми бамперами, чтобы держать их надежно на месте, с двумя на стороне и один на вершине(рисунок 3). Эти бамперы должны обеспечить мышь, но не должны препятствовать мыши от перемещения головы. Расположение мыши имеет важное значение для чтения, так как провода неподвижны. Провода настроены так, что передние два электрода являются свинцом I(рисунок 3). Задние два электрода являются приводит II и III, с наземным электродом, находясь на rump щенка (Рисунок 3). Настройка мыши таким образом позволит обеспечить лучшие результаты.
Используемая программа позволяет провести анализ ЭКГ в программе. Это обеспечивает анализ ключевых аспектов, включая пульс, R-R интервалы, интервал сложности ЗРС, интервал зТ и PR интервал. Учитывая эту способность, удалось установить набор данных нормативных значений для перинатальной мыши(таблица 1). Эти нормативные результаты были основаны на мышах, которые были проанализированы в течение одного дня после рождения. Было установлено, что среднее сердцебиение было 357,2 ударов в минуту (bpm). Средние интервалы R-R, RS, qT и PR были 169,1, 16,9, 45,4 и 36,3 миллисекунды (мс), соответственно (Таблица 1). Важно отметить, что установка может быть использована для анализа моделей ЭКГ у неонатальных мышей, страдающих врожденными пороками сердца(рисунок S2).
| Возраст щенка | Авеню/СТДЕВ | Скорость сердечных сокращений (bpm) | R-R Интервал (мс) | Продолжительность PR (мс) | Длительность RS (мс) | Продолжительность (мс) | ST Длительность (мс) | T Длительность (мс) | P Продолжительность (мс) |
| P1 | Средние | 357.2 | 169.1 | 36.3 | 16.9 | 45.4 | 16.4 | 18 | 12.8 |
| Стандартное отклонение | 36.3 | 20 | 10.9 | 5.8 | 16 | 7.4 | 7.2 | 3.1 | |
| P3 | Средние | 412.4 | 149.2 | 46.4 | 14.5 | 53 | 22.3 | 16.2 | 14.8 |
| Стандартное отклонение | 55.4 | 21.4 | 6.8 | 11 | 12.2 | 6.9 | 4.6 | 3.1 | |
| P5 | Средние | 505.5 | 119.2 | 46.7 | 11.7 | 51.3 | 20.8 | 18.8 | 14.2 |
| Стандартное отклонение | 19.2 | 4.6 | 13.3 | 5.8 | 8.1 | 11.4 | 4.6 | 2.3 | |
| P7 | Средние | 555.3 | 108.7 | 40 | 9.5 | 43.6 | 20.3 | 13.7 | 14 |
| Стандартное отклонение | 34.2 | 7 | 2.5 | 0.6 | 6 | 7.1 | 3.2 | 2.7 |
Таблица 1: Репрезентативные результаты измерений ЭКГ для среднего перинатального щенка мыши P1, P3, P5 и P7.
Рисунок 1: Репрезентативные электрокардиографические чтения от неонатальных мышей в первый (A, P1.0), третий (B, P3.0) и седьмой (C, P7.0) послеродовой день.
(A-C) Изображения представляют собой примеры отслеживания ЭКГ хорошего качества с помощью 2-ведущего, неинвазивного устройства, захваченного в 1,5-с кадр чтения. Известные характеристики хорошего ЭКГ читает включают четкие, заметные удары, как описано коллективно наличием последовательных P-волн, а затем комплекс RS и последующие Т-волны, видимые в обоих приводит I-II каждой послеродовой точки времени. Примеры также включают низкое соотношение сигнала к шуму (минимальный артефакт) и различимую изоэлектрической линии. Верхняя ЭКГ полоса (красный): Свинец I; нижняя ЭКГ полоса (зеленый): Свинец II. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Представитель ЭКГ читать с осложнениями.
Это изображение является репрезентативным для низкого качества ЭКГ-чтения с помощью 2-свинцового, неинвазивного устройства в первый послеродовой день (P1.0). Выше изображения были захвачены в 1,5 с чтением кадра. Низкое качество ЭКГ трассировки характеризуются отсутствием заметных ударов (и конкретных сердечного цикла волновых форм), наряду с выраженным артефактом (высокий коэффициент сигнала:шум), и заметные несоответствия между приводит I и II от данного щенка мыши. Для улучшения этой ЭКГ, как устройство и силиконовые бамперы обеспечения щенка потребуется перепозиционирование в клетке Фарадея. Чтобы свести к минимуму электромагнитные помехи, необходимо будет проработать удаление всех движущихся устройств вблизи аппарата. Окончательная мера по устранению неполадок будет включать в себя перепозиционирование щенка мыши на электродах устройства и/или более проводящий гель должен быть (повторно) применен. Верхняя ЭКГ полоса (красный): Свинец I; нижняя ЭКГ полоса (зеленый): Свинец II. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 3: Размещение щенка мыши и конечностей свинца электродов для сбора ранней послеродовой ЭКГ.
(A) Слева: Передняя перспектива размещения мыши на электродной платформе в клетке Фарадея (черный). Справа: Боковой вид, иллюстрирующий правильное размещение мыши поверх поднятых электродов/платформы; поддерживающие силиконовые бамперы (не на фото) помещаются в обе стороны и через верхнюю часть щенка мыши в клетке Фарадея. (B)Биполярная конечность приводит и электродем размещения на неонатальной мыши. На рисунке изображена точка соприкосновения каждого поднятого электрода на брюшной грудной поверхности щенка мыши. (B,C) Размещение электродов, направленность свинца грудной клетки и (C) соответствующие, репрезентативные трассировки ЭКГ от щенка неонатальной мыши на P1.0 (Свинец I (красный); Свинец II (зеленый)). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 4: Представитель ЭКГ трассировки неонатальных мышей в нескольких точках послеродового времени.
Представитель ЭКГ читает(верхние 2следа) и иллюстрирует сердечныециклы(нижний ряд) от неонатальных щенков мыши в первый(A, P1.0), третий(B, P3.0), иседьмой( C , P7.0) послеродовой день. Каждое изображение представляет собой образцовое отслеживание ЭКГ с помощью 2-ведущего, неинвазивного устройства, захваченного в 1,5-секундном кадре чтения(A-C, Lead I (вверху/красный); Свинец II (внизу/зеленый)). В то время как отдельные формы волн, как представляется, претерпевает морфологические изменения с возрастом, заметные и последовательные характеристики включают четкие, заметные удары, как описано коллективно наличием последовательных P-волн, за которыми следует комплекс RS и последующие Т-волны, видимые в обоих проводах I-II каждой послеродовой точки времени. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок S1: Иллюстрация традиционных электродов свинца конечностей для неинвазивной коллекции ранней послеродовой ЭКГ. (А, слева) Боковой вид мыши и электродного размещения в клетке Фарадея (коробка). (B)Традиционные самопригарные электроды кожи расположены на спинной поверхности щенка. (А, справа) ЭКГ-сигнал может быть интерпретирован с использованием традиционной электромиографии превлододелия для получения минималистичный ЭКГ отслеживания заметны только в свинец II (C, снизу). (B-C) Размещение электродов, направленность свинца грудной клетки и соответствующая репрезентативная ЭКГ отслеживание от щенка неонатальной мыши на P1.0 (Свинец II; фиолетовый). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить эту цифру.
Рисунок S2: Сравнительные электрокардиографические чтения от щенков-пометов и щенков-мутантов с врожденными пороками сердца в первый послеродовой день (P1.0). (A,B) Изображения представляют собой примеры хорошего качества ЭКГ трассировки от здоровых неонатальных щенков (A, CONTROL) по сравнению с щенками, рожденными с CHD (B, CHD MUT) на P1.0. 2-свинцовое, неинвазивное устройство использовалось для захвата трассировки ЭКГ с интервалами 10,0(A,B, top)и 1,5-секундными интервалами(A, B, bottom). Заметные различия в частоте сердечных сокращений очевидны в CHD MUT(B), как визуализировано уменьшенным числом сердечных циклов (комплексов), видимых в данный срок. Сравнение также показывает нарушения в общей морфологии волновых форм, частоты и общей регулярности сердечных циклов в CHD MUT(B) по сравнению сконтролем( A). Свинец I (красный); Свинец II (зеленый)). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить эту цифру.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Точки данных, собранные в перинатальный день 1 мыши щенков немного ниже среднего ожидаемого значения для взрослых мышей (500-700 ударов в минуту). 8 Существует увеличение сердечного ритма, как мышь возрастов, который падает больше в соответствии с ожидаемыми значениями (Таблица 1). Однако важно подчеркнуть, что неонатальные значения находились на нижнем конце этого диапазона, поддерживая идею о том, что нормативные значения должны быть документированы в возрастной форме. Этот метод отличается от других протоколов электрокардиограммы тем, что нет физической травмы мыши. Протокол совершенно неинвазивный, не требует применения анестезии, и является оптимальным для мышей сразу после рождения. Ни одно другое устройство электрокардиограммы позволяет щенкам этого молодого быть проанализированытаким образом 9,10,11. Этот протокол направлен на создание надежного справочного метода для получения нормативных данных, характерных для популяции неонатальных мышей, но применимых к детской популяции человека.
При выполнении электрокардиограммы на таком маленьком животном, важно быть осторожным со всеми шагами. Тем не менее, есть несколько ключевых шагов, которые могут изменить качество результатов. Во-первых, применение проводящих гель. Если есть слишком много геля, будет больше шансов для электродов, чтобы подключиться и короткие. Если не хватает геля, не будет безопасного соединения. Лучший способ применения геля – подойти к электроду из внешнего угла и перевернуть гель поверх электрода. Очень важно проявлять крайнюю осторожность, чтобы гарантировать отсутствие нитей между электродами, которые мешали бы присутствию и/или качеству электрической активности. Это может быть полезно взять тонкий инструмент (например, типсы), и запустить его между электродами, чтобы собрать любые бродячие нити, которые не могут быть явно видны. Хотя этот дополнительный шаг формально не требуется в рамках протокола, он может послужить дополнительной мерой предосторожности для обеспечения оптимальной проводимоости и минимального шума.
Если наличие шума статического вызывает ЭКГ быть нечитаемым(рисунок 2), это может быть полезно, чтобы удалить все электронные устройства из непосредственной (таблица-топ) окрестности. Это особенно полезно, если любое из электронных устройств, присутствующих поблизости движутся, так как это движение может быть подхвачено записывающим устройствомЭКГ 12. Важно также не вводить какие-либо внешние движения во время сбора данных. Внешние движения, которые могут помешать качеству ЭКГ, могут включать установку объектов на той же близлежащей поверхности, и их следует избегать до завершения чтения. В дополнение к внешним устройствам, очень активные щенки мыши могут также вызвать электрические помехи, связанные с чрезмерными движениями тела. Вероятность этого типа опорно-двигательного вмешательства увеличивается по мере взросления щенков, что следует учитывать при выборе возраста для сбора данных. В случае, если щенок смещается от электродов таким образом, что значительно ставит под угрозу качество чтения ЭКГ, изменение положения щенка должны быть рассмотрены. Перепозиционирование мыши перед повторной заявкой на электродный гель может обеспечить улучшенные результаты в большинстве случаев и сэкономить дополнительное время и реагенты. Перед тем, как переместить щенка, выберите кнопку паузы в программном обеспечении. Приостановка запуска остановит активную запись ЭКГ, но продолжит отслеживать время. Следует отметить, что, когда запись будет возобновлена, ЭКГ появится на более позднее время, чем остановился на. Сдвиньте платформу устройства из эпохи Фарадея с помощью мыши, все еще расположенной между бамперами. Снимите бамперы, окружающие мышь, и аккуратно поднимите щенка с электродов. Перепозиционировать щенка на электроды, следуя тому же протоколу, аккуратно удерживая мышь на месте в течение 1 мин, чтобы гель прилип (шаг 3.4-3.5). Попробуйте переместить мышь так, чтобы электроды были на грудной клетке между верхними конечностями(рисунок 3). Хотя разработан как идеальный, неинвазивный метод для сбора ЭКГ у неонатальных мышей, одним из ограничений, связанных с этим протоколом будет повышенная мобильность, связанная со сбором данных на ООН-анестезии мыши, как мышь может также двигаться и сдвиг на устройстве, которое повлияет на качество чтения. Хотя движение может быть ограничено с позиционированием силиконовых бамперов, это не может быть предотвращено без использования седации или анестезии.
В ситуации, когда запись ЭКГ поставляется с тяжелыми помехами(рисунок 2), несмотря наминимизацию всех электрических помех, следующим шагом, который должен быть сделан, является перепозиционирование внешней проводки, соединяющей записывающую платформу с клеткой Фарадея. Очень важно, чтобы внешняя проводка была надлежащим образом подключена к записывающей платформе во время сбора данных. Если внешняя проводка перемещена, не забудьте прикрепить эту проводку тщательно на обоих концах, пока не будет получена более четкая запись. Если использование клетки Фарадея, предоставленной устройством, не подходит, устройство может быть использовано в других клетках Фарадея.
Если запись не ясна или мышь переместилась с электродов, удалите мышь с устройства и очистите электроды, взяв типсы и удалив весь проводящий гель. Поскольку проводящий гель водорастворим, можно также использовать теплую воду, чтобы аккуратно удалить избыток геля из кожи щенка. Повторно навемить гель и переместить щенка.
Чтобы получить наилучшие результаты убедитесь, что устройство правильно очищены до и после каждого использования. Гель высыхает и может быть удален с помощью типсов, чтобы вытащить его из устройства, но гель водорастворим, поэтому влажная ткань может быть использована для очистки электродов записывающей платформы.
Пожилые мыши были более активны в процессе записи, поэтому важно внимательно следить за ними, поскольку они часто перемещаются от электродов и могут даже сойти с платформы устройства. Хотя четкое чтение не может произойти сразу, с устранением неполадок и перепозиционирования, был успех в получении можно можно работать записи с этим устройством(рисунок 1). Активных мышей, возможно, придется вернуть матери и повторно проработать после перерыва. Они также могут быть проведены в ладони и мягко покрыты, чтобы обеспечить тепло и темноту, пока щенок не успокоится.
Это устройство предназначено для сбора экГ данных о щенках мыши от возраста рождения до P10(рисунок 4). Детеныши старше P10, скорее всего, не смогут вписаться в устройство с клеткой Фарадея, важным компонентом для максимизации соотношения сигнала к шуму. Даже на P10, позиционирование корректировки, вероятно, должны быть сделаны для размещения большего размера тела в устройство. Используйте крайнюю осторожность при перемещении устройства в клетку Фарадея и из нее. Удаление верхнего бампера позволит мыши лежать на электродной платформе с окружающей клеткой Фарадея. Учитывая, что мыши в этом возрасте более активны, они более склонны отойти от электродов без стабилизации верхнего бампера. Верхний бампер также может быть помещен перед щенком, чтобы помочь препятствовать щенка, отохав от устройства.
Новизна этого устройства и соответствующий протокол включают оптимизацию для использования сразу после рождения ребенка, способность системы вместить более широкий возрастной диапазон (P1-P10) и необходимость, решенную этим методом, расширить трансляционные применения методов исследования in vivo в области сердечно-сосудистой физиологии и за ее пределами. Хотя сложные устройства, использующие эхокардиографию для количественной оценки сердечных циклову новорожденных мышей доступны 13, одним большим преимуществом этого протокола является то, что он позволяет относительно простой и доступный способ решения основных электрофизиологических параметров, который является очень привлекательным в нынешней среде parlous научного финансирования.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы не сообщают о конфликте интересов.
Acknowledgments
Авторы признают щедрую поддержку со стороны Общества спасения крошечных сердец (KLT), Программы UNE COBRE (NIGMS грант номер P20GM103643; LAF), и программа стипендий SURE в Университете Новой Англии (VLB), а также техническая поддержка пациентов от Ashish More (iWorx, Dover, NH). Рисунок 3, рисунок 4 и рисунок S1 были созданы с помощью программного обеспечения Biorender.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| LabScribe4 | iWorx | LabScribe4 | Software used to record ECG |
| Neonatal Mouse ECG & Respiration System | iWorx | RS-NMECG : Neonatal Mouse ECG | ECG device |
| Tensive Conductive Adhesive Gel | Parker Laboratories, Inc | 22-60 | Tac-gel used as conductive gel for ECG |
References
- Pappano, A. J., Wier, W. G. Cardiovascular Physiology. 11, Elsevier. 40-41 (2019).
- Kaese, S., Verheule, S. Cardiac electrophysiology in mice: A matter of size. Frontiers in Physiology. 3, Semptember 1-19 (2012).
- Sisakian, H. Cardiomyopathies: Evolution of pathogenesis concepts and potential for new therapies. World Journal of Cardiology. 6 (6), 478-494 (2014).
- London, B. Cardiac Arrhythmias: From (Transgenic) Mice to Men. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 12 (9), 1089-1091 (2001).
- Zehendner, C. M., Luhmann, H. J., Yang, J. -W. A Simple and Novel Method to Monitor Breathing and Heart Rate in Awake and Urethane Anesthetized Newborn Rodents. PLoS ONE. 5, 62628 (2013).
- Zhao, Y., et al. Dry-contact microelectrode membranes for wireless detection of electrical phenotypes in neonatal mouse hearts. Biomedical Microdevices. 17 (2), 40 (2015).
- Cao, H., et al. Wearable multi-channel microelectrode membranes for elucidating electrophysiological phenotypes of injured myocardium. Integrative Biology. 6 (8), 789 (2014).
- Ho, D., et al. Heart rate and electrocardiography monitoring in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1 (1), 123-139 (2011).
- Heier, C. R., Hampton, T. G., Wang, D., DiDonato, C. J. Development of electrocardiogram intervals during growth of FVB/N neonate mice. BMC Physiology. 10, 16 (2010).
- Heier, C. R., DiDonato, C. J. ECG in neonate mice with spinal muscular atrophy allows assessment of drug efficacy. Frontiers Biosciences (Elite Ed). 7, 107-116 (2015).
- Chu, V., et al. Method for noninvasively recording electrocardiograms in conscious mice. BMC Physiology. 1, 6 (2001).
- Patel, S. I., Souter, M. J. Equipment-related electrocardiographic artifacts: causes, characteristics, consequences, and correction. Anesthesiology. 108 (1), 138-148 (2008).
- Castellan, R. F. P., Thomson, A., Moran, C. M., Gray, G. A. Electrocardiogram-gated kilohertz visualisation (EKV) ultrasound allows assessment of neonatal cardiac structural and functional maturation and longitudinal evaluation of regeneration after injury. Ultrasound in Medicine and Biology. 46 (1), 167-179 (2020).
