Summary
我们提出了一个缺血性心脏病的模型，使用从人类诱导多能干细胞中提取的心肌细胞，以及一种定量评估缺血引起的组织损伤的方法。该模型可为药物筛查和进一步研究缺血性心脏病提供一个有用的平台。
Abstract
缺血性心脏病是全世界死亡的一个重要原因。因此，它一直是大量研究的主题，往往与小动物模型，如啮齿动物。然而，人类心脏的生理与啮齿动物心脏的生理机能有显著差异，这突出表明需要临床相关模型来研究心脏病。在这里，我们提出了一个方案，使用与人类诱导多能干细胞（hiPS-CMs）不同的心肌细胞来模拟缺血性心脏病，并量化缺血性心肌细胞的损伤和功能损伤。在没有葡萄糖和血清的情况下暴露2%的氧气会增加受伤细胞的百分比，这通过用碘化钠染色细胞核来表示，并降低细胞的生存能力。这些条件还降低了hiPS-CMs的收缩性，这一点通过微观视频图像的位移向量场分析得到证实。此外，通过促进单个患者的hiPS细胞的使用，该协议可以为个性化药物筛查提供一种方便的方法。因此，这种基于人类起源的 iPS-CMs 的缺血性心脏病模型可以为药物筛选和进一步研究缺血性心脏病提供一个有用的平台。
Introduction
缺血性心脏病 （IHD） 被全世界公认为主要死因，据估计，2016 年1月造成 900 多万人死亡。心血管疾病的流行率继续上升，全球化似乎助长了发展中国家心脏病危险因素的流行。因此，IHD的研究越来越迫切。
心血管疾病的实验模型对于研究疾病机制、诊断的准确性和新疗法的发展至关重要。许多实验室提出了几种实验模型。选择具有显著优势的模型至关重要;可行性、可重复性和人类疾病的相似性是心血管疾病模型选择的关键因素。携带特定心肌病相关突变的人类诱导多能干细胞（hiPSCs）是动物模型4的有希望的替代品。虽然已经描述了许多策略，用于诱导心肌细胞使用 iPSCs 5，,6，,7，,8，,9，在这里，我们提供一个简单的方法，以产生一个简单的方法，使用心肌细胞区别于hiPSC， 其中不应用使用标记的心肌细胞的费力选择.在这种方法中，通过分析自发收缩，从功能上选择心肌细胞。
使用 hiPSC 诱导心肌细胞可避免动物牺牲和技术上困难的手术。建立 IHD 的动物模型需要具有挑战性的手术技术 10。从啮齿动物的生理学上完美地模拟人类心脏病的各种病理生理方面，如心率和作用潜力，几乎是不可能的。结合动物模型的道德伦理，开发动物模型以外的新实验模型势在必行。与人类 iPS 细胞不同的心肌细胞可以更好地模仿人类心脏的生理状态。在此协议中，我们使用从hiPS细胞（hiPS-CMs）衍生的心肌细胞建立了 IHD 模型。在我们的模型中，氧气和葡萄糖的剥夺导致hiPS-CMs的收缩力和生存能力降低。该方法为 IHD 模型提供了一种新方法，并演示了研究该病的新平台。
Protocol
1. hiPSC 维护文化
- 涂上六井文化板，加层压（材料表）。
- 在磷酸盐缓冲盐水 （PBS） 中将层明稀释至 0.5 μg/mL。
- 将稀释的层压素加入六井板，体积为2.0 mL/井。
- 在37°C下孵育板30分钟。
- 从油井中去除层压剂溶液。
- 在2 mL的 iPSC 维护介质 （材料表） 中，以 3 × 104 个细胞/孔的密度将 hiPSC 播种到涂层井上，无需干燥表面。
- 亚文化 hipscs 。
- 准备0.5×分离酶（材料表）溶液。
- 混合 10 μL 的 0.5 M 乙酰乙酰四聚乙酰（EDTA）和 10 mL 的 PBS，使 0.5 mM EDTA/PBS。
- 通过加入10 mL的0.5 mM EDTA/PBS×将10 mL的1×细胞分离酶稀释至0.5。"
- 从井中吸出已花的介质。
- 加入2 mL/井的PBS清洗细胞，然后丢弃PBS。
- 加入800μL的0.5×细胞分离酶，并在含有5%CO 2的加湿培养箱中孵育细胞在37°C下7分钟。
注：0.05% trypsin-EDTA 可用于分离细胞。 - 轻轻去除0.5×分离酶溶液。
- 用 2 mL PBS 清洗细胞，然后丢弃 PBS。
注：要温和，因为细胞在加入细胞分离酶溶液后容易分离。 - 加入含有10μM Y-27632的1mL iPS维护介质（材料表）。
注：添加 Y-27632 可提高 hiPSC 的存活率。 - 使用细胞刮刀分离细胞，并在 15 mL 离心管中收集它们。
- 计算单元格数。通过添加含有 10 μM Y-27632 的 iPS 维护介质，将细胞密度调整为 1.5 ×10 4个细胞/mL。
注：请勿使用离心以防止细胞损伤。 - 在层压涂层的六井板上播种2 mL的细胞混合物（最终密度：3×104个细胞/井）。
- 在含有5%CO 2的加湿培养箱中，在37°C下孵育细胞。
- 将培养介质替换为 iPS 维护介质，不在 1 天、第 4 天、第 5 天和 6 天不使用 Y-27632。
- 准备0.5×分离酶（材料表）溶液。
- 第7天对细胞进行亚培养。
注：在第7天之前对细胞进行亚培养，以抑制hiPSC的随机分化。
2. 高保中心心脏分化的诱导
- 用层压（材料表）涂上96井文化板。
- 使用 PBS 将层压素稀释至 1.675 μg/mL。
- 将稀释的层压溶液加入 96 井板中，体积为 0.1 mL/井。
- 在37°C下孵育板30分钟。
- 在 3 个 10 个 4 个细胞/井的密度下×96井板上播种 hiPSC。
- 在含有5%CO 2的加湿培养箱中，在37°C时增殖高普赛。
- 一天后，用200μL/井 iPS生长介质（材料表）代替介质。
- 每天更换介质2~3天，直到细胞达到70%~80%的汇合。
- 应用差异化介质。
- 吸气的介质，并慢慢更换它与200μL/井预热分化介质A（材料表）。
- 将板在37°C下放在含有5%CO 2的加湿培养箱中。
- 48小时后，吸气介质，慢慢用预热分化介质B的200μL/well（材料表）将其更换。
- 将板在37°C下放在含有5%CO 2的加湿培养箱中。
注： 区分介质 保持新鲜非常重要。他们将逐渐失去其分化效果，通常在两周内。如有必要，等分新鲜介质，储存在+20°C。
- 应用心肌细胞维持介质。
- 48小时后，吸气介质，慢慢用预热心肌细胞维持介质（材料表）200μL/well将其更换。
- 将板在37°C下放在含有5%CO 2的加湿培养箱中。
- 每隔一天更换一次心肌细胞分化介质，至第30天。
注：重要的是，分化介质 A 和 B 的应用持续时间应精确设置为 48 小时，以确保分化所需的基因的精确表达序列。
3. 接触缺血
- 剥夺营养和氧气的培养媒介。
- 准备杜尔贝科的改良鹰介质（DMEM），没有葡萄糖和血清。
- 从含有hiPS-CMs的96孔板的井中吸入培养基。
- 以200μL/孔的体积将缺乏营养的介质加入井中。
- 将培养板放在缺氧培养箱（材料表）中。
- 注入氮气，24小时内氧浓度保持2%，CO2浓度为25%。
- 进行所需的分析 ：例如，可行性测定、契约评估或细胞损伤评估。
4. 使用MTT测定评估细胞生存能力
- 使用MTT测定试剂盒（材料表）定量评估细胞的生存能力.
注：在DMEM中暴露1 mM过氧化氢1小时可用于损伤细胞（正对照）。DMEM 中暴露 0 mM 过氧化氢可用于负控制。- 使用重复移液器向细胞中加入 10 μL 的 MTT 试剂。
- 在轨道摇床上轻轻混合一分钟。
- 在37°C下在5%CO 2培养箱中孵育细胞3~4 小时。孵育后，细胞中产生的白马赞将在井底显示为暗晶。
- 去除上清液后，将不溶性甲烷晶体溶解在100μL二甲基硫化物溶液（DMSO）中。该溶液将溶解阿玛赞晶体，产生紫色溶液。
注意：DMSO会刺激眼睛、呼吸系统和皮肤。戴上合适的手套和眼睛/面部保护。 - 使用波长为 570 nm 的微孔板读取器测量每个样品的吸光度。
5. iPS-CMs 合同性评估
- 如果未安装，请获取粒子图像测速图像J插件11 https://sites.google.com/site/qingzongtseng/piv 安装。
- 使用相位对比度显微镜，使用 4× 的客观镜头以 ±20 帧/秒录制 hiPS-CMs 的视频图像，以 ±10 秒的速度保存为"分析.avi"。为了比较缺血前和缺血后之间的合同性，请确认已记录利息的位置。
注：具有自动阶段的显微镜可用于定位感兴趣的位置。影片文件应采用 .avi 格式，供以后分析。如果没有，请将影片转换为 .avi。 - 创建如图 1 所示的文件夹结构。补充文件中显示了"joblist.txt"的示例。
- 分析细胞位移的离散二维矢量场。
- 启动斐济 （ImageJ） 软件12， 转到 插件 > 宏 > 编辑并打开 "vector_analysis.ijm" （补充编码文件）.
- 单击 "运行"。将自动执行分析。
注：在参考帧（第一帧）和所有后续帧（帧 1 与 2 ×、1 对 3、1 对 4）之间计算每 16 个 16 个像素的位移矢量 D（x，y） 。结果按每帧计算，并保存为"vec_ x.txt"（x 是x帧编号）。x最大位移的向量 M（x， y） 定义为每对 （x， y） 如下所示：
其中 k 表示帧编号， 其中 |Dk （x，y）= 最大值 =D2 （x，y）=，|D3 （x，y）=，...，|Dn （x，y）|和 n 表示最后一帧。结果保存为"Max_vector.txt"。|M（x， y）=表示分析点（x，y）心肌细胞收缩引起的最大位移。以任意单位 表示的 协定值 C 计算如下：
此值保存在"第 1 行"第 1 行Max_vector.txt"。C 表示所有位移的总和 （x， y）。心肌收缩导致的位移越大，C 值越大。最大位移的矢量场 M（x， y） 用第一帧的相位对比度图像（"Phase_contrast.png"）覆盖，并保存为"叠加.png"。由于位移矢量的大小是根据视频的第一帧计算的，因此 hiPS-CM 最好在第一帧的静止舒张期间。
6. 使用流式细胞学评估细胞损伤
- 在PBS中将碘化丙胺的1毫克/mL溶液稀释至1：1，000。
- 用碘化剂染色分离的细胞。
- 吸气介质，并放在适当大小的离心管中。
- 将管在1000×5分钟，小心去除上流g液，以便不丢失沉淀细胞。
- 在黑暗中用稀释的碘化溶液孵育细胞15分钟。
- 将管在1000×5分钟，小心去除上流g液，以便不丢失沉淀细胞。
- 在±1mL的PBS中重建细胞。
注：从介质中收集分离的浮动细胞以准确量化细胞损伤非常重要。
- 用碘化丙二基染色附着细胞。
- 用 PBS 轻轻清洗附着的细胞两次，然后丢弃 PBS。
- 在黑暗中用稀释的碘化溶液孵育细胞15分钟。
- 吸气的碘化溶液。
- 使用 0.25% 的 trypsin 分离单元格。将细胞溶液移入离心管。
- 将管在1000×5分钟，小心去除上流g液，以便不丢失沉淀细胞。
- 在±1mL的PBS中重建细胞。
- 混合浮和附细胞进行荧光活性细胞分选（FACS）分析。
- 通过 30 μm 滤波器传递细胞溶液。
注：将细胞传递到过滤器对于准确的 FACS 测量非常重要。 - 使用 FACS 系统分析样本。
7. 免疫污染
- 修复单元格样本。
- 吸培养文化媒介。
- 在PBS中加入4%的甲醛，在室温下10分钟。
- 用PBS清洗细胞三次。
注：建议使用新鲜的甲状甲醛溶液，以获得最佳固定效果。
- 用0.2%Triton X-100对细胞进行渗透15分钟，然后丢弃试剂。
- 加入3%的牛血清白蛋白，阻断细胞30分钟。
- 应用原抗体。
- 从培养板中丢弃牛血清白蛋白溶液。
- 在4°C下用原抗体孵育细胞过夜。
- 取出抗体溶液。
- 用PBS清洗细胞三次。
- 应用二次抗体。
- 从培养板中丢弃 PBS 溶液。
- 在黑暗中室温下用二次抗体孵育细胞30分钟。
注：原发性抗心脏肌蛋白T（TNNT2）小鼠单克隆抗体在稀释1：750的3%BSA中使用。亚历克萨氟488结合的二次山羊抗小鼠抗体在3%BSA中稀释至1：1，000。
- 核和行动素纤维的额外染色。
- 取出抗体溶液。
- 在黑暗中的室温下，在PBS中孵育细胞核染色试剂（材料表）和作用素染色Table of Materials试剂（材料表），在室温下孵育30分钟。
注：4'，6-二-苯酚（DAPI）或霍赫斯特33342可用于核染色。 - 用PBS清洗细胞三次。
- 使用荧光显微镜捕获荧光图像。
Representative Results
成功分化的细胞在显微镜下显示自发收缩（视频1）。通常，50% 的油井在 <20 天内出现自发收缩（补充图 1）。心脏标记蛋白（例如，cTnT）可用于确认成功分化（图2）。
通常，来自缺血组的细胞在MTT测定（图3A）和收缩性（图3E，F，补充图 2）中表现出低于正常对照组的细胞的生存能力。此外，缺血组碘化阳性细胞的比例高于对照组（图3B+D），表明细胞损伤较高。
图1：使用 imageJ 进行位移矢量分析的文件夹结构。
"joblist.txt"描述了每行电影文件的路径。如果有三个文件要分析，将有三个文件夹（电影 1、电影 2 和电影 3），其中应放置"分析.avi"（感兴趣的影片）。分析由"vector_analysis.ijm"代码执行后，将在每个影片文件夹中生成文件（以蓝色表示）。存储在每个文件中的信息在主文本中详细解释。 请单击此处查看此图的较大版本。
图2：心脏标记染色的代表性图像。
心脏标记蛋白心肌素T（cTnT）的表达。蓝色： 4'， 6 - 二米迪诺 - 2 - 苯丁多勒 （达皮）， 红色： 行动， 绿色： ctnt 。插入：cTnT 的条纹表达式，对应于 sarcomere 结构。刻度杆，50 μm。这个数字已经修改了从魏等人13。请单击此处查看此图的较大版本。
图3：细胞生存能力测定、细胞损伤评估和收缩的代表性图像。
（A） 细胞生存能力的比较（MTT测定）。较高的吸光度表示更高的可行性。 n = 5 表示每个条件。（B、C 和 D）碘化（PI）染色细胞的流细胞学分析。与对照体相比，缺血细胞表现出降低的正向散射强度和增加的PI荧光。（D） 流式细胞分析中PI染色细胞的百分比。 n = 3 表示每个条件。（E） 使用 ImageJ 软件分析 iPS-CMs 的收缩性。红色和蓝色矢量分别表示最大和最小的收缩。刻度杆，100 μm。（F） 使用代码对 iPS-CM 收缩的定量分析。 n = 3 表示控制 ，n = 8 表示缺血条件。误差条表示均值的标准误差。在统计分析中，进行了未配对双尾学生的 t 测试。*： p < 0.05， **： p < 0.01.： p < 0.0001。这个数字引用了魏等人13请点击这里查看这个数字的较大版本。
视频1：分化细胞在显微镜下显示自发收缩。请点击这里下载此视频。
补充图1：卡普兰-迈尔分析样本百分比，无自发收缩。 50%的 iPS-CM 样本在 20 日显示收缩。第30天，64.4%的样本出现收缩。 n = 83。 请点击这里下载此图。
补充图2：心脏收缩评估。 在暴露24小时缺氧之前和之后，绘制了通过除收缩C除以分析点数（x，y）获得的扩展收缩性，用于控制和缺血组。 n = 3 表示控制 ，n = 8 表示缺血条件。 请点击这里下载此图。
补充图3：心肌细胞含量评估。 96井板上心脏标记蛋白的免疫着色。绿色： tnT， 蓝色： DAPI.分化细胞的速率计算为20.7±9.6%，将cTnT染色区域面积除以DAPI染色区域。对于控制条件，刻度杆 = 1 mm. n = 4。 请点击这里下载此图。
补充编码文件。请点击这里下载此文件。
Discussion
研究人员经常使用实验室小动物模型进行 IHD 实验。在这里，我们开发了人类 IHD 的细胞培养模型来进行此类实验。
此协议用户可能面临的主要问题是分化心肌细胞率低。应非常小心地采取几个步骤来提高成功分化率：（a） 移液时保持温和，因为细胞在添加细胞分离酶试剂后容易分离;（b） 添加 Y-27632 可提高分离时 iPS 细胞的存活率;（c） 分化开始时介质变化的时间应精确 48 h 分开，以确保参与分化的基因的受控表达。
关于用于涂覆培养板表面的细胞外基质蛋白，可以使用本协议中使用的层压素以外的其他材料。例如，Matrigel14、,15和明胶16、17用于 hiPSC 的免馈线维护培养。16,根据原口等人的说法，在Matrigel上播种的hiPSC被成功地分化成心脏细胞表18。
有一些前述研究，关于培养模型的疾病建模使用心肌细胞派生自hiPSC。关于缺血-再灌注损伤的建模，19介绍了对细胞环境的操纵，如高钾血症、酸中毒和乳酸积累。其他方法包括细胞造粒阻碍氧气扩散20 和代谢抑制使用氰化物21。在目前的方案中，细胞损伤是通过相对简单的方法实现的，即24小时剥夺氧气和营养物质。然而，应注意考虑缺血性心脏病的准确病理生理过程，因为体内疾病与当前协议的疾病模型之间确实存在差异，例如是否存在三维细胞环境和血液。
关于心肌细胞功能评估的技术方面，Toepfer等人报告了基于MatLab的算法，用于确定hiPS-CMs22中的沙康美收缩和松弛。Smith等人报告了一种先进的高通量电生理分析方法，该方法使用先进的纳米图型多电极阵列23、24，,对从hiPS-CMs中提取的可兴奋细胞进行高通量电生理分析。我们的协议的优点是，它只需要传统的软件和耗材，如图像J软件和96孔板。
关于心脏的氧水平，到达心脏的静脉中的氧压被认为是40毫米汞柱25。根据McDougal等人的说法，缺氧下的细胞外氧压估计为<12.8 mmHg26。通过采用圆27等方法，在用当前方案处理的37°C下，培养基介质中的氧压（盐度：35°）计算为14.9毫米汞柱，高于上述估计值。有趣的是，Al-Ani等人报告说，培养基中氧压有梯度，氧压受细胞类型、播种密度和介质体积28的影响。通常，细胞所在的培养板底部的氧气浓度最低。因此，培养基的深度效应将进一步降低hiPS-CMs附近的有效氧压。为了使用缺氧条件对hiPS-CMs造成足够的损伤，必须仔细注意介质的深度和细胞的密度。
我们的hiPS-CM模型非常接近人类心脏肌细胞的生理条件，有利地模仿人类 IHD。基于动物模型的方法包括伦理、技术和学术问题。特别是，体内模型需要先进的显微外科技术来实现可重复的数据：例如，啮齿动物3中左冠状动脉前下降分支的遮挡。此处描述的 hiPS-CM 模型克服了这些关键障碍，为心血管疾病提供了一个有用、相关且可重复的平台。
但是，应注意一些限制。iPS诱导心肌细胞和正常心肌细胞之间的一个明显区别是缺乏T-tubule29，我们不包括体基因素，如白细胞引起的组织损伤和补充系统的激活在我们的研究中。此外，该模型中的分化心肌细胞率（20.7±9.6%， 补充图3）。Halloin等人最近出版的一份可伸缩的化学定义方法，通过化学WNT通路调制剂诱导hiPS-CM纯度为>95%，无需通过标记30进行任何选择。然而，我们的人类 IHD 模型相对简单且临床适用（例如，使用患者衍生的 iPS 细胞进行药物筛查）。我们的模型也是一个独特的平台，可以进一步阐明 IHD 的基础机制。
Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
这项研究得到了JSPS KAKENHI，促进联合国际研究基金（促进联合国际研究），17KK0168的支持。作者感谢冈山大学医学院中央研究实验室对FACS的援助。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Actin staining reagent (ActinRed 555 ReadyProbes Reagent) | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | R37112 | |
| Anti cardiac troponin T antibody | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | MA5-12960 | |
| Cardiomyocyte maintenance medium (PSC Cardiomyocyte Differentiation Kit) | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | A2921201 | |
| Cell dissociation enzymes (TrypLE Select) | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | 12563011 | |
| Differentiation medium A (PSC Cardiomyocyte Differentiation Kit) | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | A2921201 | |
| Differentiation medium B (PSC Cardiomyocyte Differentiation Kit) | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | A2921201 | |
| FACS Aria III system | BD Biosciences, San Jose, CA, USA | ||
| Fluorescenct microscope | KEYENCE, Osaka, Japan | BZ-X710 | |
| Goat anti-mouse Alexa Fluor 488 secondary antibody | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | A28175 | |
| Human iPS cells | RIKEN, Tsukuba, Japan | 201B7 | |
| Hypoxic incubator | SANYO, Osaka, Japan | MCO-175M | |
| iPSC growth medium (Essential 8 Medium) | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | A1517001 | |
| iPSC maintenance medium (StemFit AK02N) | Ajinomoto, Tokyo, Japan | RCAK02N | |
| Laminin (iMatrix-511) | Nippi, Tokyo, Japan | iMatrix-511 | |
| MTT assay kit (MTT Cell Proliferation Assay Kit) | Cayman Chemical Company, Ann Arbor, MI, USA | 10009365 | |
| Nucleus staining reagent (NucBlue Fixed Cell ReadyProbes Reagent) | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | R37606 | |
| Triton X-100 | Nacalai Tesque, Kyoto, Japan | 35501-02 |
References
- Naghavi, M. Global Burden of Disease Self-Harm, C. Global, regional, and national burden of suicide mortality 1990 to 2016: systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. BMJ. 364, 94 (2019).
- Nowbar, A. N., Gitto, M., Howard, J. P., Francis, D. P., Al-Lamee, R. Mortality From Ischemic Heart Disease. Circulation: Cardiovascular Quality and Outcomes. 12 (6), 005375 (2019).
- Oh, J. G., Ishikawa, K. Experimental Models of Cardiovascular Diseases: Overview. Methods in Molecular Biology. 1816, 3-14 (2018).
- Brodehl, A., et al. Human Induced Pluripotent Stem-Cell-Derived Cardiomyocytes as Models for Genetic Cardiomyopathies. International Journal of Molecular Sciences. 20 (18), (2019).
- Garbern, J. C., et al. Inhibition of mTOR Signaling Enhances Maturation of Cardiomyocytes Derived from Human Induced Pluripotent Stem Cells via p53-Induced Quiescence. Circulation. , (2019).
- Horikoshi, Y., et al. Fatty Acid-Treated Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Human Cardiomyocytes Exhibit Adult Cardiomyocyte-Like Energy Metabolism Phenotypes. Cells. 8 (9), (2019).
- Hu, D., et al. Metabolic Maturation of Human Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocytes by Inhibition of HIF1alpha and LDHA. Circulation Research. 123 (9), 1066-1079 (2018).
- Correia, C., et al. Distinct carbon sources affect structural and functional maturation of cardiomyocytes derived from human pluripotent stem cells. Scientific Reports. 7 (1), 8590 (2017).
- Yang, X., et al. Tri-iodo-l-thyronine promotes the maturation of human cardiomyocytes-derived from induced pluripotent stem cells. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 72, 296-304 (2014).
- Tamargo, J., et al. Genetically engineered mice as a model for studying cardiac arrhythmias. Frontiers in Bioscience. 12, 22-38 (2007).
- Tseng, Q., et al. Spatial organization of the extracellular matrix regulates cell-cell junction positioning. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (5), 1506-1511 (2012).
- Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
- Wei, H., Wang, C., Guo, R., Takahashi, K., Naruse, K. Development of a model of ischemic heart disease using cardiomyocytes differentiated from human induced pluripotent stem cells. Biochemical and Biophysical Research Communications. 520 (3), 600-605 (2019).
- Ghaedi, M., Niklason, L. E. Human Pluripotent Stem Cells (iPSC) Generation, Culture, and Differentiation to Lung Progenitor Cells. Methods in Molecular Biology. 1576, 55-92 (2019).
- Hou, J., et al. Retaining mTeSR1 Medium during Hepatic Differentiation Facilitates Hepatocyte-Like Cell Survival by Decreasing Apoptosis. Cellular Physiology and Biochemistry. 51 (4), 1533-1543 (2018).
- Yoshida, K., et al. Differentiation of mouse iPS cells into ameloblast-like cells in cultures using medium conditioned by epithelial cell rests of Malassez and gelatin-coated dishes. Medical Molecular Morphology. 48 (3), 138-145 (2015).
- Guzzo, R. M., Drissi, H. Differentiation of Human Induced Pluripotent Stem Cells to Chondrocytes. Methods in Molecular Biology. 1340, 79-95 (2015).
- Haraguchi, Y., Matsuura, K., Shimizu, T., Yamato, M., Okano, T. Simple suspension culture system of human iPS cells maintaining their pluripotency for cardiac cell sheet engineering. Journal of Tissue Engineering and Regenerative. 9 (12), 1363-1375 (2015).
- Chen, T., Vunjak-Novakovic, G. In vitro Models of Ischemia-Reperfusion Injury. Regenerative Engineering and Translational Medicine. 4 (3), 142-153 (2018).
- Strijdom, H., Genade, S., Lochner, A. Nitric Oxide synthase (NOS) does not contribute to simulated ischaemic preconditioning in an isolated rat cardiomyocyte model. Cardiovascular Drugs and Therapy. 18 (2), 99-112 (2004).
- Cavalheiro, R. A., et al. Potent cardioprotective effect of the 4-anilinoquinazoline derivative PD153035: involvement of mitochondrial K(ATP) channel activation. PLoS One. 5 (5), 10666 (2010).
- Toepfer, C. N., et al. SarcTrack. Circulation Research. 124 (8), 1172-1183 (2019).
- Smith, A. S. T., et al. NanoMEA: A Tool for High-Throughput, Electrophysiological Phenotyping of Patterned Excitable Cells. Nano Letters. , (2019).
- Smith, A. S., Macadangdang, J., Leung, W., Laflamme, M. A., Kim, D. H. Human iPSC-derived cardiomyocytes and tissue engineering strategies for disease modeling and drug screening. Biotechnology Advances. 35 (1), 77-94 (2017).
- Sitkovsky, M., Lukashev, D. Regulation of immune cells by local-tissue oxygen tension: HIF1 alpha and adenosine receptors. Nature Reviews Immunology. 5 (9), 712-721 (2005).
- McDougal, A. D., Dewey, C. F. Modeling oxygen requirements in ischemic cardiomyocytes. Journal of Biological Chemistry. 292 (28), 11760-11776 (2017).
- Rounds, S. A., Wilde, F. D., Ritz, G. F. Chapter A6. Section 6.2. Dissolved oxygen. Report No. 09-A6.2. , Reston, VA. (2006).
- Al-Ani, A., et al. Oxygenation in cell culture: Critical parameters for reproducibility are routinely not reported. PLoS One. 13 (10), 0204269 (2018).
- Cadet, J. S., Kamp, T. J. A Recipe for T-Tubules in Human iPS Cell-Derived Cardiomyocytes. Circulation Research. 121 (12), 1294-1295 (2017).
- Halloin, C., et al. Continuous WNT Control Enables Advanced hPSC Cardiac Processing and Prognostic Surface Marker Identification in Chemically Defined Suspension Culture. Stem Cell Reports. 13 (2), 366-379 (2019).
