Summary
ここでは、ラボオンチッププラットフォーム内で骨のリモデリングを分析するためのプロトコルを紹介します。3Dプリントされた機械的ローディング装置は、細胞マトリックスを変形させることによって骨細胞のメカノストランスダクションを誘導するプラットフォームと組み合わせることができます。このプラットフォームは、破骨細胞および骨芽細胞(吸収/形成)からの骨リモデリング機能の結果を定量化するためにも使用できます。
Abstract
骨のリフォームは、骨格の成長と修復だけでなく、機械的環境の変化に適応するために必要とされる厳しく調整されたプロセスです。この過程で、メカノセンシティを受けた骨細胞は、異化破骨細胞と同化破骨芽細胞との間の対立する応答を調節する。このプロセスを調節する非常に複雑なシグナル伝達経路をよりよく理解するために、私たちの研究室は、小規模システム内の骨改造の機能的成果(形成および吸収)を分析するための基礎的なラボオンチップ(LOC)プラットフォームを開発しました。骨のリモデリングは数週間から数ヶ月の順序で起こる長いプロセスであるため、我々はシステム内で長期的な細胞培養プロトコルを開発しました。骨芽細胞および破骨細胞は、LOC内の機能的活性基質上で成長し、最大7週間維持した。その後、チップを分解して骨形成と吸収の定量化を可能にした。さらにLOCプラットフォームと組み合わせた3Dプリント式メカニカルローディングデバイスを設計し、細胞マトリックスを変形させることで骨細胞メカノトランスダクションを誘導することができます。LOCプラットフォーム内で骨細胞、骨芽細胞、破骨細胞の細胞培養プロトコルを最適化し、無菌性と細胞毒性の問題に対処してきました。ここでは、LOCの製造と滅菌、機能基質上の細胞の播種、機械的負荷の誘導、およびLOCを分解してエンドポイントの結果を定量化するためのプロトコルを紹介します。これらの技術は、骨のリモデリングのための真のオルガンオンチップを開発するための基礎を築いたと考えています。
Introduction
骨は、骨細胞、骨芽細胞、破骨細胞の3つの主要な細胞タイプ間の複雑な調整を必要とする非常に動的な組織です。これらの細胞間の多細胞相互作用は、麻痺および長期不動の間に起こる骨の損失、および成長と運動に応答して起こる骨形成の原因である。骨細胞は、最も豊富な骨細胞型であり、骨に適用される機械的刺激に対して高感度である。機械的刺激は骨細胞の代謝活性を変化させ、主要なシグナル伝達分子11,22の増加をもたらす。このプロセスを通じて、メカノトランスダクションとして知られている骨細胞は、骨芽細胞(骨形成細胞)および破骨細胞(骨再生細胞)の活動を直接調整することができる。骨恒常性を維持するには、骨形成と骨吸収率の間に厳しい調節が必要です。しかし、このプロセスの中断は、骨粗鬆症や骨化などの疾患状態をもたらす可能性があります。
これら3種類の細胞間の相互作用の複雑さは、マイクロ流体およびラボ・オン・チップ(LOC)技術を利用した調査に適しています。そのために、私たちの研究室は最近、骨のリフォームプロセスにおける骨吸収と形成(機能的結果)を分析するためのLOCプラットフォームの概念実証を確立しました。このプラットフォームは、細胞間相互作用、変化したローディング環境、および治験薬スクリーニングの研究に使用できます。近年、骨のリモデリングを調節する分子シグナル伝達経路を調べるための様々なマイクロ流体デバイスが開発されています。しかし、これらのシステムの多くは、機能的な活動を示す間接的なマーカーを通してリモデリングを定量化する3,,4,5,6,,7.当社のシステムの利点は、機能的な結果を直接定量化するために使用できることです。骨の改造は長期的なプロセスです。したがって、骨吸収および形成の直接定量化には、少なくとも数週間から8ヶ月、9、10、119,10,の間維持できる培養システムが必要である。11このように、LOCプラットフォームを開発する際に、形成および吸収に必要な長期培養プロトコルを確立し、システム内の細胞を最大7週間11に維持しています。さらに、我々はプラットフォームに両方の細胞タイプの適切な培養基質を組み込んだ。破骨細胞を骨上で直接培養し、プラスチック付着であることが知られている骨芽細胞をポリスチレンディスク上で培養した。さらに、我々は、再モデリング解析11,12,12のための無菌性、長期細胞毒性および欠け分解に関する問題に対処した。
LOCプラットフォームは、マトリックス変形による骨細胞メカノトランスダクションを誘導するためにも使用できます。LOCとペアリングし、セル13を伸ばすために平面外の静電気を適用するために3Dプリントされた機械的ローディングデバイスが開発されました。この機械的負荷に対応するために、LOC内のウェルの深さが増加しました。この小規模でシンプルな機械的ローディングデバイスは、エンジニアリング経験が限られているラボで簡単に製造することができ、以前は3Dプリントコンポーネント13の図面を共有しています。現在の研究では、LOCの使用成功に必要な新しい技術のいくつかを実証します。具体的には、チップ製造、機能基質上の細胞播種、機械的ローディング、および再モデリングのためのチップ分解を実証しています。これらの手法の説明は、視覚的な形式から利益を得ると考えています。
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Protocol
1. チップマスクの準備
注: ステップ 1.1 ~ 1.3 は、チップ マスクを最初に受け取った時点で 1 回だけ実行する必要があります。彼らはマスクが使用中に弓をしないようにします。マイクロ流体マスクの設計は、前に11,14,14を説明した。マスクは、高解像度のステレオリソグラフィを使用して社内で設計され、商業的に製造された(図1A)。
- マスクの上面をプラスチックシートで覆い、この表面を接着剤から保護します。スプレー接着剤を使用して、同じサイズのアクリルシートにチップマスクを固定します。接着剤が完全に治癒できるように、一晩一緒にピースをクランプします。接着剤が乾いた後、マスクの上部からプラスチックシートを取り除きます。
- 両面テープを使用して、アクリルシートの底部を3Dプリントされたレベリングボックス(補足図1、補助ファイル1-4)に取り付けます。しっかりと押して、しっかりと結合を確保します。
- 防水シーラントでレベリングボックスの取り外し可能な壁の近くに小さな開口部をシールします。シーラントを24時間硬化させる。
- 70%エタノール(EtOH)でマスクの表面を洗浄してください。オーブンに目的のチップマスクとレベリングボックスを置きます。デジタル分度器を使用して、マスクの上部がレベルであることを確認します。必要に応じて、レベリングねじを調整します。
2. PDMSの製造
注:浅いウェル(1 mm)チップ設計は機能活性(形成および再吸収)アッセイに使用され、深層(10mm)チップ設計は機械的ローディング研究に使用されます。深層ウェルの底部は、別の薄いPDMS膜を付着させることによって形成される(図1B)。
- リッド層(レイヤ 1)
- プラスチックカップにPDMSプレポリマー63gと6.3gの硬化剤(10:1比)を組み合わせます。使い捨てのセルスパチュラと脱気を真空デシケーターで30分間十分に混ぜます。
- 準備されたレベリングボックスにゆっくりと混合物を注ぎます。PDMSを30分間座らせてから、45°Cで18時間焼きます。
- 先細りの実験室のへらでPDMSの端を緩め、レベリングボックスからポリマーシートを取り除きます。
- メスと3Dプリントテンプレートを使用して、個々の蓋をサイズ(70 mm x 34 mm)にカットします。
- バイオプシーパンチ(1mm直径)で各蓋を通して穴を開けます。
- 表面は包装テープでふたをきれいにする。
注:蓋がすぐに使用されていない場合は、それぞれを包装テープで包み、室温(RT)で保管してください。
- ウェルおよびマイクロチャネル層(レイヤー2)
- PDMSプリポリマーと硬化剤(10:1比)をプラスチックカップに組み合わせます。浅い井戸設計は、プレポリマーの43 gと硬化剤の4.3 gを必要とし、深い井戸設計には227gのプレポリマーと22.7 gの硬化剤が必要です。ポリマーを激しく混ぜ、30分間脱気します。
注: これは、152.4 mm x 152.4 mm のマスク寸法を想定しています。 - 適切な事前レベルのマスクの上にゆっくりと混合物を注ぎます。PDMSを30分間座らせてから、45°Cで18時間焼きます。
- 先細りの実験室のへらでPDMSの端を緩め、慎重にマスクから離れてポリマーを剥がします。個々のチップを切り取るためにメスと3Dプリントテンプレートを使用してください。
注:積み込み試験では、チップ寸法(70 x 34 mm)が正確であり、ウェルがチップの中央に位置することが重要です。 - 表面は包装テープでPDMSをきれいにする。
注:チップがすぐに使用されていない場合は、各チップをテープに包み、RTに保管します。
- PDMSプリポリマーと硬化剤(10:1比)をプラスチックカップに組み合わせます。浅い井戸設計は、プレポリマーの43 gと硬化剤の4.3 gを必要とし、深い井戸設計には227gのプレポリマーと22.7 gの硬化剤が必要です。ポリマーを激しく混ぜ、30分間脱気します。
- 薄いPDMS膜(層3)
注: このレイヤーは、深い井戸設計にのみ使用されます。- プラスチックカップに12.7gのPDMSプレポリマーと1.3gの硬化剤(10:1比)を加えます。激しく混ぜ、30分間脱気します。
- 準備されたレベリングボックスにポリマーをゆっくりと注ぎ、プラスチックカップを十分に削ってできるだけ多くのPDMSを取り除きます。
- セルスパチュラを使用して、PDMSを全面に広げます。
注:ポリマーが手動で広がっていない場合、表面張力はポリマーが均一なシートを形成するのを防ぐのに十分です。 - PDMSを30分間座らせてから、45°Cで18時間焼きます。
- 先細りのヘラで PDMS の端を緩め、PDMS シートをレベリング ボックスから慎重に取り外します。レイヤー 2 の寸法に一致する個々の膜をカットします。
- キャリパーを使用して、膜の中心にある膜の厚さを測定します。所望の厚さ(0.5 mm ±0.1 mm)の外側にある膜を捨てます。
- 包装テープで慎重にきれいな膜を、パラフィンフィルムの一部に置きます。
注:膜がすぐに使用されていない場合は、包装テープで膜の上部を覆い、RTに保管してください。
3. 機能活動の基質
注:ポリスチレンディスクと骨ウエハーは、それぞれ骨芽細胞および破骨細胞培養に使用される井戸の底部に取り付ける必要があります。
- ポリスチレンディスク(図1C)
- マスキングテープを、ポリスチレンカバースリップを処理した組織培養の裏側に置きます。シャープにしたコルクボーラー(直径5.4mm)を使用して、カバースリップから円形のディスクをカットします。70%のEtOHでディスクを水没させ、一晩放置します。
- 70%のEtOHに浸した綿の先端アプリケーターでディスクの上面を静かにこすります。ディスクの外縁が完全にクリーニングされていることを確認します。
- 2組の鉗子を使用して、ディスクを保持し、マスキングテープのバッキングを取り外します。ディスクを下に置き、綿の先端のアプリケーターで裏側をきれいにします。
- 綿の先端アプリケーターの木製の端を未硬化PDMSの脱ガス混合物に浸し、所望の井戸の底に少量のポリマーを置きます。
注:残りの未硬化PDMSは-20°Cで保存することができます。 - 取り扱ったポリスチレンディスクを井戸に上げ、綿棒でディスクを軽く押し下げます。未硬化のPDMSがディスクの処理された側に接触しないようにします。
メモ:PDMSがディスクの処理された表面に接触する場合は、井戸からディスクを取り出し、手順3.1.4と3.1.5を新しいディスクで繰り返します。 - チップを30分間レベルの表面に置き、65°Cで4時間焼きます。
- ボーンウエハース
- 100 mm 皿の底部に骨ウエハ(直径6mm、厚さ0.4mm)を配置するために鉗子を使用しなさい。鉗子でウエハーをしっかり持ち、メスでウエハーの背面に「X」をそっとエッチングします。
注: イメージングプロセスでは、'X' を使用して、ウエハの背面と、細胞をシードしたサーフェスを区別します。 - 所望の井戸の底に少量の未硬化PDMSを加えるために綿の先端の塗布器の木製の端を使用してください。側面を下にマークした骨ウェーハを井戸に入れ、綿製のチップアプリケーターを使用してウエハーを押し下げる。
- チップを30分間レベルの表面に置き、65°Cで4時間焼きます。
- 100 mm 皿の底部に骨ウエハ(直径6mm、厚さ0.4mm)を配置するために鉗子を使用しなさい。鉗子でウエハーをしっかり持ち、メスでウエハーの背面に「X」をそっとエッチングします。
4. チップアセンブリと滅菌
- 中型無線周波数(RF)電源設定(約10.2 Wに相当)を使用して、30 sのプラズマクリーナーでレイヤ1とレイヤ2の表面をアクティブにします。
- レイヤ 1 のアクセス ホールをレイヤ 2 のマイクロチャネルに合わせ、2 つのレイヤをしっかりと押します。
- ディープウェル設計の場合、レイヤー 2 とレイヤー 3 でステップ 4.1 を繰り返します。プラズマ処理の際、両面テープを使用して、層3のパラフィンフィルムを平らな表面に取り付けます。
- PDMS膜から余分な材料を切り取るためにメスを使用してください。慎重にチップの底からパラフィンフィルムのシートを剥がします
- 65°Cでチップを10分間焼き、PDMS層間の結合強度を高めます。
- 角度付きの分配の先端(18ゲージ、0.5のin、90°)を蓋のアクセス穴に挿入する。2部エポキシで蓋に分配の先端を固定します。各分配チップの周りにエポキシを適用するためにマイクロピペットの先端を使用してください。
- エポキシが完全に硬化した後、表面は70%のEtOHでチップをきれいにし、バイオセーフティキャビネットに置きます。バイオセーフティキャビネット内の後続の手順をすべて実行します。
- 5 mL シリンジを無菌シリコーンチューブ(1/32'ID、長さ約10 cm)で分配チップに接続し、チップ全体に少なくとも30の70%EtOHを充填します。浅い井戸の設計のために、4 mL/hの流量に設定されたシリンジポンプとすべての液体を管理する。深い井戸の設計のために、ゆっくりと手で注射器を分配することによってすべての液体を管理する。
- チップからEtOHを取り出し、一晩UV光でチップを殺菌します。
- チップをdH2Oで3回洗浄し、チップをdH2Oで満たし、分配チップからチューブを取り除き、37°Cで少なくとも48時間インキュベートします。
5. 機械式ローディング装置アセンブリ
注: 3D プリントされた機械式ローディング デバイス (図2A-C)の設計および製造プロセスは、前に説明されており、印刷されたコンポーネントのすべての設計ファイルは、以前は13.
- 121 °Cで30分間、ローディング装置のすべてのコンポーネントをオートクレーブします。
注:印刷されたコンポーネントの歪みを避けるために、各部分をホイルで個別にラップし、オートクレーブプロセス中に硬い平らな表面に置きます。金属ハードウェアは、一緒にラップすることができます。バイオセーフティキャビネット内の後続の手順をすべて完了します。 - プティンのシャフトの周りに圧縮スプリングを配置し、ベースの底部の中央の穴にプティンを挿入します(図2D)。
- 4 本のセルフタッピングねじを使用して、ダイヤル ブロックを底面の底に取り付けます。
- 中央のネジの周りに第2の圧縮スプリングを配置します。ダイヤルの底部にある六角形の穴にネジを挿入し、ダイヤルブロックの中央にあるネジ穴にアセンブリをねじ込みます。
- 4人の男性と女性のスタンドオフをベースの底にねじ込みます。
- プテンの上部がベースの上部を下回るまでダイヤルを反時計回りに回して、デバイスから緩みを取り除きます。次に、盤板の上部がベースの上部と同じレベルになるまで、ダイヤルを時計回りにゆっくりと回します。
6. 実験
注: 機能アクティビティ実験用のプロトコルは、以前は11,,12で提供されていました。
- ローディング スタディ (図 3)
- ステップ4.9に続いて、5 mLのシリンジを使用して、深いウェルチップからdH2Oを取り除きます。ウェルの底部に0.15 mg/mL I型コラーゲン(CTI)を0.02 Mの酢酸で1時間コーティングします。
- Dulbeccoのリン酸緩衝生理食塩水をカルシウムとマグネシウム(DPBS++)で3回洗浄します。
- チップホルダーにチップを入れ、MLO-Y4骨細胞をMLO-Y4骨細胞に入れ、5%の子牛血清、5%のウシ胎児血清、1%ペニシリン/ストレプトマイシンを補った最小必須アルファ培地(MEMα)で2 x 104細胞/mLの密度でシードします。
- 分配チップからチューブを取り出し、チップを深層培養皿(150 mm x 25 mm)に入れます。細胞を37°Cで、5%CO2で272時間培養する。
- 滅菌チューブを分配の先端に取り付け、5 mLシリンジを使用して、使用済み培地をチップから取り除きます。新鮮な培養培地でゆっくりと分配し、チップを補充します。
- チップホルダーをローディングデバイスベースの上部にある長方形のインセットに入れます。ローディングデバイスの蓋にあるスロットを通してチューブを供給し、4つのパンヘッドネジと六六本ナットで蓋をベースに固定します。
注: 蓋のレベルを保つには、まず、2 本のネジを互いに対角線で固定してから、残りの 2 本のネジを固定します。 - 希望のプラメンの変位に達するまでダイヤルを時計回りに回してセルに荷重を適用します。
メモ:このデバイスは、ダイヤルの1回転が1mmのプッキの変位に相当するように設計されています。PDMS膜の上部に発生したひずみ場は、有限要素解析(FEA)13を用いてプッキーン変位の13関数として以前モデル化した。 - 積み込み装置を空のP1000マイクロピペットチップボックスに入れます。15分間、塗布した負荷で細胞をインキュベートします。
注: ここで使用する読み込み時間は、例として機能します。代替の読み込み時間を使用できます。 - インキュベーションに続いて、プ盤が元の開始位置に戻るまでダイヤルを反時計回りに回してセルから負荷を取り除きます。装置から蓋を取り出し、チップホルダーを深層培養プレートに入れます。90分間のポストロード回復期間の細胞をインキュベートします。
注: ここで使用する復旧期間を例として使用します。代替の回復時間を使用できます。長期研究では、72時間ごとに細胞を供給する。 - 5 mL のシリンジを使用して、調整された媒体をチップから取り出します。
注:この培地は、保存して-80 °Cで保存することができます。 - チップホルダーからチップを取り出し、テーパー付きヘラを使用してPDMS蓋とウェル層の結合を破ります。
注:細胞アッセイは、細胞培養プレートに対して確立されたプロトコルに従って実行できるようになりました。
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Representative Results
浅い井戸構成は骨芽細胞および破骨細胞の機能活性を分析するために使用することができる。骨芽細胞を介した骨形成と破骨細胞による吸収は、数週間から数ヶ月のオーダーで培養時間を必要とする。MC3T3-E1前骨芽細胞からの骨形成は、アリザリン赤とフォンコッサ染色11、15,15を用いて定量した。49日目において、アリザリン赤色で染色された平均表面積は10.7%±2.2%(平均平均±標準誤差)11であった。フォン・コッサで染色された平均表面積は6.4%±1.6%1111であった。図4Aは、アリザリンレッドとフォンコッサで染色された49日目の骨芽細胞培養の典型的な形成結果を示す。生骨細胞からの骨吸収は、トルイジンブルー染色11,15,15を用いて定量した。30日目では、トルイジンブルーで染色された平均表面積は30.4%±4.5%11であった。11図4BBは、30日目にトルイジンブルーで染色された破骨細胞培養物からの典型的な骨吸収結果を示す。走査電子顕微鏡検査を行い、吸収ピットの存在を確認した。典型的な結果は図 4Cに示されています。これらの結果は、デバイス内の細胞が少なくとも7週間生存可能かつ機能的に活性であり続けることを示している。
3Dプリントされたローディングデバイスは、深層チップ構成に対応するように設計され、製造されました。このシステムは、一緒に、静的な面外の膨張を介して細胞を伸ばすことによって骨細胞メカノトランスダクションを誘導することができる。ステップ4.9で説明したチップの48時間のインキュベーションは、細胞の生存率および典型的な形態を維持するための重要なプロセスであることが証明されている。図5Aは、この潜伏期間の有無にかかわらずチップに播種された72時間のMLO-Y4骨細胞の代表的な画像を示す。負荷の発作の間に、骨細胞は細胞が播種されたPDMS膜上で誘発されたひずみ勾配にさらされた(補足ビデオ1)。このプロセス中に発生した等価株をFEA13でモデル化し、PDMS膜の上部に生成された平均等価株を決定した。図5Bは、1~2mmの値に対する平均等価歪みとプラトン変位の関係を示しています。誘導歪勾配の代表的なヒートマップを図5Cに示す。この例では、1.5 mmのプ盤の変位は、膜の上部に12.29%の平均等価株を生成した。このモデルはまた、ウェルの中心付近で誘導される株が比較的低く、徐々に外向きに増加し、最大株がプ盤の外縁の真上に発生することを示している。ローディング後、細胞生存率を乳酸デヒドロゲナーゼ染色とアネキシンVおよび死細胞アッセイ14,16,16で分析した。典型的な結果をそれぞれ図5D,Eに示す。
図1:マイクロ流体装置。(A)チップマスクの製作とレベル付け。(左)CADソフトウェアを使用して社内で設計されたディープウェルチップマスクの概略図。(中央)高解像度ステレオリソグラフィを用いて市販されたディープウェルチップマスクの画像。(右)マスクは3Dプリントされたレベリングボックス内に配置され、チップのレイヤ2のキャスト中にマスクのレベルが保たれるようにします。(B) 装置の浅い井戸と深い井戸の設計の模式的なスケッチ。(トップ)浅い井戸の設計は骨芽細胞および破骨細胞の機能活性(形成および吸収)を分析するために使用された。この構成は、2 つの PDMS 層から形成されます。機能的活性基材は、層を密封する前に培養物の底部に十分に固定した。ポリスチレンディスクおよび骨ウエハースは、それぞれ骨芽細胞および破骨細胞培養に使用された。(下)骨細胞に機械的負荷を加えるために、深い井戸設計が用いられた。この構成は、3 つの PDMS 層で構成されます。培養ウェルの底部は、変形可能なPDMS膜(層3)によって形成される。(C)骨芽細胞培養に使用されるポリスチレンディスクの製造工程。カバースリップを処理した組織培養の裏面にはマスキングテープが付いていた。個々のディスクはコルクボーラーで切り取られた。ディスクはエタノールと綿棒で洗浄した。テープバッキングを取り外し、PDMS培養の底部にディスクを取り付けた。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図2:機械式ローディング装置の設計と組み立て(A)組み立てられた機械式ローディング装置のイメージ。PDMSチップの深い井戸設計と組み合わせると、ローディングデバイスは、変形可能な膜に面外の膨張を適用することによって細胞を伸ばします。(B) デバイスの分解図。青色で示されたすべての部品は、耐熱性ポリ乳酸フィラメントで3Dプリントした。すべてのハードウェアはステンレス鋼です。(C)ローディング装置のスクリュージャック機構。中央ねじの回転(オレンジ)は、プッテン(緑色)をベースを通して上方に押し出します。プテンの上向きの動きは、細胞が播種された深部ウェルチップのPDMS膜を変形させる。(D) 読み込みデバイスのアセンブリ処理。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図3:機械的荷重実験すべての液体を、アクセスチューブに接続された5 mLシリンジを使用してチップから投与および除去した。このプロセスの重要なステップは、細胞の播種前に滅菌蒸留水との48時間のインキュベーションです。このインキュベーション細胞がなければ、低生存率および非定型形態を示した。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図4:典型的な機能活動結果(A)49日目に誘発されたMC3T3-E1骨芽細胞培養からアリザリン赤(左)とフォン・コッサ(右)で染色された典型的な形成結果。Aディスク全体の画像は直径5.4mmを測定します。(B) 典型的な破骨細胞吸収は、核因子κBリガンド(RANKL)の受容体活性化剤で誘発される生後の粗骨細胞から生じる。細胞を骨ウエハーで培養し、30日目にトルイジンブルーで染色した。(C)骨ウエハー上の吸収ピットの存在を検証する典型的な走査電子顕微鏡画像。上の画像のスケールバーは200 μmを表し、下の画像のスケールバーは50 μmを表します。
図5:骨細胞に対する機械的に誘発された緊張の影響。(A)細胞播種前に蒸留水で48時間培養した深いウェルチップ(左)と(右)で作製された72時間のMLO-Y4骨細胞の画像。(B)有限要素解析は、ローディング装置プクトンの変位に基づいて変形可能なPDMS膜の上部に生成される平均等価歪をモデル化するために使用した。1.0 mm から 2.0 mm までの変位の結果を示します。(C)PDMS膜上で1.5mmのプテン変位に対して誘導されたモデル化された歪み勾配のヒートマップ(D)1.5mmプトン変位を用いて伸長した薬物誘導骨細胞の乳酸脱水素酵素染色の典型的な結果。Dより軽い細胞染色は、細胞の損傷および/または死を示す高い歪み値の位置に対応するウェルの外縁付近で観察される。(E)アネキシンVおよび死細胞アッセイによって示される負荷誘発アポトーシスの代表的な流量サイトメトリー結果。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
補足図1:取り外し可能な壁を備えた3Dプリントレベリングボックス。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
補足ファイル 1: レベル付けボックス CAD ファイル 1.このファイルを表示するには、ここをクリックしてください (右クリックしてダウンロードしてください)。
補足ファイル 2: レベリングボックス CAD ファイル 2.このファイルを表示するには、ここをクリックしてください (右クリックしてダウンロードしてください)。
補足ファイル 3: レベリングボックス CAD ファイル 3.このファイルを表示するには、ここをクリックしてください (右クリックしてダウンロードしてください)。
補足ファイル 4: レベリング ボックスのハードウェア一覧。このファイルを表示するには、ここをクリックしてください (右クリックしてダウンロードしてください)。
補足ビデオ1:機械的ローディング装置。このファイルを表示するには、ここをクリックしてください (右クリックしてダウンロードしてください)。
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Discussion
この記事では、骨細胞、破骨細胞、および骨芽細胞を培養するための骨リモデリングLOCプラットフォームを製造するための基礎について説明します。チップ内のウェルの深さと大きさを変更することにより、骨細胞を機械的負荷で刺激し、骨のリモデリングの機能的結果を定量化するために複数の構成が開発された(図1B)。
チップアセンブリの間、プラズマ酸化プロトコルの最適化は、漏れ問題を排除するために重要でした。我々は、PDMS表面を、約10.2Wに相当する中程度のRF電力設定(ステップ4.1)を用いて発生した30秒の酸素プラズマに曝露するだけで、層間に強い結合を生み出すのに十分であることがわかった。露出時間が長くなったり、RF電源設定が高くなったりすると、ボンディングの完全性が低下しました。これは、PDMSの酸素プラズマへの過度の暴露が表面粗さを増加させ、粘着性を低下させた17,18,18を指摘した以前の報告と一致している。
さらに、高い細胞生存率および典型的な細胞形態を維持することは、PDMS硬化プロセスに非常に依存していた。PDMSポリマーは、架橋ジメチルシロキサンオリゴマーから構成される。この架橋プロセスは、時間と温度の両方に依存します。しかし、広範囲硬化してもポリマーは19を完全に重合しない。残りのオリゴマーはバルクポリマーから周囲の細胞培養培地に浸出することが示されており、ポリマー表面20上で増殖した細胞の膜にも見つかっている。いくつかのグループは、非架橋PDMSオリゴマー21、22、2322からの細胞傷害効果を23報告している。21この問題に対処するために、PDMS硬化プロセスを最適化しました。PDMSの硬化速度は温度に依存しますが、チップマスクの材料特性により硬化温度が45°Cに制限されました。そのため、チップは最低18時間焼くべきだと判断しました。さらに、細胞播種前に少なくとも48時間のdH2Oを用いたチップのインキュベート(ステップ4.9)は、細胞毒性作用を低減するために必要であることがわかった。図5Aは、この潜伏期間の有無にかかわらずチップで培養されたMLO-Y4骨細胞を示す。
機械的負荷の適用に対応するように設計された深い井戸構成では、チップを3つの別々の層から製造する必要があります。浅い井戸構成とは異なり、深い井戸構成のための単一の部分としてウェルと膜部分を製造すると、膜が反る原因となった。これは、チップの厚い部分と薄い部分の間の硬化速度の違いが原因である可能性があります。この問題を克服するために、膜層を別々に構築し、硬化プロセスに従ってチップの底部に結合した。均一な厚さの別の膜層を生成するには、PDMSを追加する前に、レベリングボックスを完全にレベルにすることが重要です(ステップ1.4)。そのため、精度を高く保つためにデジタル分度器を使用することをお勧めします。さらに、ステップ2.3.2の間に、プラスチックカップからできるだけ多くのPDMSを取り除くのが重要です。このステップでの不整合は、膜厚の高い偏差、そして最終的には骨細胞メカノトランスダクションを誘導するために使用される平均基質株の高い偏差につながります。
当社の骨改造プラットフォームは、高い汎用性を提供します。このシステムは、負荷によるメカノトランスダクション、多細胞シグナル伝達、炎症、薬物効果など、骨のリモデリングを調節する様々な要因を調べるのに使用できます。例えば、このシステムは、薬物誘発環境14における骨改造に対する機械的負荷と炎症の組み合わせ効果を分析するために使用した。ビスホスホネート処理骨細胞に機械的負荷を加えた。コンディショニングされた培地のタンパク質分析は、レプチンおよび骨ネクチンのレベルの有意な増加および機械的にロードされなかった骨細胞と比較した場合のCCL21およびCD36のレベルの有意な減少を明らかにした。
ここで紹介するプロトコルは、LOC内の各細胞タイプを培養するための基礎と、機械的負荷を誘導し、機能活性を定量化するための方法を提供します。今後、私たちは真の骨オルガンオンチップに向けて取り組んでいます。さらに、我々は、数学的モデリングシステムを開発するために我々のシステムを使用すると、骨のリモデリング24、25,を調節する複雑な多細胞シグナル伝達プロセスの理解を大幅に向上させる可能性があると考えています。
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Disclosures
著者らは開示するものは何もない。
Acknowledgments
この研究は、グラント・ノーズ(CBET 1060990およびEBMS 1700299)の下で国立科学財団によって支援されました。また、国立科学財団大学院研究フェローシッププログラム(2018250692)の支援を受けた研究成果を基にしています。この資料で表明された意見、調査結果、結論、または勧告は著者のものであり、必ずしも国立科学財団の見解を反映しているわけではありません。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acrylic sheet | Optix | -- | 3.175 mm thick |
| Angled dispensing tips | Jensen Global | JG18-0.5X-90 | Remove plastic connector prior to use |
| Biopsy punch | Robbins Instruments | RBP-10 | 1 mm diameter |
| Bone wafers | Boneslices.com | 0.4 mm thick | Bovine cortical bone |
| Bovine calf serum | Hyclone | SH30072 | |
| Calipers | Global Industrial | T9F534164 | |
| Cell spatula | TPP | 99010 | |
| Chip mask | ProtoLabs | Custom-designed | Print material: Accura SL 5530 |
| Cork borer | Fisher Scientific | 07-865-10B | |
| Cotton tipped applicator | Puritan | 806-WCL | |
| Culture dish (100 mm) | Corning | 430591 | Sterile, Non-tissue culture treated |
| Culture dish (150 mm) | Corning | 430597 | Sterile, Non-tissue culture treated |
| Double sided tape | 3M Company | Scotch 237 | |
| Fetal bovine serum | Hyclone | SH30910 | |
| Forceps | Fisher Scientific | 22-327379 | |
| Leveling box | Custom-made | -- | 3D printed |
| Masking tape | 3M Company | Scoth 2600 | |
| MC3T3-E1 preosteoblasts | ATCC | CRL-2593 | Subclone 4 |
| Mechanical loading device | Custom-made | -- | 3D printed |
| Minimum essential alpha medium | Gibco | 12571-063 | |
| MLO-Y4 osteocytes | -- | -- | Gift from Dr. Lynda Bonewald |
| Packaging tape | Duck Brand | -- | Standard packaging tape |
| Paraffin film | Bemis Parafilm | PM999 | |
| Penicillin/streptomycin | Invitrogen | p4333 | |
| Plasma cleaner | Harrick Plasma | PDC-001 | Expanded plasma cleaner |
| Polydimethylsiloxane kit | Dow Corning | Sylgard 184 | |
| Polystyrene coverslips | Nunc Thermanox | 174942 | Sterile, tissue culture treated |
| Oven | Quincy Lab | 12-180 | |
| RAW264.7 preosteoclasts | ATCC | TIB-71 | |
| Scalpel | BD Medical | 372611 | |
| Silicone tubing | Saint-Gobain Tygon | ABW00001 | ID: 1/32" (0.79 mm), OD: 3/32" (2.38 mm) |
| SolidWorks software | Dassault Systèmes | -- | Used to generate 3D printed models and perform FEA |
| Spray adhesive | Loctite | 2323879 | Multi-purpose adhesive |
| Syringe (5 ml) | BD Medical | 309646 | Sterile |
| Syringe pump | Harvard Apparatus | 70-2213 | Pump 11 Pico Plus |
| Tapered laboratory spatula | Fisher Scientific | 21-401-10 | |
| Two-part expoxy | Loctite | 1395391 | 5 minute quick set |
| Type I collagen | Corning | 354236 | Rat tail collagen |
| Vacuum desiccator | Bel-Art | F42010-0000 | |
| Waterproof sealant | Gorilla | 8090001 | 100% silicone sealant |
References
- Hemmatian, H., Bakker, A. D., Klein-Nulend, J., van Lenthe, G. H. Aging, Osteocytes, and Mechanotransduction. Current Osteoporosis Reports. 15 (5), 401-411 (2017).
- Bonewald, L. F. The amazing osteocyte. Journal of Bone and Mineral Research. 26 (2), 229-238 (2011).
- Middleton, K., Al-Dujaili, S., Mei, X., Gunther, A., You, L. Microfluidic co-culture platform for investigating osteocyte-osteoclast signalling during fluid shear stress mechanostimulation. Journal of Biomechanics. 59, 35-42 (2017).
- Kou, S., et al. A multishear microfluidic device for quantitative analysis of calcium dynamics in osteoblasts. Biochemical and Biophysical Research Communications. 408 (2), 350-355 (2011).
- Ma, H. P., et al. A microfluidic chip-based co-culture of fibroblast-like synoviocytes with osteoblasts and osteoclasts to test bone erosion and drug evaluation. Royal Society Open Science. 5 (9), 180528 (2018).
- Jang, K., et al. Development of an osteoblast-based 3D continuous-perfusion microfluidic system for drug screening. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 390 (3), 825-832 (2008).
- Yu, W., et al. A microfluidic-based multi-shear device for investigating the effects of low fluid-induced stresses on osteoblasts. PLOS ONE. 9 (2), e89966 (2014).
- Hwang, P. W., Horton, J. A. Variable osteogenic performance of MC3T3-E1 subclones impacts their utility as models of osteoblast biology. Scientific Reports. 9 (1), 8299 (2019).
- Beier, E. E., Holz, J. D., Sheu, T. J., Puzas, J. E. Elevated lifetime lead exposure impedes osteoclast activity and produces an increase in bone mass in adolescent mice. Toxicological Sciences. 149 (2), 277-288 (2016).
- Chaudhary, L. R., Hofmeister, A. M., Hruska, K. A. Differential growth factor control of bone formation through osteoprogenitor differentiation. Bone. 34 (3), 402-411 (2004).
- George, E. L., Truesdell, S. L., York, S. L., Saunders, M. M. Lab-on-a-chip platforms for quantification of multicellular interactions in bone remodeling. Experimental Cell Research. 365 (1), 106-118 (2018).
- Truesdell, S. L., George, E. L., Saunders, M. M. Cellular considerations for optimizing bone cell culture and remodeling in a lab-on-a-chip platform. Biotechniques. , In review (2019).
- Truesdell, S. L., George, E. L., Seno, C. E., Saunders, M. M. 3D printed loading device for inducing cellular mechanotransduction via matrix deformation. Experimental Mechanics. 59 (8), 1223-1232 (2019).
- George, E. L., Truesdell, S. L., Magyar, A. L., Saunders, M. M. The effects of mechanically loaded osteocytes and inflammation on bone remodeling in a bisphosphonate-induced environment. Bone. 127, 460-473 (2019).
- George, E. L. Quantifying the roles of stimulated osteocytes and inflammation in bone remodeling Doctor of Philosophy. , University of Akron. (2019).
- York, S. L., Sethu, P., Saunders, M. M. In vitro osteocytic microdamage and viability quantification using a microloading platform. Medical Engineering & Physics. 38 (10), 1115-1122 (2016).
- Hui, A. Y., Wang, G., Lin, B., Chan, W. T. Microwave plasma treatment of polymer surface for irreversible sealing of microfluidic devices. Lab Chip. 5 (10), 1173-1177 (2005).
- Millare, B., et al. Dependence of the quality of adhesion between poly(dimethylsiloxane) and glass surfaces on the conditions of treatment with oxygen plasma. Langmuir. 24 (22), 13218-13224 (2008).
- Lee, J. N., Park, C., Whitesides, G. M. Solvent compatibility of poly(dimethylsiloxane)-based microfluidic devices. Analytical Chemistry. 75 (23), 6544-6554 (2003).
- Regehr, K. J., et al. Biological implications of polydimethylsiloxane-based microfluidic cell culture. Lab Chip. 9 (15), 2132-2139 (2009).
- Wang, Y., Burghardt, T. P. Uncured PDMS inhibits myosin in vitro motility in a microfluidic flow cell. Analytical Biochemistry. 563, 56-60 (2018).
- Millet, L. J., Stewart, M. E., Sweedler, J. V., Nuzzo, R. G., Gillette, M. U. Microfluidic devices for culturing primary mammalian neurons at low densities. Lab Chip. 7 (8), 987-994 (2007).
- Kilic, O., et al. Brain-on-a-chip model enables analysis of human neuronal differentiation and chemotaxis. Lab Chip. 16 (21), 4152-4162 (2016).
- Van Scoy, G. K., et al. A cellular automata model of bone formation. Mathematical Biosciences. 286, 58-64 (2017).
- Truesdell, S. L., Saunders, M. M. Bone remodeling platforms: Understanding the need for multicellular lab-on-a-chip systems and predictive agent-based models. Mathematical Biosciences and Engineering. 17 (2), 1233-1252 (2020).
