Summary
Dieses Protokoll beschreibt, wie eine präzise Laminektomie für die Induktion von stabilen Querbandverletzungen im Mausmodell mit minimalen Kollateralschäden für die Rückenmarksverletzungsforschung erstellt wird.
Abstract
Rückenmarksverletzungen (SCI) führen weitgehend zu irreversiblen und dauerhaften Funktionsverlusten, am häufigsten als Folge eines Traumas. Mehrere Behandlungsmöglichkeiten, wie z. B. Zelltransplantationsmethoden, werden erforscht, um die schwächenden Behinderungen zu überwinden, die sich aus SCI ergeben. Die meisten präklinischen Tierversuche werden in Nagetiermodellen von SCI durchgeführt. Während Rattenmodelle von SCI weit verbreitet sind, haben Mausmodelle weniger Aufmerksamkeit erhalten, obwohl Mausmodelle erhebliche Vorteile gegenüber Rattenmodellen haben können. Die geringe Größe von Mäusen entspricht niedrigeren Tierwartungskosten als bei Ratten, und die Verfügbarkeit zahlreicher transgener Mausmodelle ist für viele Arten von Studien von Vorteil. Die Induzieren von wiederholbaren und präzisen Verletzungen bei den Tieren ist die haupte Herausforderung für die SCI-Forschung, die bei kleinen Nagetieren eine hochpräzise Chirurgie erfordert. Das Transsektions-Verletzungsmodell war in den letzten zehn Jahren ein häufig verwendetes Verletzungsmodell für die transplantationsbasierte therapeutische Forschung, aber eine standardisierte Methode zur Induktion einer vollständigen Transektionsverletzung bei Mäusen existiert nicht. Wir haben ein chirurgisches Protokoll entwickelt, um eine vollständige Transsektionsverletzung bei C57BL/6-Mäusen auf Brustwirbelstufe 10 (T10) zu induzieren. Das Verfahren verwendet einen kleinen Spitzenbohrer anstelle von Rongeurs, um die Lamina präzise zu entfernen, nach der eine dünne Klinge mit abgerundeter Schneidkante verwendet wird, um die Rückenmarkstransektion zu induzieren. Diese Methode führt zu reproduzierbaren Transektionsverletzungen bei kleinen Nagetieren mit minimalen Kollateralmuskel- und Knochenschäden und minimiert daher Störfaktoren, insbesondere dort, wo verhaltensfunktionelle Ergebnisse analysiert werden.
Introduction
Rückenmarksverletzungen (SCI) sind ein komplexes medizinisches Problem, das zu drastischen Veränderungen in Gesundheit und Lebensstil führt. Es gibt keine Heilung für SCI, und die Pathophysiologie von SCI ist nicht gründlich verstanden. Tier-SCI-Modelle, insbesondere Nagetiermodelle, bieten ein unschätzbares Werkzeug für die Erprobung neuer Behandlungen und werden seit Jahrzehnten zur Erforschung von SCI eingesetzt. Bis heute haben über 72% der präklinischen SCI-Studien Rattenmodelle verwendet, verglichen mit nur 16%, dieMäuse1 verwendet haben. Obwohl Ratten aufgrund ihrer größeren Größe und der Tendenz, Hohlräume zu bilden, die menschlichen GGB ähneln, traditionell die bevorzugten Modelltiere für die Untersuchung neuartiger therapeutischer Ansätze sind, werden Mäuse (einschließlich vieler transgener Mausmodelle) jetzt häufiger verwendet, um zelluläre und molekulare Mechanismen des SCI2zu untersuchen. Das Mausmodell bietet zusätzliche Vorteile in Bezug auf eine einfachere Handhabung, schnellere Reproduktionsraten und niedrigere Kosten als Ratten; Mäuse weisen auch einen hohen Grad an genomischer Ähnlichkeit mit Menschenauf 1,2,3. Der Hauptnachteil des Mausmodells wurde als die deutlich kleinere Größe identifiziert, die Herausforderungen für chirurgische Eingriffe zur Bildung und Behandlung von Rückenmarksverletzungenschafft 4,5.
Es gibt eine Lücke in der vorhandenen Literatur, die die Notwendigkeit eines robusten und reproduzierbaren chirurgischen Protokolls unterstreicht, um stabile SCI im Mausmodell zu induzieren. Daher bieten wir einen neuartigen und präzisen chirurgischen Ansatz in diesem Protokoll, um diese Einschränkungen zu überwinden. Dieses Protokoll enthält detaillierte Richtlinien, um eine Transektionsverletzung bei Mäusen zu induzieren, da dieser Verletzungstyp als der am besten geeignete für die Untersuchung regenerativer und degenerativer Veränderungen nach einer Verletzung6, sowie Neuroplastizität, neuronale Schaltkreise und Gewebe-Engineering-Ansätze7anerkannt wurde. Wir haben uns entschieden, die Verletzung in der unteren Brustregion zu induzieren, da Thoraxniveau SCI am häufigsten in der Literatur verwendet wird1.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle Verfahren wurden mit Zustimmung der Griffith University Animal Ethics Committee (ESK/04/16 AEC und MSC/04/18 AEC) nach den Richtlinien des National Health and Medical Research Council of Australia durchgeführt.
1. Tieraufbauverfahren für die Operation
- Anästhesisieren und stabilisieren Sie das Tier.
- Verwenden Sie 8–10 Wochen alte weibliche C57BL/6 Mäuse. Verwenden Sie 5% Isofluran in 1 L/min Sauerstoff zur Induktion der Anästhesie. Zur Aufrechterhaltung der Anästhesie 1,5–2% Isofluran in 1 L/min Sauerstoff verwenden. Bestätigen Sie die entsprechende Anästhesisierung, indem Sie einen Mangel an Schmerzreflex in Schwanz und Hinterpfoten etablieren.
- Verabreichen Sie Buprenorphin (0,03 mg/kg Körpergewicht) für Analgesie und Enrofloxacin (10 mg/kg Körpergewicht) zur Antibiotikaabdeckung, subkutan nach Körpergewicht. Meloxicam (2 mg/kg Körpergewicht) kann bei Bedarf bei Langfristiger Analgesie verabreicht werden.
- Halten Sie die Körpertemperatur des Tieres bei 37 °C mit einem Heizkissen stabil
- Rasieren Sie das Rückenfell, um den chirurgischen Bereich über der Rückenwirbelsäule freizulegen. Entfernen Sie das rasierte Fell aus dem Operationsbereich, bevor Sie die Einschnittstelle sterilisieren. Sterilisieren Sie den rasierten Bereich mit sterilen Wattestäbchen in Povidon Jod antiseptische Flüssigkeit und chirurgischen Geist getränkt.
- Kleben Sie die Pfoten der Maus an den Operationsbereich, um das Tier zu stabilisieren (Abbildung 1A). Platzieren Sie ein ovales Fenster drapieren über der Maus (Abbildung 1B).
2. Laminektomie
- Machen Sie einen vertikalen Mittellinienschnitt auf der T10-Wirbelebene mit einem chirurgischen Skalpell.
- Suchen Sie den spinösen Prozess des T10-Wirbels, um die Stelle der Laminektomie zu bestimmen. Der Körper des Wirbels liegt leicht kranial bis zur Spitze des Spinnprozesses8 (siehe Abbildung 2). Die Spitze ruht ungefähr in der Mitte des T11-Wirbels8.
- Machen Sie den Schnitt 2,5 cm lang, so dass die Wirbelsäule des T10-Wirbels ungefähr in der Mitte der Länge des Einschnitts ist.
- Reflektieren Sie die Haut und ziehen Sie mit Retraktoren.
- Verwenden Sie die geradeZange, um die Haut von der darunter liegenden Faszie zu heben. Dadurch wird Platz für die Zusendemaschinen geschaffen; diese halten das Operationsfeld offen.
- Führen Sie eine stumpfe Zerlegung von Subkutangewebe und Faszien durch, um die spinösen Prozesse freizulegen.
- Verwenden Sie die stumpfe Kante des Skalpells, um einen kleinen Mittellinienschnitt im Unterhautgewebe und der darunter liegenden Faszien zu machen, um die Stacheln der T9-T11-Wirbel freizulegen. Verwenden Sie die feinen Spitzenzange (nicht scharf), um eine stumpfe Sezierung durchzuführen und die Faszien zu reflektieren.
- Teilen und trennen Sie die para-spinösen Muskeln, um die Laminae freizulegen.
- Verwenden Sie die stumpfe Spitze des Skalpells, um die dorsalen Rumpfmuskeln und para-spinous Muskeln entlang der Stacheln der T9-T11 Wirbel zu teilen. Verwenden Sie die stumpfe feine Spitzenzange, um stumpfe Zerlegung der Muskeln in Schichten durchzuführen und die Laminae der Wirbel freizulegen. Dies sollte alle Blutungen minimieren.
HINWEIS: Wenn es Blutungen gibt, verwenden Sie erwärmte Saline (37 °C) Bewässerung und Wattestäbchen, um es zu kontrollieren und Blut aus dem chirurgischen Feld zu löschen. - Verwenden Sie die gleichen Zangen, um kleine Taschen um die Querprozesse des T10-Wirbels zu machen. Verwenden Sie die gekrümmten Zangen, um den Wirbelkörper T10 zu stabilisieren, indem Sie seine Zinken unter die Querprozesse in den erstellten Taschen einhaken (Abbildung 1C).
- Spülen Sie die T10-Laminae gründlich mit warmer Herzwäsche ab und wischen Sie sie vorsichtig mit Wattestäbchen sauber ab, um die knöcherne Oberfläche deutlich zu visualisieren. Stellen Sie sicher, dass keine Muskel-/Bänderanhaftungen bilateral an der Oberfläche verbleiben.
- Verwenden Sie die stumpfe Spitze des Skalpells, um die dorsalen Rumpfmuskeln und para-spinous Muskeln entlang der Stacheln der T9-T11 Wirbel zu teilen. Verwenden Sie die stumpfe feine Spitzenzange, um stumpfe Zerlegung der Muskeln in Schichten durchzuführen und die Laminae der Wirbel freizulegen. Dies sollte alle Blutungen minimieren.
- Verwenden Sie einen Bohrer mit einer feinen Spitze (0,55 mm Durchmesser, 7 mm Länge), um die Laminae bilateral zu brechen.
- Verwenden Sie die Spitze des Bohrers, um einen vertikalen Pfad vom T9–T10-Intervertebral-Raum zum T10-T11-Bandwirbelraum entlang der T10-Laminae zu verfolgen, ohne den Bohrer einzuschalten. Dadurch soll sichergestellt werden, dass der Bohrer kein Gewebe fängt (Abbildung 1D).
- Nun den Bohrer anschalten, langsam und vorsichtig einen vertikalen Graben auf der rechten Lamina des T10-Wirbels graben. Dieser Teil der Laminektomie sollte einen präzisen chirurgischen Defekt über die Dicke des Knochens in einer geraden vertikalen Linie erzeugen. Halten Sie den Griff mit den gekrümmten Zangen, um den Wirbel stabil zu halten.
- Stellen Sie sicher, dass die Spitze des Bohrers nicht durch den Knochen eindringt und das Rückenmark verletzt. Wiederholen Sie den gleichen Prozess auf der linken Seite der Lamina, wobei der Wirbel mit den gekrümmten Zangen stabil bleibt. Mit warmer Saline bewässern, um alle verbleibenden Knochenfragmente wegzuwaschen.
- Heben und entfernen Sie den hinteren Teil des neuronalen Bogens (Abbildung 1F).
- Verwenden Sie die abgewinkelten Feinspitzenzangen, um den spinlösen Prozess zu greifen und das gesamte dorsale Segment der Laminae zu entfernen, das durch die bilaterale Bohrung getrennt ist. Bei Blutungen wieder bewässern und abwischen, um das unter dem Laminektomiefenster freiliegende Rückenmark klar zu visualisieren (Abbildung 1E).
3. Transektion
- Induzieren Sie die Rückenmarksverletzung durch Transsektion der exponierten Schnur mit einer einzigen Scheibe der Klinge.
- Verwenden Sie die schmale, runde Schneideklinge, um die Schnur in der Mitte des Laminektomiefensters zu schneiden. Achten Sie darauf, die seitlichen Aussparungen der Wirbelsäule zu fegen, um eine vollständige Transektionsverletzung zu induzieren (Abbildung 1G).
- Bestätigen Sie die Vollständigkeit der Transektionsverletzung mit den stumpfen Feinspitzenzangen und entfernen Sie alle verbleibenden Verbindungen an der Transektionsstelle.
- Kontrollieren Sie die Blutung, falls vorhanden, bevor Sie die chirurgischen Schichten schließen.
- Verwenden Sie die warme Saline, um alle Blutungen, die von den transsektierten Schnurstümpfen auftreten, zu bewässern und zu löschen. Verwenden Sie einen Wattestäbchen, um sanften Druck auszuüben, um bei Bedarf eine Hämostase zu erreichen. Achten Sie darauf, das Rückenmark nicht zu komprimieren.
4. Schließung und sofortige postoperative Betreuung
- Bringen Sie die Muskeln zusammen und Naht in Schicht.
- Sobald die Hämostase an der Transektionsstelle erreicht ist, lassen Sie den gekrümmten Zangengriff an den T10-Wirbeln frei. Bringen Sie die Ränder der sezierten Muskeln entlang der Mittellinie zusammen, um eine gute Apposition zu erreichen.
- Bedecken Sie die Muskeln in einer Schicht mit 5-0 Polyglactin 910 resorbierbaren Nähten. Stellen Sie sicher, dass die natürliche Krümmung der Wirbelsäule keine Spannung an der Nahtlinie verursacht oder öffnen Sie die Nähte, wodurch die Laminektomie freisetzt wird.
- Schließen Sie subkutanes Gewebe und Haut.
- Verwenden Sie 5-0 nicht resorbierbare Seidennähte, um den Hautschnitt zu schließen. Stellen Sie sicher, dass vor dem Verschluss keine Blutungen, Gerinnsel oder Ablagerungen unter der Haut verbleiben. Eine abschließende Bewässerung mit warmer Saline kann bei diesem Schritt notwendig sein.
- Stoppen Sie die Anästhesie. Beobachten Sie das Tier 10–30 min bis zur Genesung. Das Tier sollte für diese Dauer auf dem Heizkissen bleiben. Geben Sie Wassergel und hydratisierte Nahrung im Käfig.
- Für die postoperative Pflege, enthalten Buprenorphin (zweimal täglich), Enrofloxacin (einmal täglich) für die ersten beiden Tage prophylaktisch. Zusätzlich entleeren Sie die Blase mindestens zweimal täglich manuell und halten sich an die Richtlinien der Tierethikkommission.
HINWEIS: Die Tiere in diesem Experiment wurden zweimal täglich auf ihre allgemeine Gesundheit und ihr Wohlbefinden untersucht, wozu auch die Überprüfung auf anhaltende Schmerzen (um zusätzliche Dosen Buprenorphin zu geben) oder Infektionen (zusätzliches Enrofloxacin), ihre Ernährung und ihren Hydratationsstatus (injizierbare Flüssigkeiten geben, wenn sie dehydriert sind) und jegliche Anzeichen einer Autotomie (bei geringfügiger Autotomie eine Wundversorgung). Es wird dringend empfohlen, diese Aspekte der postoperativen Pflege, einschließlich der Euthanasieentscheidungen, unter Anleitung der institutionellen Tierethikkommission zu bestimmen.
5. Bewertung des Verletzungsmodells
- Ermittlung des Verlusts der Motorfunktion.
- Bewerten Sie das motorische Verhalten der verletzten Mäuse 2, 7, 14, 21 und 28 Tage nach der Verletzung in einem offenen Feld mit der Basso-Mausskala (BMS), um den Verlust der Funktion9 zu bestimmen (Abbildung 3C-E).
- Histologische Verletzungsbestätigung
- Ernten Sie die verletzten Rückenmarkse mit den Wirbelsäulen nach der Euthanasie (mit Kohlendioxid in diesem Experiment durchgeführt, wie von der Tierethikkommission genehmigt).
- Fixieren Sie das Gewebe durch nächtliches Eintauchen in 4% Paraformaldehyd und entkalken Sie die Knochen durch Behandlung mit 20% Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA) über 3 Wochen, ersetzt frische EDTA alle 48 h.
- Bereiten Sie die entkalkten Stacheln für die Kryosektion vor und schneiden Sie sie in 30 m dicke Abschnitte.
- Montieren Sie die Abschnitte auf gelatinebeschichteten Glasrutschen zur Immunfärbung mit Anti-GFAP-Antikörpern und Hoechst 33342.
- Stellen Sie die Dias auf einem Fluoreszenzmikroskop auf (Abbildung 3A) und führen Sie Messungen der Verletzungsgröße mit Bildanalysesoftware durch (z. B. Nikon-Analysesoftware - NIS-Elemente [Abbildung 3B]).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Die resultierende Methode, wie in Abbildung 1dargestellt, beinhaltet eine angemessene Stabilisierung der Maus (Abbildung 1A) und eine gute Visualisierung der Wirbelsäule und des paraspinösen Gewebes (Abbildung 1B). Spinöse Prozesse und Laminae können mit minimaler Muskelsektion und Blutverlust klar visualisiert werden(Abbildung 1C, hervorgehobene Zone). Das Feinspitzenbohren wird wie in Abbildung 1Ddargestellt durchgeführt, um ein Laminektomiefenster zu erstellen, wie durch das Rechteck dargestellt. Das resultierende Laminektomiefenster ist klar und ermöglicht eine direkte Visualisierung und den Zugang zum Rückenmark(Abbildung 1E, hervorgehobene Zone). Das schematische Konzept dieses Prozesses wird in Abbildung 1Ferläutert. Die schmale Transektionsklinge kann leicht durch das diskrete Laminektomiefenster passen (Abbildung 1G) und in einer glatten Wischbewegung kann eine vollständige Transektionsverletzung erstellt werden (Abbildung 1H–I). So verursacht diese Methode minimale Muskelsektion, minimale Kollateralknochenschäden, und führt zu einer stabilen vollständigen Transektion Typ Verletzung mit minimalem Blutverlust. Trotz der Induktion eines schweren SCI bei den Tieren führten der chirurgische Eingriff und die postoperative Versorgung zu hohen Überlebensraten der Tiere. Alle Tiere, die für dieses Manuskript gemeldet wurden, überlebten die Rückenmarksoperation; und nachfolgende Operationen durch unser Labor haben zu einer Überlebensrate von >99% geführt.
Um zu beurteilen, ob diese Methode zur Induktion von Transektions-SCI bei Mäusen reproduzierbar und konsistent war, analysierten wir das verletzte Rückenmark mittels Histologie/Immunhistochemie und Verhaltenstests (n = 8 Tiere) (Abbildung 2). Die Immunolabeling gegen den Astrozytenmarker glial fibrilläres saures Protein (GFAP) grenzte die Grenze des intakten Rückenmarks ab, wobei die Verletzungsstelle der Bereich zwischen den Kordelstümpfen ist, wenn sie mit Längsschnitten betrachtet wird (Abbildung 3A). An der Transektionsstelle wurde ein fehlerbeständiger Defekt mit einem durchschnittlichen Mindestabstand von 550,4 ± 17,3 m(Abbildung 3B)induziert. Verhaltensdaten, die die Basso Mouse Scale (BMS)9 eines offenen Feldtests einsetzten, zeigten, dass die verletzten Mäuse nach der Verletzung keine Hintergliedbewegung aufweisen (Abbildung 3C). Dies wird durch eine Punktzahl von 0 auf dem BMS für bis zu 28 Tage nach der Verletzung dargestellt. Somit führt das Protokoll zu einer vollständigen und zuverlässigen Transektionsverletzung, die zu einem vollständigen Funktionsverlust unterhalb des Verletzungsniveaus führt und nicht zu einer spontanen Umkehrung der Lähmung führt (Abbildung 3D,E).
Abbildung 1: Wichtige Schritte im Abschnittsverletzungsprotokoll. (A) Tieraufbau und Stabilisierung vor der Operation. Schematic und Foto von der Operation werden beide gezeigt. (B) Schematische und Fotografie, die Schnitt-, Retraktorplatzierung und stumpfe Sezierung zeigt, um die tiefen Muskelschichten freizulegen. (C) Stabilisierung der Wirbelsäule mit Zangen und Freisetzen von Laminaen des T10-Wirbels. Das Rechteck auf dem Foto hebt Laminae und den spinösen Prozess des T10-Wirbels hervor. (D) Feinspitze Bohrer, um Laminektomie durchzuführen. Das Rechteck auf diesem Foto zeichnet das Laminektomiefenster nach. (E) Komplettes Laminektomiefenster, das durch das Rechteck hervorgehoben wird, in dem das Rückenmark deutlich sichtbar ist. (F) Serie von schematischen Zeichnungen, die das Bohrkonzept zur Durchführung einer vollständigen Laminektomie in querschnittsübergreifender Ausrichtung zeigen. (G) Dieses Foto zeigt die Verwendung eines feinen Messers, um die komplette Transektionsverletzung durchzuführen, und in (H) ist die komplette Verletzung innerhalb des Rechtecks als dunkelrote Querlinie über dem Rückenmark sichtbar. (I) Schematisch, das die Gesamtansicht der Laminektomie und der Verletzungsstelle zeigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Ein Schema, das die Identifizierung der Wirbelmarkierung für T10 erklärt. Der spinöse Prozess des T10-Wirbels ist eines der markantesten Wahrzeichen, das bei der natürlichen Krümmung der Brustwirbelsäule palpatiert werden kann. An dieser Stelle verändern die spinösen Prozesse die Morphologie, so dass die Spitzen der spinösen Prozesse kranial von T10 Punkt kranial, und die Spitzen der spinösen Prozesse kaudal von T10 Punkt kranial. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Repräsentative Ergebnisse einer Beischnittsverletzung, die bei C57BL/6-Mäusen induziert wurde. (A) Ein Längsschnitt des Rückenmarks zeigt die vollständige Transsektionsverletzung. Gewebe wurde auf einem invertierten Mikroskop abgebildet. Anti-GFAP-Immunlabelling-Etiketten astrozyten (rot), während Kerne mit Hoechst 33342 (blau) gekennzeichnet sind. Der Verletzungsabstand bei einer linearen Messung des kürzesten Punktes betrug 550 m. Skala bar = 200 m. IS = Verletzungsstelle, IVD = Bandscheibe, SC = Rückenmark, VB = Wirbelkörper. (B) Die Schadensgröße wurde bei 8 Tieren gemessen. Die durchschnittliche Verletzungsgröße betrug 550,4 ± 17,3 m mit einer maximalen Anzahl von 577,8 m und einem Minimum von 525,4 m. (C) Das Motorverhalten wurde auf der Basso Mouse Scale (BMS) bewertet, die 9 in allen Mäusen vor der Verletzung war und 4 Wochen nach der Verletzung bei 0 blieb, was auf einen vollständigen Verlust der Motorfunktion unterhalb der Verletzungsstelle (n = 8 Mäuse) hindeutet. (D) Gait einer gesunden Maus vor der Verletzung. (E) Gait der gleichen Maus nach der Verletzung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Diese Methode induziert eine vollständige Transsektionsverletzung auf T10-Wirbelebene bei Mäusen, was zu einer vollständigen Querschnittslähmung des Tieres unterhalb des Verletzungsniveaus führt. Insgesamt führt diese Methode zu minimalen Blutungen, vernachlässigbaren Kollateralschäden und einer stabilen, reproduzierbaren Verletzung. Im Vergleich zu zuvor veröffentlichten Methoden der Transektion ohne Laminektomie10bietet diese Methode die Vorteile in Bezug auf die direkte Visualisierung ohne Manipulation der Krümmung der Wirbelsäule, eine bessere Kontrolle über die Vollständigkeit der Verletzung, und verbesserte Fähigkeit, Blutungen zu kontrollieren und Hämostase zu erreichen. Der Vorteil dieser Methode ist, dass das Protokoll für den Einsatz auf anderen Wirbelebenen außer T10 modifiziert werden kann, sowie um andere Verletzungsarten wie Hemi-Sektionen, partielle dorsale Transektionen, dorsale Wurzelabstände, Zerkleinerung und Prellungen durchzuführen.
Ein wichtiger Bestandteil dieses Protokolls ist, dass es die Verwendung einer Feinspitze-Bohrmaschine verwendet. Während der Einsatz des Bohrers ein hohes Geschicklichkeitsniveau und eine umfangreichere Ausbildung erfordern kann, erreicht er eine saubere und vollständige Laminektomie. Ein weiterer entscheidender Faktor ist die Verwendung eines Schmalklingenmessers für den Transektion, anstelle von Mikroscheren. Dies führt zu weniger unerwünschten Kollateralschäden im Vergleich zur Verwendung einer Schere. Umgekehrt kann die Klinge jedoch, wenn zu viel Seitendruck ausgeübt wird, eine Verletzung des Wirbelkörpers verursachen. Das beschriebene Protokoll kann vom Chirurgen eine Fehlerbehebung erfordern. Wenn die Laminektomie nicht ordnungsgemäß durchgeführt wird, können Knochensporne übrig bleiben, die den Zugriff auf das Laminektomiefenster einschränken können. Das Einsetzen einer der Zinken der feinen Spitzenzange kann es dem Chirurgen ermöglichen, alle verbleibenden Knochensporne zu erfassen und abzubrechen. Dabei ist jedoch darauf zu achten, dass das exponierte Rückenmark nicht verletzt wird. Wenn die Laminektomie zu einer gezackten Knochenkante führt, kann das Bohren erneut durchgeführt werden, um den Laminektomierand zu begradigen. Dies kann unpraktisch sein, wenn das Laminektomiefenster bereits breit genug ist, in diesem Fall sollte die Transektion ohne Manipulation der Laminektomie-Stelle durchgeführt werden.
Es wird dringend empfohlen, dass die Benutzer die Laminektomie-Verfahren mindestens 8-10 Mal auf der relevanten Wirbelsäulenebene in einer kadaverischen Sektion üben, bevor sie in einer Live-Überlebensoperation versuchen. Obwohl die Bohrhalte- und Manövriertechniken einfach sind, können sie die Benutzer dazu verpflichten, sich mit der Ausrüstung vertraut zu machen. Hier bieten wir auch einige nützliche Ratschläge, um bei der Wirbelsäulen- und Handstabilisierung während des Bohrvorgangs zu helfen. Wenn der Benutzer rechtshändig ist, sollte die Wirbelsäule stabilisiert werden, indem die gekrümmten Zangen mit der linken Hand verwendet werden, so dass sich die Zange der Wirbelsäule vom Schädelaspekt aus nähert. Dies hält den kaudalen Aspekt der Wirbelsäule klar, um sich mit dem Bohrer in der rechten (oder der vorherrschenden) Hand zu nähern. Der Bohrer sollte mit einem Zangengriff zwischen Daumen, Zeige- und Mittelfinger gehalten werden. Die Hand sollte entlang der medialen Kante des Handgelenks und des ausgestreckten fünften Fingers gut gestützt werden. Halten Sie den Arm vollständig adduktuktauchemäßig, so dass der Ellbogen berührt den Körper kann dazu beitragen, eine bessere Kontrolle über den Bohrgriff während des Trainings zu erreichen. Die Bohraktion sollte nur Bewegung an den Fingern beinhalten, die den Bohrer halten und nicht am Handgelenk, nicht anders als mit einem Stift zum Schreiben.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde unterstützt durch ein Stipendium der Griffith University International Student (PhD) an RR, ein Perry Cross Foundation Grant an JE und JSJ, ein Clem Jones Foundation Grant an JSJ und JE und ein Stipendium der Motor Accident Insurance Commission of Queensland an JSJ und JE.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Baytril injectable 50 mg/mL, 50 mL | Provet | BAYT I | Post-operative care drug |
| Betadine 500 mL | Provet | BETA AS | Consumable |
| Castroviejo needle holder, locking | ProSciTech | T149C | Reusable |
| Ceramic zirconia blade, round with sharp sides, single edge, angled | ProSciTech | TXD101A-X | Reusable |
| Cotton swabs (5pcs) | Multigate | 21-893 | Consumable |
| Dremel Micro | DREMEL | 8050-N/18 | Cordless rotary tool |
| Dressing forceps fine | Multigate | 06-306 | Single use disposable |
| Drill bits | Kemmer Präzision | SM 32 M 0550 070 | Reusable |
| Dumont #7b forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | Reusable |
| Dumont tweezers, style 5 | ProSciTech | T05-822 | Reusable |
| Fur trimmer | WAHL | WA9884-312 | Zero Overlap Hair Trimmer |
| Iris scissors, Ti, sharp tips, straight, 90mm | ProSciTech | TY-3032 | Reusable |
| Isoflurane isothesia NXT 250 | Provet | ISOF 00 HS | Anaesthetic agent |
| Colibri Retractor - 4cm | Fine Science Tools | 17000-04 | Reusable |
| Scalpel handle | ProSciTech | T133 | Reusable |
| Signature latex surgical gloves size 7.5 | Medline | MSG5475 | Consumable |
| Sodium Chloride 0.9% | STS | PHA19042005 | Consumable |
| Sterile Dressing Pack | Multigate | 08-709 | Single use disposable |
| Sterile Fluid Impervious Drape 60x60 cm | Multigate | 29-220 | Single use disposable |
| Surgical spirit 100 mL | Provet | # SURG SP | Consumable |
| Suture Material - SILK BLK 45CM 5/0 FS-2 | Johnson & Johnson Medical | 682G | Silk Suture |
| Suture Material - Vicryl 70CM 5-0 S/A FS-2 | Johnson & Johnson Medical | VCP421H | Vicryl Suture |
| Temgesic 0.3 mg in 1 mL, x 5 ampoules (class S8 drug) | Provet | TEMG I | Post-operative care drug |
References
- Sharif-Alhoseini, M., et al. Animal models of spinal cord injury: a systematic review. Spinal Cord. 55 (8), 714-721 (2017).
- Lee, D. H., Lee, J. K. Animal models of axon regeneration after spinal cord injury. Neuroscience Bulletin. 29 (4), 436-444 (2013).
- Sharif-Alhoseini, M., Rahimi-Movaghar, V. Topics in Paraplegia. Dionyssiotis, Y. , IntechOpen. (2014).
- Talac, R., et al. Animal models of spinal cord injury for evaluation of tissue engineering treatment strategies. Biomaterials. 25 (9), 1505-1510 (2004).
- Nakae, A., et al. The animal model of spinal cord injury as an experimental pain model. Journal of Biomedicine & Biotechnology. 2011, 939023 (2011).
- Kwon, B., Oxland, T., Tetzlaff, W. Animal models used in spinal cord regeneration research. Spine. 27, 1504-1510 (2002).
- Kundi, S., Bicknell, R., Ahmed, Z. Spinal cord injury: current mammalian models. American Journal of Neuroscience. (4), 1-12 (2013).
- Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. Neuroimage. 68, 22-29 (2013).
- Basso, D. M., et al. Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains. Journal of Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).
- Seitz, A., Aglow, E., Heber-Katz, E. Recovery from spinal cord injury: a new transection model in the C57Bl/6 mouse. Journal of Neuroscience Research. 67 (3), 337-345 (2002).
